Artykuł metodologiczny

Termografia w podczerwieni do wykrywania zmian w aktywności brunatnej tkanki tłuszczowej

DOI:

10.3791/64463

⸱

28 września 2022

 ,  ,  ,  , 
1MKP Ltd., 2Croatian Institute for Brain Research, University of Zagreb, School of Medicine, 3Department of Physiology, University of Zagreb, School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół pomiaru aktywności brunatnej tkanki tłuszczowej po posiłku u ludzi i zwierząt laboratoryjnych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pomiar aktywności brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej, tomografii komputerowej (PET-CT) poprzez akumulację 18F-fluorodeoksyglukozy (FDG) po posiłku lub u pacjentów otyłych lub z cukrzycą zawodzi jako metoda z wyboru. Głównym powodem jest to, że 18F-FDG konkuruje z poposiłkowym wysokim stężeniem glukozy w osoczu o ten sam transporter glukozy na błonie komórek BAT. Ponadto BAT wykorzystuje kwasy tłuszczowe jako źródło energii, co nie jest widoczne w PET-CT i może ulec zmianie wraz ze stężeniem glukozy u pacjentów otyłych i chorych na cukrzycę. W związku z tym, aby oszacować fizjologiczne znaczenie BAT u zwierząt i ludzi, stosuje się nową metodę termografii w podczerwieni zastosowaną w najnowszych publikacjach.

Po całonocnym poście, aktywność BAT była mierzona za pomocą termografii w podczerwieni przed i po posiłku u ochotników i samic myszy typu dzikiego. Oprogramowanie kamery oblicza temperaturę obiektu na podstawie odległości od obiektu, emisyjności skóry, odbitej temperatury w pomieszczeniu, temperatury powietrza i wilgotności względnej. U myszy ogolony obszar powyżej BAT był obszarem zainteresowania, dla którego mierzono średnie i maksymalne temperatury. Fazę cyklu rujowego u samic myszy określono po eksperymencie za pomocą rozmazów z pochwy wybarwionych roztworem barwnika fioletu krezylowego (0,1%). U zdrowych ochotników wybrano dwa obszary skóry szyi: obszar nadobojczykowy (powyżej obojczyka, gdzie obecne są komórki BAT) i obszar międzyobojczykowy (między obojczykami, gdzie nie wykryto tkanki BAT). Aktywność BAT określa się poprzez odjęcie tych dwóch wartości. Można również określić średnią i maksymalną temperaturę obszarów skóry u zwierząt i ludzi.

Wykazano, że zmiany w aktywności BAT po posiłku mierzone za pomocą termografii w podczerwieni, nieinwazyjnej i bardziej czułej metody, są zależne od płci, wieku i fazy cyklu rujowego u zwierząt laboratoryjnych. W ramach termogenezy indukowanej dietą udowodniono również, że aktywacja BAT u ludzi jest zależna od płci, wieku i wskaźnika masy ciała. Dalsze określenie patofizjologicznych zmian w aktywności BAT po posiłku będzie miało ogromne znaczenie dla uczestników z wysokim stężeniem glukozy w osoczu (otyłość i cukrzyca typu 2), a także u różnych zwierząt laboratoryjnych (myszy z nokautem). Metoda ta jest również zmiennym narzędziem do określania możliwych leków aktywujących, które mogłyby odmłodzić aktywność BAT.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Brązowa tkanka tłuszczowa (BAT), w przeciwieństwie do białej tkanki tłuszczowej (WAT), nie magazynuje, ale raczej zużywa energię. Po stymulacji współczulnej BAT wykorzystuje kwasy tłuszczowe i glukozę oraz wytwarza ciepło poprzez aktywację białka rozprzęgającego 1 (UCP1). Funkcją UCP1 jest wykorzystanie gradientu H+ między dwiema błonami mitochondrialnymi do wytwarzania ciepła zamiast ATP. Funkcją BAT jest zwiększenie produkcji ciepła w niskich temperaturach, co prowadzi do wzrostu wydatku energetycznego1. Po ekspozycji na zimno bodźce czuciowe ze skóry hamują wrażliwe na ciepło neurony w środkowym jądrze przedwzrokowym (MnPO) podwzgórza obszaru przedwzrokowego (POA), co zmniejsza hamujące działanie neuronów POA na rzepiasty szwu (rRPa). Aktywacja neuronów rRPa zwiększa aktywność współczulną, po której następuje wzrost aktywności BAT2,3. Aktywacja BAT wywołana zimnem poprawia wrażliwość na insulinę u ludzi4, a aktywność ta zmniejsza się u ludzi ze zwiększonym wskaźnikiem masy ciała (BMI) i wiekiem1,5,6,7.

Oprócz jego roli w termogenezie wywołanej zimnem, po posiłku, pobór glukozy w BAT wzrasta w populacji szczupłych mężczyzn, przyczyniając się do termogenezy indukowanej dietą (DIT), która jest wyższa u mężczyzn z dodatnim wynikiem BAT8,9. Najnowocześniejszą techniką stosowaną do pomiaru aktywności BAT jest pozytonowa tomografia emisyjna, znana jako PET-CT. Metoda ta określa aktywność BAT poprzez pomiar akumulacji radioznacznika fluorodeoksyglukozy (18F-FDG). Jednak PET-CT zawodzi jako metoda z wyboru do wykrywania aktywacji BAT po posiłku. Jednym z powodów jest to, że po posiłku 18F-FDG konkuruje z hiperglikemią poposiłkową o ten sam transporter glukozy, co sprawia, że nie nadaje się do określania aktywacji BAT po posiłku, zwłaszcza przy porównywaniu aktywności BAT u zdrowych i chorych na cukrzycę uczestników z możliwymi różnicami w stężeniach glukozy we krwi. Ponadto BAT wykorzystuje kwasy tłuszczowe jako źródło energii do produkcji ciepła, co nie jest widoczne w przypadku PET-CT. Rozdział 18Akumulacja F-FDG w BAT po posiłku jest ledwo widoczna10 i dlatego w większości przypadków jest interpretowana jako wynik negatywny. Nic dziwnego, że ostatnio zasugerowano, że aktywacja BAT jest bardziej wyraźna w populacji ludzkiej, niż wcześniej sądzono; w związku z tym konieczne jest nowe podejście do wykrywania aktywności BAT i jej udziału w zaburzeniach metabolicznych7. Próbą rozwiązania tego problemu jest pomiar objętości BAT za pomocą rezonansu magnetycznego (MRI) u pacjentów ze stanem przedcukrzycowym oraz pacjentów z cukrzycą typu 2 (T2DM) z insulinoopornością11. Objętość BAT mierzona za pomocą MRI nie jest jednak wystarczającym wskaźnikiem do oszacowania codziennego funkcjonowania i wykorzystania glukozy i kwasów tłuszczowych za pomocą BAT. W związku z tym, aby oszacować rzeczywiste różnice w aktywności BAT u zdrowych pacjentów w porównaniu z cukrzycą typu 2, potrzebne jest nowe podejście, które umożliwi poznanie patologicznego mechanizmu nieprawidłowego działania BAT u pacjentów z cukrzycą typu 2.

Aby określić aktywację BAT, przeprowadziliśmy pomiary produkcji ciepła BAT przed i po posiłku za pomocą termografii w podczerwieni (IR) (Rysunek 1)12,13. Ustanowienie termografii w podczerwieni jako metody z wyboru do pomiaru aktywności BAT po posiłku u osób zdrowych i otyłych lub pacjentów z cukrzycą będzie miało ogromny wpływ na tę dziedzinę. Do dnia dzisiejszego termografia w podczerwieni jest używana do określania indukowanej zimnem aktywacji BAT13,14,15. W najnowszej historii ludzkości aktywność BAT wywołana zimnem nie jest już bardzo wyraźna (ze względu na odpowiednie ogrzewanie siedlisk, odpowiedni ubiór), podczas gdy aktywacja BAT po posiłku następuje codziennie. Co więcej, fizjologiczna regulacja tych dwóch funkcji BAT za pośrednictwem podwzgórza jest zupełnie inna. Po posiłku aktywacja neuronów eksprymujących proopiomelanokortynę (POMC) w jądrze łukowatym podwzgórza (Arc) prowadzi do wzrostu aktywności nerwu współczulnego poprzez rRPa16. Aktywacja BAT wywołana zimnem, mierzona za pomocą termografii w podczerwieni lub PET-CT, jest niewłaściwa, gdy jest stosowana jako miara codziennej aktywności BAT. Po zwiększonej aktywności BAT po posiłku następuje wykorzystanie glukozy, co ostatecznie ma znaczenie dla utrzymania homeostazy glukozy, wrażliwości insulinowej i codziennej regulacji stężenia glukozy. Poposiłkowa aktywacja BAT prowadzi do wzrostu poposiłkowego zużycia glukozy, a następnie do wzrostu produkcji ciepła i temperatury ciała (DIT). Okazało się, że jest to zależne od płci, wieku i BMI12. Podobne różnice między płciami w aktywacji BAT po posiłku obserwuje się u samców i samic myszy laboratoryjnych17. Odkrycia te odpowiadają niedawno odkrytym różnicom płci w regulacji BAT przez Burke'a i wsp., którzy wykazali, że regulacja brązowienia BAT w podwzgórzu za pośrednictwem subpopulacji neuronów POMC różni się u samców i samic myszy 18. Poposiłkowa aktywacja BAT jest mniejsza u kobiet, starszych populacji i osób otyłych. Brak aktywacji BAT po posiłku (zmniejszone wykorzystanie glukozy) może prowadzić do częstszego występowania upośledzonej tolerancji glukozy u kobiet19,20,21,22. Niestety, większość badań nad aktywacją BAT przeprowadzono tylko na mężczyznach. Poprzez aktywację BAT po posiłku zwiększa się wychwyt glukozy w szczupłej populacji mężczyzn. Nie jest zaskakujące, że po aktywacji BAT DIT jest wyższy u mężczyzn z dodatnim wynikiem BAT8,9. Co więcej, przeszczepienie BAT u samców myszy poprawia tolerancję glukozy, zwiększa wrażliwość na insulinę oraz zmniejsza masę ciała i masę tłuszczową23.

PET-CT zawodzi jako metoda wyboru do pomiaru aktywności BAT, zwłaszcza po posiłku. W związku z tym opracowano metodę nieinwazyjną i bardziej czułą. Termografia w podczerwieni umożliwia oszacowanie aktywności BAT u różnych zwierząt laboratoryjnych (myszy z nokautem), a także u ludzi, niezależnie od płci, wieku czy wpływu różnych stanów patologicznych na aktywność BAT. Dodatkową korzyścią płynącą z tej metody jest prostota dla uczestników i zwierząt laboratoryjnych, co pozwala nam oszacować potencjalne korzyści płynące z terapii przypominającej BAT. Ostatnie badania wykorzystujące termografię w podczerwieni do określenia fizjologicznego zachowania BAT po ekspozycji na zimno lub posiłku opisano w niedawnej publikacji Brasil et al.24.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury eksperymentalne na zwierzętach laboratoryjnych zostały zatwierdzone przez Krajową Komisję Etyki i Ministerstwo Rolnictwa (EP 185/2018). Eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z Kodeksem Etycznym Chorwackiego Towarzystwa Nauk o Zwierzętach Laboratoryjnych oraz wytycznymi ARRIVE. Wszystkie procedury wykonywane w badaniach z udziałem ludzi były zgodne z Deklaracją Helsińską i zatwierdzone przez Komisję Etyczną Uniwersytetu w Zagrzebiu, Wydział Medyczny (UP/I-322-01/18-01/56). W tym badaniu prezentujemy wyniki uzyskane od trzech uczestniczek (BMI: 29 kg/m2 ± 5 kg/m2). Uzyskano świadomą zgodę wszystkich ochotników na udział w badaniu i na przedstawienie danych.

1. Pomiar aktywacji brunatnej tkanki tłuszczowej po posiłku u ludzi

UWAGA: Wykonuj eksperymenty w okresie letnim, kiedy dzienna temperatura nie jest niższa niż 22 °C, aby utrzymać podstawową aktywność BAT na jak najniższym poziomie.

  1. Starannie dobieraj zdrowych uczestników z grupy kontrolnej (jeśli aktywność BAT ma być szacowana w warunkach patologicznych), ponieważ aktywność BAT zależy od płci, wieku, BMI, a nawet fazy cyklu rujowego.
    1. Aby oszacować fazę cyklu miesiączkowego uczestniczek, zadaj im pytania o to, jak długi jest ich średni cykl menstruacyjny i datę pierwszego dnia ostatniej miesiączki. Nie zapomnij zaznaczyć daty eksperymentów.
      UWAGA: Właściwy dobór pasujących osób z grupy kontrolnej jest najtrudniejszą częścią badań klinicznych, ponieważ osoby zdrowe z grupy kontrolnej i uczestnicy ze stanami patologicznymi powinni być jak najbardziej podobni i różnić się tylko badaną chorobą.
  2. Poproś uczestników, aby dobrze odpoczywali, nie jedli śniadania (post - nie spożywali kalorii), zebrali się w godzinach porannych na eksperymenty i odpoczywali przez co najmniej 30 minut, aby uniknąć możliwej aktywacji BAT podczas aktywności mięśni poprzez aktywację współczulną.
  3. Poproś uczestników, aby zdjęli wierzchnią część ubrania na 15 minut przed pomiarami, aby uniknąć możliwych skutków ocieplenia powierzchni skóry (efekty termiczne ubrań) podczas określania podstawowej aktywności BAT. Pomiary należy wykonywać w odpowiedniej temperaturze pokojowej (22-27 °C).
  4. Wykonaj pomiary w podczerwieni.
    1. Podczas gdy uczestnicy odpoczywają, zamontuj kamerę termowizyjną (typ detektora: mikrobolometr niechłodzony; rozstaw detektorów: 17 μm; zakres widmowy kamery: 7,5-14,0 μm; czułość termiczna: 20 mK przy 30 °C; obiektywy: 36 mm; rozdzielczość: 1024 piksele x 768 pikseli; chwilowe pole widzenia [IFOV]: 0,47 mRad) na statywie i ustaw ją w odległości 1 m od miejsca, w którym uczestnik będzie siedział.
      UWAGA: Jeśli pomiary są wykonywane w chłodniejsze dni (temperatura powietrza na zewnątrz poniżej 15 °C przy wilgotności 50%), przed wykonaniem pomiarów ustaw kamerę w temperaturze pokojowej i włącz ją na co najmniej 1 godzinę. Zimne instrumenty mogą dawać różne wyniki po rozgrzaniu do temperatury pokojowej ze względu na autokalibrację.
    2. Podłącz kamerę termowizyjną do komputera i oprogramowania zgodnie z instrukcją producenta. Nagraj folię aluminiową (pogniecioną, a następnie rozciągniętą folię aluminiową) w odległości ogniskowej 1 m, aby określić odbitą temperaturę pomieszczenia, przedstawioną jako zmierzona temperatura. W oprogramowaniu kamery wprowadź odległość 0 m i emisyjność 1,
      UWAGA: Odbita temperatura pozorna jest parametrem uzyskiwanym przy ustawieniu emisyjności kamery na 1,0 i odległości na 0 m, a pomiary wykonywane są na pogniecionej następnie rozciągniętej folii aluminiowej. Odbita temperatura pozorna stanowi przybliżenie całkowitego promieniowania podczerwonego padającego na detektor z otoczenia.
    3. Tuż przed rozpoczęciem pomiarów należy określić temperaturę i wilgotność powietrza w pomieszczeniu (niezbędne do późniejszej analizy). Zamiast robić jedno zdjęcie termowizyjne, nagraj film. Z filmu wybierz później najlepszą możliwą klatkę obrazu do analizy, aby zmniejszyć możliwość utraty cennych danych.
    4. Przed rozpoczęciem nagrywania ustaw następujące parametry: czas nagrywania wideo na 10-15 s (lub dowolną inną żądaną wartość), liczbę klatek na sekundę na 5 klatek na sekundę (klatek na sekundę) lub dowolną inną wartość (w naszych rękach 5 klatek na sekundę to maksimum potrzebne) oraz miejsce na dysku, w którym film zostanie zapisany, jak opisano poniżej.
      1. W oprogramowaniu nad głównym oknem aparatu wybierz trzecią ikonę od lewej. Z menu podręcznego wybierz opcję Edytuj ustawienia nagrywania, po czym otworzy się nowe okno.
      2. W trybie nagrywania wybierz opcję Nagraj na dysk, a poniżej ustaw opcję Rekord na ten czas w żądanym czasie. W opcjach nagrywania w tym samym oknie ogranicz szybkość nagrywania do 5 (Hz) i wybierz lokalizację, w której nagrania zostaną zapisane.
      3. Aby ustawić liczbę klatek na sekundę, zamknij istniejące okno, otwórz Edytuj w menu głównym i wybierz Preferencje. W prawej części otwartego okna wpisz 5 w Target Frame Rate. W tym samym oknie poniżej wybierz Skrót klawiszowy/Zdalny start może zatrzymać nagrywanie, a następnie z menu rozwijanego wybierz W trybie Start/Stop.
        UWAGA: Staraj się nagrywać jak najkrótsze filmy z najniższą możliwą liczbą klatek na sekundę, ponieważ zużywa to pamięć. Przy tych ustawieniach jeden rekord będzie miał około 100 Mb.
  5. Ustaw uczestnika tak, aby obszar nadobojczykowy szyi, powyżej obojczyka, gdzie znajduje się BAT (Rysunek 1), znajdował się w odległości ogniskowej 1 m i nagraj krótki film (10-15 s) z szybkością 5 kl./s, naciskając F5. Nagrywanie zostanie zatrzymane o wyznaczonej godzinie.
  6. W pomieszczeniu w czasie pomiarów należy upewnić się, że obecny jest tylko uczestnik i osoba wykonująca pomiary. Unikaj ruchu powietrza lub przeciągów (np. z klimatyzacji). Upewnij się, że uczestnicy znajdują się z dala od zimnych przeciągów, światła słonecznego (bezpośredniego lub pośredniego) lub jakichkolwiek źródeł ciepła, takich jak żarówki.
  7. Jeśli to możliwe, zmierz stężenie glukozy we krwi włośniczkowej z opuszki palca za pomocą standardowego glukometru i temperaturę ciała za pomocą termometru pachowego.
  8. Upewnij się, że wszyscy uczestnicy jedzą ten sam posiłek. Zwróć uwagę na ograniczenia żywieniowe i wymagania badanych osób (na przykład posiłek dla pacjentów z cukrzycą). Wszyscy uczestnicy, w tym osoby z grupy kontrolnej (zdrowe) i uczestnicy z zaburzeniami metabolicznymi, powinni spożywać ten sam posiłek.
    UWAGA: Aby uzyskać więcej informacji na temat posiłków, które mogą spożywać pacjenci z cukrzycą, skontaktuj się z lokalnym endokrynologiem lub omów to z uczestnikami cierpiącymi na cukrzycę.
  9. O żądanej porze po posiłku wykonaj nowe nagranie, naciskając F5, używając tych samych wartości ustawień. Nie powtarzaj ustawionego protokołu dla nagrań. Powtórz pomiary po 30 minutach, 1 godzinach, 2 godzinach i 3 godzinach po posiłku12. W przypadku konkretnego projektu badania czas po posiłku może być krótszy lub dłuższy, ale zalecamy co najmniej trzy pierwsze punkty czasowe.
    UWAGA: Ograniczenie liczby uczestników wynosi od czterech do sześciu, mimo że pomiary są wykonywane szybko. Przy większej liczbie uczestników czas opóźnienia dla niektórych będzie zbyt długi.

2. Pomiar aktywacji brunatnej tkanki tłuszczowej po posiłku u zwierząt laboratoryjnych

UWAGA: Ponieważ zwierzęta są trzymane w pomieszczeniu z regulowaną temperaturą w pomieszczeniu i cyklem dzień/noc 12 godzin/12 godzin, eksperymenty mogą być przeprowadzane o każdej porze roku. Temperatura w pomieszczeniu podczas eksperymentów powinna wynosić od 22 °C do 27 °C. W tym badaniu przebadano sześć samic w diestrus i sześć samców zwierząt typu dzikiego (WT) C57Bl/6NCrl.

  1. Znieczulenie zwierząt zgodnie z wytycznymi etycznymi instytucji. W tym badaniu znieczulenie przeprowadzono za pomocą iniekcji dożylnych ketaminy/ksylazyny (odpowiednio 80-100 mg/kg i 6-8 mg/kg). Nałóż żel pod oczy na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas znieczulenia. Ogolić obszary międzyłopatkowe badanych zwierząt na dzień przed eksperymentami (obszar skóry między łopatkami) za pomocą trymera dla małych zwierząt.
  2. Dzień przed eksperymentami określ również fazę cyklu rujowego u samic.
    UWAGA: Faza cyklu rujowego jest określana przez rozmazy z pochwy.
    1. Zanurz wacik z bawełnianą końcówką w sterylnym roztworze soli fizjologicznej o temperaturze pokojowej (0,9% NaCl) i włóż go do pochwy. Delikatnie zeskrob ścianę pochwy wacikiem, rozprowadź dołączone komórki na szklanym szkiełku i pozostaw do wyschnięcia na powietrzu.
    2. Umieść zwierzęta z powrotem w klatkach. Wybarwić komórki 500 μl 0,1% octanu fioletu krezylowego przez 1 minutę, po czym spłukać je 3 razy wodą.
    3. Zobacz komórki pod mikroskopem świetlnym ze 100-krotnym powiększeniem i oświetleniem w jasnym polu. Określ fazę cyklu rujowego na podstawie liczby leukocytów oraz jądrzastych i zrogowaciałych komórek nabłonka obserwowanych w rozmazie25.
  3. Wieczorem przed eksperymentami usuń pokarm dla zwierząt (na czczo przez noc) z wodą ad libitum. Najlepszym sposobem jest przeniesienie zwierząt do nowych, czystych klatek, aby uniknąć ewentualnych resztek jedzenia w klatkach.
  4. Rankiem w dniu eksperymentu przygotuj kamerę termowizyjną i ustawienia nagrywania, tak jak to zrobiono do testowania uczestników.
  5. Nie przeszkadzaj ani nie powoduj stresu u zwierząt przed wykonaniem pomiarów w podczerwieni. Ostrożnie umieść zwierzę w czystej klatce (upewnij się, że zapach innych zwierząt nie ma wpływu na układ współczulny zwierzęcia). Umieść klatkę pod kamerą termowizyjną w odległości ogniskowej 1 m. Nagraj film, naciskając F5.
  6. Zważ granulki pokarmu przed podaniem ich każdemu zwierzęciu, aby można było obliczyć spożycie pokarmu. Pozwól zwierzęciu jeść przez 30 minut w klatce i ponownie zważyć granulki pokarmu po posiłku. W tym badaniu samice spożywały 0,038 ± 0,004 g pokarmu/masę ciała.
    UWAGA: Jeśli zdecydujesz się na pomiar stężenia glukozy we krwi, wykonaj pomiary przed posiłkiem, ale po pomiarach w podczerwieni, aby upewnić się, że nie doprowadzi to do aktywacji BAT przez układ współczulny.
  7. Powtórz pomiary IR w żądanym czasie po rozpoczęciu posiłku (zwykle 30 min, 1 h i 2 h po posiłku)17,26.
  8. Po zakończeniu wszystkich doświadczeń należy ponownie przetestować fazę cyklu rujowego u samic, jak opisano powyżej (samice mogą opuścić pożądaną fazę cyklu rujowego wcześniej niż przewidywano).

3. Analiza nagrań termicznych

UWAGA: Oprogramowanie kamery termowizyjnej oblicza temperaturę obiektu za pomocą pięciu zmiennych.

  1. Przed analizą ustaw następujące zmienne w oprogramowaniu: emisyjność skóry, e = 0,9815,27, odbita temperatura pokojowa (obliczona na podstawie obrazu folii aluminiowej), temperatura powietrza, wilgotność względna, odległość od obiektu = 1 m. Wykonaj analizę za pomocą oprogramowania o tych wartościach.
    UWAGA: Preferowaną paletą kolorów jest tęcza, ponieważ wykorzystuje więcej odcieni, co pozwala na łatwiejsze wykrycie BAT powyżej obojczyka.
  2. Dla każdego filmu wprowadź wymienione zmienne w oprogramowaniu aparatu po prawej stronie okna głównego. Wybierz odpowiednią klatkę (obraz) z filmu, przesuwając głowicę odtwarzania u dołu ekranu lub naciskając przycisk Pauza.
  3. Wybierz obszar zainteresowania (ROI), wybierając żądany kształt obszaru po lewej stronie okna głównego. Wybierz kształt, który najlepiej odpowiada obszarowi skóry powyżej lub między obojczykami.
  4. Po wybraniu ROI minimalne, maksymalne i średnie temperatury ROI są wyświetlane po prawej stronie. Na obrazie czerwony trójkąt reprezentuje punkt maksymalnej zarejestrowanej temperatury, a niebieski trójkąt reprezentuje minimalną zarejestrowaną temperaturę. Powtórz ten krok przez kilka klatek, aby mieć pewność, że zmierzona temperatura jest stabilna przez kilka sekund nagrywania.
  5. Odejmij maksymalne temperatury obszaru skóry powyżej BAT przed posiłkiem od maksymalnych temperatur po posiłku, aby określić wzrost poposiłkowej aktywności BAT u zwierząt laboratoryjnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Najprostszym sposobem na określenie aktywności BAT jest odjęcie maksymalnej temperatury skóry powyżej BAT przed i po posiłku u ludzi. Lepszym sposobem obliczenia aktywności BAT jest wybranie dwóch obszarów zainteresowania: obszaru skóry powyżej BAT, który znajduje się w obszarze nadobojczykowym, oraz obszaru międzyobojczykowego skóry, w którym u ludzi nie znaleziono tkanki BAT, wyznaczonego jako obszar odniesienia (zgodnie z PET-CT; Rysunek 1). Aktywność BAT można następnie łatwo określić poprzez odję...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostatnie badania przedstawiają coraz więcej dowodów dotyczących fizjologicznej regulacji i znaczenia aktywności BAT u dorosłych ludzi i zwierząt w rozwoju otyłości i cukrzycy. Co więcej, możliwa aktywacja BAT przez egzogeniczne aktywatory staje się celem firm farmaceutycznych. Aby móc oszacować fizjologiczną regulację i patofizjologiczne znaczenie BAT w bardzo uciążliwych chorobach, a także odkryć potencjalne podejście terapeutyczne, metodą z wyboru staje się termografia w podczerwieni. Mimo że technologia IR staje się n...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało sfinansowane z grantu badawczego Chorwackiej Fundacji Naukowej (IP-2018-01- 7416).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,1% octan fioletu krezylowego Powszechnie stosowana substancja chemiczna
Urządzenie do pomiaru temperatury i wilgotności powietrzaKesterl Kestrel4200Certyfikat zgodności
Zewnętrzne przechowywanie danychDysk twardy o pojemności co najmniej 1 TB
Szklane szkiełka mikroskopowePowszechnie używane
Mały wacik z końcówką bawełnianą Wymazy z cewki moczowej
Oprogramowanie do analizyFLIR Systems, Wilsonville, OR, USAFLIR Tools Oprogramowanie
do pomiarówFLIR Systems, Wilsonville, OR, USAOprogramowanie ResearchIRFLIR ResearchIR Max, wersja 4.40.12.38 (64-bitowa)
Kamera termicznaFLIR Systems, Wilsonville, OR, USAFLIR T-1020

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1500-1508 (2009).
  2. Morrison, S. F., Nakamura, K. Central neural pathways for thermoregulation. Frontiers in Bioscience. 16 (1), 74-104 (2011).
  3. Contreras, C., et al. The brain and brown fat. Annals of Medicine. 47 (2), 150-168 (2015).
  4. Chondronikola, M., et al. Brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis and insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (12), 4089-4099 (2014).
  5. Ouellet, V., et al. Outdoor temperature, age, sex, body mass index, and diabetic status determine the prevalence, mass, and glucose-uptake activity of 18F-FDG-detected BAT in humans. Journal of Clinical Endocrinology & Metabolism. 96 (1), 192-199 (2011).
  6. Pfannenberg, C., et al. Impact of age on the relationships of brown adipose tissue with sex and adiposity in humans. Diabetes. 59 (7), 1789-1793 (2010).
  7. Leitner, B. P., et al. Mapping of human brown adipose tissue in lean and obese young men. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (32), 8649-8654 (2017).
  8. Vosselman, M. J., et al. Brown adipose tissue activity after a high-calorie meal in humans. American Journal of Clinical Nutrition. 98 (1), 57-64 (2013).
  9. Hibi, M., et al. Brown adipose tissue is involved in diet-induced thermogenesis and whole-body fat utilization in healthy humans. International Journal of Obesity. 40 (11), 1655-1661 (2016).
  10. Fenzl, A., Kiefer, F. W. Brown adipose tissue and thermogenesis. Hormone Molecular Biology and Clinical Investigation. 19 (1), 25-37 (2014).
  11. Koksharova, E., et al. The relationship between brown adipose tissue content in supraclavicular fat depots and insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus and prediabetes. Diabetes Technology & Therapeutics. 19 (2), 96-102 (2017).
  12. Habek, N., Kordić, M., Jurenec, F., Dugandžić, A. Infrared thermography, a new method for detection brown adipose tissue activity after a meal in humans. Infrared Physics & Technology. 89, 271-276 (2018).
  13. Lee, P., Ho, K. K. Y. Hot fat in a cool man: Infrared thermography and brown adipose tissue. Diabetes, Obesity and Metabolism. 13 (1), 92-93 (2011).
  14. Ang, Q. Y., et al. A new method of infrared thermography for quantification of brown adipose tissue activation in healthy adults (TACTICAL): A randomized trial. Journal of Physiological Sciences. 67 (3), 395-406 (2017).
  15. Jang, C., et al. Infrared thermography in the detection of brown adipose tissue in humans. Physiological Reports. 2 (11), 12167(2014).
  16. Dodd, G. T., et al. Leptin and insulin act on POMC neurons to promote the browning of white fat. Cell. 160 (1-2), 88-104 (2015).
  17. Habek, N., et al. Activation of brown adipose tissue in diet-induced thermogenesis is GC-C dependent. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 472 (3), 405-417 (2020).
  18. Burke, L. K., et al. Sex difference in physical activity, energy expenditure and obesity driven by a subpopulation of hypothalamic POMC neurons. Molecular Metabolism. 5 (3), 245-252 (2016).
  19. Glumer, C., Jorgensen, T., Borch-Johnsen, K. Prevalences of diabetes and impaired glucose regulation in a Danish population: The Inter99 study. Diabetes Care. 26 (8), 2335-2340 (2003).
  20. Sicree, R. A., et al. Differences in height explain gender differences in the response to the oral glucose tolerance test-the AusDiab study. Diabetic Medicine. 25 (3), 296-302 (2008).
  21. van Genugten, R. E., et al. Effects of sex and hormone replacement therapy use on the prevalence of isolated impaired fasting glucose and isolated impaired glucose tolerance in subjects with a family history of type 2 diabetes. Diabetes. 55 (12), 3529-3535 (2006).
  22. Williams, J. W., et al. Gender differences in the prevalence of impaired fasting glycaemia and impaired glucose tolerance in Mauritius. Does sex matter. Diabetic Medicine. 20 (11), 915-920 (2003).
  23. Stanford, K. I., et al. Brown adipose tissue regulates glucose homeostasis and insulin sensitivity. Journal of Clinical Investigation. 123 (1), 215-223 (2013).
  24. Brasil, S., et al. A systematic review on the role of infrared thermography in the brown adipose tissue assessment. Reviews in Endocrine and Metabolic Disorders. 21 (1), 37-44 (2020).
  25. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 7 (4), 35538(2012).
  26. Crane, J. D., Mottillo, E. P., Farncombe, T. H., Morrison, K. M., Steinberg, G. R. A standardized infrared imaging technique that specifically detects UCP1-mediated thermogenesis in vivo. Molecular Metabolism. 3 (4), 490-494 (2014).
  27. Hartwig, V., et al. Multimodal imaging for the detection of brown adipose tissue activation in women: A pilot study using NIRS and infrared thermography. Journal of Healthcare Engineering. 2017, 5986452(2017).
  28. James, L., et al. The use of infrared thermography in the measurement and characterization of brown adipose tissue activation. Temperature. 5 (2), 147-161 (2018).
  29. Folgueira, C., et al. Hypothalamic dopamine signaling regulates brown fat thermogenesis. Nature Metabolism. 1 (8), 811-829 (2019).
  30. Ratko, M., Habek, N., Kordić, M., Dugandžić, A. The use of infrared technology as a novel approach for studies with female laboratory animals. Croatian Medical Journal. 61 (4), 346-353 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Aktywno BATnieinwazyjny pomiar temperaturyobszar nadobojczykowypoposi kowa aktywacja BATanaliza cyklu rujowegotemperatura sk rybadania nad oty o ci i cukrzycprotok obrazowania termalnego

Powiązane artykuły