Artykuł metodologiczny

Pomiar ściśliwości komórki i jądra w oparciu o mikrourządzenie akustyczne

DOI:

10.3791/64225

⸱

14 lipca 2022

 ,  ,  , 
1Sino-French Institute of Nuclear Engineering and Technology, Sun Yat-sen University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj przedstawiono protokół do budowy szybkiego i nieniszczącego systemu pomiaru ściśliwości komórki lub jądra w oparciu o mikrourządzenie akustyczne. Zbadano zmiany właściwości mechanicznych komórek nowotworowych po przejściu nabłonkowo-mezenchymalnym lub promieniowaniu jonizującym, wykazując perspektywę zastosowania tej metody w badaniach naukowych i praktyce klinicznej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mechanika komórkowa odgrywa ważną rolę w przerzutach nowotworowych, złośliwych transformacjach komórek i wrażliwości na radio. Podczas tych procesów badanie właściwości mechanicznych komórek jest często trudne. Konwencjonalne metody pomiarowe oparte na kontakcie, takie jak ściskanie lub rozciąganie, są podatne na uszkodzenia komórek, wpływając na dokładność pomiaru i późniejszą hodowlę komórek. Pomiary w stanie przylegającym mogą również wpływać na dokładność, zwłaszcza po napromieniowaniu, ponieważ promieniowanie jonizujące spłaszcza komórki i zwiększa przyczepność. Opracowano tu system pomiaru mechaniki komórkowej oparty na metodzie akustofluidycznej. Ściśliwość ogniwa można uzyskać, rejestrując trajektorię ruchu komórki pod działaniem siły akustycznej, która może realizować szybki i nieniszczący pomiar w stanie zawieszenia. W tym artykule szczegółowo opisano protokoły projektowania układów scalonych, przygotowania próbek, rejestrowania trajektorii, ekstrakcji i analizy parametrów. Na podstawie tej metody mierzono ściśliwość różnych typów komórek nowotworowych. Pomiar ściśliwości jądra uzyskano również poprzez dostosowanie częstotliwości rezonansowej ceramiki piezoelektrycznej oraz szerokości mikrokanału. W połączeniu z weryfikacją na poziomie molekularnym eksperymentów immunofluorescencyjnych porównano ściśliwość komórek przed i po indukowanym lekiem przejściu nabłonkowym do mezenchymalnego (EMT). Ponadto ujawniono zmianę ściśliwości komórek po napromieniowaniu rentgenowskim różnymi dawkami. Zaproponowana w artykule metoda pomiaru mechaniki komórki jest uniwersalna i elastyczna oraz ma szerokie perspektywy zastosowania w badaniach naukowych i praktyce klinicznej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Właściwości mechaniczne komórek odgrywają ważną rolę w przerzutach nowotworowych, złośliwych transformacjach komórek i wrażliwości na radio1,2. Aby uzyskać dogłębne zrozumienie roli właściwości mechanicznych komórek w powyższym procesie, dokładny pomiar mechaniki komórkowej ma kluczowe znaczenie, a pomiar nie powinien powodować uszkodzenia komórek w celu późniejszej hodowli i analizy. Proces pomiaru powinien być tak szybki, jak to możliwe, w przeciwnym razie żywotność komórek może być zaburzona, jeśli komórki są usuwane ze środowiska hodowli przez długi czas.

Istniejące metody pomiaru mechaniki komórek napotykają pewne ograniczenia. Niektóre metody, takie jak magnetyczna cytometria skrętna, pęseta magnetyczna i mikroreologia śledząca cząstki, powodują uszkodzenie komórek w wyniku wprowadzenia cząstek do komórek3,4,5. Metody, które mierzą przez kontakt z komórkami, takie jak mikroskop sił atomowych (AFM), aspiracja mikropipet, mikrozwężenie i technika równoległej płytki, są również podatne na uszkodzenia komórek, a przepustowość jest trudna do zwiększenia6,7,8. Ponadto promieniowanie jonizujące spłaszczy komórki i zwiększy ich adhezję9; Dlatego konieczne jest zmierzenie mechaniki całych komórek w zawiesinie.

W odpowiedzi na powyższe wyzwania, opracowano system pomiaru mechaniki komórkowej oparty na metodzie akustofluidycznej10,11,12,13,14. Szerokość kanału jest dopasowana do połowy długości fali akustycznej, tworząc w ten sposób węzeł fali stojącej na linii środkowej mikrokanału. Pod działaniem siły promieniowania akustycznego ogniwa lub standardowe kulki mogą przemieszczać się do węzła ciśnienia akustycznego. Ponieważ właściwości fizyczne standardowych kulek (rozmiar, gęstość i ściśliwość) są znane, można określić gęstość energii akustycznej. Następnie ściśliwość ogniwa można uzyskać, rejestrując trajektorie ruchu komórek w polu akustycznym. Można uzyskać nieniszczący, wysokoprzepustowy pomiar ogniw w stanie zawiesiny. W tym artykule przedstawiono konstrukcję chipa mikroprzepływowego, ustanowienie systemu i etapy pomiaru. Przeprowadzono pomiar różnych typów komórek nowotworowych w celu zweryfikowania dokładności metody. Zakres zastosowania tej metody został rozszerzony na struktury subkomórkowe (takie jak jądro) poprzez dostosowanie częstotliwości rezonansowej ceramiki piezoelektrycznej i szerokości mikrokanału. Ponadto zbadano zmiany w ściśliwości komórek po napromieniowaniu EMT lub promieniowaniem rentgenowskim wywołanym przez lek różnymi dawkami. Wyniki wskazują na szerokie zastosowanie tej metody jako potężnego narzędzia do badania korelacji między zmianami biochemicznymi a właściwościami mechanicznymi komórek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Produkcja i montaż mikrourządzenia akustycznego

  1. Wykonanie chipa mikroprzepływowego.
    1. Zaprojektuj jednokanałowy układ scalony z tylko jednym wlotem i wylotem, jak pokazano na Rysunek 1. W przypadku komórek pomiarowych należy zachować prostokątny przekrój mikrokanału o szerokości 740 μm i głębokości 100 μm. Aby zmierzyć jądro komórkowe, zmień szerokość i głębokość mikrokanału odpowiednio na 250 μm i 100 μm.
    2. Przygotuj mikrokanał na płytce krzemowej za pomocą reaktywnego trawienia jonowego. Uszczelnij górną część mikrokanału kawałkiem przezroczystego szkła żaroodpornego za pomocą anodowego klejenia15. Umyj wióry myjką ultradźwiękową przez 10 minut. Wysuszyć je w suszarce w temperaturze 50 °C do późniejszego wykorzystania.
  2. Wytwarzanie bloków polidimetylosiloksanu (PDMS).
    1. Dodać 30 ml prepolimeru do szklanego naczynia o średnicy 100 mm. Dodać 3 ml utwardzacza do prepolimeru za pomocą strzykawki.
      UWAGA: Stosunek objętościowy utwardzacza i prepolimeru wynosi 1:10.
    2. Energicznie mieszać prepolimer PDMS i utwardzacz ze szklaną pałeczką przez około 10 minut. W roztworze należy poszukać małych i równomiernie oddzielonych pęcherzyków powietrza, które wskazują, że prepolimer PDMS i utwardzacz są dobrze wymieszane.
    3. Umieść szklane naczynie w eksykatorze próżniowym i opróżniaj przez 15-25 sekund. Powtarzaj ten proces, aż w mieszaninie nie będzie pęcherzyków powietrza.
    4. Umieścić szklane naczynie w suszarce nastawionej na 50 °C na 1 godzinę, aby mieszanina mogła się utwardzić. Po inkubacji za pomocą skalpela pociąć PDMS na bloki o odpowiedniej wielkości około 1,2 cm długości i 1 cm szerokości.
      UWAGA: Długość bloku PDMS jest zgodna z szerokością chipa, a szerokość jest tak dobrana, aby zapewnić wystarczającą ilość miejsca w środku na ceramikę piezoelektryczną, gdy dwa bloki PDMS są przyklejone do chipa.
  3. Powiąż blok PDMS z chipem.
    1. Przebić otwory w bloku PDMS na porty wlotowe i wylotowe za pomocą pustej igły o średnicy 1 mm. Umieść bloki PDMS i chip (tyłem do góry) w myjce plazmowej na 1 minutę.
    2. Dopasuj otwory w blokach PDMS do wlotu i wylotu wiórów. Delikatnie dociśnij bloki PDMS do chipa przez 15 s. Powinno to spowodować wiązanie między blokami PDMS a powierzchnią chipa.
  4. Podłącz cewnik z politetrafluoroetylenu (PTFE) do chipa ( Rysunek 2B).
    1. Wytnij dwa kawałki cewnika PTFE o średnicy wewnętrznej 0,8 mm i długości 10 cm. Zegnij igłę ze stali nierdzewnej o średnicy wewnętrznej 0,7 mm i długości 1,5 cm na 90° w kształt litery L. Podłącz go do jednego końca cewnika. Przygotuj dwa takie cewniki z igłami.
    2. Włóż igły ze stali nierdzewnej do otworów w blokach PDMS. W celu wlotu podłącz igłę dozującą 19 G do drugiego końca cewnika jako łącznik do strzykawki.
    3. Po wykonaniu powyższych kroków wstrzyknij wodę dejonizowaną, aby sprawdzić szczelność całego kanału. Nieprzepuszczalność wody oznacza dobre uszczelnienie.
  5. Piezoelektryczny zespół ceramiczny ( Rysunek 2C)
    1. Za pomocą przecinaka do drutu diamentowego pokrój piezoelektryczne arkusze ceramiczne o średnicy 2 cm na cztery paski o szerokości 5 mm.
    2. Upewnij się, że częstotliwość rezonansowa ceramiki piezoelektrycznej odpowiada szerokości mikrokanału chipowego. W przypadku mikrokanałów o szerokości 740 μm i 250 μm należy zastosować ceramikę piezoelektryczną o częstotliwościach rezonansowych odpowiednio 1 MHz i 3 MHz.
    3. Przyspawaj druty po obu stronach ceramiki piezoelektrycznej na jednym końcu.
    4. Przyklej ceramikę piezoelektryczną do środka tylnej części chipa za pomocą kleju cyjanoakrylowego.
    5. Aby równomiernie rozprowadzić klej, nałóż kroplę kleju na piezoelektryczną ceramikę, wygładź klej wykałaczką i usuń nadmiar kleju. Następnie szybko dociśnij go do chipa i kontynuuj naciskanie przez około 1 minutę. Upewnij się, że ceramika piezoelektryczna i chip są mocno połączone i równomiernie stykają się.
  6. Zamontuj mikrourządzenie (Rysunek 2D).
    1. Wytnij kawałek PDMS (około 1,5 cm długości i 1 cm szerokości) jako podstawę mikrourządzenia. Za pomocą taśmy dwustronnej przyklej jedną stronę podstawy do wlotowych i wylotowych bloków PDMS, a drugą stronę do przezroczystego szkiełka podstawowego. Przymocuj całe mikrourządzenie do stolika mikroskopu, aby utrzymać chip w jednej płaszczyźnie ogniskowej.

2. Przygotowanie próbki

  1. Przygotowanie roztworów standardowych cząstek polistyrenu.
    1. Dodać 0,05 ml roztworu cząstek polistyrenu (o średnicy 6 μm) (2,1 x 108 cząstek/ml) do 10 ml roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) i dobrze wymieszać.
      UWAGA: W celu zmniejszenia błędu pomiaru spowodowanego zmianą gęstości energii akustycznej, roztwór cząstek polistyrenu mieszano z roztworem próbki w każdym eksperymencie jako kalibrację.
  2. Przygotowanie zawiesin komórkowych.
    1. Umyj przylegające komórki (np. MCF7, MDA-MB-231, HCT116) przy 90% konfluencji (~5 x 105 komórek) za pomocą PBS. Dodaj 500 μL 0,25% trypsyny (1x) przez 1-2 minuty w temperaturze pokojowej (25 °C). Usunąć trypsynę, dodać 1 ml kompletnej pożywki i utworzyć zawiesinę komórkową za pomocą pipetowania.
    2. Odwirować zawiesinę komórkową o sile 100 x g przez 5 minut. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić w 0,5-1 ml PBS w celu uzyskania zawiesiny komórek. Komórki liczono za pomocą hemocytometru, a stężenie wynosiło około 3-5 x 105 komórek/ml.
  3. Przygotowanie zawiesiny jądra komórkowego
    1. Wykonaj krok 2.2. Następnie usuń supernatant i dodaj 200 μl odczynnika do ekstrakcji białek cytoplazmatycznych A (uzupełnionego 1% PMSF) na 20 μl osadu komórkowego (około 5 milionów komórek) i dobrze wymieszaj.
    2. Wirować powyższą mieszaninę w temperaturze 220 x g przez 5 s, a następnie umieścić w łaźni lodowej na 10 minut. Po inkubacji dodać do roztworu 10 μl odczynnika B do ekstrakcji białek cytoplazmatycznych.
    3. Wirować przy 220 x g przez 5 s. Umieścić w łaźni lodowej na 1 minutę i ponownie wirować przy 220 x g przez 5 s. Na koniec odwirować przy 1 000 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C.
      UWAGA: Stosunek objętościowy odczynników do ekstrakcji białek cytoplazmatycznych A i B wynosi 20:1.
    4. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić osad w 1 ml PBS. Następnie odwirować przy 1 000 x g w temperaturze 4 °C przez 4 minuty. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić w 100 μl PBS w postaci zawiesiny jądra komórkowego.
    5. Dodać błękit trypanowy do powyższej zawiesiny jądra komórkowego i barwić w temperaturze pokojowej (25 °C) przez 4 minuty. Stosunek objętościowy roztworu błękitu trypanowego do zawiesiny jądra wynosi 1:1. Policz liczbę jąder pod mikroskopem odwróconym za pomocą obiektywu 10x.
      UWAGA: Aby jednoznacznie zidentyfikować jądra komórkowe pod mikroskopem, wymagane jest barwienie niebieskim trypanem. Roztwór błękitu trypanowego należy przechowywać w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 10 minut przed użyciem, aby uzyskać skuteczne barwienie.
    6. Rozcieńczyć powyższą zawiesinę jądra komórkowego buforem PBS do stężenia 2-3 x10,5 jądra/ml. Przefiltrować zawiesinę jądra komórkowego przez sito o średnicy 70 μm.

3. Pomiar ściśliwości komórki i jądra

  1. Konfiguracja systemu miar (Rysunek 3)
    1. Włącz źródło światła w mikroskopie i otwórz oprogramowanie aparatu. Użyj obiektywu 4x, aby znaleźć środkową pozycję mikrokanału, tj. pozycję ceramiki piezoelektrycznej.
    2. Podłącz przewody i przyspawaj je odpowiednio do dodatnich i ujemnych zacisków wyjścia generatora sygnału na ceramice piezoelektrycznej.
    3. Umieścić strzykawkę na pompie do mikroiniekcji i podłączyć ją do cewnika wlotowego. Umieść mały pojemnik na końcu cewnika wylotowego, aby zatrzymać płyn wypływający z mikrokanału.
  2. Określanie parametrów pomiarowych
    1. Odessać roztwór cząstek polistyrenu za pomocą strzykawki i wstrzyknąć go do mikrokanalika chipowego. Unikaj pęcherzyków powietrza w mikrokanale chipowym, aby zapewnić dokładny pomiar. Upewnij się, że cząstki są równomiernie rozmieszczone w mikrokanale chipa.
      UWAGA: Pomiar można przeprowadzić bez pompy przepływowej lub strzykawkowej. W razie potrzeby natężenie przepływu pompy mikroiniekcyjnej powinno być ustawione na odpowiednią wartość. Tutaj zakres natężenia przepływu wynosi 0-20 μL/h.
    2. Ustaw wyjście generatora sygnału na sygnał sinusoidalny o częstotliwości 1 MHz (3 MHz do pomiaru jądra komórkowego) i napięciu międzyszczytowym (Vpp) 10 V.
    3. Dostosuj częstotliwość sygnału, aż zaobserwujesz, że cząstki poruszają się w kierunku linii środkowej mikrokanału i pozostają w ruchu do przodu wzdłuż linii środkowej po osiągnięciu linii środkowej (Rysunek 4).
      UWAGA: Prędkość cząstek poruszających się w kierunku linii środkowej zależy od amplitudy napięcia, którą można regulować w zakresie od 5 Vpp do 20 Vpp.
  3. Pomiar komórek i jąder
    1. Zmieszać 1 ml zawiesiny komórek lub jądr z wzorcowym roztworem cząstek w stosunku 1:1 i wstrzyknąć do mikrokanalika za pomocą strzykawki.
    2. Rozpocznij nagrywanie kamerą CCD, gdy komórki lub jądra wejdą w pole widzenia. Następnie włącz generator sygnału. Zatrzymaj nagrywanie, gdy komórki lub jądra dotrą do linii środkowej.
    3. Przepłucz mikrokanalik kolejno wodą dejonizowaną, 75% alkoholem i wodą dejonizowaną do późniejszego użycia.

4. Przetwarzanie danych

  1. Mapowanie trajektorii cząstek lub komórek.
    1. Zaimportuj przechwycone wideo do oprogramowania ImageJ: Plik > Otwórz> Wybierz folder. Kliknij kształt elipsy na pasku narzędzi oprogramowania ImageJ, aby wybrać interesującą Cię komórkę i przylegającą do niej cząstkę (Rysunek 5).
    2. Jak pokazano na Rysunek 5, wstępnie ustawione parametry pomiaru w oprogramowaniu ImageJ, takie jak Analiza→ Ustaw pomiar →Obszar, Środek ciężkości, Wyświetl etykietę.
    3. Biorąc za klatkę początkową klatkę, w której komórka docelowa lub cząstka ulega przemieszczeniu wzdłużnemu; zapisz położenie i rozmiar piksela komórki lub cząstki w każdej klatce, aż dotrze ona do linii środkowej mikrokanału. Wyeksportuj dane jako plik arkusza kalkulacyjnego i powtarzaj ten krok, aż zostaną uzyskane trajektorie dla wszystkich interesujących Cię komórek.
  2. Koordynowanie transformacji i korekty.
    1. Zapisz współrzędne pikseli czterech rogów mikrokanału w tym polu view jako (0, y1), (0, y2), (x3, y3), (x4, y4). Tutaj x3 = x4.
    2. Dla każdego punktu pomiarowego (xi, yi) należy obliczyć nową współrzędną (xi', yi') po korekcie obrotu, korzystając z następujących wzorów:
      figure-protocol-1
      figure-protocol-2
      figure-protocol-3
    3. Konwertuj współrzędne pikseli na współrzędne rozmiaru rzeczywistego. Rzeczywiste współrzędne można uzyskać, mnożąc współrzędne pikseli przez stosunek. Stosunek ten był rzeczywistą szerokością mikrokanału podzieloną przez szerokość piksela (H) mikrokanału.
    4. Przekształć i skoryguj współrzędne pikseli komórek i cząstek uzyskanych w kroku 4.1 do końcowych danych trajektorii ruchu. Wszystkie współrzędne minus współrzędne lewego dolnego rogu, tj. (0, y2). Liczba klatek na sekundę wideo wynosi 40 klatek na sekundę, więc pomnóż liczbę klatek odpowiadających każdej współrzędnej przez 0,025 s, aby uzyskać czas ruchu cząstek, uzyskując w ten sposób zmianę położenia w kierunku y w czasie.
  3. Oblicz gęstość energii akustycznej (Rysunek 6A,B).
    1. Ruch komórki lub cząstki w kierunku Y jest napędzany siłą akustyczną Fac i siłą hydrodynamiczną FD. Oblicz trajektorię ruchu, korzystając z następujących wzorów:
      figure-protocol-4 (1)
      figure-protocol-5 (2)
      figure-protocol-6 (3)
      gdzie r i D są promieniem i średnicą komórki lub cząstki, ρ i β są gęstością i ściśliwością, ν jest wektorem prędkości. Indeksy dolne c i f oznaczają odpowiednio komórkę i płyn. d to odległość od najbliższego węzła ciśnienia akustycznego, μ to lepkość dynamiczna płynu, k to liczba falowa, a E to gęstość energii akustycznej.
      UWAGA: Gęstość MCF7, HCT116, A549 i jąder komórkowych wynosiła odpowiednio 1068 kg/m3, 1077 kg/m3, 1073 kg/m3 i 1155 kg/m3 12,16,17.
    2. Zgodnie ze wzorami opisanymi w kroku 4.3.1 należy użyć oprogramowania MATLAB, aby uzyskać rozwiązanie numeryczne dla standardowej trajektorii cząstek w polu akustycznym metodą różnic skończonych.
    3. W zadanym zakresie pola akustycznego zmień gęstość energii akustycznej i dopasuj rozwiązanie numeryczne (uzyskane w kroku 4.3.2) oraz zmierzoną trajektorię ruchu (uzyskaną w kroku 4.2) dla cząstki wzorcowej. Wybierz najlepszy wynik dopasowania zgodnie z błędem średniej kwadratowej dopasowania. Uzyskana w ten sposób gęstość energii akustycznej jest wykorzystywana jako parametr do późniejszego obliczania ściśliwości ogniwa.
  4. Oblicz ściśliwość komórki (Rysunek 6C,D).
    1. Ustawić gęstość energii akustycznej na wartość uzyskaną w kroku 4.3.3.
    2. Zgodnie ze wzorami opisanymi w kroku 4.3.1 należy użyć oprogramowania MATLAB, aby uzyskać rozwiązanie numeryczne dla trajektorii komórki w polu akustycznym metodą różnic skończonych.
    3. Podobnie jak w kroku 4.3.3, w ustalonym zakresie ściśliwości zmień ściśliwość i dopasuj rozwiązanie numeryczne (uzyskane w kroku 4.4.2) oraz zmierzoną trajektorię ruchu komórki (uzyskaną w kroku 4.2). Jako zmierzoną ściśliwość ogniwa należy użyć współczynnika ściśliwości odpowiadającego najlepszemu wynikowi dopasowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj praca przedstawiła protokół budowy szybkiego i nieniszczącego systemu pomiaru ściśliwości komórek opartego na mikrourządzeniu akustofluidycznym i zademonstrowała jego zalety w pomiarze komórki i jądra w różnych sytuacjach. Rysunek 1 pokazuje schemat kanału mikroprzepływowego. Elementy składowe i montaż mikrourządzenia akustofluidycznego pokazano na rysunku Rysunek 2. Rysunek 3 pokazuje konfigurację systemu pomiarowego. Pod wpł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Powszechnie stosowanymi metodami pomiaru mechaniki komórek są AFM, aspiracja mikropipet, metody mikrofluidyczne, technika płytek równoległych, pęseta optyczna, napinacz optyczny i metody akustyczne20. Metody mikrofluidyki mogą działać z trzema podejściami: mikrozwężeniem, przepływem rozciągliwym i przepływem ścinającym. Wśród nich napinacz optyczny, pęseta optyczna, metody akustyczne, przepływ rozciągliwy i podejścia ścinające są pomiarami bezkontaktowymi. W przeciwieństwie do pomiarów kontaktowyc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych ani innych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (Granty numery 12075330 i U1932165) oraz Fundację Nauk Przyrodniczych prowincji Guangdong, Chiny (numer grantu 2020A1515010270).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,25% trypsyna (1x)GIBCO15050-065
502 klejKlej cyjanoakrylowyEvo-bond
A549ATCCCCL-185gruczolakorak płuc
Zestaw do ekstrakcji cytonukleoprotein i białek cytoplazmatycznychBeyotimeP0027Zawiera odczynniki do ekstrakcji białek cytoplazmatycznych A i B
Dulbecco' s zmodyfikowany Eagle medium (DMEM) corning10-013-CVRC
Płodowy krąg bydlęcy (FBS)AUSGENEXFBS500-S
HCT116ATCCCCL247rak jelita grubego
Szkło żaroodpornePyrex
Leibovitz' s L-15 średni GIBCO11415-064
MCF-7ATCCHTB-22 Gruczolakorak piersi
MDA-MB-231ATCCHTB-26 Gruczolakorak piersi
Minimum Essential Medium (MEM)corning10-010-CV
Penicylina-StreptomycynaGIBCO15140-122
Bufor fosforanowycorning21-040-cvc
PMSFBeyotimeST506100mM
Polistyren Barwiony na czerwono Barwiony Mikrosfera polysciences15714Średnica mikroshpere wynosi 6,00µ m
jodek propidium (PI)Sigma-AldrichP4170
SYLGARD 184Elastomer silikonowyDow-Corning1673921Zawiera prepolimery i utwardzacze
Trypan BlueBeyotimeC0011

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis. Nature Reviews. Cancer. 11 (7), 512-522 (2011).
  2. Frame, F. M., et al. HDAC inhibitor confers radiosensitivity to prostate stem-like cells. British Journal of Cancer. 109 (12), 3023-3033 (2013).
  3. Tseng, Y., Kole, T. P., Wirtz, D. Micromechanical mapping of live cells by multiple-particle-tracking microrheology. Biophysical Journal. 83 (6), 3162-3176 (2002).
  4. Möller, W., Brown, D. M., Kreyling, W. G., Stone, V. Ultrafine particles cause cytoskeletal dysfunctions in macrophages: role of intracellular calcium. Particle and Fibre Toxicology. 2, 7(2005).
  5. Wang, X., et al. A three-dimensional magnetic tweezer system for intraembryonic navigation and measurement. IEEE Transactions on Robotics. 34 (1), 240-247 (2018).
  6. Machida, S., et al. Direct manipulation of intracellular stress fibres using a hook-shaped AFM probe. Nanotechnology. 21 (38), 385102(2010).
  7. Bufi, N., et al. Human primary immune cells exhibit distinct mechanical properties that are modified by inflammation. Biophysical Journal. 108 (9), 2181-2190 (2015).
  8. Hogan, B., Babataheri, A., Hwang, Y., Barakat, A. I., Husson, J. Characterizing cell adhesion by using micropipette aspiration. Biophysical Journal. 109 (2), 209-219 (2015).
  9. Jung, J. -W., et al. Ionising radiation induces changes associated with epithelial-mesenchymal transdifferentiation and increased cell motility of A549 lung epithelial cells. European Journal of Cancer. 43 (7), 1214-1224 (2007).
  10. Hartono, D., et al. On-chip measurements of cell compressibility via acoustic radiation. Lab-on-a-Chip. 11 (23), 4072-4080 (2011).
  11. Sitters, G., et al. Acoustic force spectroscopy. Nature Methods. 12 (1), 47-50 (2015).
  12. Augustsson, P., Karlsen, J. T., Su, H. -W., Bruus, H., Voldman, J. Iso-acoustic focusing of cells for size-insensitive acousto-mechanical phenotyping. Nature Communications. 7 (1), 11556(2016).
  13. Cushing, K. W., et al. Ultrasound characterization of microbead and cell suspensions by speed of sound measurements of neutrally buoyant samples. Analytical Chemistry. 89 (17), 8917-8923 (2017).
  14. Riaud, A., Wang, W., Thai, A. L. P., Taly, V. Mechanical characterization of cells and microspheres sorted by acoustophoresis with in-line resistive pulse sensing. Physical Review Applied. 13 (3), 034058(2020).
  15. Petersson, F., Aberg, L., Swärd-Nilsson, A. -M., Free Laurell, T. flow acoustophoresis: microfluidic-based mode of particle and cell separation. Analytical Chemistry. 79 (14), 5117-5123 (2007).
  16. Griwatz, C., Brandt, B., Assmann, G., Zänker, K. S. An immunological enrichment method for epithelial cells from peripheral blood. Journal of Immunological Methods. 183 (2), 251-265 (1995).
  17. Katholnig, K., Poglitsch, M., Hengstschläger, M., Weichhart, T. Lysis gradient centrifugation: a flexible method for the isolation of nuclei from primary cells. Methods in Molecular Biology. 1228, 15-23 (2015).
  18. Fu, Q., Zhang, Y., Huang, T., Liang, Y., Liu, Y. Measurement of cell compressibility changes during epithelial-mesenchymal transition based on acoustofluidic microdevice. Biomicrofluidics. 15 (6), 064101(2021).
  19. Zhang, Y., et al. Ionizing radiation-induced DNA damage responses affect cell compressibility. Biochemical and Biophysical Research Communications. 603, 116-122 (2022).
  20. Hao, Y., et al. Mechanical properties of single cells: Measurement methods and applications. Biotechnology Advances. 45, 107648(2020).
  21. Yousafzai, M., et al. Effect of neighboring cells on cell stiffness measured by optical tweezers indentation. Journal of Biomedical Optics. 21 (5), 057004(2016).
  22. Wei, M. -T., et al. A comparative study of living cell micromechanical properties by oscillatory optical tweezers. Optics Express. 16 (12), 8594-8603 (2008).
  23. Khan, Z. S., Vanapalli, S. A. Probing the mechanical properties of brain cancer cells using a microfluidic cell squeezer device. Biomicrofluidics. 7 (1), 011806(2013).
  24. Hirawa, S., Masudo, T., Okada, T. Acoustic recognition of counterions in ion-exchange resins. Analytical Chemistry. 79 (7), 3003-3007 (2007).
  25. Joosse, S. A., Gorges, T. M., Biology Pantel, K. detection, and clinical implications of circulating tumor cells. EMBO Molecular Medicine. 7 (1), 1-11 (2015).
  26. Martin, O. A., Anderson, R. L., Narayan, K., MacManus, M. P. Does the mobilization of circulating tumour cells during cancer therapy cause metastasis. Nature Reviews Clinical Oncology. 14 (1), 32-44 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

ci liwo kom rekci liwo j dra kom rkowegomechanika kom rekpomiar kom rek nowotworowychceramika piezoelektrycznaurz dzenie z mikrokana amiprzej cie epitelialno mezenchymalnenapromieniowanie rentgenowskieanaliza immunofluorescencyjna

Powiązane artykuły