Artykuł metodologiczny

Model oparzeń szczurów do badania oparzeń termicznych skóry o pełnej grubości i infekcji

DOI:

10.3791/64345

⸱

23 sierpnia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1UNC Eshelman School of Pharmacy, University of North Carolina at Chapel Hill, 2Department of Biochemistry & Pharmacology, School of Biomedical Sciences, Faculty of Medicine, Dentistry and Health Sciences, The University of Melbourne, 3Department of Microbiology & Immunology, University of North Carolina School of Medicine, 4Department of Surgery, University of North Carolina at Chapel Hill, 5Curriculum in Toxicology and Environmental Medicine, University of North Carolina at Chapel Hill, 6Department of Microbiology, Monash Biomedicine Discovery Institute, Monash University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Model naśladujący kliniczny scenariusz oparzeń i infekcji jest niezbędny do prowadzenia dalszych badań nad oparzeniami. Niniejszy protokół przedstawia prosty i powtarzalny model zakażenia oparzeniami szczurów, porównywalny do tego u ludzi. Ułatwia to badanie oparzeń i infekcji po oparzeniu w celu opracowania nowych miejscowych antybiotyków.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metodologie indukcji oparzeń są niekonsekwentnie opisane w modelach szczurzych. Jednolity model rany oparzeniowej, który reprezentuje scenariusz kliniczny, jest niezbędny do przeprowadzenia powtarzalnych badań oparzeń. Obecny protokół opisuje prostą i powtarzalną metodę tworzenia oparzeń o pełnej grubości ~20% całkowitej powierzchni ciała (TBSA) u szczurów. W tym przypadku pręt miedziany o średnicy 22,89cm2 (5,4 cm) podgrzany w temperaturze 97 °C w kąpieli wodnej został nałożony na powierzchnię skóry szczura w celu wywołania oparzenia. Miedziany pręt o wysokiej przewodności cieplnej był w stanie rozproszyć ciepło głębiej w tkance skórnej, aby wywołać oparzenie o pełnej grubości. Analiza histologiczna wykazuje osłabienie naskórka z uszkodzeniem krzepliwym na całej grubości skóry właściwej i tkanki podskórnej. Ponadto model ten jest reprezentatywny dla sytuacji klinicznych obserwowanych u hospitalizowanych pacjentów z oparzeniami po oparzeniach, takich jak dysregulacja immunologiczna i infekcje bakteryjne. Model może podsumować ogólnoustrojową infekcję bakteryjną zarówno przez bakterie Gram-dodatnie, jak i Gram-ujemne. Podsumowując, w artykule przedstawiono łatwy do nauczenia się i solidny model oparzeń szczurów, który naśladuje sytuacje kliniczne, w tym dysregulację immunologiczną i infekcje bakteryjne, co jest bardzo przydatne w opracowywaniu nowych miejscowych antybiotyków stosowanych na rany oparzeniowe i infekcje.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Urazy oparzeniowe należą do najbardziej niszczycielskich form urazów, a śmiertelność sięga 12% nawet w specjalistycznych centrach leczenia oparzeń1,2,3. Według niedawno opublikowanych raportów, ~486 000 pacjentów z oparzeniami wymaga opieki medycznej rocznie w Stanach Zjednoczonych, z prawie 3 500 zgonami1,2,3,4,5,6. Oparzenie stanowi poważne wyzwanie dla układu odpornościowego pacjenta i tworzy znaczną otwartą ranę, która goi się powoli, pozostawiając ich podatnych na kolonizację skórną, płucną i ogólnoustrojową przez szpitalne, oportunistyczne bakterie. Rozregulowanie immunologiczne w połączeniu z infekcją bakteryjną wiąże się ze zwiększoną zachorowalnością i śmiertelnością u pacjentów z oparzeniami7.

Model oparzeń i infekcji zwierząt jest niezbędny do badania patogenezy infekcji bakteryjnych po uszkodzeniu skóry i tłumieniu immunologicznym związanym z oparzeniami. Takie modele umożliwiają projektowanie i ocenę nowych metod leczenia zakażeń bakteryjnych u pacjentów z oparzeniami. Szczury i ludzie mają podobne cechy fizjologiczne i patologiczne skóry, które zostały wcześniej udokumentowane8. Ponadto szczury są mniejsze, dzięki czemu są łatwiejsze w obsłudze, tańsze oraz łatwiejsze do zdobycia i utrzymania niż większe modele zwierzęce.

Te cechy sprawiają, że szczury są idealnym modelowym zwierzęciem do badania oparzeń i infekcji9. Niestety, technika indukcji spalania jest niespójna i często minimalnie opisana10,11,12,13,14. Niniejszy protokół ma na celu opracowanie prostej, opłacalnej i powtarzalnej procedury tworzenia spójnego oparzenia o pełnej grubości w modelu szczurzym, który symuluje scenariusz kliniczny i może być wykorzystany do oceny supresji immunologicznej i infekcji bakteryjnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Północnej Karoliny i zostały przeprowadzone zgodnie z ustalonymi wytycznymi. Do eksperymentów wykorzystano samce i samice szczurów Sprague Dawley (250-300 g) w wieku 7-9 tygodni. Wszystkie zwierzęta były trzymane w cyklu 12 h: 12 h jasno-ciemnym ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody ad libitum. Zawsze współpracuj z lekarzem weterynarii w instytucji w celu ustalenia planu przeciwdziałania bólowi przed rozpoczęciem badania.

1. Przygotowanie szczurów do leczenia oparzeń

  1. Przygotuj zwierzęta na oparzenia na 24 godziny przed oparzeniem.
  2. Znieczulać szczura 5% izofluranem w 100% tlenu w komorze indukcyjnej przez 5 minut (szybkość przepływu: 2 l/min), aż oddech ulegnie spowolnieniu.
  3. Gdy szczur jest głęboko znieczulony (nie reaguje na szczypanie palców u nóg na wszystkich kończynach), przenieś szczura na poduszkę grzewczą w pozycji leżącej i zmniejsz poziom izofluranu do 1,5% tlenu w celu utrzymania przez stożek nosowy.
  4. Aby zapobiec wysuszeniu rogówki po znieczuleniu i w trakcie zabiegu, nałóż lubrykant do oczu na rogówki obu oczu za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką.
  5. Ogol obszar grzbietowy szczura za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia (patrz Tabela Materiałów) i usuń jak najwięcej włosów w dużym prostokącie od łopatek do podstawy ogona (Rysunek 2A).
  6. Oczyść ogolony obszar chusteczką nasączoną solą fizjologiczną, aby wytrzeć luźne włosy. Nałóż balsam do depilacji na ogolony obszar za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką i pozostaw na ~3 min.
    UWAGA: Stosowanie wspomnianego balsamu do depilacji przez ponad 3 minuty wywoła czerwone wysypki na skórze.
  7. Dwukrotnie przetrzyj obszar wilgotną gąbką z gazy, aby usunąć balsam i zapobiec podrażnieniu skóry.
  8. Wyłącz izofluran, usuń stożek nosowy i umieść szczura w klatce regeneracyjnej.
    UWAGA: Umieść poduszkę grzewczą w klatce odzyskiwania.
  9. Przenieś odzyskane zwierzę do czystej klatki w celu przeprowadzenia procedury oparzenia następnego dnia (może minąć ~10-15 minut, zanim szczur dojdzie do siebie po znieczuleniu).

2. Wywoływanie oparzeń u szczurów

  1. W dniu spalenia należy ustawić temperaturę łaźni wodnej na 97 °C i umieścić wszystkie cztery pręty miedziane (każdy po 420 g; Rysunek 1) w łaźni wodnej 1 godzinę przed eksperymentem oparzenia, aby pręty równomiernie się rozgrzały.
    UWAGA: Pręty muszą być zanurzone w wodzie. Przed eksperymentem sprawdź dokładność cyfrowego wyświetlacza temperatury za pomocą termometru.
  2. Znieczulić szczura, jak wspomniano w sekcji 1.
  3. Gdy szczur przestanie reagować na szczypanie palców u nóg wszystkich kończyn, umieść go na poduszce grzewczej w pozycji leżącej z 1,5% izofluranem w tlenie w celu konserwacji (Rysunek 2A).
    4. Wstrzyknąć morfinę (20 mg/kg masy ciała) drogą dootrzewnową (i.p.) w celu leczenia bólu6.
  5. Sprawdź temperaturę wody w łaźni wodnej. Ustaw minutnik i załóż rękawice żaroodporne.
  6. Wyjmij jeden rozgrzany pręt miedziany z łaźni wodnej i dotykaj nim grzbietu szczura przez 7 sekund, aby wywołać oparzenie.
    UWAGA: Zachowaj minimalną odległość (10-15 cm) między łaźnią wodną a zwierzęciem, aby zminimalizować straty ciepła i nie wywieraj nacisku na pręty podczas wywoływania oparzenia (tj. kontakt musi być utrzymywany grawitacyjnie).
  7. Zastosuj cztery oparzenia, używając jednego pręta na miejsce oparzenia, jedno po drugim, aby uzyskać około 20% oparzenia w pełnym kontakcie TBSA (Rysunek 2B).
  8. Po oparzeniu należy reanimować zwierzę poprzez wstrzyknięcie roztworu Ringera z mleczanami (0,1 ml/g masy ciała).
    UWAGA: Do reanimacji szczurów użyj roztworu dzwonka z mleczanami o dostosowanej temperaturze ciała.
  9. Wyłącz izofluran, usuń stożek nosowy i umieść szczura na macie grzewczej w celu odzyskania sprawności.

3. Przygotowanie inokulum bakteryjnego i zakażenie

  1. Zamrożoną próbkę Pseudomonas aeruginosa PAO1 i Staphylococcus aureus ATCC25923 umieścić na płytkach Müller Hinton Agar (MHA) na 2 dni przed eksperymentem oparzenia.
  2. Następnego dnia wybierz pojedynczą kolonię wyhodowanych bakterii z płytki i za pomocą pętli do zaszczepiania lekko zeskrob ją z płytki. Następnie umieścić go w probówce hodowlanej, aby zaszczepić 10 ml bulionu Muller Hinton (MHB) i hodować przez noc w temperaturze 37 °C w wytrząsarce inkubatora.
  3. W dniu oparzenia i zakażenia odwirować kulturę o masie 4 000 × g przez 5 minut. Umyć osad zwykłą solą fizjologiczną (0,9% roztwór NaCl).
  4. Zawiesić osad bakteryjny w soli fizjologicznej i rozcieńczyć do 0,1 OD600 nm (gęstość optyczna przy 600 nm). Rozcieńczyć inokulum bakteryjne, pobierając 200 μl tej zawiesiny bakteryjnej i mieszając ją z 800 μl soli fizjologicznej, aby uzyskać pożądane inokulum bakteryjne 2 × 107 jtk/ml.
  5. Wstrzyknąć 50 μl inokulum P. aeruginosa lub S. aureus przygotowanego w poprzednim etapie (dawka zakażenia 1 ×10 6 CFU) znieczulonemu szczurowi 15 minut po oparzeniu, używając igły 29 G podskórnie jak najbliżej rany oparzeniowej.
  6. Po zakażeniu rany po oparzeniu umieść szczura na poduszce grzewczej w celu rekonwalescencji. Gdy zwierzę wyzdrowieje (~15-20 min), umieść je w czystej klatce.
    UWAGA: Po oparzeniu trzymaj jednego szczura w klatce. Użyj mokrych granulek żywności, aby ułatwić żucie i umieść je na podłodze klatki, aby mieć łatwy dostęp.
  7. Napełnij butelki z wodą w klatce wodą z dodatkiem morfiny (0,4 mg/ml) w celu leczenia bólu.
    UWAGA: Morfina doustna odzwierciedla sytuację kliniczną u pacjentów z oparzeniami u ludzi. W badaniu tym wykorzystano doustną morfinę, aby utrzymać te eksperymenty porównywalne z pacjentami z oparzeniami u ludzi, po wielokrotnych konsultacjach z personelem weterynaryjnym. Dzienniki picia i wagi były prowadzone przez cały czas trwania eksperymentu. Używaj tego samego systemu pojenia podczas wszystkich zabiegów. Inne leki przeciwbólowe, takie jak buprenorfina, mogą być podawane podskórnie/dootrzewnowo zgodnie z wytycznymi instytucji zajmujących się opieką nad zwierzętami.
  8. Wypełnij listę kontrolną monitorowania i uważnie monitoruj zwierzęta pod kątem stresu lub choroby przez cały czas trwania eksperymentu.

4. Ocena urazu spowodowanego oparzeniem

  1. Oceń morfologicznie oparzenie skóry pod względem koloru i marginesu bezpośrednio po oparzeniu.
  2. Zabarwić poparzoną skórę hematoksyliną i eozyną (H&E), aby uwidocznić strukturę rany po oparzeniu i szczelinę nabłonkową15 (patrz krok 5.6 w celu przetworzenia próbki).

5. Przetwarzanie końcowe próbek szczurów i liczenie bakterii

  1. Poddaj szczura eutanazji po 24, 48 i 72 godzinach od oparzenia z przedawkowaniem znieczulenia.
  2. Pobrać próbki krwi od szczurów przez nakłucie serca i zebrać je w mini probówce.
    1. Przeanalizuj pełną morfologię krwi z próbek krwi, aby określić wpływ indukcji oparzeń na układ odpornościowy gospodarza.
  3. Zbierz skórę, tkankę podskórną, mięśnie, płuca i śledzionę w czasie eutanazji.
    UWAGA: Zachowaj jedną część (~1 cm × 1 cm; o wadze ~200-300 mg) skóry do barwienia H&E, a drugą część do liczenia bakterii.
  4. Zebrać tkanki do probówki zbiorczej o pojemności 10 ml i umieścić je w zwykłej soli fizjologicznej na lodzie w celu zliczenia bakterii.
  5. Znormalizować masę tkanki za pomocą soli fizjologicznej i homogenizować próbki za pomocą homogenizatora tkankowego (patrz Tabela materiałów).
    1. Seryjnie rozcieńczyć homogenaty tkankowe w roztworze soli fizjologicznej.
    2. Płytka 100 μl nierozcieńczonego homogenatu i wszystkie rozcieńczenia każdej próbki tkanki na płytkach agarowych z cetrymidem dla próbek pobranych od szczurów zakażonych P. aeruginosa.
      UWAGA: Używaj płytek agarowych z mannitolem do posiewu próbek pobranych od szczurów zakażonych S. aureus.
    3. Inkubować płytki w temperaturze 37 °C w inkubatorze przez 16-18 godzin.
    4. Następnego dnia policz kolonie bakteryjne na płytkach, pomnóż przez współczynnik rozcieńczenia, aby uzyskać liczbę CFU/ml, i znormalizuj z masą tkanki, aby obliczyć tkankę CFU/g.
    5. Zastosuj oprogramowanie do analizy danych, aby wykreślić liczbę bakterii w różnych narządach w różnych punktach czasowych pobierania próbek.
  6. Wykonaj barwienie H&E poparzonej skóry, aby uwidocznić strukturę rany i szczelinę nabłonkową.
    1. Za pomocą nożyczek i kleszczyków zębatych odetnij plaster skóry o wymiarach 1 cm x 1 cm od miejsca oparzenia i zanurz go w utrwalaczu (10% neutralna buforowana formalina, NBF) na 48 godzin w temperaturze pokojowej.
      UWAGA: Zakręć pojemnikiem, aby upewnić się, że wszystkie tkanki są całkowicie zanurzone w utrwalacza, przy czym objętość utrwalacza jest 30 razy większa od objętości tkanki.
    2. Odwodnić tkankę skórną 70% (v/v) etanolem przez 72 godziny w temperaturze pokojowej.
    3. Przetworzone odwodnione próbki w blokach parafinowych, aby pociąć sekcje i zabarwić za pomocą H&E15.
    4. Cyfrowo zobrazuj poplamione szkiełka w skanerze do slajdów (patrz tabela materiałów) za pomocą obiektywu 40x.
    5. Przeanalizuj zeskanowany obraz za pomocą oprogramowania (patrz Plik uzupełniający 1 w celu przetworzenia obrazu do analizy; patrz Tabela materiałów).
    6. Zbadaj wszystkie pola barwionego odcinka skóry, aby ocenić stan naskórka, skóry właściwej, tkanki podskórnej i mięśni szkieletowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiony tutaj protokół jest wysoce powtarzalny i doprowadził do oparzenia trzeciego stopnia o pełnej grubości u szczurów. Rana po oparzeniu staje się biała jak wosk po indukcji oparzenia (Ryc. 2B). Kolor urazu po oparzeniu zmienił się z białego na brązowy w ciągu 72 godzin po oparzeniu (Rysunek 2B-E).

Analiza histologiczna potwierdziła oparzenie pełnej grubości (głębokość >2,61 mm w 24 godzinach ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono kilka modeli oparzeń w celu zbadania patofizjologii oparzeń 8,12,16,17. W niniejszym badaniu wykorzystaliśmy model szczurzy w celu opracowania prostego i powtarzalnego protokołu wywoływania oparzenia o pełnej grubości, a następnie infekcji bakteryjnej, aby symulować zakażony uraz oparzenia u pacjentów. Wybór szczura jako modelu zwierzęcego do naśladowania warunków ludzkich opiera ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Wydziałowi Medycyny Porównawczej Uniwersytetu Północnej Karoliny za zapewnienie i opiekę nad zwierzętami. Dziękujemy Lauren Ralph i Mii Evangeliście z Pathology Services Core za fachową pomoc techniczną w zakresie histopatologii/patologii cyfrowej, w tym sekcji tkanek i obrazowania. Badania te zostały wsparte grantem badawczym z Departamentu Obrony (numer nagrody W81XWH-20-1-0500, GR i TV).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 1 mlBD, USA309597Służy do wstrzykiwania środka przeciwbólowego
1,7 ml MicrotubeOlympus, USA24-282Służy do przenoszenia morfiny
10% NBFVWR, USA16004-115Służy do mocowania kawałka skóry do barwienia
30 ml strzykawkiBD, USA302832Służy do wstrzykiwania roztworu mleczanu Ringera
70% alkohol etylowyFischer Naukowy, USABP28184
Patologia cyfrowa Aperio AT2  Skaner slajdów z oprogramowaniem ImageScopeAperio, Technologies Inc., Vista, CA, USAn/aSkanowanie H & E preparaty i analiza
Płytki agarowe z cetrymidemBD, USA285420Płytki z selektywnymi podłożami do wzrostu Pseudomonas aeruginosa
Pręty miedzianenie dotyczydotyczySłuży do wywoływania oparzeń
Aplikatory z bawełnianą końcówkąOMEGA Zaopatrzenie chirurgiczne, USA4225-IMCSłuży do nakładania maści do oczu
Golarka elektrycznaOster, USAGolden A5Służy do usuwania włosów po stronie grzbietowej
Lubrykant do oczuDechra, Wielka Brytanian/aŚrodek zwilżający oczy zapewniający długotrwały komfort i zapobiegający wysuszeniu oczu
Puchowe wypełnione podkładkiMedline, USAMSC281225Stosowany w procedurze oparzeń
KleszczFST11027-12Służy do przytrzymywania kawałka skóry
Gąbki z gazyOasis, USAPK412Służy do czyszczenia nałożonego kremu naair od strony grzbietowej 
Rękawice żaroodpornenie dotyczySłuży do przytrzymywania rozgrzanych prętów miedzianych
Analizator hematologicznyLaboratoria IDEXX, USAProCyte Dx
Kent Scientific, USAvetFlo-0730Służy do znieczulania zwierząt
Strzykawka insulinowaBD, USA329461
IsofluranePivetal, USANDC46066-755-04Służy do znieczulania szczurów w celu wywołania utraty przytomności
Parownik izofluranun/adotyczy
mleczanowego roztworu ringeraicumedical, USANDC0990-7953-09Służy do resuscytacji szczurów
Rozsiewacz w kształcie litery LFischer Scientific, USA14-665-230
Mannitol AgarBD, USA211407Selektywne płytki do pożywek Staphylococcus aureus growth
Probówki Minicollect (K2EDTA)greiner bio-one, USA450480Służy do pobierania krwi
MorfinaMallinckrodt, Wielka BrytaniaNDC0406-8003-30Ta analgezja była stosowana w celu wywołania niezdolności do odczuwania bólu po oparzeniu
Muller Hinton BulionBD, USA275730
Muller Hinton II AgarBD, Stany Zjednoczone211438
Emulsja do depilacji NairNair, USAn/aSłuży do usuwania resztek włosów po stronie grzbietowej
Igła 23 GBD, USASłuży do wstrzykiwania roztworu Ringera mleczanowego
Sól fizjologiczna Sól fizjologiczna
ThermoScientific, USAGenesys 30
Szczury Sprague-Dawley, samiec i samicaCharles River Labsn/awieku 7-9 tygodni do indukcji oparzeń
Nożyczki chirurgiczneFST14501-14Służy do wycinania pożądanego kawałka skóry
Probówki do pobierania tkanekGlobe Scientific220101236
Homogenizator tkanekKinematica, Inc, USAPOLYTRON PT2100Służy do homogenizacji próbek tkanek
Łaźnia wodnaFischer Scientific, USAn/aSłuży do wywoływania oparzeń
Obciążona poduszka grzewczaComfytemp, USAn/aStosowany podczas zabiegu w celu utrzymania ciepła ciała szczura
nie Komora indukcyjna nie 305193 Spektrofotometr w

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Peck, M., Molnar, J., Swart, D. A global plan for burn prevention and care. Bulletin of the World Health Organization. 87, 802-803 (2009).
  2. American Burn Association. Burn incidence and treatment in the United States: 2011 fact sheet. Chicago: American Burn Association. , (2011).
  3. Miller, S. F., et al. National burn repository 2007 report: a synopsis of the 2007 call for data. Journal of Burn Care & Research. 29 (6), 862-870 (2008).
  4. Kruger, E., Kowal, S., Bilir, S. P., Han, E., Foster, K. Relationship between patient characteristics and number of procedures as well as length of stay for patients surviving severe burn injuries: analysis of the American Burn Association National Burn Repository. Journal of Burn Care & Research. 41 (5), 1037-1044 (2020).
  5. American Burn Association. Burn incidence and treatment in the United States: 2016. Burn Incidence Fact Sheet. Chicago: American Burn Association. , (2016).
  6. Willis, M. L., et al. Plasma extracellular vesicles released after severe burn injury modulate macrophage phenotype and function. Journal of Leukocyte Biology. 111 (1), 33-49 (2022).
  7. Kartchner, L. B., et al. One-hit wonder: late after burn injury, granulocytes can clear one bacterial infection but cannot control a subsequent infection. Burns. 45 (3), 627-640 (2019).
  8. Abdullahi, A., Amini-Nik, S., Jeschke, M. Animal models in burn research. Cellular and Molecular Life Sciences. 71 (17), 3241-3255 (2014).
  9. Cai, E. Z., et al. Creation of consistent burn wounds: a rat model. Archives of Plastic Surgery. 41 (4), 317(2014).
  10. Pessolato, A. G. T., dos Santos Martins, D., Ambrósio, C. E., Mançanares, C. A. F., de Carvalho, A. F. Propolis and amnion reepithelialise second-degree burns in rats. Burns. 37 (7), 1192-1201 (2011).
  11. Gurung, S., Škalko-Basnet, N. Wound healing properties of Carica papaya latex: in vivo evaluation in mice burn model. Journal of Ethnopharmacology. 121 (2), 338-341 (2009).
  12. Eloy, R., Cornillac, A. Wound healing of burns in rats treated with a new amino acid copolymer membrane. Burns. 18 (5), 405-411 (1992).
  13. Upadhyay, N., et al. Safety and healing efficacy of Sea buckthorn (Hippophae rhamnoides L.) seed oil on burn wounds in rats. Food and Chemical Toxicology. 47 (6), 1146-1153 (2009).
  14. El-Kased, R. F., Amer, R. I., Attia, D., Elmazar, M. M. Honey-based hydrogel: In vitro and comparative In vivo evaluation for burn wound healing. Scientific Reports. 7 (1), 1-11 (2017).
  15. Fan, G. -Y., et al. Severe burn injury in a swine model for clinical dressing assessment. Journal of Visualized Experiments. (141), e57942(2018).
  16. Davenport, L., Dobson, G., Letson, H. A new model for standardising and treating thermal injury in the rat. MethodsX. 6, 2021-2027 (2019).
  17. Kaufman, T., Lusthaus, S., Sagher, U., Wexler, M. Deep partial skin thickness burns: a reproducible animal model to study burn wound healing. Burns. 16 (1), 13-16 (1990).
  18. Casal, D., et al. Blood supply to the integument of the abdomen of the rat: a surgical perspective. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 5 (9), (2017).
  19. Casal, D., et al. A model of free tissue transfer: the rat epigastric free flap. Journal of Visualized Experiments. (119), e55281(2017).
  20. Naldaiz-Gastesi, N., Bahri, O. A., Lopez de Munain, A., McCullagh, K. J., Izeta, A. The panniculus carnosus muscle: an evolutionary enigma at the intersection of distinct research fields. Journal of Anatomy. 233 (3), 275-288 (2018).
  21. Weber, B., et al. Modeling trauma in rats: similarities to humans and potential pitfalls to consider. Journal of Translational Medicine. 17 (1), 1-19 (2019).
  22. Nguyen, J. Q. M., et al. Spatial frequency domain imaging of burn wounds in a preclinical model of graded burn severity. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 066010(2013).
  23. Sobral, C., Gragnani, A., Morgan, J., Ferreira, L. Inhibition of proliferation of Pseudomonas aeruginosa by KGF in an experimental burn model using human cultured keratinocytes. Burns. 33 (5), 613-620 (2007).
  24. Olivera, F., Bevilacqua, L., Anaruma, C., Boldrini Sde, C., Liberti, E. Morphological changes in distant muscle fibers following thermal injury i n Wistar rats. Acta Cirurgica Brasileira. 25, 525-528 (2010).
  25. Davies, J. W. Physiological Responses to Burning Injury. , Academic Press. (1982).
  26. Neely, C. J., et al. Flagellin treatment prevents increased susceptibility to systemic bacterial infection after injury by inhibiting anti-inflammatory IL-10+ IL-12-neutrophil polarization. PloS One. 9 (1), e85623(2014).
  27. Dunn, J. L., et al. Direct detection of blood nitric oxide reveals a burn-dependent decrease of nitric oxide in response to Pseudomonas aeruginosa infection. Burns. 42 (7), 1522-1527 (2016).
  28. Gouma, E., et al. A simple procedure for estimation of total body surface area and determination of a new value of Meeh's constant in rats. Laboratory Animals. 46 (1), 40-45 (2012).
  29. Dawson, N. The surface-area/body-weight relationship in mice. Australian Journal of Biological Sciences. 20 (3), 687-690 (1967).
  30. Moins-Teisserenc, H., et al. Severe altered immune status after burn injury is associated with bacterial infection and septic shock. Frontiers in Immunology. 12, 529(2021).
  31. Robins, E. V. Immunosuppression of the burned patient. Critical Care Nursing Clinics. 1 (4), 767-774 (1989).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Oparzenie pe nej grubo ci sk ryzaka enie rany oparzeniowejmetoda indukcji oparzezaka enie bakteryjnegojenie ranPseudomonas aeruginosaStaphylococcus aureusbadanie antybiotyk w stosowanych miejscowoanaliza histologiczna

Powiązane artykuły