Artykuł metodologiczny

Transdermalny pomiar szybkości filtracji kłębuszkowej u prosiąt wentylowanych mechanicznie

DOI:

10.3791/64413

⸱

13 września 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology, College of Medicine University of Tennessee Health Science Center

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Współczynnik filtracji kłębuszkowej (GFR) jest idealnym markerem do oceny funkcji nerek. Jednak standardowa metoda pomiaru polegająca na wstrzykiwaniu inuliny z seryjną analizą krwi i moczu jest niepraktyczna. W artykule przedstawiono praktyczną metodę transdermalnego pomiaru GFR u prosiąt.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transdermalny pomiar współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR) został wykorzystany do oceny funkcji nerek u świadomych zwierząt. Ta technika jest dobrze znana u gryzoni do badania ostrego uszkodzenia nerek i przewlekłej choroby nerek. Pomiar GFR przy użyciu systemu transdermalnego nie został jednak zwalidowany u świń, gatunku o układzie nerkowym podobnym do ludzkiego. W związku z tym zbadaliśmy wpływ sepsy na przezskórny GFR u znieczulonych i wentylowanych mechanicznie nowonarodzonych świń. Sepsa wielodrobnoustrojowa została wywołana przez podwiązanie i nakłucie jelita ślepego (CLP). Transdermalny system pomiaru GFR składający się ze zminiaturyzowanego czujnika fluorescencji został przymocowany do ogolonej skóry świni w celu określenia klirensu skoniugowanej z fluoresceiną i izotiocyjanianem (FITC) sinistryny, znacznika GFR wstrzykiwanego dożylnie. Nasze wyniki pokazują, że po 12 godzinach od CLP stężenie kreatyniny w surowicy wzrosło wraz ze spadkiem GFR. Badanie to po raz pierwszy pokazuje użyteczność transdermalnego podejścia GFR w określaniu funkcji nerek u nowonarodzonych świń wentylowanych mechanicznie.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praktyczna i ilościowa ocena funkcji nerek to pomiar współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR), który mówi o tym, jak dobrze nerki filtrują krew na zasadzie klirensu1. Wcześniejsza metoda pomiaru GFR polega na dożylnym wstrzykiwaniu związków egzogennych, takich jak inulina lub sinistryna, przeprowadzaniu seryjnych pomiarów poziomu w osoczu/moczu w celu wykrycia ich klirensu2,3. Ta metoda jest kłopotliwa, wymaga seryjnego pobierania próbek osocza i moczu4. Alternatywą jest pomiar endogennych produktów końcowych przemiany materii, takich jak kreatynina. Jest to jednak czasochłonne, a czasami niedokładne, ponieważ jest nie tylko filtrowane przez kłębuszki nerkowe, ale także wydzielane przez kanaliki5,6. Ponadto na poziom kreatyniny ma wpływ płeć, wiek, dieta i masa mięśniowa7,8,9.

Bardziej precyzyjną, minimalnie inwazyjną i powszechnie stosowaną miarą GFR jest użycie transdermalnych monitorów GFR, które mierzą GFR w czasie rzeczywistym u zwierząt4,10. Sinistrin, wysoce rozpuszczalny i swobodnie filtrowany egzogenny marker nerkowy, jest znakowany izotiocyjanianem fluoresceiny (FITC). Ten sprzężony związek jest wstrzykiwany dożylnie, a czynność nerek w czasie rzeczywistym może być oceniana bez pobierania próbek krwi i moczu11. Stosowanie transdermalnego pomiaru GFR zostało zatwierdzone u gryzoni12, dogs13 i cats14, ale nie u świń.

Gatunki świń mają kilka cech anatomicznych i fizjologicznych wspólnych z ludźmi, co czyni je idealnymi zwierzętami do badania różnych chorób ludzkich15. Wykorzystanie świń w translacyjnych badaniach biomedycznych staje się coraz bardziej popularne i preferowane w stosunku do modeli gryzoni, ponieważ naśladuje ludzką fizjologię i patofizjologię16. Nowonarodzone świnie są interesujące w zrozumieniu mechanizmów chorób charakterystycznych dla pacjentów pediatrycznych17. Co więcej, niedawny postęp w transplantacji narządów od świni do człowieka stwarza potrzebę rozszerzenia narzędzi diagnostycznych do badań przedklinicznych i klinicznych18,19,20,21. W niniejszej pracy, po raz pierwszy, przedstawiono wytyczne dotyczące stosowania urządzenia transdermalnego do pomiaru GFR u nowonarodzonych świń.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedury są napisane zgodnie z krajowymi standardami opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) of the University of Tennessee Health Science Center (UTHSC).

UWAGA: Prosięta w grupie eksperymentalnej są poddawane podwiązaniu i nakłuciu jelita ślepego, podczas gdy grupa pozorowana przechodzi tylko otwarcie brzucha bez podwiązania lub nakłucia jelita ślepego. Prosięta w obu grupach są trzymane w znieczuleniu przez 12 godzin po zabiegu, aby zapewnić wystarczająco dużo czasu na wystąpienie sepsy i ostrego uszkodzenia nerek (AKI) w grupie eksperymentalnej. Transdermalny pomiar GFR nastąpi po 8 godzinach po zabiegu, w sumie przez 12 godzin.

1. Zaopatrzenie i trzymanie prosiąt

  1. Zidentyfikuj lokalną fermę trzody chlewnej, która może zapewnić nowonarodzone prosięta w wieku 3-5 dni. Zaplanuj dostawę na początku tygodnia, aby zakończyć eksperymenty, zanim jakiekolwiek prosięta będą starsze niż 7 dni.
    UWAGA: Dostawca dostarczył od trzech do pięciu prosiąt w poniedziałki na potrzeby tego eksperymentu; do piątku prosięta zostałyby poddane eksperymentowi. Używanie osób tej samej płci i w podobnym wieku jest niezbędne, aby uniknąć czynników zakłócających.
  2. Po przybyciu prosiąt upewnij się, że mają one indywidualny identyfikator (np. kolczyk w uchu i rejestr zawierający wagę i wiek).
  3. Trzymaj prosięta w jednostce opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi (LACU) pod opieką licencjonowanego lekarza weterynarii. Zwierzęta są trzymane jako grupa w przestronnym kojcu z solidną podłogą, którą można łatwo umyć wodą, aby utrzymać dobre warunki sanitarne.
  4. Dodaj mebel, taki jak ciężka piłka, aby umożliwić wzbogacenie i stymulację środowiska.
  5. Upewnij się, że LACU zapewnia optymalne warunki środowiskowe, w tym następujące kluczowe elementy: warunki sanitarne, odżywianie, kontrolę temperatury, wentylację i cykl dnia i nocy poprzez sterowanie oświetleniem.
  6. Poproś lekarza weterynarii o codzienną kontrolę prosiącia, w tym pomiar wagi, aby poinformować badacza, jeśli jakiekolwiek prosię wydaje się chore, co może wymagać wykluczenia z doświadczenia.
  7. Pozostaw prosięta na co najmniej 1 dzień, aby zaaklimatyzowały się w środowisku, co pomaga zminimalizować stres.

2. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Przygotuj stanowisko chirurgiczne przed rozpoczęciem eksperymentu. Obejmuje to poduszkę grzewczą, cewniki, respirator, rurkę dotchawiczą, heparynizowaną sól fizjologiczną i worek płynu mleczanowego dzwonka.
    UWAGA: Prosięta mają słabą pojemność termoregulacyjną i są podatne na hipotermię, która zmienia hemodynamikę22,23. Dlatego niezbędne jest zapewnienie wystarczającej ilości czasu na rozgrzanie się poduszki grzewczej.
  2. Przygotować 10 mg/ml α-chloralozy, mieszając ją z solą fizjologiczną w temperaturze 60 °C, aż mieszanina będzie klarowna. Nie należy przegrzewać roztworu, aby uniknąć krystalizacji leku po schłodzeniu. Przefiltrować za pomocą filtra strzykawkowego (rozmiar 0,22 μm) przed podaniem prosiąt
    3. .
  3. Przygotuj leki znieczulające na podstawie masy ciała zwierzęcia - ketamina: 20 mg / kg i ksylazyna: 2,2 mg / kg. Stosować α-chloralozę (5 ml/kg) w celu utrzymania znieczulenia.
    UWAGA: α-chloraloza jest stosowana ze względu na łatwość podawania dożylnego w porównaniu z
    znieczulenie, ponieważ te ostatnie wymagają aparatu znieczulającego i odpowiedniego systemu oczyszczania, które mają być dostarczane przez rurkę dotchawiczą.

3. Znieczulenie

  1. Przeprowadzić indukcję znieczulenia w kojcu dla świń, środowisku znanym prosiątom, aby uniknąć nadmiernego stresu.
  2. Delikatnie podnieś prosię za tylne nogi i podaj ketaminę: 20 mg/kg i ksylazynę: 2,2 mg/kg w tylną nogę w mięśniu półbłoniastym/półścięgnistym, używając igły 23 G 3/4.
  3. Odczekaj kilka minut, aż leki zaczną działać. Sprawdź odpowiedni poziom znieczulenia, upewniając się, że zwierzę jest wystarczająco zrelaksowane, aby mogło być nieruchome, z utratą odruchu powiekowego i tonu żuchwy, aby umożliwić łatwy i bezpieczny transport do stanowiska chirurgicznego. Oceń odruch powiekowy, dotykając wewnętrznego kącika oka; Brak mrugania wskazuje na odpowiednie znieczulenie.

4. Tracheostomia

UWAGA: Ten eksperyment nie ma na celu przeżycia, więc wykonuje się tracheotomię w celu stworzenia dróg oddechowych dla wentylacji mechanicznej. Tracheostomia jest szybką i łatwą procedurą, w przeciwieństwie do intubacji dotchawiczej, która jest trudna u prosiąt ze względu na ich anatomię głowy i górnych dróg oddechowych24,25. Ponadto podczas intubacji często zgłaszany jest skurcz krtani, co skutkuje przedłużonym okresem niedotlenienia i hiperkarbii, co może pogorszyć wyniki26.

  1. Ustaw prosię w pozycji leżącej grzbietowej. Zidentyfikuj chrząstkę tarczycy, dotykając palpacyjnie wypukłości chrząstki tarczycy, która jest jędrna. Wysterylizuj obszar za pomocą jodu powidonu i 70% etanolu przed nałożeniem sterylnego serwowania.
  2. Za pomocą ostrza chirurgicznego wykonaj 2-3 cm brzuszne nacięcie linii środkowej poniżej ogonowego końca chrząstki tarczycy.
  3. Za pomocą zakrzywionego hemostatu komara tępo wypreparuj leżące nad nim tkanki podskórne i mięśnie (sternohyoideus i coli skórne), aż do uwidocznienia błony tarczycy i kilku pierwszych pierścieni tchawicy. Podczas sekcji należy zachować ostrożność, aby nie uszkodzić naczyń krwionośnych.
  4. Uzyskaj wyraźny widok błony tarczycy i pierścieni tchawicy24, a następnie użyj pary długich kleszczy do mieszania pod kątem prostym, aby podnieść struktury.
    1. Za pomocą małych nożyczek wykonaj małe nacięcie na błonie tarczycy lub pierwszym pierścieniu tchawicy. Przedłuż cięcie w poziomie do ~0,5 cm, aby przejść przez rurkę dotchawiczą o średnicy 3,0 mm.
    2. Włóż rurkę do oznaczenia 5 cm. Upewnij się, że obustronne rozszerzanie klatki piersiowej i odgłosy oddechu przed zamocowaniem rurki.
  5. Przełóż taśmę pępowinową wokół tchawicy, aby zabezpieczyć ją na miejscu. Dodatkowa taśma służy do mocowania rurki do podstawy szczęki.
  6. Włączyć respirator, podłączyć rurkę dotchawiczą i przekręcić określone pokrętła (np. Pokrętła SIMV, pokrętła PEEP itp.), aby wybrać następujące ustawienia linii bazowej. Tryb kontroli ciśnienia: zsynchronizowana przerywana wentylacja mechaniczna (SIMV); szczytowe ciśnienie wdechowe () - 15; dodatnie ciśnienie końcowe wydechowe (PEEP) - 5; Stawka- 20; I-czas - 0,6. Po pierwszej analizie gazometrii należy dostosować ustawienia respiratora zgodnie z wynikami gazometrii krwi, mając na celu utrzymanie odpowiedniego natlenienia i wentylacji.

5. Kanituacja naczynia udowego

  1. Ustal drogi oddechowe i wentylację, zanim zwrócisz uwagę na naczynia udowe w celu uzyskania dostępu żylnego i inwazyjnego monitorowania ciśnienia krwi. Tętnicę udową identyfikuje się poprzez wyczucie pulsu w rowku między mięśniami sartoriusa i gracilisa, a żyłę można znaleźć tylko przyśrodkowo do tętnicy.
  2. Gdy prosię leży w grzbietowej pozycji leżącej, wysterylizuj obszar pachwiny za pomocą jodu powidonu i etanolu oraz nałóż serwetę o odpowiedniej wielkości.
  3. Za pomocą ostrza chirurgicznego wykonaj 3-4 cm podłużne nacięcie, zaczynając od czaszki w zgięciu pachwinowym i rozciągając się dystalnie wzdłuż kanału udowego.
  4. Zastosuj i ostre rozwarstwienie, używając odpowiednio zakrzywionych kleszczy i nożyczek do komarów, aby wypreparować do poziomu pęczka nerwowo-naczyniowego kości udowej. Wiązkę można znaleźć głęboko w ciele mięśnia gracillis27. Przeprowadzić obwodzie rozwarstwienie tętnicy i żyły udowej na przestrzeni 2-3 cm, aby umożliwić kaniulację. W razie potrzeby podwiązuj małe boczne gałęzie.
  5. Zastosuj jedwabny krawat 3.0 zarówno na bliższym i dalszym końcu tętnicy, jak i żyły, aby zapewnić przyczepność. Zawiąż dystalny szew jedwabny zarówno na żyle, jak i tętnicy, podwiązując naczynia.
  6. Zaczynając od żyły udowej, utrzymuj dystalną i proksymalną przyczepność jedwabnych opasek, a następnie użyj pary mikronożyczek, aby wykonać janotomię.
  7. Następnie użyj wprowadzacza cewnika do pobierania żył, aby otworzyć naczynie, wprowadzając wstępnie odmierzony cewnik poliuretanowy o średnicy wewnętrznej x średnicy zewnętrznej 0,86 mm x 1,32 mm. Po włożeniu zawiąż proksymalny jedwabny szew 3,0, aby zamocować cewnik. Przepłukać cewnik 3 ml heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej (1 j./ml). Roztwór ten można przygotować, dodając 0,5 ml heparyny do 50 ml soli fizjologicznej.
  8. Włóż inwazyjny cewnik do pomiaru ciśnienia krwi, stosując tę samą metodę powyżej, aby utworzyć arteriotomię i przejść przez cewnik.
    UWAGA: Utrzymanie przyczepności dystalnej i proksymalnej jest niezbędne, aby zminimalizować utratę krwi podczas uzyskiwania dostępu do tętnicy.
  9. Po zabezpieczeniu cewników przykryj to miejsce gazą nasączoną solą fizjologiczną, a jeśli to konieczne, skórę można zszyć za pomocą jedwabnego szwu 3,0, aby zapobiec infekcji.

6. Utrzymanie znieczulenia, płynów i gazometrii krwi

  1. Monitoruj głębokość znieczulenia przez cały czas trwania eksperymentu, używając tonu żuchwy i odruchu powiekowego, a następnie podawaj dożylnie α-chloralozę, zgodnie z potrzebami, aby utrzymać zwierzę w głębokim znieczuleniu. Początkową dawkę nasycającą należy stosować 50 mg/kg mc., a w przypadku kolejnych bolusów 20 mg/kg mc.
  2. Podawać mleczan pierścienia w ilości 4 ml/kg/h przez cały czas trwania eksperymentu jako płyn konserwacyjny. Na przykład, jeśli masa prosięcia wynosi 3 kg, szybkość infuzji płynów wynosi 12 ml/h.
  3. W przypadku analizy gazów przyłóżkowych należy pobrać próbkę krwi tętniczej do strzykawki z gazometryzacją krwi w heparyniźnie i przedstawić próbkę analizatorowi. Wybierz opcję gazometria krwi tętniczej i poczekaj ~2-3 sekundy, aż analizator przedstawi igłę do pobierania krwi.
    1. Ostrożnie wprowadzić igłę do końca strzykawki zawierającej próbkę krwi. Poczekaj, aż analizator zaaspiruje wymaganą próbkę i wyjmij strzykawkę. Pozwól maszynie przeanalizować gazometrię krwi i przedstawić wyniki.
    2. Na podstawie wyników dostosuj wentylator tak, aby utrzymywał pH w zakresie 7,35-7,45, ciśnienie parcjalne dwutlenku węgla (PCO2) w zakresie 35-45 mmHg i ciśnienie parcjalne tlenu (PaO2) w zakresie 80-150 mmHg. Ustawienia różnią się w zależności od typu respiratora, ale w dużej mierze polegają na zwiększaniu lub zmniejszaniu częstości oddechów za pomocą odpowiednich pokręteł w celu kompensacji niedotlenienia i/lub hiperkapnii.
  4. Pobrać 3 ml krwi do jasnozielonej probówki (heparyna litowa). Odwirować próbkę o masie 2000 xg przez 15 minut, utrzymywać w temperaturze 4 °C w celu ekstrakcji osocza. Po zakończeniu osocze może być natychmiast analizowane pod kątem stężenia kreatyniny w surowicy za pomocą przyłóżkowego analizatora biochemicznego lub przechowywane w temperaturze -80 °C do późniejszej analizy.
  5. Monitoruj temperaturę w sposób ciągły za pomocą termometru z sondą doodbytniczą i dostosuj temperaturę poduszki grzewczej, aby utrzymać temperaturę prosiąt w zakresie od 101 do 103 °F.

7. Grupa eksperymentalna; podwiązanie i perforacja kątnika (CLP) 25,28,29

UWAGA: Dla prosiąt w grupie eksperymentalnej wykonaj CLP w celu wywołania sepsy wielomikrobiologicznej28 i monitoruj zwierzę przez 12 godzin po operacji, aby dać wystarczająco dużo czasu na wystąpienie ciężkiej sepsy. Transdermalny zapis GFR rozpoczyna się po 8 godzinach od podwiązania jelita ślepego, aby umożliwić 4 godziny rejestracji.

  1. Użyj ostrza chirurgicznego, aby wykonać pionowe nacięcie przyśrodkowe o długości 5-6 cm, ponieważ jelito ślepe u świń leży w lewym dole przylędźwiowym30. Wypreparuj warstwy ściany brzucha, unikając uszkodzenia powierzchownych naczyń nadbrzusza.
  2. Po nacięciu warstwy otrzewnej użyj retraktora, aby poprawić dostęp do struktur wewnątrzbrzusznych.
  3. Zidentyfikuj spiralną okrężnicę w lewym górnym kwadrancie brzucha. Prześledź spiralną okrężnicę, doogonowo i grzbietowo, aby zlokalizować jelito ślepe. Jelito kręte łączy się ze spiralną okrężnicą u podstawy jelita ślepego.
  4. Podwiązać kątnicę tuż dystalnie do połączenia krętniczo-kątniczego (Ryc. 1).
  5. Za pomocą igły 18 G wykonaj siedem nakłuć w jelicie ślepym i wyciśnij kał do okolicy otrzewnej.
  6. Zamknij brzuch warstwami za pomocą jedwabnego szwu 3,0 za pomocą prostych szwów przerywanych lub ciągłych. Zszywacz może być również użyty do zamknięcia warstwy skóry, jeśli jest dostępna.

8. Fałszywa grupa

  1. Postępuj zgodnie z krokami 7.2-7.4 jak powyżej. Po zidentyfikowaniu jelita ślepego umieść je z powrotem nietknięte i podobnie zamknij ścianę brzucha.
  2. Monitoruj prosięta w grupie pozorowanej przez 12 godzin, aby wyeliminować wszelkie mylące błędy przypisywane długotrwałej ekspozycji na znieczulenie.

9. Konfiguracja urządzenia do transdermalnego GFR

  1. Po 8 godzinach od podwiązania jelita ślepego przygotuj się do rozpoczęcia przezskórnego pomiaru GFR.
  2. Użyj oprogramowania serwisowego MB w wersji 3.0, aby dostosować częstotliwość próbkowania w urządzeniu GFR. Krótko mówiąc, podłącz przezskórne urządzenie GFR do oprogramowania komputerowego za pomocą złącza USB. Otwórz oprogramowanie, kliknij połącz i ustaw czas na 4000 ms. Kliknij przycisk Zapisz, aby zapisać ustawienia.
    UWAGA: Daje to do 6 godzin całkowitego czasu próbkowania. U świń przezskórny GFR przeprowadza się w ciągu 4 godzin. W przypadku eksperymentów, które wymagają próbkowania do 12 godzin, wybierz opcję 8000 ms.
  3. Przymocuj dwustronne plastry samoprzylepne z przezroczystym okienkiem do urządzenia. Przymocuj urządzenie z jednej strony, upewniając się, że dioda elektroluminescencyjna znajduje się nad przezroczystym okienkiem, aby umożliwić wykrycie znacznika.
  4. Ogol obszar leżący nad boczną ścianą klatki piersiowej. Przymocuj baterię do urządzenia i natychmiast przyklej plaster samoprzylepny z urządzeniem na miejscu i upewnij się, że jest dobrze zabezpieczony (Rysunek 2). Ponieważ prosięta są głęboko znieczulone, taśma może nie być potrzebna do utrzymania urządzenia na miejscu.
    UWAGA: Sama łatka samoprzylepna wystarczy do zabezpieczenia. Jednak w zabiegach, w których zwierzę byłoby manipulowane, stawało się aktywne lub gdzie znieczulenie mogłoby zostać zakłócone, ważne może być zastosowanie taśmy. Alternatywnym podejściem może być również bandaż31.
  5. Przed podaniem FITC-sinistrin wymagany jest zapis wyjściowy trwający 3-5 minut.

10. Przygotowanie i wstrzyknięcie FITC-sinistrin

  1. Przygotować mieszaninę FITC-sinistrin z roztworem soli fizjologicznej do końcowego stężenia 50 mg/ml. Dawka podawana prosiątku wynosi 20 mg/kg. FITC-sinistrin jest dostępny w postaci proszku.
    UWAGA: FITC-sinistrin może być również podawany przez cewnik do żył obwodowych wprowadzany do żyły usznej. Niezbędne jest osiągnięcie wysokiego poziomu szczytowego poprzez podanie FITC-sinistrin w postaci bolusa wciskającego przez cewnik żylny żyły udowej.
  2. Podłączyć strzykawkę z lekiem po jednej stronie trójdrożnego kurka odcinającego i spłukiwanie solą fizjologiczną po drugiej stronie kurka odcinającego. Wciśnij FITC-sinistrin i natychmiast zastosuj 5 ml soli fizjologicznej przed zamknięciem trójdrożnego kurka zatrzymującego do żyły prosiąt
    3. .

11. Transdermalny zapis GFR

  1. Trzymaj urządzenie przymocowane do prosiaka przez 4 godziny. W tym czasie prosię należy utrzymywać w znieczuleniu, stosując przerywane dawki α-chloralozy o stężeniu 20 mg/kg, aby uniknąć artefaktów ruchowych.
  2. Po upływie 4 godzin wyjmij urządzenie i natychmiast odłącz akumulator.

12. Pomiar GFR

  1. Podłącz przezskórne urządzenie GFR do komputera za pomocą złącza USB dostarczonego przez dostawcę.
  2. Otwórz oprogramowanie do odczytu, aby pobrać dane z urządzenia. Zapisz nieprzetworzone dane, klikając sekwencję: połącz, odczyt, zmień nazwę i zapisz. Zgodnie z instrukcją zawartą w instrukcji, przetwarzaj i oceniaj zapisane dane w oprogramowaniu analitycznym.
  3. Krótko mówiąc, otwórz oprogramowanie w wersji 3.0 i zaimportuj dane. Dostosuj pozycję przesunięcia, początkową i końcową za pomocą automatycznych znaczników. W razie potrzeby usuń artefakty i kliknij przycisk Dopasuj. Daje to odczyt, który pokazuje klirens FITC-sinistrin w ciągu kilku minut (t1/2). T1/2 jest następnie używany do obliczania klasy tGFR32,< sup class="xref">33 jak poniżej:
    figure-protocol-1
    UWAGA: W porozumieniu z producentem, współczynnik konwersji stosowany dla świń wynosi 20 (co wskazuje, że 20% masy ciała to przestrzeń pozakomórkowa), w przeciwieństwie do 21,33 u szczurów (tGFR w ml/min) i 14,616,8 u myszy (tGFR w μl/min). Dzieje się tak, ponieważ GFR jest dokładnie mierzony jako funkcja płynu zewnątrzkomórkowego34,35, który z kolei zależy od masy ciała36.

13. Eutanazja prosiąt

  1. Po 12 godzinach stosowania CLP należy pobrać 3 ml krwi do dalszej analizy biochemicznej.
  2. Poddaj prosię eutanazji, podając dożylnie 0,2 ml / kg wstępnie zmieszanej mieszaniny 20% pentobarbitalu sodu i fenytoiny sodu.
  3. Zbierz prawą nerkę do badania histopatologicznego przed zabraniem prosiąt do kostnicy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tej sekcji prezentujemy po raz pierwszy reprezentatywne dane z zastosowania transdermalnego GFR u noworodków świń. Użyliśmy modelu podwiązania i nakłucia jelita ślepego, który, jak wykazano wcześniej, zmniejsza czynność nerek28. W związku z tym postawiliśmy hipotezę, że u naszych świń CLP powinien wystąpić ostry spadek GFR odpowiadający AKI, który powinien zostać wykryty na transdermalnym urządzeniu GFR jako wydłużony czas klirensu (t1/2), potwierdzając w ten sposób jego zastosowanie ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W artykule opisano praktyczne kroki do określenia funkcji nerek u świń przy użyciu zminiaturyzowanych przezskórnych monitorów GFR i FITC-sinistrin w mechanicznie wentylowanym, znieczulonym modelu nowonarodzonego świni. W poprzednich pracach ustalono eksperymentalne protokoły transdermalnego GFR u gryzoni 11,12,14, ale nie istnieją żadne protokoły u świń.

Ostatnio zaczęto badać alternatywne modele zwie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez granty National Institutes of Health R01 DK120595 i R01 DK127625 przyznane dr Adebiyi. Wyłączną odpowiedzialność za treść tego artykułu ponoszą autorzy i niekoniecznie reprezentuje ona oficjalne poglądy National Institutes of Health. Podziękowania dla dr Daniela Schocka-Kuscha, dyrektora zakładu w MediBeacon GmbH, za jego rady.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Alpha - ChloraloseSigma-AldrichC0128-25GSłuży do konserwacji znieczulenia
pleciony jedwab  3-0Specjalizacje chirurgiczneSP117Jedwabny krawat do trakcji i podwiązania naczyń krwionośnych
Wirówka AccuSpin 8CFischer Scientific75-008-821Służy do ekstrakcji osocza z próbki krwi pełnej
Rurka dotchawicza 3.0 bez mankietuProgressive Medical International1109021995Wprowadzany przez tracheostomię
FITC-Sinistrin 1.0 gMediBeacon Inc.FTCF S001Przechowywać w temperaturze pokojowej i chronić przed światłem
GEM Premier 3000 Analizator parametrów krytycznychLaboratorium oprzyrządowania5700Do analizy gazometrii przy łóżku pacjenta
Poduszka grzewcza średniej wielkości 20 cali x 29 caliAdroit Medical SystemsV029Łączy się z pompą do terapii cieplnej
HTP-Pompa do terapii cieplnejAdroit Medical SystemsHTPUmożliwia ustawienie temperatury w razie potrzeby.
IDEXX Catalyst OneIDEXX Laboratories89-92525-00Analiza kreatyniny w osoczu
Inwazyjny cewnik do pomiaru ciśnienia krwi 3,5FrMillarSPR-524Wprowadzany do tętnicy udowej
Zestaw do podawania IV z regulatorem przepływuTrue CareTCRTCBINF033GSłuży do podłączenia worka z płynem dożylnym do cewnika żylnego
KetaminaCovetrus68317Służy do indukcji znieczulenia
Oprogramowanie analityczne MediBeacon w wersji 3.0MediBeacon Inc.Nie dotyczyProgram używany do analizy danych w celu uzyskania klirensu sinistriny, okresu półtrwania i krzywej
Millex-GV Filtr strzykawkowy 0,22 i mikro; mMillipore SigmaSLGVR33RSFiltr strzykawkowy do wstrzykiwania chloralozy
Respirator dla noworodków/niemowlątSechrist Millennium20409Podłączony do dopływu powietrza w celu zapewnienia wentylacji przez rurkę dotchawiczą
Fenobarbital Sód + Fenytoina Sód (Euthasol)Covetrus72934Używany do eutanazji
Mleczan Ringera 500 ml worekBaxter2B2323QWlew płynu podtrzymującego
Sterylne rękawiczkiHenry Schein104-5920Używany przez operatora podczas operacji
Sterylny fartuchHalyard Health95021Używany przez operatora podczas operacji
Sterylny ręcznikMedline42131704Używany jako serweta do utrzymania sterylnego pola podczas operacji
Jedwabna igła do odwrotnego cięcia szwu 3-0EthiconNC1842168Służy do szycia warstw ścian brzucha
Transdermal Mini GFR MonitorMediBeacon Inc.TDM004Bateria i złącze USB w zestawie
Plaster samoprzylepny do monitora transdermalnegoMediBeacon Inc.PTC-SM001Podwójna łatka samoprzylepna do sondy GFR
Taśma pępowinowa 1/8 cala x 20 jardówFisher ScientificNC9303017Do mocowania rurki dotchawiczej
Cewnik żylny rozmiar PE / 5Mikrorurki medyczneBB31695Do kaniulacji żyły udowej
KsylazynaCovetrus61035Służy do indukcji znieczulenia

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Pasala, S., Carmody, J. B. How to use... serum creatinine, cystatin C and GFR. Archives of Disease in Childhood Education and Practice Edition. 102 (1), 37-43 (2017).
  2. Smith, H. W. The Kidney: Structure and Function in Health and Disease. , Oxford University Press, USA. (1951).
  3. Gutman, Y., Gottschalk, C. W., Lassiter, W. E. Micropuncture study of inulin absorption in the rat kidney. Science. 147 (3659), 753-754 (1965).
  4. Ellery, S. J., Cai, X., Walker, D. D., Dickinson, H., Kett, M. M. Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate in small rodents: through the skin for the win. Nephrology. 20 (3), 117-123 (2015).
  5. Eisner, C., et al. Major contribution of tubular secretion to creatinine clearance in mice. Kidney International. 77 (6), 519-526 (2010).
  6. Wendt, M., Waldmann, K. H., Bickhardt, K. Comparative studies of the clearance of inulin and creatinine in swine. Zentralblatt fur Veterinarmedizin. Reihe A. 37 (10), 752-759 (1990).
  7. Schwartz, G. J., Brion, L. P., Spitzer, A. The use of plasma creatinine concentration for estimating glomerular filtration rate in infants, children, and adolescents. Pediatric Clinics of North America. 34 (3), 571-590 (1987).
  8. Boer, D. P., de Rijke, Y. B., Hop, W. C., Cransberg, K., Dorresteijn, E. M. Reference values for serum creatinine in children younger than 1 year of age. Pediatric Nephrology. 25 (10), 2107-2113 (2010).
  9. Guignard, J. P., Drukker, A. Why do newborn infants have a high plasma creatinine. Pediatrics. 103 (4), 49(1999).
  10. Friedemann, J., Schock-Kusch, D., Shulhevich, Y. Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate in conscious laboratory animals: state of the art and future perspectives. Reporters, Markers, Dyes, Nanoparticles, and Molecular Probes for Biomedical Applications IX. 10079, 63-71 (2017).
  11. Herrera Pérez, Z., Weinfurter, S., Gretz, N. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rodents. Journal of Visualized Experiments. (109), e53767(2016).
  12. Scarfe, L., et al. Transdermal measurement of glomerular filtration rate in mice. Journal of Visualized Experiments. (140), e58520(2018).
  13. Mondritzki, T., et al. Transcutaneous glomerular filtration rate measurement in a canine animal model of chronic kidney disease. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 90, 7-12 (2018).
  14. Steinbach, S., et al. A pilot study to assess the feasibility of transcutaneous glomerular filtration rate measurement using fluorescence-labelled sinistrin in dogs and cats. PLoS One. 9 (11), 111734(2014).
  15. Almond, G. W. Research applications using pigs. The Veterinary Clinics of North America Food Animal Practice. 12 (3), 707-716 (1996).
  16. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clinical Applications. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  17. Ayuso, M., Irwin, R., Walsh, C., Van Cruchten, S., Van Ginneken, C. Low birth weight female piglets show altered intestinal development, gene expression, and epigenetic changes at key developmental loci. FASEB Journal. 35 (4), 21522(2021).
  18. Pierson, R. N. Progress toward pig-to-human xenotransplantation. The New England Journal of Medicine. 386 (20), 1871-1873 (2022).
  19. Montgomery, R. A., et al. Results of two cases of pig-to-human kidney xenotransplantation. The New England Journal of Medicine. 386 (20), 1889-1898 (2022).
  20. Reardon, S. First pig kidneys transplanted into people: what scientists think. Nature. 605 (7911), 597-598 (2022).
  21. Lu, T., Yang, B., Wang, R., Qin, C. Xenotransplantation: current status in preclinical research. Frontiers in Immunology. 10, 3060(2019).
  22. Pattison, R. J., English, P. R., MacPherson, O., Roden, J. A., Birnie, M. Hypothermia and its attempted control in newborn piglets. Proceedings of the British Society of Animal Production. 1990, 81(1972).
  23. Tucker, B. S., Petrovski, K. R., Kirkwood, R. N. Neonatal piglet temperature changes: effect of intraperitoneal warm saline injection. Animals. 12 (10), 1312(2022).
  24. Alcalá Rueda, I., et al. A live porcine model for surgical training in tracheostomy, neck dissection, and total laryngectomy. European Archives of Oto-Rhino-Laryngology. 278 (8), 3081-3090 (2021).
  25. Swindle, M. M., Smith, A. C. Swine in the Laboratory: Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques, Third Edition. , CRC Press/Taylor & Francis Group. Boca Raton. (2016).
  26. Steinbacher, R., von Ritgen, S., Moens, Y. P. Laryngeal perforation during a standard intubation procedure in a pig. Laboratory Animals. 46 (3), 261-263 (2012).
  27. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Göttingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments. (52), e2652(2011).
  28. Soni, H., Adebiyi, A. Early septic insult in neonatal pigs increases serum and urinary soluble Fas ligand and decreases kidney function without inducing significant renal apoptosis. Renal Failure. 39 (1), 83-91 (2017).
  29. Bütz, D. E., Morello, S. L., Sand, J., Holland, G. N., Cook, M. E. The expired breath carbon delta value is a marker for the onset of sepsis in a swine model. Journal of Analytical Atomic Spectrometry. 29 (4), 606-613 (2014).
  30. Turner, A. S., McIlwraith, C. W. Techniques in Large Animal Surgery. , Lea & Febiger. (1989).
  31. Steinbach, S., et al. A pilot study to assess the feasibility of transcutaneous glomerular filtration rate measurement using fluorescence-labelled sinistrin in dogs and cats. PLoS One. 9 (11), 111734(2014).
  32. Mondritzki, T., et al. Transcutaneous glomerular filtration rate measurement in a canine animal model of chronic kidney disease. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 90, 7-12 (2018).
  33. Schock-Kusch, D., et al. Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate using FITC-sinistrin in rats. Nephrology Dialysis Transplantation. 24 (10), 2997-3001 (2009).
  34. Peters, A. M. Expressing glomerular filtration rate in terms of extracellular fluid volume. Nephrology Dialysis Transplantation. 7 (3), 205-210 (1992).
  35. Groth, S., Christensen, A. B., Nielsen, H. CdTe-detector registration of 99mTc-DTPA clearance. European Journal of Nuclear Medicine. 8 (6), 242-244 (1983).
  36. Guyton, A. C., Hall, J. E. The body fluid compartments: extracellular and intracellular fluids; interstitial fluid and edema. Textbook of Medical Physiology. 9, 306-308 (2000).
  37. Luis-Lima, S., et al. Iohexol plasma clearance simplified by dried blood spot testing. Nephrology, Dialysis, Transplantation. 33 (9), 1597-1603 (2018).
  38. Kobayashi, E., Hishikawa, S., Teratani, T., Lefor, A. T. The pig as a model for translational research: overview of porcine animal models at Jichi Medical University. Transplantation Research. 1 (1), 8(2012).
  39. Swindle, M. M., et al. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  40. Ibrahim, Z., et al. Selected physiologic compatibilities and incompatibilities between human and porcine organ systems. Xenotransplantation. 13 (6), 488-499 (2006).
  41. Judge, E. P., et al. Anatomy and bronchoscopy of the porcine lung. A model for translational respiratory medicine. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 51 (3), 334-343 (2014).
  42. Stevens, L. A., Levey, A. S. Measured GFR as a confirmatory test for estimated GFR. Journal of the American Society of Nephrology. 20 (11), 2305-2313 (2009).
  43. Bankir, L., Yang, B. New insights into urea and glucose handling by the kidney, and the urine concentrating mechanism. Kidney International. 81 (12), 1179-1198 (2012).
  44. Ruiz, S., et al. Sepsis modeling in mice: ligation length is a major severity factor in cecal ligation and puncture. Intensive Care Medicine Experimental. 4 (1), 22(2016).
  45. Schock-Kusch, D., et al. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rats with a device for measuring FITC-sinistrin disappearance curves. Kidney International. 79 (11), 1254-1258 (2011).
  46. Frennby, B., Sterner, G. Contrast media as markers of GFR. European Radiology. 12 (2), 475484(2002).
  47. Burchardi, H., Kaczmarczyk, G. The effect of anaesthesia on renal function. European Journal of Anaesthesiology. 11 (3), 163-168 (1994).
  48. Fusellier, M., et al. Influence of three anesthetic protocols on glomerular filtration rate in dogs. American Journal of Veterinary Research. 68 (8), 807811(2007).
  49. Arant, B. S. Functional immaturity of the newborn kidney-paradox or prostaglandin. Homeostasis, Nephrotoxicity, and Renal Anomalies in the Newborn. , Springer. Boston, MA. 271-278 (1986).
  50. Gattineni, J., Baum, M. Developmental changes in renal tubular transport-an overview. Pediatric Nephrology. 30 (12), 2085-2098 (2015).
  51. Gu, X., Yang, B. Methods for assessment of the glomerular filtration rate in laboratory animals. Kidney Diseases. , 1-11 (2022).
  52. Mullins, T. P., Tan, W. S., Carter, D. A., Gallo, L. A. Validation of non-invasive transcutaneous measurement for glomerular filtration rate in lean and obese C57BL/6J mice. Nephrology. 25 (7), 575-581 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przezsk rne GFRostre uszkodzenie nerekprzewlek a choroba nerekklirens FITC sinistrynyligacja i punkcja k bnicyocena funkcji nerekmodel sepsyczujnik fluorescencyjny

Powiązane artykuły