Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Szybkość sedymentacji erytrocytów: charakterystyka oparta na fizyce w kontekście medycznym

5.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64502

⸱

24 marca 2023

 ,  ,  , 
1Experimental Physics, Saarland University, 2Department of Physics and Materials Science, University of Luxembourg, 3Theoretical Medicine and Biosciences, Saarland University

W tym artykule

Podsumowanie

Szybkość sedymentacji erytrocytów (ESR) to parametr fizyczny, często używany w rutynowych kontrolach stanu zdrowia i diagnozach medycznych. Niedawno opracowano model teoretyczny, który pozwala na wyodrębnienie parametrów mających znaczenie fizyczne z całej krzywej sedymentacji, w oparciu o nowoczesną wiedzę koloidalną. W tym miejscu przedstawiamy protokół do automatycznego zbierania ESR w czasie i wyodrębniania parametrów tego najnowszego modelu z tego automatycznego zbierania danych. Te wyrafinowane parametry prawdopodobnie poprawią również jakość zeznań medycznych.

Streszczenie

Szybkość sedymentacji erytrocytów (lub czerwonych krwinek) (ESR) to fizyczny parametr krwi, który jest często używany w rutynowych badaniach lekarskich i diagnozach medycznych. Na przykład w przypadku zapalenia obserwuje się wyższe OB ze względu na związany z tym wzrost fibrynogenu i innych białek osocza. Uważano, że wzrost ten był spowodowany tworzeniem się większych agregatów czerwonych krwinek (RBC) spowodowanych wzrostem fibrynogenu. Rzeczywiście, fibrynogen jest agregacją erytrocytów sprzyjającą czynnikom i w reżimie Stokesa zakłada się, że szybciej obserwuje się ją w osadach większych agregatów krwi. Jednak wszystkie modele pomiarów ESR oparte na tej hipotezie wymagają dalszych szczegółowych założeń fizycznych, niewymaganych w żadnym innym systemie. Poza tym nowoczesne badania w dziedzinie zawiesin koloidalnych ustaliły, że cząstki przyciągające tworzą agregaty perkolacyjne (tj. agregaty o szerokości pojemnika). Sedymentacja tych koloidów następuje następnie po tak zwanym "zapadaniu się żelu koloidalnego". Ostatnio wykazano, że erytrocyty faktycznie zachowują się tak samo. Hipoteza ta pozwala również na efektywne i analityczne modelowanie krzywej sedymentacji erytrocytów, z której można wyodrębnić solidne i fizycznie znaczące deskryptory. Niniejszy manuskrypt opisuje, jak przeprowadzić taką analizę i omawia korzyści płynące z tego podejścia.

Wprowadzenie

Szybkość sedymentacji erytrocytów (ESR) jest medycznym narzędziem klinicznym in vitro, formalnie wprowadzonym do medycyny opartej na dowodach w XX wieku1,2,3,4. Jest on obecnie stosowany na całym świecie jako niespecyficzny test zapalny lub do monitorowania ewolucji niektórych określonych stanów5,6,7,8. Wynika to głównie ze wzrostu stężenia fibrynogenu, ale także innych składników osocza, takich jak IgM1,9,10,11. Zgodnie z aktualnym standardowym protokołem Westergren, wartości ESR są podawane jako pomiar bezkomórkowej warstwy plazmy w danym punkcie czasowym (30 min lub 1 h) po pozostawieniu pionowej rurki o typowym rozmiarze 20 cm pionowo w spoczynku12. Jednak ta metoda pomiaru została skrytykowana, ponieważ opisano jakościowo różne etapy procesu sedymentacji, w tym opóźnienie przed osiągnięciem maksymalnej prędkości osiadania13. Opóźnienie to trwa dłużej niż 1 godzinę w około połowie zdrowych próbek14. Prędkość w tej fazie podlega innemu skalowaniu niż podczas drugiej, szybszej fazy sedymentacji15. Ograniczenie odczytu do średniej prędkości osiadania w ciągu pierwszej godziny powoduje porównanie różnej mieszanki różnych właściwości krwi u różnych osób.

Ponadto, ostatnio wykazano, że zwykłe teoretyczne rozważania stojące za tym protokołem były błędne16,17,18. Przy fizjologicznym hematokrycie (powyżej około 25%) czerwone krwinki (RBC) nie osadzają się jako oddzielne agregaty, ale raczej jako ciągła, tak zwana perkolująca sieć RBCs17,18, przestrzegając innego zestawu równań fizycznych niż zwykle wspominany sedymentation Stokesa16,17. Wykazano, że uwzględnienie opisu fizycznego opartego na pomiarach sedymentacji (cała krzywa w czasie) było bardziej wiarygodne w niektórych nowych kontekstach medycznych19,20. Co więcej, pomiary te mogą być wykorzystane do rzucenia światła na fizyczne mechanizmy zmieniające ESR w patologiach, w których kształty komórek są zmieniane19,20. Dodatkowo, powolny ESR może mieć użyteczną interpretację medyczną, jak wskazano w pomiarach kohorty pacjentów z zespołem neuroakantocytozy19,20. W tym artykule omówiono, jak praktycznie wdrożyć pomiar parametrów mających znaczenie fizyczne, w oparciu o całą kinetykę ESR. Dokładniej, przedstawiona tutaj metoda wyodrębnia maksymalną prędkość sedymentacji Um, której wartość można skorygować, aby uwzględnić wpływ hematokrytu dawcy16,17. Ten parametr jest dokładniejszy, a tym samym bardziej wiarygodny niż tradycyjny pomiar16,17,19,20.

Ponadto, w niektórych podstawowych badaniach, zamiast monitorować stan zapalny danego pacjenta, interesujące jest wykluczenie wpływu hematokrytu na ESR21,22,23, lub zbadanie roli RBC w zmodyfikowanym ESR19,20,24,25 między różnymi darczyńcami. Przydatne może być porównanie próbek, które nie są bezpośrednio pełnymi próbkami krwi pobranymi od pacjentów. W związku z tym, ponowne zawieszenie erytrocytów z kontrolowanym hematokrytem w osoczu autologicznym lub w podstawniku osocza może być stosowane jako pierwszy etap pomiaru OB. Na przykład roztwory Dekstranu 70 kDa o stężeniu 55 mg/ml w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) wytwarzają zakres sedymentacji w zakresie kontrolnym dla zdrowych komórek19. Niniejszy artykuł pokazuje również, w jaki sposób takie kroki powinny być prowadzone, a przedstawiona analiza jest istotna również w tych przypadkach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Pobieranie próbek krwi oraz przeprowadzone eksperymenty zostały zatwierdzone przez „Ärztekammer des Saarlandes” (decyzja etyczna nr 51/18) i wykonane po uzyskaniu świadomej zgody zgodnie z Deklaracją Helsińską. Standardowe pomiary należy przeprowadzać z krwi przeciwkrzepliwej kwasem etylenodiaminotetraoctowym (EDTA) (standardowe stężenie EDTA wynoszące 1,6 mg/mL krwi, norma europejska NF EN ISO 6710), w probówkach Westergrena. Objętość potrzebna do wypełnienia probówki Westergrena zależy od producenta (ponieważ dolne części czasami zawierają szerszy zbiornik); objętość powinna wynosić około 1 mL krwi pełnej oraz 800 µL w przypadku probówek wskazanych w Tabeli materiałów. Opisana poniżej metoda jest jednak prawidłowa niezależnie od konkretnej zawiesiny i kształtu naczynia, o ile hematokryt badanych próbek przekracza 25%16. Objętości, naczynia, medium zawieszające i dodatki powinny być zatem dobierane zgodnie z konkretnymi celami prowadzonego badania.

1. Eksperymenty i pomiary

UWAGA: Odnotowuj prędkość sedymentacji próbki w każdej minucie.

  1. Przygotowanie próbek (jeśli wymagane): Jeśli wymagany jest kontrolny hematokryt lub płyn zawiesający, należy rozpocząć od przemycia komórek i przygotowania próbek (jako przykład pokazujemy, jak przygotować próbki z różnymi poziomami fibrynogenu poprzez mieszanie surowicy i osocza autologicznego). Surowicę można w rzeczywistości uznać za osocze pozbawione fibrynogenu26,27, i można jej użyć w celu zmniejszenia agregacji erytrocytów w warunkach fizjologicznych. W celu przygotowania kilku próbek należy zebrać krew do standardowych probówek z EDTA o pojemności 9 mL oraz surowicę do standardowych probówek do surowicy (z kuleczkami krzemionkowymi jako aktywatorami krzepnięcia) o pojemności 9 mL.
    1. Odwiruj próbki krwi (tzn. 9 mL w standardowych probówkach z EDTA i do surowicy w wybranym przykładzie) przy 3 000 x g przez co najmniej 7 min, aby uzyskać optymalne zagęszczenie erytrocytów. Zastąp supernatant PBS-em lub pożądanym płynem zawieszającym, jeśli dostępna jest odpowiednia ilość. Jeśli wymagana jest jedynie kontrola hematokrytu w osoczu autologicznym, przejdź bezpośrednio do kroku 1.1.3. W przeciwnym razie, po dodaniu supernatantu do przemycia, delikatnie wymieszaj.
    2. Powtórz czynność trzy razy. Ostatnie przemycie wykonaj w każdym przypadku z zastosowaniem pożądanego płynu zawieszającego.
      1. W wybranym przykładzie przygotuj mieszaniny osocza autologicznego i surowicy o określonych proporcjach (np. 25%/75%, 50%/50% lub 75%/25% udziału objętościowego osocza do surowicy). Na przykład, przygotowując 2,5 mL mieszaniny osocza i surowicy w proporcji 25%/75%, dodaj 0,625 mL osocza do 1,875 mL surowicy.
    3. Pobierz wymaganą objętość zagęszczonych komórek i zawieś je w pożądanym płynie. Traktuj zagęszczone komórki jako ciecz o wysokiej lepkości (stosując standardowe wstępne pipetowanie i/lub pipetowanie odwrotne lub pipetę wypierającą28). W wybranym przykładzie, dla próbki 4 mL przy hematokrycie 45%, zawieś 1,8 mL zagęszczonych komórek w 2,2 mL mieszaniny osocza i surowicy.
  2. Jeśli hematokryt próbki nie jest kontrolowany, wyznacz go za pomocą szybkowirówki mikrocentryfugowej (odpowiednie są również inne standardowe metody).
    1. Pobierz wymaganą ilość próbki do oznaczenia hematokrytu: napełnij kapilary mikrohematokrytowe, zanurzając ich dolną końcówkę w cieczy. Zatrzymaj proces, zasłaniając górny otwór, gdy wymagana ilość próbki wzniesie się w rurce w wyniku ssania kapilarnego.
    2. Uszczelnij kapilary woskiem uszczelniającym. Umieść je w mikrocentryfudze do hematokrytu i wiruj przy 15 000 x g (12 000 obr./min) przez 5 min lub zgodnie z instrukcjami producenta.
    3. Odczytaj poziom hematokrytu z kapilary i zapisz go do późniejszego odniesienia.
  3. Przygotuj aparat do rejestracji sedymentacji próbek. Aby uniknąć przepełnienia pamięci lub rozładowania baterii, zasil urządzenie z sieci i zapisuj zdjęcia bezpośrednio na komputerze lub zewnętrznym dysku twardym.
    1. Ustaw stabilny aparat przed uchwytem, w którym zostaną umieszczone rurki do OB. Użyj białego, oświetlonego tła (świetnie sprawdzą się białe arkusze papieru w tle).
    2. Używając pustych rurek Westergrena, najlepiej bez oznaczeń, ustaw ostrość i pole widzenia aparatu, aby uzyskać najwyższą rozdzielczość w miejscu, w którym zostaną umieszczone próbki. W miarę możliwości upewnij się, że krawędzie zdjęć są wyrównane w pionie i poziomie.
    3. Zrób zdjęcie rurki z podziałką, aby wyznaczyć rozdzielczość pikselową. Zaleca się stosowanie zdjęć RGB.
    4. Ustaw światło i czas naświetlania aparatu tak, aby tło było białe, ale bez nasycenia. Przykład na Rysunku 1 został wykonany za pomocą aparatu Canon EOS M50, z czasem naświetlania 1/15 s, przysłoną F8.0, balansem bieli Tungsten, w trybie pojedynczego ujęcia z manualnym ustawieniem ostrości i czułością ISO 1 000.
  4. Przygotuj i umieść rurki do OB.
    1. Napełnij dolny pojemnik rurki Westergrena objętością zgodną z instrukcją producenta. Włóż rurkę Westergrena do dolnego pojemnika zgodnie ze wskazówkami producenta.
    2. Gdy tylko pierwsza rurka będzie gotowa, umieść ją w uchwycie i rozpocznij rejestrację aparatem. Robienie jednego zdjęcia co minutę zazwyczaj zapewnia dobrą rozdzielczość krzywej kinetycznej OB.
    3. Przygotuj i umieść kolejne próbki. Upewnij się, że podczas robienia zdjęcia nie zasłaniasz żadnej z próbek.
    4. Pozostaw pomiary na co najmniej 2 h, aby umożliwić porównanie z pomiarami standardowymi po 30 min, 1 h i 2 h. Jest to również korzystne dla zaobserwowania nasycenia i zatrzymania sedymentacji. W przypadku próbek zdrowych lub w stanie zapalnym rejestracja próbek przez noc, od 12 h do 24 h, jest w zupełności wystarczająca, ponieważ krzywizna najszybszych próbek jest widoczna w ciągu 3 h13,19. Jeśli jednak dany stan zmniejsza prędkość sedymentacji, tak jak robi to obniżenie stężenia fibrynogenu (tzn. w wybranym przykładzie przy wysokim udziale objętościowym surowicy), do uzyskania najdokładniejszych informacji mogą być wymagane rejestracje trwające 50 h lub więcej16,19.

2. Analiza obrazu

UWAGA: Po zarejestrowaniu obrazów należy wyekstrahować krzywą ESR. Przykładowy kod Matlab został podany jako Plik uzupełniający 1 (MatlabCodeImageAnalysisSampled.m).

  1. Wybierz lub zidentyfikuj obszar zainteresowania (ROI), w którym widoczna jest tylko jedna probówka, tak aby dolna krawędź znajdowała się poniżej najniższego poziomu interfejsu między plazmą a erytrocytami, lecz w obrębie próbki (patrz Rysunek 1A, B). W razie potrzeby obróć obraz tak, aby kierunek pionowy był zgodny z pierwszą składową obrazu.
  2. Przekształć ROI obrazu RGB w obraz w skali szarości lub macierz GrZazwyczaj połączenie trzech kanałów kolorystycznych (czerwonego [R], zielony [G] i niebieski [B]) jako Gr = 2 * R - B - G wykazuje wysoką wydajność z wyraźnym tłem (patrz Rycina 1C oraz plik MatlabCodeImageAnalysisSampled.m, linie 121-128).
  3. Zbinaryzuj obraz. W przypadku próbki zdrowej zastosuj próg Otsu.29 zazwyczaj daje spójny wynik (patrz Rycina 1D oraz linia 133 pliku MatlabCodeImageAnalysisSampled.m). W przypadku próbek o wysokim poziomie hematokryty lub z obecnością hemolizy, lepszym rozwiązaniem może być ręczna korekta lub zastosowanie innej metody automatycznej (zgodnie z liniami 129-131 pliku MatlabCodeImageAnalysisSampled.m), w zależności od uzyskanego dokładnego kontrastu pomiędzy poszczególnymi fazami wewnątrz probówki.
  4. Oblicz średnią wartości pikseli (lub elementów) Gr wzdłuż kierunku poziomego. Krok ten pozwala zminimalizować szum i skutecznie uśrednić ewentualne nieregularności powierzchni styku (patrz Rycina 1E oraz plik MatlabCodeImageAnalysisSampled.m w linii 137).
  5. Przed obliczeniem wariancji należy wygładzić krzywą za pomocą średniej kroczącej, zwłaszcza jeśli próbówki zawierają poziome oznaczenia (patrz Rysunek 1F). W przypadku podanych przykładów w procesie tym zastosowano ruchome okno o szerokości ~2,5 mm (50 pikseli) (patrz linia 138 pliku MatlabCodeImageAnalysisSampled.m). Następnie należy wyznaczyć położenie interfejsu jako punkt o najwyższej zmienności intensywności (patrz Rycina 1G).
  6. Powtórz czynność dla każdego obrazu i każdej próbki. Dla każdej próbki zapisz pozycje interfejsu w czasie w odpowiednim formacie, aby umożliwić dopasowanie modelu fizycznego za pomocą dowolnego właściwego oprogramowania do dopasowywania danych.

3. Dopasowanie modelu fizycznego

  1. Za pomocą dowolnego odpowiedniego oprogramowania, znając hematokryt oraz początkową wysokość słupa krwi h0, wyznacz wartości czasu opóźnienia t0, czasu bezwymiarowego γ oraz końcową ułamkową objętość osadu Φm erytrocytów, która minimalizuje sumę kwadratów odchyleń resztowych dla modelu fizycznego17. Kod Matlab (ShapeAnalyzerIntegrated.m) został udostępniony jako Plik uzupełniający 2 jako przykład sposobu przeprowadzenia takiego dopasowania. Dalsze instrukcje znajdują się w Pliku uzupełniającym 2. Jak opisano w innych publikacjach16,17, erytrocyty przy fizjologicznym hematokrycie sedymentują jako miękki żel cząsteczkowy, w którym kluczowymi parametrami fizycznymi są różnica gęstości między osoczem a erytrocytami dawcy Δρ, charakterystyczna średnica erytrocytów rRBC, lepkość osocza w temperaturze pokojowej η oraz hematokryt dawcy Φ. Wykorzystując te parametry i zakładając, że naprężenie grawitacyjne jest głównym procesem napędzającym przepływ osocza w górę przez porowatą sieć utworzoną przez erytrocyty po czasie opóźnienia t0, otrzymuje się ewolucję czasową16,17:
    Równanie ilustrujące koncepcję funkcji kawałkowej; zawiera zmienne fizyczne, schemat.
    gdzie Wzór matematyczny dla f(x); analiza równania logarytmicznego; ukierunkowana na badania., Równanie dynamiki płynów, G=Δρgr²RBC/(ηϕh₀), istotne dla obliczeń lepkości., a Równanie równowagi statycznej \( r^2_{RBC} \approx 4 \, \mu \text{m} \) dla schematu fizycznego. oznacza średni promień tarczy erytrocyta. Przykład kodu Matlab wykonującego tę operację znajduje się w załączniku (ShapeAnalyzerIntegrated.m dopasowuje funkcję zdefiniowaną w SedimFit.m [Plik uzupełniający 3]). Alternatywnie, G/γ można również stosować bezpośrednio jako parametr dopasowania z jednostką 1/t.
  2. Po wyekstrahowaniu krzywej ilościowej z obrazu, zapisz parametry fizyczne próbki. Tradycyjne wartości OBW po 30 min, 1 h lub 2 h mogą zostać wyekstrahowane z krzywej w celu odniesienia (patrz ShapeAnalyzerIntegrated.m linie 123-132).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przykład prawidłowo pozyskanej sekwencji obrazów przedstawiono w Filmie Uzupełniającym 1 (MovieS1.avi). Seria charakterystycznych dopasowań modelu dla różnych warunków została pokazana na Rysunku 2. Stężenie fibrynogenu określono na podstawie stężenia fibrynogenu w osoczu Fib0, przyjmując, że surowica nie zawiera w ogóle fibrynogenu. Zatem Fib = C Fib0, gdzie C jest ułamkową objętością osocza w mieszaninie osocza i su...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Aby zautomatyzowany protokół działał efektywnie, ważne jest zapewnienie czystego tła i odpowiedniego oświetlenia. Ciemne tło może uniemożliwić ustalenie skutecznego progu binaryzacji. W przypadku próbek z pewnym stopniem hemolizy, która zazwyczaj narasta z czasem, istotne jest wcześniejsze sprawdzenie, czy wybrany próg binaryzacji jest odpowiedni zarówno dla zdjęć początkowych, jak i końcowych.

W procesie binaryzacji obrazu najczulszym etapem jest wybór ROI oraz progu binaryzacji. Przydatne mo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają konfliktu interesów, który mogliby uznać za istotny dla treści tego artykułu.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez jednostkę badawczą FOR 2688 - Wa1336/12 Niemieckiej Fundacji Badawczej oraz przez umowę o grant Marie Skłodowska-Curie nr 860436-EVIDENCE. T. J. i C. W. potwierdzają finansowanie przez Uniwersytet Francusko-Niemiecki (DFH/UFA). A. D. potwierdza finansowanie przez Young Investigator Grant Uniwersytetu Saary.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Probówka antykoagulantu (EDTA lub heparyny) (do próbki krwi)SARSTEDT267001 lub 265Antykoagulowana próbka krwi w celu scharakteryzowania
Aparat EOS M50CanonKit EF-M18-150 IS STMKażdy aparat powinien działać, pod warunkiem, że dostępne jest zasilanie sektorowe, połączenie z komputerem w celu automatycznego fotografowania i dostosowany obiektyw
WirówkaHERMLE302.00 V03 - Z 36 HKWymagania: co najmniej 3000 x g ofr 7 min.
MikrowirówkaMLWTH21lub dowolny inny sposób oznaczania hematokrytu
Kapilary mikrohematokrytokrytoweFisher 11884040naukowe lub inne kapilary/pojemniki do oznaczania hematokrytu
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)ThermoFisher100100231x PBS, pH 7,4, 298 Osm
Pipety (np. pipeta wyporowa)GilsonFD10006Pipeta wymagana do manipulowania krwią i/lub upakowanymi komórkami. Inne modele są oczywiście odpowiednie, ale należy uważać, aby traktować krew i spakowane komórki jako płyny o dużej lepkości.
Woskowa płytka uszczelniającaHirschmann9120101Wosk uszczelniający do kapilar mikrohematokrytu
Probówki WestergrenPraxindoA9244560Każda inna standardowa probówka Wetsergren również powinna działać
Białe tło z oświetleniem//Białearkusze papieru za próbkami, przy zwykłym świetle w pomieszczeniu jest całkowicie wystarczające.

Bibliografia

  1. Bedell, S. E., Bush, B. T. Erythrocyte sedimentation rate. From folklore to facts. The American Journal of Medicine. 78, 1001-1009 (1985).
  2. Grzybowski, A., Sak, J. Edmund Biernacki (1866-1911): Discoverer of the erythrocyte sedimentation rate. On the 100th anniversary of his death. Clinics in Dermatology. 29 (6), 697-703 (2011).
  3. Kushner, I., Mackiewicz, A. The Acute Phase Response: An Overview. Acute Phase Proteins. , CRC Press. (1993).
  4. Tishkowski, K., Gupta, V. Erythrocyte Sedimentation Rate. StatPearls Publishing. , Treasure Island, FL. (2022).
  5. Menees, S. B., Powell, C., Kurlander, J., Goel, A., Chey, W. D. A meta-analysis of the utility of C-reactive protein, erythrocyte sedimentation rate, fecal calprotectin, and fecal lactoferrin to exclude inflammatory bowel disease in adults with IBS. The Americal Journal of Gastroenterology. 110 (3), 444-454 (2015).
  6. Brigden, M. L. Clinical utility of the erythrocyte sedimentation rate. Americal Family Physician. 60 (5), 1443-1450 (1999).
  7. Liu, S., et al. Preliminary case-control study to evaluate diagnostic values of C-reactive protein and erythrocyte sedimentation rate in differentiating active Crohn's disease from intestinal lymphoma, intestinal tuberculosis and Behcet's syndrome. The American Journal of the Medical Sciences. 346 (6), 467-472 (2013).
  8. Greidanus, N. V., et al. Use of erythrocyte sedimentation rate and C-reactive protein level to diagnose infection before revision total knee arthroplasty: A prospective evaluation. The Journal of Bone and Joint Surgery. 89 (7), 1409-1416 (2007).
  9. Flormann, D., Kuder, E., Lipp, P., Wagner, C., Kaestner, L. Is there a role of C-reactive protein in red blood cell aggregation. International Journal of Laboratory Hematology. 37 (4), 474-482 (2015).
  10. Brust, M., et al. The plasma protein fibrinogen stabilizes clusters of red blood cells in microcapillary flows. Scientific Reports. 4, 4348(2014).
  11. Gray, S. J., Mitchell, E. B., Dick, G. F. Effect of purified protein fractions on sedimentation rate of erythrocytes. Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine. 51 (3), 403-404 (1942).
  12. Kratz, A., et al. ICSH recommendations for modified and alternate methods measuring the erythrocyte sedimentation rate. International Journal of Laboratory Hematology. 39 (5), 448-457 (2017).
  13. Hung, W. T., Collings, A. F., Low, J. Erythrocyte sedimentation rate studies in whole human blood. Physics in Medicine and Biology. 39 (11), 1855-1873 (1994).
  14. Woodland, N. B., Cordatos, K., Hung, W. T., Reuben, A., Holley, L. Erythrocyte sedimentation in columns and the significance of ESR. Biorheology. 33 (6), 477-488 (1996).
  15. Holley, L., Woodland, N., Hung, W. T., Cordatos, K., Reuben, A. Influence of fibrinogen and haematocrit on erythrocyte sedimentation kinetics. Biorheology. 36 (4), 287-297 (1999).
  16. Dasanna, A. K., et al. Erythrocyte sedimentation: Effect of aggregation energy on gel structure during collapse. Physical Review. E. 105 (2-1), 024610(2022).
  17. Darras, A., et al. Erythrocyte sedimentation: collapse of a high-volume-fraction soft-particle gel. Physical Review Letters. 128 (8), 088101(2022).
  18. Darras, A., et al. Imaging erythrocyte sedimentation in whole blood. Frontiers in Physiology. 12, 729191(2022).
  19. Darras, A., et al. Acanthocyte sedimentation rate as a diagnostic biomarker for neuroacanthocytosis syndromes: Experimental evidence and physical justification. Cells. 10 (4), 788(2021).
  20. Rabe, A., et al. The erythrocyte sedimentation rate and its relation to cell shape and rigidity of red blood cells from chorea-acanthocytosis patients in an off-label treatment with dasatinib. Biomolecules. 11 (5), 727(2021).
  21. Giavarina, D., Capuzzo, S., Pizzolato, U., Soffiati, G. Length of erythrocyte sedimentation rate (ESR) adjusted for the hematocrit: reference values for the TEST 1 method. Clinical Laboratory. 52 (5-6), 241-245 (2006).
  22. Bull, B. S. Is a standard ESR possible. Laboratory Medicine. 6 (11), 31-39 (1975).
  23. Bull, B. S., Brecher, G. An evaluation of the relative merits of the Wintrobe and Westergren sedimentation methods, including hematocrit correction. American Journal of Clinical Pathology. 62 (4), 502-510 (1974).
  24. Reinhart, W. H., Singh, A., Straub, P. W. Red blood cell aggregation and sedimentation: the role of the cell shape. British Journal of Haematology. 73 (4), 551-556 (1989).
  25. Jan, K., Usami, S., Smith, J. A. Influence of oxygen tension and hematocrit reading on ESRs of sickle cells: Role of RBC aggregation. Archives of Internal Medicine. 141 (13), 1815-1818 (1981).
  26. Issaq, H. J., Xiao, Z., Veenstra, T. D. Serum and plasma proteomics. Chemical Reviews. 107 (8), 3601-3620 (2007).
  27. Yu, Z., et al. Differences between human plasma and serum metabolite profiles. PLoS One. 6 (7), 21230(2011).
  28. Proper Pipetting Techniques - DE. , Available from: https://www.thermofisher.com/de/de/home/life-science/lab-plasticware-supplies/lab-plasticware-supplies-learning-center/lab-plasticware-supplies-resource-library/fundamentals-of-pipetting/proper-pipetting-techniques.html (2023).
  29. Otsu, N. A threshold selection method from gray-level histograms. IEEE Transaction on Systems, Man, and Cybernetics. 9 (1), 62-66 (1979).
  30. Solomon, C., et al. A comparison of fibrinogen measurement methods with fibrin clot elasticity assessed by thromboelastometry, before and after administration of fibrinogen concentrate in cardiac surgery patients. Transfusion. 51 (8), 1695-1706 (2011).
  31. Norouzi, N., Bhakta, H. C., Grover, W. H. Sorting cells by their density. PLoS One. 12 (7), 0180520(2017).
  32. Trudnowski, R. J., Rico, R. C. Specific gravity of blood and plasma at 4 and 37 degrees C. Clinical Chemistry. 20 (5), 615-616 (1974).
  33. Késmárky, G., Kenyeres, P., Rábai, M., Tóth, K. Plasma viscosity: A forgotten variable. Clinical Hemorheology and Microcirculation. 39 (1-4), 243-246 (2008).
  34. Teece, L. J., et al. Gels under stress: The origins of delayed collapse. Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects. 458, 126-133 (2014).
  35. Lindström, S. B., Kodger, T. E., Sprakel, J., Weitz, D. A. Structures, stresses, and fluctuations in the delayed failure of colloidal gels. Soft Matter. 8 (13), 3657-3664 (2012).
  36. Bartlett, P., Teece, L. J., Faers, M. A. Sudden collapse of a colloidal gel. Physical Review. E, Statistical, Nonlinear, and Soft Matter Physics. 85, 021404(2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Erytrocytystężenie fibrynogenuoznaczenie hematokrytuzapadanie się żelu koloidalnegoprędkość sedymentacjiagregacja białek osoczaanaliza obrazupipety Westergrenawirowanie próbki krwi
Szybkość sedymentacji erytrocytów: charakterystyka oparta na fizyce w kontekście medycznym
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.