Artykuł metodologiczny

Elektromagnetycznie sterowany model zamkniętej głowy łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu u myszy

DOI:

10.3791/64556

⸱

28 września 2022

 ,  , 
1Spinal Cord & Brain Injury Research Center, University of Kentucky, 2Department of Neuroscience, University of Kentucky, 3Sanders-Brown Center on Aging, University of Kentucky

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół opisuje łagodne urazowe uszkodzenie mózgu w modelu mysim. W szczególności w pełni wyjaśniony jest protokół krok po kroku mający na celu wywołanie łagodnego urazu głowy w linii środkowej oraz charakterystyka modelu zwierzęcego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wysoce powtarzalne modele zwierzęce urazowego uszkodzenia mózgu (TBI), z dobrze zdefiniowanymi patologiami, są potrzebne do testowania interwencji terapeutycznych i zrozumienia mechanizmów, jak TBI zmienia funkcjonowanie mózgu. Dostępność wielu zwierzęcych modeli TBI jest niezbędna do modelowania różnych aspektów i nasileń TBI obserwowanych u ludzi. Manuskrypt ten opisuje zastosowanie zamkniętego urazu głowy w linii środkowej (CHI) do opracowania mysiego modelu łagodnego TBI. Model jest uważany za łagodny, ponieważ nie powoduje strukturalnych zmian w mózgu na podstawie neuroobrazowania lub dużej utraty neuronów. Jednak pojedyncze uderzenie tworzy wystarczającą patologię, aby upośledzenie funkcji poznawczych można było zmierzyć co najmniej 1 miesiąc po urazie. W artykule zdefiniowano protokół krok po kroku indukowania CHI u myszy za pomocą stereotaktycznie sterowanego impaktora elektromagnetycznego. Korzyści płynące z łagodnego modelu CHI linii środkowej obejmują odtwarzalność zmian wywołanych urazem przy niskiej śmiertelności. Model został czasowo scharakteryzowany do 1 roku po urazie pod kątem zmian neuroobrazowych, neurochemicznych, neuropatologicznych i behawioralnych. Model ten jest komplementarny z otwartymi modelami czaszki o kontrolowanym wpływie korowym przy użyciu tego samego urządzenia impaktorowego. W ten sposób laboratoria mogą modelować zarówno łagodne rozproszone TBI, jak i ogniskowe umiarkowane do ciężkiego TBI za pomocą tego samego impaktora.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Urazowe uszkodzenie mózgu (TBI) jest spowodowane przez zewnętrzną siłę działającą na mózg, często związaną z upadkami, urazami sportowymi, przemocą fizyczną lub wypadkami drogowymi. W 2014 roku Centers for Disease Control and Prevention ustaliło, że 2,53 miliona Amerykanów odwiedziło oddział ratunkowy w celu uzyskania pomocy medycznej w przypadku wypadków związanych z TBI1. Ponieważ łagodne TBI (mTBI) stanowi większość przypadków TBI, w ciągu ostatnich kilku dekad przyjęto wiele modeli mTBI, które obejmują spadek masy, zamknięty uraz głowy napędzany tłokiem i kontrolowane uderzenie w korę mózgową, uraz rotacyjny, łagodny uraz udarowy płynu i modele urazów wybuchowych2,3. Heterogeniczność modeli mTBI jest przydatna do omówienia różnych cech związanych z mTBI obserwowanych u ludzi oraz do oceny mechanizmów komórkowych i molekularnych związanych z uszkodzeniem mózgu.

Spośród powszechnie używanych modeli zamkniętego urazu, jednym z pierwszych i najczęściej używanych modeli jest metoda obniżania ciężaru, gdzie obiekt jest zrzucany z określonej wysokości na głowę zwierzęcia (znieczulonego lub obudzonego)2,4. W metodzie spadku masy ciała ciężkość urazu zależy od kilku parametrów, w tym wykonanej kraniotomii lub nie, nieruchomej lub wolnej głowy oraz odległości i wagi spadającego przedmiotu2,4. Jedną z wad tego modelu jest duża zmienność ciężkości urazu i wysoka śmiertelność związana z depresją oddechową5,6. Powszechną alternatywą jest uderzenie za pomocą urządzenia pneumatycznego lub elektromagnetycznego, które można wykonać bezpośrednio na odsłoniętą oponę twardą (kontrolowane uderzenie korowe: CCI) lub zamkniętą czaszkę (zamknięty uraz głowy: CHI). Jedną z mocnych stron urazów spowodowanych przez tłok jest ich wysoka powtarzalność i niska śmiertelność. Jednak CCI wymaga kraniotomii7,8, a kraniotomia sama w sobie wywołuje stan zapalny9. Zamiast tego w modelu CHI nie ma potrzeby wykonywania kraniotomii. Jak już wspomniano, każdy model ma ograniczenia. Jednym z ograniczeń modelu CHI opisanego w tej pracy jest to, że operacja jest wykonywana przy użyciu ramy stereotaktycznej, a głowa zwierzęcia jest unieruchomiona. Podczas gdy pełne unieruchomienie głowy zapewnia odtwarzalność, nie uwzględnia ruchu po uderzeniu, który mógłby przyczynić się do urazu związanego z mTBI.

Ten protokół opisuje podstawową metodę wykonywania uderzenia CHI za pomocą dostępnego na rynku urządzenia do impaktora elektromagnetycznego10 w myszy. Protokół ten wyszczególnia dokładne parametry potrzebne do osiągnięcia wysoce powtarzalnego urazu. W szczególności badacz ma precyzyjną kontrolę nad parametrami (głębokość urazu, czas przebywania i prędkość uderzenia), aby precyzyjnie określić stopień urazu. Jak opisano, ten model CHI powoduje uraz, który skutkuje obustronną patologią, zarówno rozlaną, jak i mikroskopijną (tj. przewlekłą aktywacją gleju, uszkodzeniem aksonów i naczyń krwionośnych) oraz fenotypami behawioralnymi11,12,13,14,15. Ponadto opisany model jest uważany za łagodny, ponieważ nie wywołuje strukturalnych zmian w mózgu na podstawie MRI ani poważnych zmian patologicznych nawet 1 rok po urazie16,17.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przeprowadzone eksperymenty zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) Uniwersytetu Kentucky, a zarówno wytyczne ARRIVE, jak i Guide for the Care and Use of Laboratory Animals były przestrzegane podczas badania.

1. Konfiguracja chirurgiczna

UWAGA: Myszy są trzymane w grupach po 4-5 osób w klatce, wilgotność w pomieszczeniu utrzymuje się na poziomie 43%-47%, a temperatura jest utrzymywana na poziomie 22-23 °C. Myszy mają dostęp ad libitum do jedzenia i wody oraz poddawane 12 godzinom/12 godzinom cyklu światło/ciemność (7 rano/19 wieczorem).

  1. Użyj wyznaczonego obszaru chirurgicznego, takiego jak kaptur lub dedykowana sala zabiegowa, aby przeprowadzić operację na zwierzętach.
  2. Upewnij się, że w polu operacyjnym znajduje się poduszka grzewcza, rama stereotaktyczna wyposażona w impaktor elektromagnetyczny oraz maska anestezjologiczna przeznaczona do podawania izofluranu (patrz Rysunek 1A).
  3. Upewnij się, że chirurg lub personel biorący udział w operacji nosi czysty fartuch laboratoryjny, maskę na twarz, rękawiczki i czepek chirurgiczny.
  4. Używaj sterylnych narzędzi chirurgicznych, sterylnych aplikatorów z bawełnianą końcówką i gazików. Użyj sterylizatora z gorącymi kulkami, aby wysterylizować narzędzia między myszami w dniu zabiegu.
  5. Użyj komory indukcyjnej znieczulenia, aby przygotować mysz do operacji w obszarze przedoperacyjnym.
  6. Użyj poduszek grzewczych, aby utrzymać temperaturę zwierzęcia, wyczyść klatki do trzymania myszy po operacji i timery, aby rejestrować odruch prostowania myszy po operacji.

2. Postępowanie przedoperacyjne

  1. Przygotuj aparat podtrzymujący głowę (patrz Rysunek 1B).
    1. Usuń zwinięty grzbiet końcowy z 1 ml lateksowej bańki pipety (nadmuchiwana końcówka) (patrz Rysunek 1C).
    2. Przymocuj żarówkę do rurki za pomocą parafilmu (patrz Rysunek 1C).
    3. Podłączyć rurkę do strzykawki o pojemności 10 ml za pomocą kranu. Napełnij strzykawkę wodą (patrz Rysunek 1C).
      UWAGA: Żarówka pipety lateksowej o pojemności 1 ml zostanie umieszczona pod głową myszy, aby przemieścić siłę uderzenia z dala od uszu. Przed użyciem postaraj się usunąć jak najwięcej powietrza z żarówki, aby żarówka była wypełniona głównie wodą, a nie powietrzem.
  2. Konfiguracja impaktora.
    1. Wybierz końcówkę sondy 5 mm, przykręć ją do tłoka w dolnej środkowej części siłownika (wewnątrz większego cylindra) i delikatnie dokręć sondę bez stosowania nadmiernej siły. Ponownie dokręć końcówkę między uderzeniami (patrz Rysunek 1B).
    2. Przed włączeniem impaktora upewnij się, że przełącznik wysuwania/cofania jest ustawiony w środkowej pozycji wyłączonej. Następnie podłącz siłownika do gniazda na panelu przednim skrzynki sterowniczej impaktora, a czujnika do gniazda na panelu przednim. Następnie włącz wyłącznik zasilania na tylnym panelu (patrz Rysunek 1D).
      UWAGA: Przełącznik wysuwania/cofania musi pozostać w środkowej pozycji wyłączonej, gdy nie jest używany.
    3. Ustaw prędkość uderzenia, obracając duże pokrętło po lewej stronie skrzynki sterowniczej, aż na wyświetlaczu pojawi się prędkość uderzenia 5,0 ± 0,2 m/s (patrz Rysunek 1D).
    4. Ustaw licznik zatrzymań na 100 ms, obracając pokrętła, aż zatrzymanie wskaże 0,01 (patrz Rysunek 1D).
      UWAGA: Zatrzymanie to czas kontaktu przed automatycznym wycofaniem.
    5. Umieść siłownik impaktora na paku z lodem, aby zapobiec rozszerzaniu się plastikowego cylindra, który blokuje cylinder w miejscu, zapobiegając ruchowi cylindra i dostawaniu przyszłych uderzeń (patrz Rysunek 1E).
  3. Przygotuj mysz do zabiegu.
    1. Sprawdź wzrokowo mysz przed zabiegiem i wyeliminuj mysz z badania, jeśli zaobserwowany jest jeden z następujących stanów: zły stan sierści, letarg lub słaba waga (<20 g) dla 4-miesięcznej myszy.
    2. Znieczulenie myszy 4%-5% izofluranem w 100% tlenie za pomocą komory indukcyjnej umieszczonej na poduszce grzewczej na 1-2 min.
    3. Ogol sierść z miejsca operacji za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia włosów.
    4. Oczyść głowę sterylnymi wacikami nasączonymi alkoholem i nałóż miejscowy środek znieczulający na ogoloną skórę głowy co najmniej 15 minut przed rozpoczęciem zabiegu.
    5. Przed zabiegiem umieść mysz w czystej klatce. Zabieg należy rozpocząć po co najmniej 15 minutach stosowania znieczulenia miejscowego (czas indukcji).
      UWAGA: Czas znieczulenia może się różnić w zależności od środka znieczulającego użytego w zabiegu.
  4. Sprawdź jeszcze raz, czy ramka stereotaktyczna, impaktor i cyfrowy wyświetlacz stereotaktyczny (patrz Rysunek 1F) są gotowe do użycia.
  5. Umieść mysz z powrotem w komorze indukcyjnej izofluranu z 4%-5% izofluranem w 100% tlenu na około 3 minuty.
  6. Zamocuj mysz w scenie głowy.

3. Zabieg chirurgiczny

  1. Przymocuj mysz do ramy stereotaktycznej za pomocą lekkich, zwężających się punktowych prętów nausznych z żywicy acetalowej, pręta do gryzienia i maski znieczulającej myszy (patrz Rysunek 1G, H). Izofluran jest dostarczany w ilości 2%-3% do powietrza w pomieszczeniu z prędkością 100-200 ml/min. Uważnie monitoruj oddech myszy, aby zapewnić głębokość znieczulenia i w razie potrzeby dostosuj poziom gazu.
  2. Nałóż sterylny lubrykant do oczu na oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
  3. Trzykrotnie wysterylizuj skórę głowy wacikami z jodonem powidonu i sterylnymi wacikami nasączonymi alkoholem.
  4. Upewnij się, że mysz jest głęboko znieczulona, sprawdzając brak reakcji na uszczypnięcie palca
    5. .
  5. Wykonaj około 1 cm nacięcie w linii środkowej skóry głowy między oczami a szyją za pomocą skalpela, odsłaniając czaszkę (patrz Rysunek 1I).
  6. Pozostaw czaszkę do wyschnięcia na 1-2 minuty.
  7. Zidentyfikuj bregma (punkt przecięcia szwów czołowych i strzałkowych) i lambda (przecięcie szwów strzałkowych i lambdoidalnych) (patrz Rysunek 1J).
    UWAGA: Jako odniesienie można użyć atlasu mózgu myszy.
  8. Umieść aparat podtrzymujący głowę pod głową i napompuj bańkę wodą, aż zacznie naciskać na spód głowy myszy, ale nie odrywa głowy od pręta gryzienia.
    UWAGA: Ten krok jest niezbędny, aby zmniejszyć możliwe problemy z uszami spowodowane przez CHI. Każde zwierzę z uszkodzeniem ucha przez pręty uszne, powodujące toczenie się lub krwawienie, powinno zostać wyeliminowane z badania i poddane eutanazji.
  9. Przesuń impaktor na miejsce nad głową zwierzęcia.
  10. Wysuń impaktor, umieszczając przełącznik wysuwania/cofania (na skrzynce sterowniczej impaktora) na Extend.
    UWAGA: Upewnij się, że końcówka jest całkowicie wysunięta, pociągając ją w dół.
  11. Ustaw impaktor tak, aż zostanie wyśrodkowany nad bregmą (patrz Rysunek 1K).
  12. Zresetuj cyfrowe współrzędne stereotaktyczne x i y w czytniku stereotaktycznym do 0 (na ekranie dotykowym)
  13. Ustaw sondę w miejscu uderzenia, przesuwając sondę od bregmy do współrzędnych docelowych: przyśrodkowo-boczna = 0,0 mm, przednio-tylna = −1,6 mm.
  14. Przypnij czujnik kontaktowy do ucha zwierzęcia.
    1. Powoli opuść końcówkę sondy za pomocą przedłużonej sondy, aż do pierwszego kontaktu z powierzchnią. Zatrzymaj się na sygnale dźwiękowym.
    2. Zresetuj cyfrowe współrzędne stereotaktyczne z w czytniku stereotaktycznym do 0.
  15. Dokładnie sprawdź, czy końcówka jest zlicowana z czaszką (płaszczyzny przyśrodkowo-boczne i przednio-tylne).
    UWAGA: Ustawienie końcówki sondy jest najważniejszym krokiem tego procesu, aby zapobiec złamaniom czaszki i uszkodzeniu uszu.
  16. Wycofaj impaktor, ustawiając przełącznik dwustabilny na skrzynce sterowniczej w pozycji Wycofanie. Końcówka wycofuje się i nie ma już kontaktu z głową zwierzęcia aż do momentu uderzenia.
  17. Ustaw głębokość uderzenia, dostosowując głębokość grzbietowo-brzuszną do −1.2 mm.
    UWAGA: Głębokość uderzenia wpływa na stopień urazu. Głębokość powinna być dostosowana do różnych grup wiekowych, wagi i szczepów myszy do pożądanej ciężkości urazu. Głębokość może z czasem wymagać dostosowania/ponownego namiaru, aby utrzymać stałą ciężkość urazu. Nasilenie można ocenić neuropatologicznie: mikroglej i astrocyty (IHC) oraz behawioralnie: labirynt wodny ramienia promieniowego i test aktywnego unikania.
  18. Uważnie monitoruj oddech myszy, aby upewnić się, że głębokość znieczulenia i w razie potrzeby dostosuj poziom gazu.
    UWAGA: Często procentową zawartość izofluranu należy obniżyć lub odciąć na 10-20 s przed uderzeniem. Uważnie obserwuj, czy oddech nieznacznie przyspieszy. Jeśli oddychanie jest zbyt wolne w momencie uderzenia, zwierzę może umrzeć w ciągu pierwszych 60 sekund po uderzeniu z powodu bezdechu. Można temu zapobiec, dostosowując głębokość znieczulenia na sekundy przed uderzeniem.
  19. Wywołaj uderzenie, naciskając prawy przełącznik, aby uderzyć. Końcówka sondy opada z wyświetlaną prędkością, a następnie pozostaje w dół przez ustawiony czas przebywania i chowa się.
    UWAGA: Myszy pozorowane są traktowane identycznie jak myszy CHI, ale wpływ nie jest dostarczany.
  20. Uruchom stoper natychmiast po uderzeniu CHI, aby zarejestrować czasy prostowania (czas powrotu z pozycji bocznej do pozycji leżącej) lub uruchom stoper, gdy mysz zostanie usunięta z ramki stereotaktycznej w przypadku myszy pozorowanych. Średni czas refleksu prostującego wynosi 5-15 min.
    UWAGA: Czas odruchu prostowania może się różnić w zależności od zmęczenia i wieku myszy.
  21. Oceń myszy pod kątem widocznych pęknięć czaszki, krwotoków i bezdechu. Wyklucz z badania myszy z wklęsłym złamaniem czaszki lub widocznym krwotokiem.
    UWAGA: Istnieją stopniowane poziomy złamań czaszki. Zwierzęta ze zdekompresowanymi złamaniami czaszki, w których kość obserwujalnie wciska się w tkankę mózgową, są poddawane eutanazji (najpierw CO2 i dekapitacja stosowana jako metoda drugorzędna). Jeśli końcówka udaru jest prawidłowo ustawiona, tego typu złamania czaszki są niezwykle rzadkie. Jeśli dojdzie do złamania czaszki, częstszym objawem jest niewielka kropla krwi na czaszce i lekkie wyczuwalne w dotyku szorstkowanie czaszki, często wzdłuż szwu łączącego tylny koniec kości nosowej. Myszy te są odnotowywane w dokumentacji jako możliwe złamanie czaszki, ale zwykle nie są wykluczane z badania.
  22. Usuń zwierzę z ramki stereotaktycznej.
  23. Zamknij skórę głowy, zszywając skórę.
    UWAGA: Szwy wchłanialne lub niewchłanialne mogą być używane do zamykania skóry głowy jako alternatywa dla zszywek.
  24. Nałóż potrójną maść z antybiotykiem za pomocą sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką na zamknięte nacięcie.
  25. Umieść mysz w czystej klatce w celu odzyskania danych. Połowa klatki regeneracyjnej znajduje się na poduszce grzewczej (niskie ustawienie), co zapewnia możliwość odsunięcia się od ciepła po przebudzeniu i utrzymania temperatury zwierzęcia w stanie nieprzytomnym (patrz Rysunek 1L).
    UWAGA: Mysz jest umieszczona na boku w klatce odzyskiwania. Aby zapobiec uduszeniu, umieść zwierzę w klatce ratunkowej bez ściółki lub na chusteczce, jeśli w klatce znajduje się ściółka.
  26. Ustaw przełącznik wysuwania/cofania w pozycji środkowej/wyłączonej.
    UWAGA: Prąd będzie nadal płynął, jeśli przełącznik zostanie pozostawiony w pozycji wysuwania lub cofania, powodując pęcznienie tłoka. Impaktor nie będzie wtedy działał, dopóki tłok nie ostygnie.
  27. Wyjmij impaktor z uchwytu i delikatnie umieść go na opakowaniu z lodu.
    UWAGA: Trzymanie impaktora na opakowaniu z lodem pomaga zmniejszyć potencjalne pęcznienie impaktora.
  28. Monitoruj zwierzę do momentu wystąpienia odruchu prostowania i udokumentuj czas do wyprostowania (patrz Rysunek 1M).
    UWAGA: Odruch prostowania definiuje się jako moment, w którym mysz powraca do pozycji leżącej. Klatkę należy pozostawić w spokoju; Mysz może się poprawić, jeśli klatka zostanie dotknięta, poruszona lub narażona na jakieś dźwięki.
  29. Przywróć myszy do ich klatki domowej, gdy nie śpią i są czujne. Zwykle w ciągu 1 godziny po urazie zwierzęta są w pełni przytomne i poruszają się. Dodaj również trochę wilgotnego jedzenia na dno klatki.

4. Opieka pooperacyjna

  1. Monitoruj zwierzęta przez 5 dni po operacji.
  2. Rejestruj ich wagę i wszelkie zmiany fizyczne/behawioralne, takie jak częstość oddechów (jakościowa funkcja oddechowa), chód, stan ciała i sierści, jedzenie, picie, kał i oddawanie moczu.
  3. Obserwuj mysz pod kątem oznak dyskomfortu, a ranę pooperacyjną pod kątem obrzęku, wysięku lub czerwonych krawędzi, ordehisccji. Skontaktuj się z weterynarzem, jeśli zwierzę wykazuje oznaki bólu i dyskomfortu (wokalizacje, brak ruchu, hipotermia, nie pije ani nie je).
  4. Usuń zszywki 7-10 dni po operacji w znieczuleniu i na poduszce grzewczej.
    UWAGA: Jeśli stosowane są szwy niewchłanialne, należy je usunąć 7-10 dni po operacji w znieczuleniu.

5. Czyszczenie

  1. Oczyść i wysterylizuj obszar operacyjny i narzędzia.
  2. Wyczyść końcówkę sondy po każdym użyciu i na koniec dnia za pomocą wacików nasączonych alkoholem.
    UWAGA: Impaktor jest kalibrowany fabrycznie i według doniesień jest stabilny w czasie i użytkowania. Nie jest wymagana rutynowa kalibracja. Jednak impaktor i rama stereotaktyczna powinny być rutynowo sprawdzane. Należy również monitorować obwody punktów końcowych modelu, takie jak czas odruchu prostego, śmiertelność i neuropatologia, aby ocenić możliwy dryf eksperymentalny.

6. Kryteria wykluczenia

  1. Wyklucz zwierzęta przed operacją o złym stanie zdrowia, takim jak niska waga <20 g dla 4-miesięcznej myszy, letarg i zły stan sierści.
  2. Wyklucz zwierzęta z powikłaniami podczas operacji, takimi jak wklęsłe złamanie czaszki, widoczny krwotok związany z operacją lub krwawienie z ucha.
  3. Wykluczyć z badania zwierzęta z następującymi objawami pooperacyjnymi: brak jedzenia i/lub normalnego poruszania się, nietypowe wokalizacje, utrata masy ciała lub niemożność normalnego gojenia się rany po operacji.
    UWAGA: Ten model może być używany jako powtarzający się model łagodnego TBI. Jeśli myszy przejdą drugą operację w odstępie 24 godzin od pierwszej, zszywki lub szew mogą zostać usunięte, a to samo nacięcie można wykorzystać do odsłonięcia czaszki. Nowe nacięcie należy wykonać, jeśli między operacjami upływa dłuższy czas.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To stereotaktyczne urządzenie do wywierania wpływu elektromagnetycznego jest wszechstronne. Stosuje się go zarówno w przypadku kontrolowanego uderzenia korowego (CCI) na otwartej czaszce (CCI), jak i operacji zamkniętego urazu głowy (CHI). Co więcej, ciężkość urazu można modulować, zmieniając parametry urazu, takie jak prędkość uderzenia, czas przebywania, głębokość uderzenia, końcówka udaru i cel urazu. W tym artykule opisano operację CHI z użyciem udaru ze stalową końcówką o średnicy 5,0 mm. Uraz ten jest uważany za ła...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Odtworzenie spójnego modelu urazu przy użyciu opisanego modelu składa się z kilku kroków. Po pierwsze, bardzo ważne jest, aby prawidłowo zamocować zwierzę w ramie stereotaktycznej. Głowa zwierzęcia nie powinna być w stanie poruszać się na boki, a czaszka powinna być całkowicie płaska, a bregma i lambda powinny mieć te same współrzędne. Prawidłowe umieszczenie nauszników jest najtrudniejszym aspektem tej operacji, a tego można się nauczyć tylko poprzez praktykę. Jeśli czaszka nie jest wypoziomowana, głowę należy wyregulow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była częściowo wspierana przez National Institutes of Health pod numerami nagród R01NS120882, RF1NS119165 i R01NS103785 oraz nagrodę Departamentu Obrony numer AZ190017. Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i nie reprezentują one oficjalnych poglądów National Institutes of Health ani Departamentu Obrony.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
9 mm Autoclip ApplierBraintree scientificACS- APLSurgery
9 mm Autoclip RemoverBraintree scientificACS-RMV Surgery
9 mm Autoclip, Etui na 1 000 klipsówBraintree scientificACS- CSSurgery (Staples)
Oprogramowanie Aperio ImageScope Leica BioSystemsNA Lotnisko IHC
BladeFLASK Blade RemoverFisher Scientific22-444-275Chirurgia
Aplikator z bawełnianą końcówkąVWR89031-270Chirurgia
Mysz cyfrowa stereotaktycznaRamka Stoelting51730DChirurgia
Dumont #7 KleszczeRobozRS-5047Chirurgia
Stoelting51649Chirurgia
EthoVision XT 11.0 Noldus Information TechnologyNARAWM 
Fiber-LiteDolan-Jeffer IndustriesUN16103-DGChirurgia
Żarówka Fisherbrand do małych pipetFisher Scientific03-448-21Aparat podtrzymujący głowę
System unikania GeminiSan Diego InstrumentsNAAktywne unikanie
Poduszka grzewcza Sunbeam 732500000UPrzygotowanie do operacji
HRP sprzężona koza anty-królicza IgG Laboratoria Jackson Immuno Research111-065-144 Lotnisko IHC
Komora indukcyjnaKent ScientificVetFlo-0530XSPrzygotowanie do operacji
Isoflurane, USPCovetrusNDC: 11695-6777-2Chirurgia
Uchwyt na głowę do znieczulenia gazem dla myszyStoelting51609MChirurgia
Neuropactor Impaktor stereotaktycznyNarzędzia neurologicznen/aChirurgia: Formalnie dystrybuowany przez Lecia jako impact one
NexGen Mouse 500Allentown n/aPo operacji, klatka trzymająca
ParafilmBemisPM992Aparat do podparcia głowy
Peanut - Profesjonalna maszynka do strzyżenia włosówWhal8655-200 Przygotowanie do zabiegu
Roztwór jodu powidonu USP, 10% (w/v), 1% (w/v) dostępny jod, do laboratoriumRicca3955-16Surgery
Puralube Vet Maść, wazelina maść okulistyczna, Sterylny smar do oczuDechra17033-211-38Chirurgia
Królik anty-GFAP DakoZ0334IHC
Królik anty-IBA1 Wako019-19741
IHC 8-ramienny labirynt wodny z ramieniem radialnymInżynierowien/aRAWM 
SkalaOHAUS CS seriesBAL-101do przygotowania chirurgicznego
#7 Solidny 6.25" RobozRS-9847Chirurgiczne
sterylne podkładki alkoholowe (alkohol izopropylowy 70% v / v)Fisher Brand22-363-750Przygotowanie do operacji
System anestezjologiczny o niskim przepływie SumnoSuiteKent ScientificSS-01Surgery
10 ml Końcówka Luer-Lok Tip302995 Bard-ParkerAparat podtrzymujący głowę
TimeryFisher Scientific6KED8Chirurgia
Miejscowy krem znieczulającyL.M.X 4NDC 0496-0882-15Przygotowanie do operacji
Maść z potrójnym antybiotykiemMajorNDC 0904-0734-31pooperacyjna
MasterFlex96410-16Aparat do podtrzymywania głowy
Waporyzator Jednokanałowy system anestezjologicznyKentScientific VetFlo-1210SPrzygotowanie do operacji
Rękojeść skalpela Rurka

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Capizzi, A., Woo, J., Verduzco-Gutierrez, M. Traumatic brain injury: An overview of epidemiology, pathophysiology, and medical management. The Medical Clinics of North America. 104 (2), 213-238 (2020).
  2. Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. Journal of Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
  3. Shultz, S. R., et al. The potential for animal models to provide insight into mild traumatic brain injury: Translational challenges and strategies. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 76, 396-414 (2017).
  4. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury). Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  5. Albert-Weissenberger, C., Varrallyay, C., Raslan, F., Kleinschnitz, C., Siren, A. L. An experimental protocol for mimicking pathomechanisms of traumatic brain injury in mice. Experimental and Translational Stroke Medicine. 4, 1(2012).
  6. Chen, Y., Constantini, S., Trembovler, V., Weinstock, M., Shohami, E. An experimental model of closed head injury in mice: pathophysiology, histopathology, and cognitive deficits. Journal of Neurotrauma. 13 (10), 557-568 (1996).
  7. Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).
  8. Schwulst, S. J., Islam, M. Murine model of controlled cortical impact for the induction of traumatic brain injury. Journal of Visualized Experiments. (150), e60027(2019).
  9. Cole, J. T., et al. Craniotomy: True sham for traumatic brain injury, or a sham of a sham. Journal of Neurotrauma. 28 (3), 359-369 (2011).
  10. Brody, D. L., et al. Electromagnetic controlled cortical impact device for precise, graded experimental traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 24 (4), 657-673 (2007).
  11. Webster, S. J., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Bachstetter, A. D. Closed head injury in an age-related Alzheimer mouse model leads to an altered neuroinflammatory response and persistent cognitive impairment. The Journal of Neuroscience. 35 (16), 6554-6569 (2015).
  12. Macheda, T., Roberts, K. N., Morganti, J. M., Braun, D. J., Bachstetter, A. D. Optimization and validation of a modified radial-arm water maze protocol using a murine model of mild closed head traumatic brain injury. PLoS One. 15 (8), 0232862(2020).
  13. Macheda, T., Snider, H. C., Watson, J. B., Roberts, K. N., Bachstetter, A. D. An active avoidance behavioral paradigm for use in a mild closed head model of traumatic brain injury in mice. Journal of Neuroscience Methods. 343, 108831(2020).
  14. Bachstetter, A. D., et al. Attenuation of traumatic brain injury-induced cognitive impairment in mice by targeting increased cytokine levels with a small molecule experimental therapeutic. Journal of Neuroinflammation. 12, 69(2015).
  15. Bachstetter, A. D., et al. The effects of mild closed head injuries on tauopathy and cognitive deficits in rodents: Primary results in wild type and rTg4510 mice, and a systematic review. Experimental Neurology. 326, 113180(2020).
  16. Lyons, D. N., et al. A mild traumatic brain injury in mice produces lasting deficits in brain metabolism. Journal of Neurotrauma. 35 (20), 2435-2447 (2018).
  17. Yanckello, L. M., et al. Inulin supplementation mitigates gut dysbiosis and brain impairment induced by mild traumatic brain injury during chronic phase. Journal of Cellular Immunology. 4 (2), 50-64 (2022).
  18. Bachstetter, A. D., et al. Early stage drug treatment that normalizes proinflammatory cytokine production attenuates synaptic dysfunction in a mouse model that exhibits age-dependent progression of Alzheimer's disease-related pathology. The Journal of Neuroscience. 32 (30), 10201-10210 (2012).
  19. Zvejniece, L., et al. Skull fractures induce neuroinflammation and worsen outcomes after closed head injury in mice. Journal of Neurotrauma. 37 (2), 295-304 (2020).
  20. Flierl, M. A., et al. Mouse closed head injury model induced by a weight-drop device. Nature Protocols. 4 (9), 1328-1337 (2009).
  21. Yang, Z., et al. Temporal MRI characterization, neurobiochemical and neurobehavioral changes in a mouse repetitive concussive head injury model. Scientific Reports. 5, 11178(2015).
  22. Petraglia, A. L., et al. The spectrum of neurobehavioral sequelae after repetitive mild traumatic brain injury: a novel mouse model of chronic traumatic encephalopathy. Journal of Neurotrauma. 31 (13), 1211-1224 (2014).
  23. Laskowitz, D. T., et al. COG1410, a novel apolipoprotein E-based peptide, improves functional recovery in a murine model of traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 24 (7), 1093-1107 (2007).
  24. Lloyd, E., Somera-Molina, K., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Wainwright, M. S. Suppression of acute proinflammatory cytokine and chemokine upregulation by post-injury administration of a novel small molecule improves long-term neurologic outcome in a mouse model of traumatic brain injury. Journal of Neuroinflammation. 5, 28(2008).
  25. Lillie, E. M., Urban, J. E., Lynch, S. K., Weaver, A. A., Stitzel, J. D. Evaluation of skull cortical thickness changes with age and sex from computed tomography scans. Journal of Bone and Mineral Research. 31 (2), 299-307 (2016).
  26. Kawakami, M., Yamamura, K. Cranial bone morphometric study among mouse strains. BMC Evolutionary Biology. 8, 73(2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Uraz zamkni ty g owymodel TBI u myszyuderzacz elektromagnetycznyrama stereotaktycznazaburzenia poznawczeanaliza neuroobrazowaocena behawioralnakontrolowany uraz kory m zgowejrozlany uraz m zgu

Powiązane artykuły