Artykuł metodologiczny

En Face Przygotowanie poduszki wsierdzia do planarnej analizy morfogenezy u zarodków myszy

DOI:

10.3791/64207

⸱

27 lipca 2022

 ,  , 
1Intercellular Signalling in Cardiovascular Development and Disease Laboratory, Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares (CNIC), 2Ciber de Enfermedades Cardiovasculares

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Klasycznie, wsierdzie zarodka zarodka zastawki myszy zostało przeanalizowane za pomocą przekrojów poprzecznych, czołowych lub strzałkowych. Nasze nowatorskie podejście do dwuwymiarowego obrazowania wsierdzia en face w regionach walwugennych umożliwia analizę polaryzacji planarnej i rearanżacji komórek wsierdzia podczas rozwoju zastawki.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie mechanizmów komórkowych i molekularnych leżących u podstaw rozwoju serca ssaków jest niezbędne do rozwiązania problemu wrodzonych wad serca u ludzi. Rozwój prymitywnych zastawek serca obejmuje przejście nabłonkowo-mezenchymalne (EMT) komórek wsierdzia z obszarów kanału przedsionkowo-komorowego (AVC) i drogi odpływu (OFT) serca w odpowiedzi na lokalne indukcyjne sygnały mięśnia sercowego i wsierdzia. Gdy komórki rozwarstwiają się i atakują macierz zewnątrzkomórkową (galaretę serca) znajdującą się między wsierdziem a mięśniem sercowym, powstają prymitywne poduszki wsierdziowe (EC). Proces ten oznacza, że wsierdzie musi wypełnić luki pozostawione przez rozwarstwione komórki i musi się zreorganizować, aby zbiegać się (zwężać) lub rozciągać (wydłużać) wzdłuż osi. Obecne badania sugerują, że szlak płaskiej polaryzacji komórek (PCP) reguluje subkomórkową lokalizację czynników zaangażowanych w ten proces. Klasycznie początkowe fazy rozwoju zastawek serca badano w przekrojach embrionalnych serc lub w eksplantatach ex vivo AVC lub OFT hodowanych na żelach kolagenowych. Podejścia te pozwalają na analizę polaryzacji wierzchołkowo-podstawnej, ale nie pozwalają na analizę zachowania komórek w płaszczyźnie nabłonka lub zmian morfologicznych migrujących komórek. Tutaj pokazujemy podejście eksperymentalne, które pozwala na wizualizację wsierdzia w regionach walwugennych jako płaskiego pola komórek. To eksperymentalne podejście daje możliwość zbadania PCP, topologii płaskiej i komunikacji międzykomórkowej w obrębie wsierdzia OFT i AVC podczas rozwoju zastawki. Rozszyfrowanie nowych mechanizmów komórkowych zaangażowanych w morfogenezę zastawek serca może przyczynić się do zrozumienia wrodzonych wad serca związanych z ubytkami poduszki wsierdzia.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Serce jest pierwszym funkcjonalnym organem embrionu ssaka. Około dnia embrionalnego (E) 7,5 u myszy, obustronne komórki mezodermy przedsercowej tworzą półksiężyc serca po stronie brzusznej1. Półksiężyc serca zawiera dwie populacje komórek przedsercowych, które obejmują komórki progenitorowe mięśnia sercowego i wsierdzia2. Około E8.0 prekursory serca łączą się w linii środkowej, tworząc prymitywną rurkę serca składającą się z dwóch tkanek nabłonkowych, zewnętrznego mięśnia sercowego i wewnętrznego wsierdzia, które jest wyspecjalizowanym śródbłonkiem oddzielonym macierzą zewnątrzkomórkową zwaną galaretką sercową. Później, w E8,5, rurka serca ulega pętli w prawo. Zapętlone serce ma różne obszary anatomiczne ze specyficznymi sygnaturami molekularnymi, takimi jak droga odpływu (OFT), komory i kanał przedsionkowo-komorowy (AVC)3. Chociaż początkowo rurka serca rozszerza się po stronie napływu poprzez dodanie komórek4, przy E9.5, intensywna proliferacja serca powoduje rozdęcie komór i utworzenie sieci beleczkowej5. Tworzenie zastawek odbywa się w AVC (przyszłe zastawki mitralne i trójdzielne) oraz w OFT (przyszłe zastawki aortalne i płucne).

Wsierdzie odgrywa kluczową rolę w rozwoju zastawki. Komórki wsierdzia przechodzą przejście nabłonkowo-mezenchymalne (EMT) w AVC i OFT, tworząc poduszki wsierdzia, strukturę, która pojawia się na początku rozwoju zastawki. Różne szlaki sygnałowe aktywują ten proces; przy E9.5 u myszy, NOTCH aktywowany w wsierdziu w odpowiedzi na BMP2 pochodzenia mięśniowo-sercowego promuje inwazyjne EMT komórek wsierdzia w regionach AVC i OFT poprzez aktywację TGFβ2 i SNAIL (SNAI1), co bezpośrednio hamuje ekspresję kadheryny śródbłonka naczyniowego (VE-kadheryna), transbłonowego składnika połączeń adherenów (AJs)6,7,8. W OFT aktywacja wsierdzia w celu zainicjowania EMT jest pośredniczona przez FGF8 i BMP4, których ekspresja jest aktywowana przez NOTCH9,10,11,12.

Postęp EMT obejmuje dynamikę komórkową, gdy komórki zmieniają kształt, zrywają i ponownie łączą się ze swoimi sąsiadami, rozwarstwiają się i zaczynają migrować13. Zmiany te obejmują przebudowę AJ i stopniowy demontaż14,15, sygnalizacja polaryzacji komórek planarnych (PCP), utrata polaryzacji apico-podstawowej (ABP), zwężenie wierzchołkowe i organizacja cytoszkieletu16,17. ABP odnosi się do rozmieszczenia białek wzdłuż osi przednio-tylnej komórki. W rozwijającym się sercu regulacja ABP w kardiomiocytach jest niezbędna do rozwoju komór18. PCP odnosi się do spolaryzowanej dystrybucji białek w komórkach na płaszczyźnie tkanki i reguluje dystrybucję komórkową; Nabłonki o stabilnej geometrii składają się z komórek w kształcie sześciokąta, gdzie tylko trzy komórki zbiegają się w wierzchołkach19,20,21,22. Różne procesy komórkowe, takie jak podział komórki, wymiana sąsiadów lub delaminacja zachodząca podczas morfogenezy nabłonka, powodują wzrost liczby komórek, które zbiegają się na wierzchołku i liczby sąsiednich komórek, które ma dana komórka22. Te zachowania komórkowe związane z PCP mogą być regulowane przez różne szlaki sygnałowe, dynamikę aktyny lub transport wewnątrzkomórkowy23.

Dane wygenerowane badające rozwój zastawki u myszy zostały uzyskane z przekrojów poprzecznych, czołowych lub strzałkowych embrionalnych serc E8.5 i E9.5, gdzie wsierdzie jest pokazane jako linia komórek, a nie jako pole komórek - wsierdzie pokrywa całą wewnętrzną powierzchnię rurki serca24. Wycinki zarodkowe nie pozwalają na analizę PCP w wsierdziu zarodków myszy. Nasza nowatorska metoda eksperymentalna pozwala na analizę rozmieszczenia komórek wsierdzia, anizotropii AJ i analizę kształtu pojedynczej komórki, jak pokazano w reprezentatywnych wynikach. Tego typu dane są wymagane do analizy PCP, wraz z opisem innych cząsteczek związanych z PCP, które nie zostały przedstawione w niniejszym raporcie. Immunofluorescencja typu full-mount, specyficzne przygotowanie próbki i zastosowanie genetycznie zmodyfikowanych myszy umożliwiają analizę płaskiej polaryzacji w wsierdziu na początku rozwoju zastawki u myszy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Eksperymentów na Zwierzętach Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares (CNIC) oraz przez Wspólnotę Madrytu (ref. PROEX 155.7/20). Wszystkie procedury na zwierzętach są zgodne z Dyrektywą UE 2010/63UE i Zaleceniem 2007/526/WE w sprawie ochrony zwierząt wykorzystywanych do celów doświadczalnych i innych celów naukowych, uchwalonymi w prawie hiszpańskim na mocy Real Decreto 1201/2005.

1. Wykorzystanie AVC i/lub OFT (zaadaptowane z Xiao et al.25)

  1. Ustaw krzyżówki w godzinach popołudniowych między samicą mTmG a samcem VE-Cadherin-Cre-ERT/+.
  2. Następnego ranka sprawdź, czy nie ma korka dopochwowego. Jeśli jest czop dopochwowy, policz to jako pół dnia (E0,5). W zależności od interesującego eksperymentu policz 8 dni lub 9 dni.
  3. Na 24 godziny przed sekcją należy podać ciężarnej samicy doustnie 50 μl 5 mg/ml 4-OH-tamoksyfenu rozcieńczonego w oleju kukurydzianym.
    UWAGA: Dawka ta wywoła ograniczoną ilość rekombinacji za pośrednictwem CRE, która objawia się obecnością klonów GFP-dodatnich. Odpowiednia dawka będzie musiała być ustalana dla każdej nowej partii 4-OH-tamoksyfenu.
  4. Uśmierc ciężarną samicę w E8.5 lub E9.5 przez zwichnięcie szyjki macicy.
  5. Otwórz brzuch ciężarnych myszy za pomocą nożyczek i usuń macicę zawierającą zarodki za pomocą nożyczek i cienkich kleszczy.
  6. Umieść macicę na szalce Petriego zawierającej lodowato 1x sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) z 0,1% Tween-20 (PBT).
  7. Usuń poszczególne deciduae z macicy pod mikroskopem preparacyjnym i za pomocą cienkich kleszczy.
  8. Za pomocą cienkiej pęsety wykonaj nacięcie w białej części decidua, czyli w miejscu, w którym znajduje się zarodek, usuń go delikatnie, unikając ciągnięcia, i przenieś zarodki na nową szalkę Petriego ze świeżym PBT za pomocą P1000 z odciętą końcówką, pozostawiając średnicę wystarczająco dużą, aby zarodek mógł przejść bez pękania.
  9. Do genotypowania należy pobrać mały kawałek woreczka żółtkowego (0,5 mm2) lub kawałek ogona (od tylnego końca, licząc od 5 do 10 somitów w kierunku głowy) i strawić go w 100 μl odpowiedniego buforu.
  10. Pod wyciągiem przenosić zarodki do lodowatego 4% paraformaldehydu (4% PFA) w sterylnie przefiltrowanym PBS w probówce do mikrowirówki (2 ml) w temperaturze 4 °C. Utrwalić zarodki od 2 godzin do nocy (O/N) w temperaturze 4 °C na nutatorze.
  11. Pod wyciągiem wyciągowym usuń 4% utrwalacz PFA z probówek do mikrowirówek, nie dotykając zarodków. Wyrzuć PFA do odpowiedniego pojemnika.
  12. Myj zarodki 5x w zimnym PBT przez 10 minut każdy w temperaturze pokojowej (RT).
  13. Za pomocą cienkich kleszczy wyjmij serce i przenieś je do nowej probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml ze świeżym PBT.

2. Immunofluorescencja całego wierzchowca embrionalnego serca myszy

  1. Zastąp PBT PBSTr (0,4% Triton X-100 w PBS) i przemyj próbki 3 razy po 5 minut każda, w temperaturze pokojowej na wytrząsarce orbitalnej.
  2. Zastąp PBSTr roztworem blokującym (PBSTr 10% inaktywowaną termicznie surowicą bydlęcą). Inkubować od 2 godzin do O/N w temperaturze 4 °C na wytrząsarce orbitalnej.
  3. Zastąp roztwór blokujący roztworem blokującym zawierającym przeciwciało pierwszorzędowe o pożądanym stężeniu (w przypadku przeciwciała anty-GFP lub anty-VE-Cadherin należy użyć rozcieńczenia 1:1000). Inkubować O/N na wytrząsarce orbitalnej w temperaturze 4 °C.
  4. Po inkubacji O/N w temperaturze 4 °C, inkubować przez 1,5 godziny w temperaturze pokojowej na wytrząsarce orbitalnej. Ten krok jest bardzo ważny, aby zwiększyć stosunek sygnału do szumu.
  5. Usunąć i przechowywać w temperaturze 4 °C główny roztwór przeciwciała do maksymalnie trzech przyszłych eksperymentów (dodać azydek sodu do końcowego stężenia 0,02% w celu uzyskania najlepszej konserwacji).
  6. Myj zarodki 3x PBSTr przez 3 minuty każdy.
  7. Przemywać zarodki PBSTr 3x przez 30 minut każdy na wytrząsarce orbitalnej w temperaturze 4 °C.
  8. Po ostatnim przemyciu dodać 1 ml roztworu blokującego zawierającego 1:1000 sprzężonego z fluorescencją przeciwciała drugorzędowego przeciwko pierwszorzędowemu gatunkowi przeciwciała gospodarza. Dodać również 1:3000 DAPI do roztworu i inkubować zarodki O/N na wytrząsarce orbitalnej w temperaturze 4 °C.
  9. Po inkubacji O/N w temperaturze 4 °C, inkubować przez 1,5 godziny w temperaturze pokojowej na wytrząsarce orbitalnej. Ten krok jest bardzo ważny, aby zwiększyć stosunek sygnału do szumu.
  10. Myj zarodki 3x PBSTr przez 3 minuty każdy.
  11. Umyj zarodki PBSTr 3x-5x przez 30 minut każdy na wytrząsarce orbitalnej w temperaturze pokojowej.

3. Montowanie embrionalnych AVC lub OFT myszy

  1. Umieść serca na szalce Petriego (35 mm) zawierającej PBS.
  2. Za pomocą drutu wolframowego i cienkich kleszczyków odizoluj AVC lub OFT i przetnij je wzdłużnie26.
  3. Przygotować szkiełka nakrywkowe (22 mm x 22 mm), szkiełka podstawowe (60 mm x 24 mm), kleszczyki, pipetę P200 z odpowiednimi końcówkami, ręcznik papierowy i wszelkie wodne media montażowe na bazie glicerolu do fluorescencji, bez DAPI.
  4. Stosując podobne podejście jak w Xiao, C. et al.25, przyklej dwa paski taśmy na szkiełku, oddalone od siebie o 0,3-0,6 cm, aby stworzyć przestrzeń 3D pomieszczenia, która pozwoli próbkom zachować oryginalny kształt bez ich zgniatania.
  5. Ostrożnie, używając minimalnej objętości buforu, upuść próbki na szkiełko między paskami taśmy za pomocą pipety z przeciętą końcówką P200. Użyj mikroskopu preparacyjnego, aby zwiększyć dokładność.
  6. Za pomocą cienkich kleszczyków umieść próbki wsierdziem skierowanym do góry (mięsień sercowy do dołu na szkiełku).
  7. Usuń nadmiar PBS ręcznikiem papierowym (unikaj dotykania próbki), a następnie susz próbki przez 1-2 minuty w temperaturze pokojowej, aby próbki przykleiły się do szkiełka.
  8. Dodać 40 μl wodnego podłoża montażowego na tkankę.
  9. Umieść szkiełko nakrywkowe na dwóch kawałkach taśmy i powoli opuść je na tkankę za pomocą igły lub kleszczy. Unikaj tworzenia się pęcherzyków powietrza.
  10. Uszczelnij szkiełko nakrywkowe za pomocą jednej kropli lakieru do paznokci na każdym wierzchołku szkiełka nakrywkowego.
  11. Po wyschnięciu lakieru do paznokci usuń nadmiar nośnika montażowego z boków szkiełka nakrywkowego za pomocą chłonnego ręcznika papierowego. Unikaj przesuwania szkiełka nakrywkowego.
  12. Dodaj lakier do paznokci wzdłuż krawędzi szkiełka nakrywkowego, aby całkowicie go uszczelnić, zapobiegając parowaniu mediów montażowych.
  13. Używając pionowego lub odwróconego mikroskopu konfokalnego, rób zdjęcia z powiększeniem 10x w widoku ogólnym i z powiększeniem 63x z zoomem 3x w przypadku szczegółowych obrazów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dane wygenerowane za pomocą tego protokołu pokazują, że możliwe jest wykonanie obrazowania en face wsierdzia AVC. Pierwszym celem była analiza kształtu komórki wsierdzia podczas tworzenia zastawek w rozdzielczości komórkowej (Ryc. 1). W celu uwydatnienia pojedynczych komórek wsierdzia na poziomie E9,5 użyliśmy dwóch transgenicznych szczepów myszy. (1) ROSAmT/mG jest dwukolorowym fluorescencyjnym allelem reporterowym Cre (tdTomato/mT i EGFP/mG), którego fl...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wsierdzie jest monowarstwą nabłonkową, która pokrywa całą wewnętrzną powierzchnię embrionalnej rurki serca. Podczas rozwoju zastawki komórki wsierdzia w prospektywnych obszarach zastawkowych przechodzą EMT, dzięki czemu komórki wsierdzia przekształcają się i przestawiają swój cytoszkielet, aby rozwarstwić się od wsierdzia w kierunku galaretki sercowej. My i inni uzyskaliśmy odpowiednie dane na temat rozwoju zastawek w zarodkach myszy, analizując przekroje poprzeczne serc embrionalnych E8.5 i E9.5, gdzie wsierdzie jest po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez granty PID2019-104776RB-I00 i CB16/11/00399 (CIBER CV) od MCIN/AEI/10.13039/501100011033 do J. L. P. J.G.-B. zostało sfinansowane przez Programa de Atracción de Talento z Comunidad de Madrid (2020-5ª/BMD-19729). T.G.-C. został sfinansowany przez Ayudas para la Formación de Profesorado Universitario (FPU18/01054). Dziękujemy Zakładowi Mikroskopii i Obrazowania Dynamicznego CNIC, CNIC, ICTS-ReDib, współfinansowanemu przez MCIN/AEI /10.13039/501100011033 oraz FEDER "A way to make Europe" (#ICTS-2018-04-CNIC-16). Dziękujemy również A. Galicii i L. Méndezowi za hodowlę myszy. Koszt tej publikacji został częściowo pokryty ze środków Europejskiego Funduszu Rozwoju Regionalnego. CNIC jest wspierany przez ISCIII, MCIN i Fundację Pro CNIC i jest Centrum Doskonałości Severo Ochoa (grant CEX2020-001041-S) finansowanym przez MCIN/AEI /10.13039/501100011033.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4-OH-TamoxifenSigma AldrichH-6278
16 % ParaformaldheydeMikroskopia elektronowa Sciences157-10Rozcieńczony do 4% w wodzie
anty-GFPAves LabsFGP-1010
anty-VECadherinBD Biosciences555289
Koza anty-Kurczak, Alexa Fluor 488Thermo Fisher ScientificA-11039
Goat Anti-Mouse Alexa Fluor 647Jackson ImmunoResearch115-605-174
DAPIAppliChemA4099,0005
Prowadnice Superfrost PLUSVWR631-010825 mm x 75 mm x 1,0 mm
Triton X-100Sigma AldrichX100-100ML
Tween 20A4974,0500AppliChem
Vectashield Montaż Laboratoria ŚredniowektoroweH-1000-10

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Buckingham, M., Meilhac, S., Zaffran, S. Building the mammalian heart from two sources of myocardial cells. Nature Reviews Genetics. 6 (11), 826-835 (2005).
  2. Kelly, R. G., Buckingham, M. E., Moorman, A. F. Heart fields and cardiac morphogenesis. Cold Spring Harbour Perspectives in Medicine. 4 (10), 015750(2014).
  3. Ivanovitch, K., et al. outflow tract heart progenitors arise from spatially and molecularly distinct regions of the primitive streak. PLoS Biology. 19 (5), 3001200(2021).
  4. Rochais, F., Mesbah, K., Kelly, R. G. Signaling pathways controlling second heart field development. Circulation Research. 104 (8), 933-942 (2009).
  5. Moorman, A. F., Christoffels, V. M. Cardiac chamber formation: Development, genes, and evolution. Physiological Reviews. 83 (4), 1223-1267 (2003).
  6. Timmerman, L. A., et al. Notch promotes epithelial-mesenchymal transition during cardiac development and oncogenic transformation. Genes & Development. 18 (1), 99-115 (2004).
  7. Luna-Zurita, L., et al. Integration of a Notch-dependent mesenchymal gene program and Bmp2-driven cell invasiveness regulates murine cardiac valve formation. Journal of Clinical Investigation. 120 (10), 3493-3507 (2010).
  8. Papoutsi, T., Luna-Zurita, L., Prados, B., Zaffran, S., de la Pompa, J. L. Bmp2 and Notch cooperate to pattern the embryonic endocardium. Development. 145 (13), (2018).
  9. MacGrogan, D., Luna-Zurita, L., de la Pompa, J. L. Notch signaling in cardiac valve development and disease. Birth Defects Research Part A: Clinical and Molecular Teratology. 91 (6), 449-459 (2011).
  10. de la Pompa, J. L., Epstein, J. A. Coordinating tissue interactions: Notch signaling in cardiac development and disease. Developmental Cell. 22 (2), 244-254 (2012).
  11. Runyan, R. B., Markwald, R. R. Invasion of mesenchyme into three-dimensional collagen gels: a regional and temporal analysis of interaction in embryonic heart tissue. Developmental Cell. 95 (1), 108-114 (1983).
  12. Wu, B., et al. Nfatc1 coordinates valve endocardial cell lineage development required for heart valve formation. Circulation Research. 109 (2), 183-192 (2011).
  13. Amack, J. D. Cellular dynamics of EMT: Lessons from live in vivo imaging of embryonic development. Cell Communication and Signaling. 19 (1), 79(2021).
  14. Cano, A., et al. The transcription factor snail controls epithelial-mesenchymal transitions by repressing E-cadherin expression. Nature Cell Biology. 2 (2), 76-83 (2000).
  15. Batlle, E., et al. The transcription factor snail is a repressor of E-cadherin gene expression in epithelial tumour cells. Nature Cell Biology. 2 (2), 84-89 (2000).
  16. Weng, M., Wieschaus, E. Myosin-dependent remodeling of adherens junctions protects junctions from Snail-dependent disassembly. Journal of Cell Biology. 212 (2), 219-229 (2016).
  17. Weng, M., Wieschaus, E. Polarity protein Par3/Bazooka follows myosin-dependent junction repositioning. Developmental Biology. 422 (2), 125-134 (2017).
  18. Jimenez-Amilburu, V., et al. In vivo visualization of cardiomyocyte apicobasal polarity reveals epithelial to mesenchymal-like transition during cardiac trabeculation. Cell Reports. 17 (10), 2687-2699 (2016).
  19. Davey, C. F., Moens, C. B. Planar cell polarity in moving cells: Think globally, act locally. Development. 144 (2), 187-200 (2017).
  20. Grego-Bessa, J., et al. The tumor suppressor PTEN and the PDK1 kinase regulate formation of the columnar neural epithelium. Elife. 5, 12034(2016).
  21. Jones, C., Chen, P. Planar cell polarity signaling in vertebrates. Bioessays. 29 (2), 120-132 (2007).
  22. Mahaffey, J. P., Grego-Bessa, J., Liem, K. F., Anderson, K. V. Cofilin and Vangl2 cooperate in the initiation of planar cell polarity in the mouse embryo. Development. 140 (6), 1262-1271 (2013).
  23. Devenport, D. Tissue morphodynamics: Translating planar polarity cues into polarized cell behaviors. Seminars in Cell and Developmental Biology. 55, 99-110 (2016).
  24. Del Monte, G., Grego-Bessa, J., Gonzalez-Rajal, A., Bolos, V., De La Pompa, J. L. Monitoring Notch1 activity in development: Evidence for a feedback regulatory loop. Developmental Dynamics. 236 (9), 2594-2614 (2007).
  25. Xiao, C., Nitsche, F., Bazzi, H. Visualizing the node and notochordal plate in gastrulating mouse embryos using scanning electron microscopy and whole mount immunofluorescence. Journal of Visualized Experiments. (141), e58321(2018).
  26. Mahler, G., Gould, R., Butcher, J. Isolation and culture of avian embryonic valvular progenitor cells. Journal of Visualized Experiments. (44), e2159(2010).
  27. Muzumdar, M. D., Tasic, B., Miyamichi, K., Li, L., Luo, L. A global double-fluorescent Cre reporter mouse. Genesis. 45 (9), 593-605 (2007).
  28. Wang, Y., et al. Ephrin-B2 controls VEGF-induced angiogenesis and lymphangiogenesis. Nature. 465 (7297), 483-486 (2010).
  29. Yilmaz, M., Christofori, G. EMT, the cytoskeleton, and cancer cell invasion. Cancer and Metastasis Reviews. 28 (1-2), 15-33 (2009).
  30. Nishimura, T., Honda, H., Takeichi, M. Planar cell polarity links axes of spatial dynamics in neural-tube closure. Cell. 149 (5), 1084-1097 (2012).
  31. Blankenship, J. T., Backovic, S. T., Sanny, J. S., Weitz, O., Zallen, J. A. Multicellular rosette formation links planar cell polarity to tissue morphogenesis. Developmental Cell. 11 (4), 459-470 (2006).
  32. Prados, B., et al. Myocardial Bmp2 gain causes ectopic EMT and promotes cardiomyocyte proliferation and immaturity. Cell Death and Disease. 9 (3), 399(2018).
  33. Camenisch, T. D., Biesterfeldt, J., Brehm-Gibson, T., Bradley, J., McDonald, J. A. Regulation of cardiac cushion development by hyaluronan. Experimental & Clinical Cardiology. 6 (1), 4-10 (2001).
  34. Courchaine, K., Rykiel, G., Rugonyi, S. Influence of blood flow on cardiac development. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 137, 95-110 (2018).
  35. Goddard, L. M., et al. Hemodynamic forces sculpt developing heart valves through a KLF2-WNT9B paracrine signaling axis. Developmental Cell. 43 (3), 274-289 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Rozw j zastawek sercapolarno kom rek p askichprzej cie epitelialno mezenchymalnemikroskopia konfokalnakana przedsionkowo komorowybarwienie na VE kadherynembrionalne serce

Powiązane artykuły