Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Opracowanie solidnego i powtarzalnego modelu zwłóknienia skóry i mięśni wywołanego promieniowaniem

1.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64251

⸱

31 sierpnia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic Surgery, University of Pittsburgh, 2Department of Forensic Medicine and Toxicology, HBS Medical and Dental College, 3Department of Radiation Oncology, University of Pittsburgh Cancer Institute

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół indukowania wywołanego promieniowaniem zwłóknienia skóry w tylnej kończynie myszy i przeprowadzamy pomiary przewlekłego upośledzenia po napromienianiu poprzez analizy wychylenia kończyny i wskaźnika chodu w celu oceny wyniku funkcjonalnego. Model wyjaśnia mechanizmy zwłóknienia skóry związane z promieniowaniem i jest przydatny w subklinicznych badaniach terapeutycznych.

Streszczenie

Zwłóknienie skóry wywołane promieniowaniem (RISF) może wynikać z wielu scenariuszy, w tym terapii raka, przypadkowego narażenia lub aktów terroryzmu. Wiązki promieniotwórcze mogą przenikać przez skórę i wpływać na struktury na swojej drodze, w tym skórę, mięśnie i narządy wewnętrzne. Skóra jest pierwszą strukturą, która jest narażona na promieniowanie i jest podatna na rozwój przewlekłego zwłóknienia, które jest trudne do leczenia. Obecnie ograniczone możliwości leczenia wykazują umiarkowaną skuteczność w łagodzeniu zwłóknienia skóry związanego z promieniowaniem. Kluczowym czynnikiem utrudniającym opracowanie skutecznych środków zaradczych jest brak wygodnego i solidnego modelu, który pozwoliłby na przełożenie wyników eksperymentu na ludzi. W tym przypadku stworzono solidny i powtarzalny model zwłóknienia skóry mysich kończyn tylnych do profilaktycznej i terapeutycznej oceny możliwych środków do funkcjonalnej i molekularnej regeneracji.

Prawa tylna kończyna została napromieniowana przy użyciu pojedynczej dawki 40 (Gray) Gy w celu wywołania zwłóknienia skóry. U pacjentów rozwinął się obrzęk i zapalenie skóry we wczesnych stadiach, które przebiegały przez widoczne zwężenie skóry. Napromieniane kończyny wykazywały znacznie zmniejszony zakres ruchomości kończyn w kolejnych tygodniach. W późnych stadiach ostre działania niepożądane ustąpiły, ale przewlekłe zwłóknienie utrzymywało się. Jako dodatkowy test funkcjonalny wykonano wskaźnik chodu, który wykazał rozwój upośledzenia funkcjonalnego. Te nieinwazyjne metody dostarczyły wiarygodnych pomiarów do śledzenia progresji zwłóknienia, co jest poparte analizami histologicznymi. Analizy dawki promieniowania, aplikacji i po napromieniowaniu zastosowane w tym modelu oferują energiczną i powtarzalną metodę badania zwłóknienia skóry wywołanego promieniowaniem i testowania skuteczności środków terapeutycznych.

Wprowadzenie

Skóra jest największym organem ciała, pokrywającym i chroniącym ciało przed zagrożeniami. Ma trzy wyraźne warstwy: naskórek, skórę właściwą i tkankę podskórną. Każda warstwa ma swoje unikalne funkcje: naskórek zapobiega odwodnieniu i inwazji drobnoustrojów; Skóra właściwa ma bogatą sieć komórek i macierz zewnątrzkomórkową, która zapewnia wytrzymałość na rozciąganie i elastyczność1; Warstwa skórna zawiera receptory czuciowe, mieszki włosowe, gruczoły i naczynia dla sieci limfatycznych i naczyń włosowatych. Tkanka podskórna lub tkanka podskórna, z dużą ilością tkanki tłuszczowej, konturuje ciało i rozkłada naprężenia mechaniczne2,3,4.

Promieniowanie, generowane w wyniku wypadków, wojny, terroryzmu lub zastosowań terapeutycznych, przenika przez ciało w sposób liniowy, postępujący, prowadząc do tego, że skóra staje się pierwszym organem, z którym się zetknie. Zagrożenie takimi incydentami nasiliło się ze względu na zwiększone wykorzystanie materiałów radioaktywnych w przemyśle, placówkach medycznych i instalacjach wojskowych5. Klinicznie popromienne uszkodzenie skóry charakteryzuje się skórnym zespołem popromiennym (CRS), jednym z czterech podzespołów ostrego zespołu popromiennego (ARS). Reakcja skóry na promieniowanie jonizujące ma ważne implikacje dla leczenia i ochrony przed dalszymi uszkodzeniami6. Współistniejące urazy, takie jak oparzenia i urazy, dodatkowo komplikują wynik kliniczny w połączeniu z urazami popromiennymi7. Stopień narażenia skóry na promieniowanie koreluje z progiem punktu bez powrotu, od którego upośledzenie innych narządów prowadzi do niewydolności jednego lub wielu narządów i ostatecznie prowadzi do śmierci pacjenta8,9. Uraz popromienny skóry składa się z fazy ostrej i przewlekłej. Ostre uszkodzenie popromienne klinicznie objawia się rumieniem, obrzękiem skóry, zapaleniem skóry, pęcherzami, obnażeniem naskórka, złuszczeniem na sucho lub na mokro, owrzodzeniem oraz zmianami we włosach i paznokciach. Faza przewlekła objawia się zanikiem skóry, zwłóknieniem, przewlekłym owrzodzeniem i teleangiektazjami10,11. Ogólnie rzecz biorąc, ostre skutki objawiają się głównie w naskórku, podczas gdy przewlekłe skutki są najbardziej widoczne w skórze właściwej. Ostra reakcja na ekspozycję na promieniowanie prowadzi do wyraźnego spadku aktywności mitotycznej w ciągu 12 godzin od ekspozycji, po której następuje przekrwienie, powiększenie komórek, wakuolizacja, piknoza jądrowa i fragmentacja4,12.

Dawki promieniowania przekraczające 40 Gy powodują złuszczanie wilgoci i utratę naskórka, co prowadzi do zwiększonej podatności na infekcje13. Ponadto narażenie skóry na promieniowanie indukuje produkcję cytokin, wywołując zapalną odpowiedź immunologiczną w warstwie skórnej. Do najważniejszych mediatorów stanu zapalnego należą interleukiny (IL-1, IL-3, IL-5, IL-6 i IL-8) oraz czynnik martwicy nowotworu-α (TNFα)14. Niepowodzenie w ustąpieniu stanu zapalnego może ostatecznie doprowadzić do rozwoju zwłóknienia w miejscu urazu popromiennego15. Dodatkowe rany fizyczne lub urazy termiczne dodatkowo pogarszają tę zwłóknieniową reakcję, rozciągając się przez warstwę mięśniową16. Transformujący czynnik wzrostu-β (TGFβ) jest kluczową cytokiną w rozwoju zwłóknienia17. Obecnie bardzo niewiele opcji leczenia daje obiecujące wyniki, a większość z nich może mieć problemy z przestrzeganiem zaleceń przez pacjentów. Dalsze badania nad komórkowymi i molekularnymi reakcjami skóry na różne dawki promieniowania poprawią zrozumienie patofizjologii skóry wywołanej promieniowaniem i przyczynią się do opracowania nowych terapii.

Aby ułatwić kliniczne przełożenie wyników badań na modele przedkliniczne w łagodzeniu uszkodzeń skóry i tkanek miękkich spowodowanych promieniowaniem, kluczowe jest projektowanie wysoce istotnych modeli eksperymentalnych interwencji terapeutycznych po napromieniowaniu. Opisano zarówno modele uszkodzeń wywołanych promieniowaniem in vitro, jak i in vivo, w tym modele hodowli komórkowych napromieniowanych komórek śródbłonka18,19, fibroblasts20, lub keratynocyty19 oraz modele zwierzęce gryzoni, świń i naczelnych in vivo. Modele gryzoni są szeroko stosowane w badaniach nad promieniowaniem ze względu na ich podobieństwa w reakcji na obrażenia popromienne u ludzi oraz elastyczność manipulacji genetycznej21. Wymagania dotyczące dawki promieniowania są wyższe u gryzoni niż u ludzi, gdy dąży się do uzyskania podobnych wyników: złuszczanie, zwłóknienie i martwica16,22. Opis kryteriów punktacji do pomiaru reakcji na promieniowanie jeszcze bardziej przyczynił się do udoskonalenia stosowania modeli uszkodzeń skóry spowodowanych promieniowaniem przez gryzonie21,23.

Obecne badania w warunkach przedklinicznych koncentrują się na zrozumieniu mechanizmów uszkodzeń skóry wywołanych promieniowaniem i opracowaniu opcji terapeutycznych. W związku z tym niezbędne jest stworzenie solidnego i powtarzalnego modelu przedklinicznego w celu stworzenia zniewagi radiacyjnej o wysokiej przekładalności klinicznej. W pracy opisano mysi model zwłóknienia skóry ze zoptymalizowaną dawką promieniowania i techniką dostarczania. Nasz model, który łączy w sobie pomiary funkcjonalne, histologiczne i molekularne, może być wykorzystany do skutecznego badania mechanizmu rozwoju zwłóknienia i badania nowych opcji terapeutycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Etyczne wykorzystanie zwierząt zostało zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC), który działa zgodnie z ustawą o dobrostanie zwierząt (Animal Welfare Act). Zwierzęta były utrzymywane w placówce zatwierdzonej przez Międzynarodowe Stowarzyszenie ds. Oceny i Akredytacji Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi (AAALAC) i traktowane zgodnie z wytycznymi Narodowych Instytutów Zdrowia (NIH) dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych.

1. Znieczulenie

  1. Umieść myszy w komorze systemu anestezji dla małych zwierząt (Rysunek 1). Podaj 4% izofluranu do pojemnika i odczekaj od 5 do 10 minut, po czym obniż stężenie izofluranu do 2-3%.
  2. Potwierdzenie głębokości znieczulenia poprzez ucisk palca u nogi. Nanieść smar do oczu, aby zapobiec wysychaniu. Przesunąć badany obiekt pod stożek nosowy przy przepływie 2% izofluranu.
  3. Zastosuj powyższą technikę w celu znieczulenia każdej myszy przed wygoleniem i badaniem pomiaru kończyn. W celu znieczulenia myszy do naświetlania zastosuj dawkę pentobarbitalu w injekcji doszpikowej w ilości 1,25 mg/kg.

2. Przygotowanie obszaru skóry

  1. Zaplanuj ogolenie myszy na 2-3 dni przed napromieniowaniem. Przytnij sierść za pomocą trymera (Rysunek 2A).
  2. Nałóż krem depilacyjny i odczekaj 1-2 min (Rysunek 2B). Usuń krem suchą gazą, a następnie przemyj skórę gazą nasączoną solą fizjologiczną w buforze fosforanowym (PBS) (Rysunek 2C).

3. Procedura naświetlania

  1. Zapewnij znieczulenie każdej myszy poprzez wstrzyknięcie leku drogą dosytronną na 5 min przed naświetlaniem. Umieść kończynę w polu naświetlania (25 cm x 25 cm) i unieruchom ją za pomocą taśmy chirurgicznej (Rycina 3A-C).
  2. Ogranicz ruchy ciała za pomocą taśmy chirurgicznej (Rycina 3D). Umieść bolus o grubości 1 cm, aby zapobiec lub zminimalizować głęboką penetrację promieniowania (Rycina 3E).
  3. Oblicz współczynniki aplikatora i wycięcia, aby dostarczyć dawkę 40 Gy do skóry myszy. W niniejszym eksperymencie użyj akceleratora liniowego do wytworzenia wiązki elektronów o energii 6 MeV przy 3740 jednostkach monitora (MU) w celu wywołania oparzeń popromiennych. W tych warunkach zastosowano pole naświetlania 25 cm x 25 cm przy dawce 1000 MU/min i odległości źródła od powierzchni (SSD) wynoszącej 100 cm, co stanowi odległość od źródła promieniowania do górnej powierzchni bolusa, aby dostarczyć 40 Gy. Czas naświetlania będzie zależał od użytego akceleratora liniowego, energii wiązki i rozmiaru pola. W celu obliczenia jednostek monitora niezbędnych do podania dawki 40 Gy na akceleratorze liniowym należy skonsultować się z fizykiem medycznym lub radiologicznym.

4. Monitorowanie wizualne rozwoju włóknienia

  1. Użyj przenośnego aparatu cyfrowego do dokumentowania postępu włóknienia. Skorzystaj z ustawienia makro, aby wykonać szczegółowe zdjęcia.
  2. Znieczul myszy poprzez inhalację izofluranem.
  3. Wykonaj zdjęcia, przybliżając obiektyw do skóry i naciskając spust migawki. Staraj się, aby zdjęcia były jak najspójniejsze. Pozostaw zwierzę pod bezpośrednim nadzorem, aż odzyska wystarczającą świadomość, by utrzymać pozycję brzuszną.

5. Pomiar zakresu ruchu kończyny jako funkcjonalny wynik włóknienia

  1. Zacznij od trzeciego tygodnia po napromieniowaniu, planując pomiary co tydzień przez okres do 6 tygodni.
  2. Wprowadź i utrzymuj znieczulenie zgodnie z powyższym opisem. Przygotuj pole przed stożkiem do nosa i przymocuj taśmą kątomierz w centrum (Rycyna 4A).
  3. Przenieś mysz na pole i delikatnie umieść jej nos na stożku. Ustaw prawe kolano w centrum kątomierza (Rycyna 4B).
  4. Utrzymuj kolano w stałej pozycji lewą ręką i użyj prawej ręki, aby wykonać zgięcie grzbietowe stopy za pomocą palca wskazującego i kciuka (Rycyna 4C,D).
  5. Odczytaj stopień wyprostu, sprawdzając wartość wskazaną przez palce. Przeprowadź tę samą procedurę na przeciwległej, nienapromieniowanej nodze.

6. Pomiar funkcjonalnego wskaźnika chodu

  1. Wydrukuj w technologii druku 3D tor spacerowy dla gryzoni, aby stworzyć ścieżkę o długości 40 cm, zawieszoną na wysokości 15 cm z przezroczystą podłogą (Rysunek 5). Pod torem umieść rejestrator wideo i rozpocznij nagrywanie. Kamera powinna być ustawiona tak, aby rejestrować obraz w najwyższej możliwej rozdzielczości i przy minimalnej częstotliwości klatek wynoszącej 60 klatek na sekundę.
  2. Otwórz jeden koniec toru i wprowadź do środka mysz. Pozwól zwierzęciu swobodnie spacerować po torze. Przechwyć co najmniej trzy fragmenty nagrania, na których zwierzę idzie jak najpłynniej.
  3. Sprawdź jakość wideo przed nagraniem kolejnej myszy.
  4. Przenieś filmy na komputer wyposażony w odtwarzacz wideo, aplikację do zrzutów ekranu, program do przetwarzania obrazów oraz arkusz kalkulacyjny. Przejrzyj nagrania, aby za pomocą funkcji zrzutu ekranu uchwycić trzy różne, wyraźne odciski łap (Rysunek 6).
  5. Otwórz program do przetwarzania obrazów w celu pomiaru rozstawu palców. Wybierz opcję Plik z górnego panelu i kliknij Otwórz, aby znaleźć i wyświetlić obraz do analizy.
  6. Wybierz Narzędzie linii prostej z drugiego rzędu górnego panelu (Rysunek 7_1). Za pomocą tego narzędzia zaznacz szerokość ścianki i kliknij Analiza > Ustaw skalę, a następnie wprowadź dokładną wartość znanej odległości, aby skalibrować skalę (Rysunek 7_2-5).
  7. Użyj Narzędzia linii prostej, aby zaznaczyć odcisk łapy dla różnych pomiarów (Rysunek 6C, D; 1: długość stopy, 2: zewnętrzny rozstaw palców, 3: wewnętrzny rozstaw palców), wybierz Analiza > Pomiar i zapisz wartość długości (Rysunek 8).
  8. Przeprowadź analizy zarówno dla kończyn napromieniowanych, jak i nienapromieniowanych. Aby ocenić funkcjonalność, zastosuj następujący równanie opublikowane wcześniej24
    Wzór równowagi statycznej, równanie SFI do obliczania czynników rozproszenia, wyrażenie matematyczne.
    gdzie SFI = wskaźnik funkcjonalności nerwu kulszowego, E = łapa eksperymentalna lub uszkodzona, N = łapa prawidłowa lub nieuszkodzona, TS = rozstaw palców, a PL = długość odcisku.

7. Eutanazja

  1. Przenieś obiekt do CO2 połączone liniowo pudełko. Uruchomić CO2 infuzja w celu osiągnięcia stężenia od 30% do 70% wewnątrz komory. Dla komory o pojemności 5 L infuzja gazu musi wynosić od 1,5 do 3,5 L/min.
  2. Należy odczekać 5–10 min do całkowitego ustania oddechu u zwierzęcia. Uśmiercić poprzez zwichnięcie karku. poprzez unieruchomienie głowy w obrębie podstawy czaszki i mocne pociągnięcie za ogon25.

8. Histologia i analizy następcze17

  1. Odciągnij napromieniowaną kończynę tylną, aby przygotować ją do wycięcia. Wyznacz obszar o wymiarach 2 cm x 1 cm na tylnej płaszczyźnie skóry kończyny.
  2. Używając ostrych nożyczek, ostrożnie pobierz próbkę skóry. Przetnij tkankę na pół wzdłuż osi długiej, aby uzyskać dwa oddzielne fragmenty.
  3. Utrwal jeden fragment tkanki w 10% buforowanym roztworze formaliny. Przetraktuj utrwaloną tkankę w celu przygotowania skrawków histologicznych na szkiełkach.
  4. Przenieś drugi fragment do pojemnika wypełnionego suchym lodem, aby zabezpieczyć białka i RNA. Następnie szybko przenieś próbki tkanki do zamrażarki o temperaturze -80 °C i przechowuj je w stanie zamrożenia do czasu dalszej obróbki.
  5. Zabarw preparaty na szkiełkach metodą hematoksylino-eozynową (H&E) oraz metodą trichromu Massona. Przeanalizuj zabarwione szkiełka pod mikroskopem i wykonaj zdjęcia przy 10-krotnym powiększeniu. Zmierz grubość nabłonka za pomocą oprogramowania do przetwarzania obrazów, zgodnie z opisem powyżej dla testu funkcjonalnego chodu.

9. Statystyka

  1. Przedstaw dane jako średnią ± odchylenie standardowe. Oceń wyniki, stosując analizę wariancji (ANOVA), a następnie test wielokrotnych porównań Bonferroniego lub test t-Studenta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opracowanie i optymalizacja obecnego protokołu napromieniowania pozwoliły na uzyskanie spójnej i powtarzalnej indukcji włóknienia u myszy. W dniu napromieniowania prawe kończyny myszy zostały ustawione i zabezpieczone w polu promieniowania, a następnie podano dawkę 40 Gy promieniowania.

Rozwój upośledzenia czynności skóry monitorowano poprzez wykonywanie zdjęć co tydzień po naświetlaniu. Zdjęcia wykazały, że zoptymalizowany protokół doprowadził do powstania włóknienia do 40. dnia z 95% pewnośc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Uraz skóry jest prawdopodobnym wynikiem przypadkowego lub związanego z leczeniem narażenia na promieniowanie. Reaktory jądrowe są narażone na ryzyko przypadkowego uszkodzenia z powodu błędu ludzkiego lub klęsk żywiołowych, takich jak Czarnobyl i Fukushima26,27. Najczęstszą ekspozycją jest dawkowanie terapeutyczne w leczeniu raka, w którym stosuje się frakcjonowane schematy powtarzanej dawki, które mogą spowodować zwłóknienie związane z promieniowaniem w leczonych...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych ani innych konfliktów interesów związanych z tą pracą.

Podziękowania

Ta praca jest finansowana z grantów badawczych Departamentu Obrony W81XWH-19-PRMRP-DA, NIAID/NIH Grant 5R21AI153971-02 oraz PSF/MTF Grant 603902.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10% formalinaFischer Scientific23-427098
BolusOrfit8333.SO1/R
Maszynka do strzyżeniaKent Scientific Corp.CL8787-KIT
CO2Różne
komory CO2E-Z Systems Inc.E-22000
Krem do depilacjiChurch & Dwight Co., Inc.
Aparat cyfrowyWolfangGA100
Eppendrof TubesEppendorf22364111
Smar do oczuDechraPuralube  Maść okulistyczna
GazaCovidien682252
Program do przetwarzania obrazuNIHImage J
IsofluraneDechraUSP Wziewny środek znieczulający
akceelaeratorVarian Medical Systems, Inc.23EX
PBSCytivaSH30256.LS
PentobarbitalAkorn PharmaceuticalsKątomierz Nembutal
Westcott550-1120
System znieczulenia małych zwierzątEZ Systems Inc.EZ-SA800System dla pojedynczych zwierząt
Arkusz kalkulacyjnyOprogramowanie MicrosoftExcel
Nożyczki chirurgiczneMedlineMDS0834111
Taśma chirurgiczna3M1538-1
Taśma3MH-1113
, , Nair Liniowy

Bibliografia

  1. Breitkreutz, D., Mirancea, N., Nischt, R. Basement membranes in skin: unique matrix structures with diverse functions. Histochemistry and Cell Biology. 132 (1), 1-10 (2009).
  2. Kim, J. -S., et al. Comparison of skin injury induced by β-and γ-irradiation in the minipig model. Journal of Radiation Protection and Research. 42 (4), 189-196 (2017).
  3. Kolarsick, P. A., Kolarsick, M. A., Goodwin, C. Anatomy and physiology of the skin. Journal of the Dermatology Nurses' Association. 3 (4), 203-213 (2011).
  4. von Essen, C. F. Radiation tolerance of the skin. Acta Radiologica: Therapy, Physics, Biology. 8 (4), 311-330 (1969).
  5. Dainiak, N., et al. Literature review and global consensus on management of acute radiation syndrome affecting nonhematopoietic organ systems. Disaster Medicine and Public Health Preparedness. 5 (3), 183-201 (2011).
  6. Hopewell, J. The skin: its structure and response to ionizing radiation. International Journal of Radiation Biology. 57 (4), 751-773 (1990).
  7. Flynn, D. F., Goans, R. E. Nuclear terrorism: triage and medical management of radiation and combined-injury casualties. Surgical Clinics. 86 (3), 601-636 (2006).
  8. Peter, R. Cutaneous radiation syndrome in multi-organ failure. The British Journal of Radiology. 78 (1), 180-184 (2005).
  9. Meineke, V. The role of damage to the cutaneous system in radiation-induced multi-organ failure. The British Journal of Radiology. 78 (1), 95-99 (2005).
  10. Berger, M., Christensen, D., Lowry, P., Jones, O., Wiley, A. Medical management of radiation injuries: current approaches. Occupational Medicine. 56 (3), 162-172 (2006).
  11. Ralf, U. P., Petra, G. Management of cutaneous radiation injuries: diagnostic and therapeutic principles of the cutaneous radiation syndrome. Military Medicine. 167, 110-112 (2002).
  12. Bray, F. N., Simmons, B. J., Wolfson, A. H., Nouri, K. Acute and chronic cutaneous reactions to ionizing radiation therapy. Dermatology and Therapy. 6 (2), 185-206 (2016).
  13. Mendelsohn, F. A., Divino, C. M., Reis, E. D., Kerstein, M. D. Wound care after radiation therapy. Advances in Skin & Wound. 15 (5), 216-224 (2002).
  14. Peter, R. U. Radiation Treatment and Radiation Reactions in Dermatology. , Springer. 185-188 (2015).
  15. Ejaz, A., Greenberger, J. S., Rubin, P. J. Understanding the mechanism of radiation induced fibrosis and therapy options. Pharmacology & Therapeutics. 204, 107399(2019).
  16. Williams, J. P., et al. Animal models for medical countermeasures to radiation exposure. Radiation research. 173 (4), 557-578 (2010).
  17. Ejaz, A., Epperly, M. W., Hou, W., Greenberger, J. S., Rubin, J. P. Adipose-derived stem cell therapy ameliorates ionizing irradiation fibrosis via hepatocyte growth factor-mediated transforming growth factor-beta downregulation and recruitment of bone marrow cells. Stem Cells. 37 (6), 791-802 (2019).
  18. Haubner, F., et al. Effects of external radiation in a co-culture model of endothelial cells and adipose-derived stem cells. Radiation Oncology. 8 (1), 66(2013).
  19. Ebrahimian, T. G., et al. Cell therapy based on adipose tissue-derived stromal cells promotes physiological and pathological wound healing. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 29 (4), 503-510 (2009).
  20. Haubner, F., et al. A co-culture model of fibroblasts and adipose tissue-derived stem cells reveals new insights into impaired wound healing after radiotherapy. International Journal of Molecular Sciences. 16 (11), 25947-25958 (2015).
  21. Urano, M., Kenton, L. A., Kahn, J. The effect of hyperthermia on the early and late appearing mouse foot reactions and on the radiation carcinogenesis: effect on the early and late appearing reactions. International Journal of Radiation Oncology Biology Physics. 15 (1), 159-166 (1988).
  22. Law, M., Thomlinson, R. The pathogenesis of necrosis after radiotherapy. The British Journal of Radiology. 47 (562), 740(1974).
  23. Abe, Y., Urano, M. Fraction size-dependent acute skin reaction of mice after multiple twice-a-day doses. International Journal of Radiation Oncology Biology Physics. 18 (2), 359-364 (1990).
  24. Inserra, M. M., Bloch, D. A., Terris, D. J. Functional indices for sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the mouse. Microsurgery. 18 (2), 119-124 (1998).
  25. Suckow, C. P. S. aM. A. Management of Animal Care and Use Programs in Research, Education, and Testing. Weichbrod, R. H., Thompson, G. A., Norton, J. N. , CRC Press/Taylor & Francis. (2018).
  26. Yamashita, S., Suzuki, S., Suzuki, S., Shimura, H., Saenko, V. Lessons from Fukushima: latest findings of thyroid cancer after the Fukushima nuclear power plant accident. Thyroid. 28 (1), 11-22 (2018).
  27. Cardis, E., et al. Cancer consequences of the Chernobyl accident: 20 years on. Journal of Radiological Protection. 26 (2), 127-140 (2006).
  28. Williams, N. R., et al. Radiation-induced fibrosis in breast cancer: A protocol for an observational cross-sectional pilot study for personalised risk estimation and objective assessment. International Journal of Surgery Protocols. 14, 9-13 (2019).
  29. Meineke, V., Fliedner, T. Radiation-induced multi-organ involvement and failure: challenges for radiation accident medical management and future research. The British Journal of Radiology. 78 (1), 196-200 (2005).
  30. Stone, H. B. Leg contracture in mice: an assay of normal tissue response. International Journal of Radiation Oncology Biology Physics. 10 (7), 1053-1061 (1984).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Włóknienie indukowane promieniowaniemmodel włóknienia skórytylna kończyna myszyekspozycja na promieniowaniewłóknienie przewlekłetest funkcjonalnyanaliza histologicznawskaźnik choduocena terapeutyczna

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.