Izolacja i charakterystyka naturalnej mikrobioty nicienia modelowego Caenorhabditis elegans

Summary

Caenorhabditis elegans jest jednym z głównych gatunków modelowych w biologii, jednak prawie wszystkie badania są prowadzone pod nieobecność naturalnie związanych z nim mikrobów. Opisane tutaj metody pomogą lepiej zrozumieć różnorodność powiązanych mikroorganizmów jako podstawę przyszłych badań funkcjonalnych nad C. elegans.

Abstract

Nicień Caenorhabditis elegans wchodzi w interakcje z dużą różnorodnością mikroorganizmów w naturze. Ogólnie rzecz biorąc, C. elegans jest powszechnie spotykany w zgniłej materii roślinnej, zwłaszcza w zgniłych owocach, takich jak jabłka lub na pryzmatach kompostu. Jest również związany z niektórymi żywicielami bezkręgowców, takimi jak ślimaki i. Siedliska te są bogate w drobnoustroje, które służą jako pokarm dla C. elegans i które mogą również trwale kolonizować jelita nicieni. Do tej pory dokładna różnorodność i spójność rodzimej mikroflory C. elegans w różnych siedliskach i lokalizacjach geograficznych nie jest w pełni poznana. W tym miejscu opisujemy odpowiednie podejście do izolowania C. elegans od natury i charakteryzowania mikrobioty robaków. Nicienie można łatwo odizolować od materiału kompostowego, gnijących jabłek, ślimaków lub zwabić, umieszczając jabłka na pryzmatach kompostu. Najlepszy czas na znalezienie C. elegans na półkuli północnej przypada na okres od września do listopada. Robaki można wypłukać z zebranego materiału substratowego poprzez zanurzenie substratu w roztworze buforowym, a następnie zebranie nicieni i przeniesienie ich na pożywkę wzrostową nicieni lub bufor PCR w celu późniejszej analizy. Dalej ilustrujemy, w jaki sposób próbki można wykorzystać do izolacji i oczyszczania mikroorganizmów związanych z robakami oraz do przetwarzania robaków do analizy składu społeczności rybosomalnego RNA 16S. Ogólnie rzecz biorąc, opisane metody mogą stymulować nowe badania nad charakterystyką mikroflory C. elegans w różnych siedliskach i lokalizacjach geograficznych, pomagając w ten sposób w uzyskaniu kompleksowego zrozumienia różnorodności i stabilności mikrobioty nicieni jako podstawy przyszłych badań funkcjonalnych.

Introduction

W naturze, C. elegans jest powszechnie spotykany w zgniłej materii roślinnej, zwłaszcza w zgniłych owocach, takich jak jabłka lub na pryzmatach kompostu¹. Jest również powiązany z niektórymi żywicielami bezkręgowców, takimi jak ślimaki i^2,3. Siedliska te są bogate w drobnoustroje, które nie tylko służą jako pokarm dla robaka, ale mogą również tworzyć z nim stabilne związki. Informacje na temat różnorodności naturalnie związanych mikroorganizmów zostały opublikowane dopiero w 2016 roku^4,5,6. Od tego czasu te i tylko kilka nowszych badań ujawniło, że C. elegans jest związany z różnymi bakteriami i grzybami, w tym najczęściej z bakteriami z rodzaju Pseudomonas, Enterobacter, Ochrobactrum, Erwinia, Comamonas, Gluconobacter i kilkoma innymi^6,7,8. Kilka powiązanych bakterii może stabilnie skolonizować jelito robaka, chociaż nie wszystkie^6,9,10,11,12. Prawdopodobnie będą miały kluczowe znaczenie dla naszego zrozumienia biologii C. elegans, ponieważ mogą zapewniać odżywianie, chronić przed patogenami i ewentualnie innymi stresorami oraz wpływać na kluczowe cechy historii życia, takie jak tempo reprodukcji, rozwój lub reakcje behawioralne.

Na przykład, naturalnie związane izolaty z rodzajów Pseudomonas, Ochrobactrum, a także Enterobacter lub Gluconobacter mogą chronić robaka przed infekcją patogenami i zabijaniem na różne sposoby5^,6,11,13,14. Specyficzny izolat z rodzaju Comamonas wpływa na reakcję żywieniową nicieni, rozwój, długość życia i płodność^15,16,17. Bakterie Providencia wytwarzają neuromodulator tyraminę i w ten sposób modulują aktywność układu nerwowego gospodarza i wynikające z niej reakcje behawioralne¹⁸. Wykazano, że zestaw różnych naturalnie powiązanych bakterii wpływa na tempo wzrostu populacji, płodność i reakcje behawioralne^5,6,9,11,19.

Do tej pory dokładna różnorodność i spójność rodzimej mikroflory C. elegans w różnych siedliskach i lokalizacjach geograficznych nie jest w pełni zrozumiała, a dalsze powiązania między robakiem a mikrobami z jego środowiska pozostają do odkrycia. W kilku wcześniejszych badaniach wykorzystano szczepy bakterii wyizolowane z pewnego środowiska glebowego, naturalnych siedlisk C. elegans lub z eksperymentów mezokosmicznych (tj. środowisk laboratoryjnych, które odtwarzają naturalne siedliska) ze szczepami laboratoryjnymi C. elegans^4,5,20. Mimo że badania te dostarczyły nowych informacji na temat wpływu drobnoustrojów na określone cechy nicieni (np. metabolizm nicieni²¹), znaczenie tych interakcji dla biologii C. elegans w przyrodzie jest niejasne. Dlatego w niniejszym manuskrypcie opisano metody bezpośredniego izolowania C. elegans od natury oraz izolowania, a następnie charakteryzowania naturalnie związanych drobnoustrojów zarówno z pojedynczych robaków, jak i grup robaków. Opisane metody są zaktualizowaną i ulepszoną wersją procedur stosowanych wcześniej do izolacji i charakterystyki naturalnego C. elegans i jego rodzimej mikroflory^2,6,7. Biorąc pod uwagę, że C. elegans jest powszechnie spotykany w rozkładającej się materii roślinnej na całym świecie (zwłaszcza w gnijących owocach, regionach umiarkowanych i jesienią)^{1,2,22,23,24,25}, protokół ten może być stosowany przez dowolne laboratorium, gdy istnieje zainteresowanie powiązaniem C. elegans cech naturalnie związanych drobnoustrojów, a tym samym bardziej naturalnie odpowiedniego kontekstu. To ostatnie ma kluczowe znaczenie dla pełnego zrozumienia biologii nicieni, ponieważ wiadomo z wielu innych systemów gospodarzy, że związana z nimi mikrobiota może wpływać na różne cechy historii życia²⁶, aspekt, który jest obecnie w dużej mierze zaniedbywany w wielu badaniach C. elegans w prawie wszystkich dyscyplinach nauk przyrodniczych.

Protocol

1. Przygotowanie i pożywek

1. Przygotować bufor S, dodając 5,85 g NaCl, 1,123 g_K2HPO₄, 5,926 g KH₂PO₄ i 1 l dejonizowanego_H2O do kolby i autoklawu przez 20 minut w temperaturze 121 °C.
2. Przygotować lepkie podłoże, dodając bufor S zawierający 1,2% (w/v) hydroksymetylocelulozy (substancja powodująca lepkość pożywki), 5 mg/ml cholesterolu, 1 mM_MgSO4, 1 mM CaCl₂ i 0,1% (v/v) acetonu. Autoklaw i mieszaj lepkie podłoże, aż stanie się całkowicie jednorodne.
   UWAGA: Może to potrwać kilka godzin. Ponadto bufor S można bezpośrednio przygotować i dodać do lepkiego podłoża bez uprzedniej sterylizacji.
3. Przygotować bufor M9, dodając 3 g KH₂PO₄, 6 g NA₂HPO₄·2 H₂O, 5 g NaCl i 1 l dejonizowanego_H2O do kolby o pojemności 1 l. Roztwór należy sterylizować w autoklawie, a po schłodzeniu dodać 1 ml 1 M_MgSO4 (123,24 g MgSO₄·_7H2O w 500 ml dejonizowanego_H2O, sterylizowane filtrem).
4. Przygotować 10% (v/v) roztwór podstawowy Triton X-100, mieszając 5 ml Triton X-100 z 45 ml buforu M9. Przefiltruj i wysterylizuj roztwór za pomocą filtra 0,2 μm.
5. Przygotować bufor M9 z Triton X-100 (M9-T), dodając 2,5 ml 10% (v/v) roztworu podstawowego Triton X-100 do 1 l buforu M9 po autoklawowaniu w celu uzyskania 0,025% (v/v) M9-T.
6. Przygotować 30% (v/v) glicerolu w buforze S, mieszając 15 ml sterylnego 100% glicerolu i 35 ml sterylnego buforu S w probówce o pojemności 50 ml.

2. Przygotowanie próbek środowiskowych (Rysunek 1)

1. Zbierz próbki środowiskowe, takie jak kompost lub zgniłe owoce, i umieść każdą próbkę w osobnej plastikowej torbie, tubie lub innym czystym pojemniku.
   UWAGA: W celu zwabienia nicieni jabłka można umieścić na kompoście na kilka tygodni przed pobraniem próbek.
2. Równomiernie rozprowadzić kawałki próbki środowiskowej na pustej, sterylnej szalce Petriego o średnicy 9 cm.
   UWAGA: Próbki o wyższym poziomie rozpadu z większym prawdopodobieństwem zawierają C. elegans. Opcjonalnie można użyć szalki Petriego wypełnionej pożywką agarową bez peptonów (PFM) w celu zwiększenia kontrastu.
3. Ostrożnie przykryj próbkę około 20 ml sterylnego lepkiego podłoża.
   UWAGA: Nicienie wypływają na powierzchnię w ciągu 1-2 godzin. Lepkie podłoże spowalnia ruch robaków i ułatwia ich pobieranie próbek. Jako alternatywę można zastosować sterylny bufor M9, jednak ruch robaka będzie szybszy
.

Rysunek 1: Izolacja nicieni od substratów. Próbki substratu umieszcza się na pustych szalkach Petriego i przykrywa lepkim podłożem w celu wypłukania nicieni. Nicienie są przenoszone do M9-T i wielokrotnie myte w celu usunięcia bakterii z zewnątrz. Pojedyncze nicienie można wykorzystać do izolacji DNA, izolacji powiązanych bakterii lub umieścić na płytkach agarowych w celu hodowli populacji robaków. Figura utworzona za pomocą BioRender.com. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

3. Izolacja nicieni Caenorhabditis (Rysunek 1)

1. Szukaj nicieni Caenorhabditis za pomocą mikroskopu preparacyjnego, postępując zgodnie ze wskazówkami przedstawionymi w rozdziale WormBook na temat izolacji C. elegans i pokrewnych nicieni przez Barrière'a i Félixa²⁷.
   UWAGA: Hermafrodyty/samice Caenorhabditis mają jelito o jasnobrązowym kolorze (w świetle przechodzącym). Ponadto komórki jelitowe mają duże jądra komórkowe, które są widoczne jako białe kropki. Natomiast inne gatunki nicieni często mają ciemnobrązowe jelita i mogą wykazywać asymetrię przednio-tylną w intensywności pigmentu i zwykle nie mieć widocznych jąder. Srom dorosłych hermafrodytów/samic Caenorhabditis znajduje się w środku zwierzęcia. Ta lokalizacja sromu nie zawsze jest wykazywana przez inne taksony nicieni. Nicienie Caenorhabditis posiadają dwie opuszki gardłowe, które są widoczne przy wystarczającym powiększeniu i przechodzącym oświetleniu oraz kontrastują z wieloma innymi taksonami nicieni. Nicienie Caenorhabditis mają spiczasty ogon, podczas gdy niektóre inne nicienie mają okrągły ogon.
2. Zebrać nicienie Caenorhabditis pod mikroskopem preparacyjnym w jak najmniejszej ilości płynu za pomocą pipety o pojemności 20-100 μl. Przenieść zebrane nicienie bezpośrednio do 1-3 ml sterylnego M9-T na sterylnej szalce Petriego o średnicy 3 cm w celu umycia robaków w celu usunięcia nieprzyczepionych drobnoustrojów (krok 3.3) lub, alternatywnie, przenieść pojedyncze robaki na płytkę z pożywką wzrostową nicieni (NGM) w celu ustalenia populacji robaków (krok 3.4).
3. Umyj nicienie, aby usunąć drobnoustroje z zewnątrz nicienia.
   UWAGA: Ten protokół wzbogaca bakterie jelitowe, ale nie eliminuje całkowicie bakterii przyklejających się do naskórka robaka.
   1. Inkubuj nicienie przez 10-15 minut w M9-T.
   2. Odpipetować nicienie w jak najmniejszej ilości płynu do 1-3 ml świeżego M9-T na nowej sterylnej szalce Petriego o średnicy 3 cm.
   3. Powtórzyć inkubację i przenieść nicienie do świeżego M9-T jeszcze dwa razy.
      UWAGA: Poniższe kroki można wykonać zarówno z pojedynczymi robakami, jak i z populacjami robaków. Robaki mogą być teraz wykorzystywane do charakterystyki C. elegans i związanych z nim drobnoustrojów, a także do izolacji bakterii (kroki 4 i 5). Alternatywnie można je przenieść pojedynczo na płytki NGM w celu ustalenia populacji robaków (krok 3.4).
4. Aby uzyskać populację robaków, należy pipetować pojedynczego nicienia do płytki NGM.
   UWAGA: Tylko nicienie hermafrodytyczne, takie jak C. elegans lub C. briggsae, są w stanie wyprodukować potomstwo z pojedynczych robaków. Jednak pojedyncze robaki innych gatunków mogą nadal produkować potomstwo, jeśli zostały już pokryte.
   1. Naturalnie izolowane nicienie zwykle zawierają bakterie w jelitach, które wydalają na płytki NGM, gdzie bakterie te rosną i są dostępne jako pokarm dla C. elegans. Nie dodawaj oddzielnych organizmów spożywczych, takich jak standardowy laboratoryjny organizm spożywczy, szczep E. coli OP50.
      UWAGA: Hodowla robaków na płytkach wpływa na skład powiązanej społeczności bakteryjnej, ale skład jest nadal porównywalny z naturalnym izolatem C. elegans^6,7.
   2. Pozwól nicieniom rozmnażać się do 10 dni w odpowiedniej temperaturze (np. 15-20 °C dla obszarów o klimacie umiarkowanym). Zamroź te nicienie (krok 3.5) lub użyj ich do scharakteryzowania C. elegans i powiązanych drobnoustrojów, a także do izolacji drobnoustrojów (kroki 4 i 5).
5. Zamrażanie nicieni do długotrwałego przechowywania
   1. Pozostaw nicienie na talerzach, aż bakterie pokarmowe znikną, a na talerzach znajdują się głównie małe stadia larwalne. Zmyj robaki z płytek w 1,5 ml buforu S.
   2. Dokładnie wymieszać 500 μl buforu S zawierającego robaki z 500 μl 30% (v/v) glicerolu w buforze S w sterylnej probówce o pojemności 2 ml. Probówki należy natychmiast zamrozić w temperaturze -80 °C w celu długotrwałego przechowywania, w przeciwnym razie glicerol może zaszkodzić nicieniom.

4. Przygotowanie robaków do identyfikacji molekularnej C. elegans i mikrobów

1. W celu bezstronnej identyfikacji drobnoustrojów związanych z nicieniami należy przygotować 96-dołkową płytkę z trzema sterylnymi kulkami o średnicy 1 mm, 19,5 μl buforu PCR i 0,5 μl proteinazy K (20 mg / ml) na studzienkę. Odpipetuj indywidualnego, umytego nicienia do każdej studzienki, przenosząc jak najmniej płynu.
2. Można również wykorzystać populacje robaków. W tym celu umyj robaki z płytek buforem M9 i przenieś ~300 μl buforu M9 zawierającego robaki do probówek o pojemności 2 ml z 10-15 kulkami.
3. Rozdrobnić nicienie za pomocą homogenizatora perełkowego (np. ubijanie kulek przez 3 minuty przy 30 Hz). Krótko odwirować płytkę lub probówki, aby ciecz opadła na dno (np. przez 10 s przy 8000 x g w temperaturze pokojowej [RT]).
4. Identyfikacja C. elegans
   1. Wyizolować DNA poszczególnych nicieni, ogrzewając próbki w cyklerze PCR przez 1 godzinę w temperaturze 50 °C i 15 minut w temperaturze 95 °C. Wyizolować DNA populacji robaków przy użyciu dowolnej metody izolacji (przykładowe protokoły różnych metod izolacji przy użyciu komercyjnych zestawów^7,9). Zamrażać DNA w temperaturze -20 °C w celu długotrwałego przechowywania.
   2. Do identyfikacji C. elegans należy użyć pary DNA i starterów nlp30-F (Tabela 1, 5'-ACACATACAACTGATCACTCA-3') i nlp30-R (Tabela 1, 5'-TACTTTCCCCATCCGTATC-3') w PCR, postępując zgodnie z instrukcjami wybranego dostawcy Taq.
   3. Stosować następujące warunki PCR: początkowy etap denaturacji w temperaturze 95 °C przez 2 minuty, następnie 35 cykli w temperaturze 95 °C przez 45 s, 55 °C przez 30 s, 72 °C przez 1 minutę i końcowy etap wydłużania w temperaturze 72 °C przez 5 minut. C. elegans wytwarza produkt PCR o wartości 154 pz.
5. Scharakteryzuj bakterie związane z nicieniami za pomocą sekwencjonowania amplikonu 16S regionu V3-V4, używając wyizolowanego DNA.
   1. Przygotuj bibliotekę 16S z wybranymi starterami 16S i postępuj zgodnie z protokołem zestawu do przygotowania biblioteki. Jedną z opcji jest użycie starterów 341F (Tabela 1, 5'-CCTACGGGNGGCWGCAG-3') i 806R (Tabela 1, 5'-GACTACHVGGGTATCTAATCC-3') pokrywających region V3-V4 genu 16S rRNA, co daje sekwencje, które można sklasyfikować za pomocą standardowych baz danych o dobrej rozdzielczości⁷.
      UWAGA: Ilość wejściowego DNA ma kluczowe znaczenie na tym etapie. DNA pozyskane od pojedynczych robaków będzie znacznie mniejsze niż to uzyskane z populacji robaków. W przypadku pojedynczych robaków może być konieczne zwiększenie ilości wejściowego DNA lub zwiększenie liczby cykli PCR⁷.
   2. Biblioteki można sekwencjonować na platformie sekwencjonowania za pomocą odpowiedniego zestawu do sekwencjonowania.
      UWAGA: W tym przypadku platforma MiSeq jest używana z odpowiednim zestawem odczynników MiSeq. Odczynniki są stale ulepszane i powinny być dobierane zgodnie z najnowszymi standardami.

5. Izolacja i hodowla bakterii związanych z nicieniami (Rysunek 2)

1. Aby wyizolować bakterie, przygotuj 96-dołkową płytkę z trzema sterylnymi kulkami o średnicy 1 mm, 20 μl buforu M9 na dołek i odpipetuj indywidualny, umyty nicień do każdej studzienki, przenosząc jak najmniej płynu.
   UWAGA: Alternatywnie, populacje robaków można zmyć z płytek za pomocą buforu M9, a ~300 μl buforu M9 zawierającego robaki można przenieść do probówek o pojemności 2 ml z 10-15 kulkami. We wszystkich przypadkach robaki powinny pochodzić z kultury, która została zidentyfikowana jako C. elegans przy użyciu kroków 4.1-4.4.
2. Rozdrobnić nicienie za pomocą homogenizatora perełkowego (np. ubijanie kulek przez 3 minuty przy 30 Hz). Krótko odwirować płytkę lub probówki, aby ciecz opadła na dno (np. przez 10 s przy 8000 x g przy RT).
   UWAGA: Zastosowanie tej metody doprowadziło do wyizolowania taksonów bakteryjnych podobnych do tych ujawnionych przez sekwencjonowanie amplikonów 16S rDNA⁷, co sugeruje, że opisane bicie koralikami pozostawia większość komórek bakteryjnych nienaruszonych.
3. Zebrać sklarowany osad, rozcieńczyć go seryjnie w stosunku 1:10 i rozlać do 100 μl na 9 cm płytki agarowe.
   1. Aby zapewnić hodowlę większości bakterii, należy stosować różne alternatywne podłoża o różnym składzie odżywczym, w tym rozcieńczony agar sojowy z tryptykazą (TSA, rozcieńczenie 1:10), agar MacConkey, agar glukozowy Sabouraud, agar z dekstrozą ziemniaczaną lub agar z dekstrozą z peptonem
   drożdżowym.
4. Inkubować płytki w średnich warunkach temperaturowych w miejscu pobierania próbek (np. w temperaturach 15–20 °C dla miejsc o klimacie umiarkowanym) przez 24–48 godzin.
5. Użyj standardowej techniki trzech smug i sterylnej pętli, aby uzyskać czyste kultury bakterii (Rysunek 2).
   1. Za pomocą sterylnej pętelki lub wykałaczki wybierz pojedynczą kolonię z płytki i rozprowadź ją na nowej płytce agarowej zawierającej to samo podłoże agarowe, które jest używane do oczyszczania. Upewnij się, że używasz tylko około 1/3 talerza.
   2. Użyj nowej sterylnej pętli lub wysterylizuj pętlę wielokrotnego użytku i przeciągnij ją przez pierwszą smugę, aby utworzyć drugą smugę na kolejnej 1/3 tej samej płytki.
   3. Powtórz ten krok, przeciągając sterylną pętlę przez drugą smugę.
   4. Inkubować płytkę w tych samych warunkach wzrostu, które są używane do izolacji. Technika ta musi skutkować wzrostem pojedynczych kolonii w obszarze trzeciej smugi.
      UWAGA: Może być konieczne wielokrotne powtórzenie etapu oczyszczania, ponieważ naturalne izolaty mają tendencję do tworzenia biofilmów i/lub agregatów.
6. Hoduj czyste kolonie w płynnym podłożu (tego samego rodzaju co podłoże agarowe), stosując tę samą temperaturę i czas wzrostu, jak powyżej (krok 5.4)
7. Przygotuj wywar bakteryjny, dodając 300 μl kultury bakteryjnej do 200 μl 86% (v/v) glicerolu (w odpowiednim pożywce wzrostowej, np. TSB) i pipetuj w górę iw dół, aby odpowiednio wymieszać. Alternatywnie, przygotuj wywary DMSO, mieszając 50 μl kultury bakteryjnej z 50 μl 7% (v/v) DMSO. Zamrażać w temperaturze -80 °C w celu długotrwałego przechowywania.
8. Charakterystyka bakterii za pomocą sekwencjonowania pełnego genu rybosomalnego RNA 16S
   1. Ekstrahuj bakteryjne DNA z czystych płynnych kultur przy użyciu odpowiedniej techniki (np. zestawu do ekstrakcji DNA; z doświadczenia bardzo dobrze sprawdza się protokół ekstrakcji oparty na CTAB²²).
   2. Amplifikować gen 16S rRNA za pomocą starterów 27F (Tabela 1, 5'-GAGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3') i 1495R (Tabela 1, 5'-CTACGGCTACCTTGTTACGA -3')²⁸ i następujących warunków PCR: 95 °C, 2 min, 22x (95 °C, 30 s; 55 °C, 30 s; 72 °C, 100 s) i końcowy okres przedłużenia w temperaturze 72 °C, Czas trwania: 5 min
   3. W celu uzyskania pełnych sekwencji należy dodatkowo użyć dwóch wewnętrznych starterów sekwencjonowania, takich jak 701F (Tabela 1, 5'-GTGTAGCGGTGAAATGCG-3') i 785R (Tabela 1, 5'-GGATTAGATACCCTGGTAGTCC-3')⁶.

Rysunek 2: Identyfikacja gatunków i izolacja poszczególnych bakterii. Poszczególne nicienie są rozbijane za pomocą homogenizatora kulkowego, a DNA jest izolowane w celu określenia gatunku za pomocą PCR lub sekwencjonowania. Alternatywnie, rozdrobniony materiał nicieni jest seryjnie rozcieńczany i platerowany na płytkach pożywki. Płytki są inkubowane do momentu pojawienia się kolonii bakteryjnych, a pojedyncze kolonie są przepaskiwane na nowe płytki w celu uzyskania czystych kultur. Pojedyncze kolonie czystych kultur są wykorzystywane do hodowli płynnych kultur bakteryjnych w celu przygotowania zapasów bakteryjnych do długotrwałego przechowywania w temperaturze -80 °C. Rysunek utworzony za pomocą BioRender.com. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Results

Nicienie C. elegans są często znajdowane w rozkładających się owocach, takich jak jabłka, a także w próbkach kompostu. W północnych Niemczech C. elegans, jak również gatunki pokrewne (zwłaszcza C. remanei, ale także C. briggsae) występują głównie od września do listopada². Nicienie najczęściej występują w rozkładającej się materii roślinnej, zwłaszcza gnijących owocach, takich jak jabłka czy gruszki, a także w kompoście, zwłaszcza w materiale o wysokim stopniu r...

Discussion

Nicień Caenorhabditis elegans jest jednym z najintensywniej badanych organizmów modelowych w badaniach biologicznych. Został wprowadzony przez Sydneya Brennera w 1960 roku, pierwotnie w celu zrozumienia rozwoju i funkcji układu nerwowego²⁹. Od tego czasu C. elegans stał się potężnym modelem do badania podstawowych procesów we wszystkich dyscyplinach biologicznych, w tym biologii behawioralnej, neurobiologii, starzenia się, biologii ewolucyjnej, biologii komórki, biologii rozwoju ...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
COMSOL	COMSOL		multifizyczne oprogramowanie symulacyjne