Method Article

Mechanostymulacja organizmów wielokomórkowych za pomocą wysokoprzepustowego systemu kompresji mikroprzepływowej

DOI:

10.3791/64281

⸱

December 23rd, 2022

 ,  ,  , 
1Department of Mechanical Engineering, Carnegie Mellon University, 2Department of Biological Sciences, Carnegie Mellon University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje projekt, produkcję i charakterystykę systemu mikroprzepływowego zdolnego do wyrównania, unieruchomienia i precyzyjnego ucisku setek zarodków Drosophila melanogaster przy minimalnym zaangażowaniu użytkownika. System ten umożliwia obrazowanie w wysokiej rozdzielczości i odzyskiwanie próbek do analizy po stymulacji i może być skalowany w celu uwzględnienia innych wielokomórkowych systemów biologicznych.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podczas embriogenezy, skoordynowany ruch komórek generuje mechaniczne siły, które regulują ekspresję i aktywność genów. Do zbadania tego procesu wykorzystano narzędzia takie jak aspiracja lub kompresja szkiełka nakrywkowego, które umożliwiają mechaniczną stymulację całych zarodków. Podejścia te ograniczają projektowanie eksperymentalne, ponieważ są nieprecyzyjne, wymagają ręcznej obsługi i mogą przetwarzać tylko kilka zarodków jednocześnie. Systemy mikroprzepływowe mają ogromny potencjał w zakresie automatyzacji takich eksperymentalnych zadań przy jednoczesnym zwiększeniu przepustowości i precyzji. W artykule opisano system mikroprzepływowy opracowany w celu precyzyjnego wyciskania całych zarodków muszki owocowej (Drosophila melanogaster). System ten składa się z mikrokanalików z odkształcalnymi ściankami bocznymi uruchamianymi pneumatycznie i umożliwia wyrównanie zarodka, unieruchomienie, kompresję i pobieranie po stymulacji. Poprzez równoległe połączenie tych mikrokanałów w siedem linii, stałe lub dynamiczne wzorce kompresji mogą być stosowane do setek zarodków Drosophila jednocześnie. Wykonanie tego systemu na szklanym szkiełku nakrywkowym ułatwia jednoczesną stymulację mechaniczną i obrazowanie próbek za pomocą mikroskopów o wysokiej rozdzielczości. Co więcej, wykorzystanie biokompatybilnych materiałów, takich jak PDMS, oraz zdolność do przepływu płynu przez system sprawiają, że urządzenie to jest zdolne do długoterminowych eksperymentów z próbkami zależnymi od podłoża. Takie podejście eliminuje również konieczność ręcznego montażu, który powoduje mechaniczne naprężenia próbek. Co więcej, możliwość szybkiego pobierania próbek z mikrokanałów umożliwia analizy po stymulacji, w tym testy -omiczne, które wymagają dużej liczby próbek nieosiągalnej przy użyciu tradycyjnych metod stymulacji mechanicznej. Geometria tego systemu jest łatwo skalowalna do różnych systemów biologicznych, umożliwiając wielu dziedzinom korzystanie z opisanych w nim cech funkcjonalnych, w tym wysokiej przepustowości próbek, mechanicznej stymulacji lub unieruchomienia oraz automatycznego dopasowywania.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Żywe systemy nieustannie doświadczają i reagują na różne mechaniczne bodźce przez cały okres swojego życia1. Mechanotransdukcja jest powiązana z wieloma chorobami, w tym zaburzeniami rozwojowymi, utratą mięśni i kości oraz neuropatologiami poprzez szlaki sygnałowe bezpośrednio lub pośrednio dotknięte przez środowisko mechaniczne2. Jednak geny i białka, które są regulowane przez stymulację mechaniczną3 w mechanowrażliwych szlakach sygnałowych4 pozostają w dużej mierze nieznane5, co uniemożliwia wyjaśnienie mechanizmów regulacji mechanicznej i identyfikację celów molekularnych dla chorób związanych z patologiczną mechanotransdukcją6,7. Jednym z czynników ograniczających rzutowanie badań mechanobiologicznych na powiązane procesy fizjologiczne jest wykorzystanie pojedynczych komórek z konwencjonalnymi szalkami hodowlanymi zamiast nienaruszonych organizmów wielokomórkowych. Organizmy modelowe, takie jak Drosophila melanogaster (muszka owocowa), w znacznym stopniu przyczyniły się do zrozumienia genów, szlaków sygnałowych i białek zaangażowanych w rozwój zwierząt8,9,10. Niemniej jednak wykorzystanie Drosophila i innych wielokomórkowych organizmów modelowych w badaniach mechanobiologicznych było utrudnione przez wyzwania związane z narzędziami eksperymentalnymi. Konwencjonalne techniki przygotowania, sortowania, obrazowania lub stosowania różnych bodźców wymagają głównie ręcznej manipulacji; Podejścia te są czasochłonne, wymagają specjalistycznej wiedzy, wprowadzają zmienność i ograniczają projekt eksperymentu oraz wielkość próby11. Najnowsze osiągnięcia mikrotechnologiczne są doskonałym źródłem umożliwiającym tworzenie nowatorskich testów biologicznych o bardzo wysokiej przepustowości i ściśle kontrolowanych parametrach eksperymentalnych12,13,14.

Ten artykuł opisuje rozwój ulepszonego urządzenia mikroprzepływowego do ustawiania, unieruchamiania i precyzyjnego stosowania mechanicznej stymulacji w formie jednoosiowej kompresji do setek całych zarodków Drosophila15 (Rysunek 1). Integracja układu mikroprzepływowego ze szklanym szkiełkiem nakrywkowym umożliwiła obrazowanie konfokalne próbek w wysokiej rozdzielczości podczas stymulacji. Urządzenie mikroprzepływowe umożliwiło również szybkie pobranie zarodków po stymulacji do przeprowadzania testów -omicznych (Ryc. 2). Wyjaśnienia dotyczące rozważań konstrukcyjnych tego urządzenia, jak również produkcji przy użyciu miękkiej litografii i charakterystyki eksperymentalnej, są opisane w niniejszym dokumencie. Ponieważ wykonanie formy wafla krzemowego takiego urządzenia wymaga jednolitej powłoki z grubego fotorezystu (grubość >200 μm) na dużych obszarach z rowami o wysokim współczynniku kształtu (AR) (AR >5), metoda ta znacznie zmodyfikowała tradycyjny protokół wytwarzania formy fotolitograficznej. W ten sposób metoda ta ułatwiła obsługę, przyczepność, powlekanie, tworzenie wzorów i opracowywanie fotorezystu. Dodatkowo omawiane są potencjalne pułapki i ich rozwiązania. Na koniec zademonstrowano wszechstronność tej strategii projektowania i produkcji przy użyciu innych systemów wielokomórkowych, takich jak komory jajowe Drosophila i organoidy mózgowe16.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie formy do wafli krzemowych

  1. Wyczyść płytkę krzemową (patrz tabela materiałów) najpierw acetonem, a następnie alkoholem izopropylowym (IPA).
  2. Umieść wafel silikonowy na płycie grzejnej o temperaturze 250 °C na 30 minut w celu wypieku suszącego (Rysunek 3A).
  3. Pokryj płytkę krzemową heksametylodilazanem (HDMS) w piecu parowym (patrz tabela materiałów) (temperatura procesu: 150 °C, ciśnienie procesowe: 2 Torr, czas procesu: 5 min, objętość HDMS: 5 μL) (Rysunek 3B).
  4. Umieść butelkę fotorezystu SU-8 2100 (patrz tabela materiałów) w piekarniku o temperaturze 60 °C na 15 minut, aby zmniejszyć jego lepkość.
    UWAGA: Po podgrzaniu w piekarniku lepkość fotorezystu maleje. Fotorezystu o obniżonej lepkości można łatwiej obchodzić się i można je dokładniej wylać na płytkę.
  5. Umieść płytkę krzemową na płycie grzejnej o temperaturze 60 °C i wlej 1 ml podgrzanego fotorezystu na każdy cal płytki, aż fotorezystor pokryje większość powierzchni (Rysunek 3C).
  6. Przenieś pokrytą fotorezystem płytkę krzemową do powlekarki wirowej (patrz Tabela materiałów).
  7. Zastosuj wstępne wirowanie najpierw przy 250 obr./min przez 30 s, a następnie przy 350 obr./min przez kolejne 30 s, oba z przyspieszeniem 100 obr./min (Rysunek 3D).
  8. Usuń nadmiar fotorezystu z krawędzi płytki krzemowej za pomocą wacika do pomieszczeń czystych.
  9. Najpierw wiruj z prędkością 500 obr./min przez 15 s z przyspieszeniem 100 obr./min, a następnie z prędkością 1450 obr./min przez 30 s z przyspieszeniem 300 obr./min (Rysunek 3E).
  10. Usuń listwę krawędziową za pomocą wacika do pomieszczeń czystych.
  11. Umieść wafel silikonowy na płycie grzejnej o temperaturze 50 °C i spryskaj płytkę acetonem, aby usunąć niedoskonałości i zapewnić jednolitą powłokę (Rysunek 3F).
  12. Powoli zwiększaj temperaturę płyty grzejnej do 95 °C z prędkością 2°C/min.
  13. Miękki wafel silikonowy pieczemy w temperaturze 95 °C przez 50 minut (Rysunek 3G).
  14. Powoli schłodzić płytę grzejną do temperatury pokojowej z szybkością 2°C/min.
  15. Umieść płytkę krzemową na wyrównywaczu maski (patrz Tabela materiałów) i umieść na niej fotomaskę (patrz Rysunek Uzupełniający 1, aby zapoznać się z geometrią fotomaski).
  16. Wystaw płytkę krzemową na działanie światła UV o natężeniu 350 mJ/cm2 (35 mW/cm2 przez 10 s) przez fotomaskę za pomocą wyrównywacza maski kontaktowej (Rysunek 3H).
  17. Nakładaj kolejne wypieki poekspozycyjne na płytkę krzemową, umieszczając wafel na gorącej płycie w temperaturze 50 °C na 5 minut, w temperaturze 65 °C na dodatkowe 5 minut, a na koniec w temperaturze 80 °C na kolejne 20 minut (Rysunek 3I).
  18. Powoli schłodzić wafel krzemowy do temperatury pokojowej z szybkością 2 °C/min.
  19. Umieść mieszadło magnetyczne o nieco mniejszej średnicy niż płytka krzemowa w zlewce. Odwróć wafel silikonowy do góry nogami i umieść go na zlewce.
  20. Umieścić zlewkę w innej, większej zlewce i napełnić większą zlewkę świeżym roztworem wywoływacza (patrz tabela materiałów). Pozostaw płytkę krzemową zanurzoną w wywoływaczu na 30 minut z włączonym mieszadłem (Rysunek 3J).
  21. Przenieś płytkę krzemową do ultradźwiękowego sonikatora wypełnionego świeżym wywoływaczem przez 1 godzinę przy 40 kHz (Rysunek 3K).
  22. Dokładnie umyj wafel krzemowy roztworem IPA, aby uzyskać ostateczną formę do wafla krzemowego (Rysunek 3L).

2. Produkcja chipa mikroprzepływowego

  1. Umieść formę wafla krzemowego w eksykatorze razem z 10 kroplami (~500 μL) trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silanu (PFOCTS, patrz tabela materiałów) w małej łodzi wagowej w pobliżu.
  2. Podłączyć eksykator do pompy próżniowej o natężeniu około 200 Torr na 30 minut.
  3. Wyłączyć zawór eksykatora i odłączyć pompę próżniową na noc w celu nałożenia powłoki PFOCTS.
  4. Przygotować wstępnie utwardzony roztwór polidimetylosiloksanu (PDMS), mieszając bazę PDMS ze środkiem utwardzającym (patrz tabela materiałów) w stosunku 10:1.
  5. Odgazować mieszaninę, umieszczając ją w wirówce (500 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej).
    UWAGA: To wirowanie umożliwia migrację pęcherzyków na górną powierzchnię, a w konsekwencji usunięcie ich w krótkim czasie.
  6. Wlej odgazowany roztwór PDMS na formę do wafli krzemowych.
  7. Odgazuj go ponownie, aby usunąć pęcherzyki powietrza uwięzione na powierzchni formy.
  8. Utwardzaj PDMS w piecu o temperaturze 60 °C przez 1 godzinę i 50 minut (Rysunek 3M).
  9. Użyj skalpela, aby przeciąć granice utwardzonego obszaru PDMS odpowiadającego geometrii chipa mikroprzepływowego ( Rysunek 3N).
  10. Oderwij część PDMS i połóż ją do góry nogami na macie do cięcia.
  11. Użyj brzytwy, aby przyciąć część PDMS do jej ostatecznego kształtu (Rysunek 3O).
  12. Przebij otwory wlotowe i wylotowe w PDMS za pomocą stempla do biopsji (patrz Tabela materiałów) lub igły z końcówką (Rysunek 3P).
    1. Do otworu wlotowego zarodka użyj stempla o średnicy 4 mm.
    2. Do otworów wylotowych zarodków użyj dziurkacza o średnicy 1,3 mm.
    3. Do otworu wlotowego gazu użyj stempla 2 mm.
  13. Użyj kawałka taśmy klejącej, aby usunąć wszelkie cząstki, które mogą pozostać na wzorzystej powierzchni PDMS.
  14. Szkiełko prostokątne o wymiarach 24 mm x 60 mm należy najpierw oczyścić acetonem, a następnie alkoholem izopropylowym.
  15. Osusz szklaną powierzchnię za pomocą pistoletu pneumatycznego podłączonego do przefiltrowanego źródła powietrza.
  16. Nałóż piec odwadniający na szklane szkiełko, umieszczając je na płycie grzejnej o temperaturze 250 °C na 2 godziny (Rysunek 3Q).
  17. Przykryj szkiełko zlewką, aby zapobiec zanieczyszczeniu powierzchni.
  18. Umieść PDMS wzorzystą stroną do góry, a odwodnione szkło wsunąć do myjki plazmowej (patrz Tabela materiałów).
  19. Traktuj PDMS i szkiełko plazmą tlenową o mocy 18 W przez 30 s.
  20. Umieść PDMS na szkiełku podstawowym z jego wzorzystą powierzchnią skierowaną w stronę szkiełka, aby uszczelnić mikrokanały za pomocą wiązania kowalencyjnego (Rysunek 3R).
  21. Użyj pęsety, aby delikatnie docisnąć część PDMS do szklanego szkiełka, aby zapewnić pełny kontakt konformacyjny.
  22. Gotowy chip mikroprzepływowy należy przechowywać przez noc w temperaturze pokojowej, aby połączenie osiągnęło ostateczną wytrzymałość.

3. Przygotowanie zarodków muszki owocowej

  1. Pozwól dorosłym muchom Oregon-R złożyć jaja na płytkach z sokiem jabłkowym (1,5% agaru, 25% soku jabłkowego, 2,5% sacharozy) i zebrać płytki w pożądanym czasie rozwoju po złożeniu jaj dla danego eksperymentu.
    UWAGA: W obecnych eksperymentach płytki zostały zebrane po 140 minutach w celu przygotowania i sortowania zarodków na etapie celularyzacji17.
  2. Zalej agar płynem do płukania jaj zarodkowych (0,12 M NaCl, 0,04% Triton-X 100) i delikatnie porusz zarodki pędzlem, aby usunąć je z agaru.
  3. Przenieś zarodki do 50% roztworu wybielacza na 90 s, od czasu do czasu mieszając. Przecedź zarodki przez sito tkankowe i dokładnie zmyj roztwór wybielacza wodą.
  4. Przenieś zarodki na szklaną szalkę Petriego o średnicy 90 mm z wystarczającą ilością płynu do płukania jaj zarodków, aby całkowicie pokryć zarodki.
  5. Zbadaj zarodki z transillumination na mikroskopie preparacyjnym i wybierz zarodki o pożądanym etapie rozwoju do załadowania do urządzenia mikroprzepływowego.
    UWAGA: W tej aplikacji wybrano zarodki na etapie celularyzacji. Szczegółowe opisy, jak zapewnić prawidłowy dobór etapów rozwojowych, można znaleźć w podręczniku laboratoryjnym dla Drosophila17.

4. Stosowanie mechanicznej stymulacji do zarodków muszek owocowych za pomocą chipa mikroprzepływowego

  1. Zagruntować wszystkie siedem mikrokanalików zarodka, wypełniając je filtrowanym IPA o wielkości 0,4 μm przez główny port wlotowy zarodka.
  2. Zastąp IPA filtrowaną wodą dejonizowaną (DI) o wielkości 0,4 μm.
  3. Zastąp wodę demineralizowaną roztworem do płukania jaj zarodkowych.
  4. Zbierz około 100 wstępnie wybranych zarodków ze szklanej szalki Petriego za pomocą szklanej pipety.
  5. Odpipetować zarodki do portu wlotowego zarodka (Rysunek 4A).
  6. Zastosuj podciśnienie (tj. podciśnienie) o ciśnieniu około 3 PSI (tj. podciśnienie) do wlotu gazu za pomocą przenośnej pompy próżniowej, aby otworzyć mikrokanaliki zarodka.
  7. Przechyl chip mikroprzepływowy w dół, aby zarodki automatycznie wyrównały się i osiadły w mikrokanałach zarodka (Rysunek 4B).
  8. Jeśli wloty mikrokanalików zarodka zostaną zatkane przez wiele zarodków wchodzących jednocześnie, przechyl chip mikroprzepływowy w górę, a następnie ponownie w dół, aby usunąć zatkanie.
  9. W zależności od wymaganej przepustowości wprowadzić do mikrokanalików zarodkowych aż 300 zarodków.
  10. Po zakończeniu ładowania zarodków usuń podciśnienie, aby unieruchomić zarodki.
  11. Przechyl chip mikroprzepływowy z powrotem do pozycji poziomej (Rysunek 4C).
  12. Podłącz przenośne źródło nadciśnienia (patrz tabela materiałów) z manometrem do wlotu gazu, aby zastosować kompresję 3 PSI (Rysunek 4D).
  13. Stale sprawdzaj manometr, aby upewnić się, że stosowany jest stały poziom kompresji.
  14. Jeśli na zarodkach stymulowanych mechanicznie będą przeprowadzane eksperymenty obrazowania na żywo, należy umieścić chip mikroprzepływowy na standardowym uchwycie na szkiełku mikroskopowym z wlotem gazu podłączonym do źródła ciśnienia.
  15. Po zakończeniu eksperymentu z uciskiem zarodki mogą zostać pobrane do dalszej analizy. Aby to zrobić, najpierw przyłóż podciśnienie do wlotu gazu, aby uwolnić zarodki.
  16. Następnie przechyl chip mikroprzepływowy do góry, aby zarodki przesunęły się w kierunku portu wprowadzania zarodka (Rysunek 4E).
  17. Pobrać zarodki z chipa mikroprzepływowego za pomocą szklanej pipety.
    UWAGA: Po pobraniu można zbadać wpływ kompresji na rozwój i żywotność embrionalnego, hodując muszki owocowe do dorosłości. Zdolność urządzenia mikroprzepływowego do przetwarzania o wysokiej przepustowości umożliwia również wykorzystanie zarodków w dalszych testach omicznych, które wymagają dużej liczby próbek (Rysunek 2).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

System mikroprzepływowy jest podzielony na dwie podkomory oddzielone odkształcalnymi ścianami bocznymi PDMS. Pierwsza komora to płynny system, w którym zarodki Drosophila są wprowadzane, automatycznie wyrównywane, ustawiane w jednej linii i ściskane. Druga komora to system gazowy, w którym ciśnienie gazu po obu stronach kanałów sprężających jest kontrolowane przez ślepe mikrokanały w celu precyzyjnej kontroli efektywnej szerokości kanałów sprężania. Urządzenie mikroprzepływowe jest uszczelnione szklanym...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W artykule opisano rozwój urządzenia mikroprzepływowego do automatycznego ustawiania, unieruchamiania i precyzyjnego stosowania stymulacji mechanicznej do setek całych zarodków Drosophila . Integracja układu mikroprzepływowego z cienkim szklanym szkiełkiem nakrywkowym pozwoliła na obrazowanie zarodków za pomocą mikroskopii konfokalnej o wysokiej rozdzielczości podczas stymulacji. Urządzenie mikroprzepływowe umożliwiło również pobranie zarodków zaraz po stymulacji w celu przeprowadzenia dalszych testów biologiczn...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych interesów finansowych w produktach opisanych w tym manuskrypcie i nie mają nic więcej do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez National Science Foundation (CMMI-1946456), Biuro Badań Naukowych Sił Powietrznych (FA9550-18-1-0262) oraz National Institute of Health (R01AG06100501A1; R21AR08105201A1).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
100 ml trójkątne perforowane zlewki plastikowe z szalkami Petriego 60 mmFisher14-955-111BPerferat z otworami wentylacyjnymi
100 mm P B < 100> 0-100 500um SSP Test Grade Si WaferUniversity Wafer452
Stemple do biopsjiTed Pella15110
WybielaczNie specyficzny dla marki
Zestaw igiełCML Supply901
Nakładka maski kontaktowejQuintelQ4000 MA
Mata do cięciaDahleVantage 10670rozmiar: 24" x 36"
DeweloperKayaku Advance MaterialsSU-8 2000
Litograf bezpośredniego zapisuHeidelbergMLA100
MikroskopKażdy dostępny komercyjnie mikroskop preparacyjny ze światłem przechodzącym
Szklana szalka PetriegoFisherFB0875713A
Szkiełko szkiełkoweWarner Instruments64-0710  (Dokument CS-24/60)
Piekarnik HMDS Vapor PrimeTak InżynieriaTAK-3TA
NaClNie dotyczy marki
PiekarnikLabnetI5110A
PędzelNie dotyczy marki
PDMSDow CorningSylgard 184
PhotoresistMicroChemSU-8 2100
Myjka plazmowaHarrick PlasmaPDC-32G
Przenośne źródło ciśnieniahygger NajcichszyHGD946
ManometrCole-ParmerEW-68950-25
Powlekarka wirowaLaurellWS-650-8B
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silan (PFOCTS)Sigma-Aldrich448931-10G
Triton-X 100FisherAAA16046AP
RurkaSaint-Gobain02-587-1A
Cole-ParmerUX-08895-05
Pompa próżniowaCole-ParmerEW-07164-87
preparacyjny Myjka ultradźwiękowa

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wang, J. H. -C., Thampatty, B. P. An introductory review of cell mechanobiology. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 5 (1), 1-16 (2006).
  2. Ingber, D. Mechanobiology and diseases of mechanotransduction. Annals of Medicine. 35 (8), 564-577 (2003).
  3. Nims, R. J., Pferdehirt, L., Guilak, F. Mechanogenetics: Harnessing mechanobiology for cellular engineering. Current Opinion in Biotechnology. 73, 374-379 (2022).
  4. Bellin, R. M., et al. Defining the Role of Syndecan-4 in Mechanotransduction using Surface-Modification Approaches. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106, 22102-22107 (2009).
  5. Simpson, L. J., Reader, J. S., Tzima, E. Mechanical regulation of protein translation in the cardiovascular system. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 34(2020).
  6. Humphrey, J. D., Schwartz, M. A. Vascular mechanobiology: Homeostasis, adaptation, and disease. Annual Review of Biomedical Engineering. 23, 1-27 (2021).
  7. Maurer, M., Lammerding, J. The driving force: Nuclear mechanotransduction in cellular function, fate, and disease. Annual Review of Biomedical Engineering. 21, 443-468 (2019).
  8. Jennings, B. H. Drosophila-A versatile model in biology & medicine. Materials Today. 14 (5), 190-195 (2011).
  9. Konno, M., et al. State-of-the-art technology of model organisms for current human medicine. Diagnostics. 10 (6), 392(2020).
  10. Morgan, T. H. Sex limited inheritance in Drosophila. Science. 32 (812), 120-122 (1910).
  11. Wu, Q., Kumar, N., Velagala, V., Zartman, J. J. Tools to reverse-engineer multicellular systems: Case studies using the fruit fly. Journal of Biological Engineering. 13 (1), 1-16 (2019).
  12. Jayamohan, H., et al. Chapter 11 - Advances in Microfluidics and Lab-on-a-Chip Technologies. Molecular Diagnostics. Patrinos, G., et al. , Academic Press. Cambridge, MA. 197-217 (2017).
  13. Scheler, O., Postek, W., Garstecki, P. Recent developments of microfluidics as a tool for biotechnology and microbiology. Current Opinion in Biotechnology. 55, 60-67 (2019).
  14. Mohammed, D., et al. Innovative tools for mechanobiology: Unraveling outside-in and inside-out mechanotransduction. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 162(2019).
  15. Shorr, A. Z., Sönmez, U. M., Minden, J. S., LeDuc, P. R. High-throughput mechanotransduction in Drosophila embryos with mesofluidics. Lab on a Chip. 19 (7), 1141-1152 (2019).
  16. Kim, Y. T., et al. Mechanochemical Actuators of Embryonic Epithelial Contractility. Proceedings of the National Academy of Sciences. 40, 14366-14371 (2014).
  17. Ashburner, M. Drosophila. A Laboratory Handbook. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Long Island, NY. (1989).
  18. Qin, D., Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography for micro-and nanoscale patterning. Nature Protocols. 5 (3), 491(2010).
  19. Lee, H., et al. A new fabrication process for uniform SU-8 thick photoresist structures by simultaneously removing edge bead and air bubbles. Journal of Micromechanics and Microengineering. 21 (12), 125006(2011).
  20. Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography. Annual Review of Materials Science. 28 (1), 153-184 (1998).
  21. Sonmez, U. M., Coyle, S., Taylor, R. E., LeDuc, P. R. Polycarbonate heat molding for soft lithography. Small. 16 (16), 2000241(2020).
  22. Levario, T. J., Zhan, M., Lim, B., Shvartsman, S. Y., Lu, H. Microfluidic trap array for massively parallel imaging of Drosophila embryos. Nature Protocols. 8 (4), 721-736 (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microfluidic CompressionMechanical StimulationDrosophila EmbryosHigh Throughput MicrofluidicsEmbryo ImmobilizationLive ImagingPDMS MicrochannelsPneumatic ActuationDevelopmental MechanobiologyProteomics Analysis

Related Articles