Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model izolacji społecznej: nieinwazyjny model stresu i lęku u gryzoni

5.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64567

⸱

11 listopada 2022

 ,  ,  , 
1Titus Family Department of Clinical Pharmacy, School of Pharmacy, University of Southern California, 2Homer Stryker M.D. School of Medicine, Western Michigan University

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentowany tutaj jest mysi model lęku wywołanego izolacją społeczną (SI), który wykorzystuje myszy C56BL/6J typu dzikiego do wywoływania stresu i zachowań podobnych do lęku przy minimalnym użyciu i bez inwazyjnych procedur. Model ten odzwierciedla współczesne wzorce życia związane z izolacją społeczną i jest idealny do badania lęku i powiązanych zaburzeń.

Streszczenie

Zaburzenia lękowe są jedną z głównych przyczyn niepełnosprawności w Stanach Zjednoczonych (USA). Obecne metody leczenia nie zawsze są skuteczne i mniej niż 50% pacjentów osiąga pełną remisję. Kluczowym krokiem w opracowaniu nowego leku przeciwlękowego jest opracowanie i wykorzystanie modelu zwierzęcego, takiego jak myszy, do badania zmian patologicznych i testowania celów leku, skuteczności i bezpieczeństwa. Obecne podejścia obejmują manipulację genetyczną, przewlekłe podawanie cząsteczek wywołujących lęk lub podawanie stresu środowiskowego. Metody te mogą jednak nie odzwierciedlać realistycznie lęku wywołanego w codziennym życiu. Protokół ten opisuje nowy model lęku, który naśladuje zamierzone lub niezamierzone wzorce izolacji społecznej we współczesnym życiu. Model lęku wywołanego izolacją społeczną minimalizuje odczuwane rozproszenie uwagi i inwazyjność oraz wykorzystuje myszy dzikiego typu C57BL / 6. W tym protokole myszy w wieku od 6 do 8 tygodni (samiec i samica) są trzymane pojedynczo w nieprzezroczystych klatkach, aby wizualnie blokować środowisko zewnętrzne, takie jak sąsiednie myszy, przez 4 tygodnie. Nie zapewnia się żadnych dodatków wzbogacających środowisko (takich jak zabawki), materiał ściółkowy jest redukowany o 50%, wszelkie leczenie lekami jest podawane w formie agaru, a narażenie/obchodzenie się z myszami jest zminimalizowane. Społecznie izolowane myszy wygenerowane przy użyciu tego protokołu wykazują większe zachowania podobne do lęku, agresję, a także zmniejszone funkcje poznawcze.

Wprowadzenie

Zaburzenia lękowe stanowią największą klasę i obciążenie chorobami psychicznymi w Stanach Zjednoczonych (USA), z rocznymi kosztami przekraczającymi 42 miliardy USD1,2,3. W ostatnich latach lęk i stres zwiększyły częstość samobójstw i myśli samobójczych o ponad 16%4. Pacjenci z chorobami przewlekłymi są szczególnie narażeni na niezamierzone skutki uboczne zaburzeń psychicznych lub obniżonych funkcji poznawczych5. Obecne metody leczenia lęku obejmują psychoterapię, leki lub kombinację obu6. Jednak pomimo tego kryzysu, mniej niż 50% pacjentów osiąga pełną remisję6,7. Leki przeciwlękowe, takie jak benzodiazepiny (BZ) i selektywne inhibitory wychwytu zwrotnego serotoniny (SSRI), mają znaczące wady lub nie wywołują żadnych natychmiastowych efektów8. Co więcej, istnieje względny niedobór nowych leków przeciwlękowych w fazie rozwoju, co jest wyzwaniem ze względu na kosztowny i czasochłonny proces opracowywania leków9,10.

Kluczowym krokiem w procesie rozwoju leku jest stworzenie i wykorzystanie modelu zwierzęcego, takiego jak myszy, do badania zmian patologicznych oraz testowania bezpieczeństwa i skuteczności leku11. Obecne podejścia do tworzenia zwierzęcych modeli lęku obejmują: 1) manipulacje genetyczne, takie jak wybijanie receptorów serotoninowych (5-HT1A) lub receptora kwasu γ-aminomasłowego A (GABAAR) α podjednostek12; 2) przewlekłe podawanie leków wywołujących lęk, takich jak kortykosteron lub lipopolisacharydy (LPS)13,14; lub 3) zarządzanie stresem środowiskowym, w tym porażką społeczną i separacją matki15. Metody te mogą jednak nie odzwierciedlać realistycznie lęku wywołanego w codziennym życiu i dlatego mogą nie być odpowiednie do badania mechanizmu leżącego u podstaw tego zjawiska lub testowania nowych leków.

Podobnie jak ludzie, myszy i szczury są bardzo towarzyskimi stworzeniami16,17,18. Kontakty społeczne i interakcje społeczne są niezbędne dla optymalnego zdrowia mózgu i mają kluczowe znaczenie dla prawidłowego rozwoju neurologicznego w okresie chowu19. Tak więc separacja matki lub izolacja społeczna w okresie chowu powoduje, że myszy wykazują więcej lęku, depresji i zmian w neurotransmisji20. Co więcej, uwodzenie społeczne lub allogrooming jest powszechną formą budowania więzi lub pocieszania zachowań wśród myszy i szczurów, które żyją razem21. Tak więc socjalizacja jest integralną częścią życia gryzoni, a izolacja negatywnie wpływa na ich zdrowie.

W tym kontekście, obecny protokół opisuje nowy model lęku, który ma naśladować zamierzone lub niezamierzone wzorce izolacji społecznej we współczesnym życiu. Ten model izolacji społecznej (SI) minimalizuje odczuwane rozproszenie uwagi i inwazyjność oraz wykorzystuje dorosłe myszy typu dzikiego C57BL/6 i szczury Sprague-Dawley (SD). Przedstawiony tutaj protokół koncentruje się na modelu myszy lękowych w oparciu o opublikowane przez nas dowody, które wykazały zwiększone zachowanie podobne do lęku, agresję, zmniejszone funkcje poznawcze i zwiększone zapalenie nerwów w wyniku izolacji społecznej22,23,24. Zachowanie podobne do lęku jest potwierdzane za pomocą testów podwyższonego labiryntu plus (EPM) i otwartego pola (OF), podczas gdy funkcje poznawcze są mierzone za pomocą testów rozpoznawania nowych obiektów (NOR) i nowatorskiego rozpoznawania kontekstu (NCR). Model ten jest przydatny do badania lęku i powiązanych zaburzeń, ale może być również dostosowany lub zmodyfikowany w celu zbadania naturalnej progresji i rozwoju łagodnych zaburzeń poznawczych, a także zmian metabolicznych spowodowanych stresem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach są przeprowadzane zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) Uniwersytetu Południowej Kalifornii (USC), a wszystkie metody są realizowane zgodnie z odpowiednimi wytycznymi, regulacjami i zaleceniami.

1. Zwierzęta

  1. Uzyskać zgodę odpowiednich komisji ds. opieki nad zwierzętami na przeprowadzenie badania.
  2. Ustawić w wiwarium 12-godzinny cykl ciemności i światła z kontrolowaną temperaturą 24 ± 2 °C oraz wilgotnością powietrza na poziomie 50%-60%.
  3. Pozyskać samce i/lub samice myszy typu dzikiego C57BL/6 w wieku 6-8 tygodni. Po stratyfikacji zwierząt ze względu na płeć, przypisać je losowo do jednej z następujących grup: 1) zakwaterowanie grupowe z podaniem nośnika; 2) zakwaterowanie grupowe z podaniem leku; 3) izolacja społeczna z podaniem nośnika; lub 4) izolacja społeczna z podaniem leku. Dążyć do uzyskania co najmniej czterech myszy na grupę w każdej płci (idealnie sześć myszy na grupę).
  4. Po przybyciu myszy, poddać je aklimatyzacji w wiwarium przez co najmniej 24 h. Myszy powinny być dostarczone w pojedynczym zakwaterowaniu.

2. Przygotowanie klatek

  1. W przypadku zwierząt poddawanych izolacji społecznej należy przygotować standardową klatkę dla myszy (powierzchnia dna 75 in2), wysypać połowę standardowej ilości ściółki i umieścić kawałek waty (lub odpowiednika) o wymiarach 1 in2 jako materiał do budowy gniazda.
  2. Zewnętrzne ścianki klatek należy owinąć nieprzezroczystymi, czarnymi workami foliowymi (lub odpowiednikiem) i zabezpieczyć taśmą. Należy upewnić się, że myszy nie widzą otoczenia ani innych zwierząt.
    1. Górę i dół klatki należy pozostawić nieowinięte, chyba że myszy mogą przez nie widzieć sąsiednie zwierzęta.
    2. Podczas owijania należy dopilnować, aby żadna część worka nie była dostępna z wnętrza klatki, co zapobiegnie rozdarciu folii przez zwierzę.
    3. Nie należy wprowadzać żadnych form wzbogacenia środowiskowego, takich jak zabawki czy kołowrotki.
  3. Myszy należy ostrożnie i delikatnie umieścić w przygotowanych klatkach. Paszę i wodę należy zapewnić ad libitum.
  4. Myszy kontrolne należy utrzymywać w grupach po dwie lub trzy sztuki w normalnych warunkach klatkowych (tj. w standardowej klatce dla myszy [powierzchnia dna 75 in2], z pełną ilością ściółki, kawałkiem waty lub odpowiednikiem o wymiarach 2 in2 do budowy gniazda, bez owijania nieprzezroczystymi workami).
    1. Należy upewnić się, że myszy utrzymywane w grupach są ze sobą kompatybilne (tj. nie dochodzi między nimi do walk lub konfliktów). W przypadku wystąpienia konfliktu należy usunąć osobnika agresora i wykluczyć go z analizy.
    2. Należy oddzielić klatki z samcami od klatek z samicami i zachować między nimi dystans, aby uniknąć wpływu zapachu samców na zmiany poziomu hormonów u samic.

3. Pielęgnacja i leczenie w okresie izolacji społecznej

  1. W okresie izolacji społecznej należy jak najmniej niepokoić myszy. Wszelkie procedury i czynności, takie jak wymiana klatek oraz podawanie preparatów, należy przeprowadzać w ich okresie aktywności (tj. podczas cyklu ciemnego) i przy minimalnym poziomie hałasu.
  2. Wymianę klatek należy przeprowadzać tylko raz w tygodniu podczas cyklu ciemnego. Tę samą plastikową wyściółkę można zdjąć i założyć do nowych klatek, chyba że uległa ona znacznemu uszkodzeniu.
    1. W przypadku myszy kontrolnych (trzymanych w grupach), klatki należy zmieniać dwa razy w tygodniu lub częściej, w zależności od potrzeb, podczas cyklu ciemnego.
  3. Należy zapewnić myszom wystarczającą ilość wody i pożywienia, aby wystarczyły one na co najmniej 1 tydzień.
  4. Izolację (lub trzymanie w grupach) należy kontynuować przez co najmniej 4 tygodnie, aby uzyskać optymalne wyniki.

4. Przygotowanie agaru z lekiem/środkiem terapeutycznym – nieinwazyjna metoda leczenia

  1. Jeśli w badaniu stosowane są metody leczenia (np. badane leki), najlepiej podawać preparat przy jak najmniejszej manipulacji zwierzęciem, wykorzystując formy agarowe. Drogi podania takie jak iniekcje czy zgłębnik doprowadza do dodatkowego stresu u myszy, co może stać się czynnikiem zakłócającym w badaniu lęku.
  2. Dostosować czas i częstotliwość podawania leku w zależności od charakteru stosowanego preparatu.
    UWAGA: W niniejszym badaniu w ramach leczenia zastosowano dihydromirycetynę (DHM, [(2R,3R)-3,5,7-trihydroksy-2-(3,4,5-trihydroksyfenylo)-2,3-dihydrochromen-4-on]) w dawce 2 mg/kg. DHM podawano codziennie w pojedynczej dawce podczas fazy ciemnej w ciągu ostatnich 2 tygodni okresu izolacji (lub kwaterowania grupowego).
  3. Aby przygotować preparat do zabiegu, dodać agar w stężeniu 3% (m/v) do wody dejonizowanej (DI) i podgrzać do ~90 °C do rozpuszczenia. Roztwór będzie pienić się. Należy zapobiec rozlaniu lub wykipieniu.
    UWAGA: Podgrzać roztwór w kolbie szklanej poprzez krótkie, 10-sekundowe interwały mikrofalowania.
    UWAGA: Szkło laboratoryjne będzie gorące. Podczas pracy z roztworem należy stosować odpowiednie środki ochrony indywidualnej (ŚOI).
  4. Zamieszaj roztwór okrężnymi ruchami i upewnij się wizualnie, że jest on homogenny.
    UWAGA: Roztwór powinien być półprzezroczysty i mieć barwę od jasnożółtej do jasnobrązowej.
  5. Gdy roztwór jest jeszcze ciepły, należy dodać 5% (m/v) sacharozy oraz odpowiednią dawkę preparatu. Do kontroli nośnika należy dodać wyłącznie sacharozę, pomijając dodanie badanego preparatu.
  6. Zamieszaj roztwór okrężnym ruchem i upewnij się wizualnie, że jest on jednorodny. Następnie wlej roztwór do formy i pozostaw do ostygnięcia w temperaturze pokojowej do momentu zestalenia. Jeśli preparat jest światłoczuły, należy zabezpieczyć go przed działaniem światła.
    UWAGA: Roztwór powinien być lekko lepki.
  7. Po zestaleniu pokroić agar w kostki o wymiarach 0,5 cm x 0,5 cm x 0,5 cm i przechowywać w 4 °C do momentu podania.
  8. Aby podać preparat, należy umieścić pojedynczą kostkę na małej łódce wagowej. Podczas fazy ciemnej cyklu światło-ciemność ostrożnie i po cichu umieść łódkę z agarem w poszczególnych klatkach, nie dotykając myszy. Pozostaw mysz do czasu skonsumowania agaru.
    UWAGA: Myszy zazwyczaj potrzebują od 15 do 45 min na całkowite spożycie agaru.
  9. Potwierdź całkowite zużycie agaru, a następnie ostrożnie wyjmij łódeczkę ważną z klatki. Powtórz w razie potrzeby.
  10. Kostki agaru należy przygotowywać co tydzień, aby zachować ich świeżość i uniknąć kontaminacji.

5. Analiza behawioralna

  1. Testy behawioralne należy przeprowadzić 24 h po ostatnim dniu 4-tygodniowego (lub dłuższego) okresu izolacji. Testy należy wykonać w fazie ciemnej, przy pośrednim czerwonym oświetleniu, rejestrując przebieg za pomocą kamery wideo.
  2. Należy wyznaczyć co najmniej trzy osoby do przeprowadzenia ręcznej oceny offline w sposób podwójnie ślepy, aby zminimalizować stronniczość i błędy.
  3. Labirynt krzyżowy (EPM)
    1. Przygotować aparat EPM. Aparat wykorzystany w niniejszym protokole został zakupiony komercyjnie (patrz Tabela materiałów) i wykonany z nieprzezroczystego tworzywa sztucznego, z dwoma ramionami otwartymi i dwoma ramionami zamkniętymi (każde o wymiarach 33 cm x 5 cm, ramiona otwarte prostopadłe do zamkniętych) oraz platformą centralną o wymiarach 5 cm x 5 cm. Aparaturę należy umieścić na wysokości 50 cm nad podłogą.
    2. Umieść zwierzę w centrum aparatury, przodem do otwartego ramienia. Pozostaw zwierzę na 5 min w celu eksploracji i zarejestruj jego aktywność za pomocą kamery wideo.
      1. Po każdym zwierzęciu należy oczyścić aparat, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekcyjnym (70% alkohol etylowy). Należy upewnić się, że usunięto wszystkie odchody gryzoni.
    3. Oceń zachowanie myszy w trybie offline, mierząc stoperem czas spędzony w ramionach otwartych, ramionach zamkniętych oraz na platformie centralnej. Uruchom stoper w momencie, gdy mysz umieści co najmniej trzy łapy w odpowiednim ramieniu lub na platformie.
  4. Test otwartego pola (OF)
    1. Przygotuj aparat do testu otwartego pola (OF). Aparat wykorzystany w niniejszym protokole (patrz Tabela materiałów) wykonano z nieprzezroczystego tworzywa sztucznego o wymiarach 50 cm x 50 cm x 38 cm (długość x szerokość x wysokość).
    2. Narysuj na terenie kwadratowe siatki (każda o wymiarach 10 cm x 10 cm), tak aby powstało łącznie 25 siatek.
    3. Umieść zwierzę w centrum pola i pozwól mu na eksplorację przez 10 min. Nagraj jego aktywność za pomocą kamery wideo.
      1. Po każdym zwierzęciu należy oczyścić aparat, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekującym (70% alkohol etylowy). Należy upewnić się, że usunięto wszystkie odchody gryzoni.
    4. Oceń zachowanie myszy w analizie offline na podstawie czasu spędzonego w strefie centralnej, czasu spędzonego w narożnikach, całkowitego przebytego dystansu oraz liczby zachowań wertykalnych (rearing).
      1. Użyj stoperu, aby zarejestrować czas spędzony w centrum lub w narożniku. Uruchom stoper, gdy mysz umieści co najmniej trzy łapy w odpowiednim obszarze.
      2. Należy użyć licznika do rejestracji przebytego dystansu oraz częstotliwości rearingu. Należy zliczać liczbę kwadratów, do których weszła mysz (uznając wejście, gdy mysz umieści w kwadracie co najmniej trzy łapy). Rearing należy liczyć wtedy, gdy mysz wyraźnie staje na tylnych łapach. Nie należy liczyć sytuacji, w których mysz staje i opiera się o ścianki lub staje w celu pielęgnacji ciała.
  5. Test rozpoznawania nowych obiektów (NOR)
    1. Test należy przeprowadzić w ciągu 3 dni. W dniu pierwszym należy przygotować aparat otwartego pola o wymiarach 50 cm x 50 cm x 38 cm (długość x szerokość x wysokość). Zwierzę należy umieścić w centrum otwartego pola i pozostawić na 5 min w celu habituacji. Następnie zwierzę należy umieścić z powrotem w klatce domowej.
      1. Po każdym zwierzęciu należy oczyścić aparatury, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekującym (70% alkohol etylowy). Należy upewnić się, że usunięto wszystkie odchody gryzoni.
    2. W dniu 2. przygotować tę samą aparaturę do testu otwartego pola i umieścić w niej dwa identyczne obiekty, np. małe sześciany. Należy je rozmieścić symetrycznie w odległości około 20 cm od siebie. Umieścić zwierzę w centrum aparatury i pozwolić mu na eksplorację przez 5 min. Następnie umieścić zwierzę z powrotem w klatce domowej.
      1. Po każdym zwierzęciu należy oczyścić aparaturę, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekcyjnym (70% etanol). Należy upewnić się, że usunięto wszystkie odchody gryzoni.
    3. W dniu 3. przygotować tę samą aparaturę pola otwartego oraz jeden z obiektów z dnia 2. (np. małą kostkę), który będzie pełnił rolę obiektu znanego. Umieścić inny, odmienny obiekt nowym, np. drewnianą piramidę, symetrycznie względem obiektu znanego w odległości około 20 cm. Pozostawić zwierzę do eksploracji przez 3 min i rejestrować jego aktywność za pomocą kamery wideo.
      1. Po każdym zwierzęciu należy oczyścić aparat, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekującym (70% alkohol etylowy). Należy upewnić się, że usunięto wszystkie odchody gryzoni.
    4. Oceń zachowanie myszy w trybie offline na podstawie czasu spędzonego na eksploracji obiektu znanego oraz obiektu nowego. Oblicz wskaźnik rozpoznawania obiektów (ORI%), gdzie wzór na procentowy wskaźnik ORI; \(ORI\%=\frac{t_n}{t_n+t_f} \times 100\); równanie matematyczne.; tf i tn odpowiednio reprezentują czasy eksploracji obiektów znanych i nowych.
  6. Test rozpoznawania nowego kontekstu (NCR)
    1. Test należy przeprowadzić w ciągu 2 dni. Należy przygotować dwa otwarte pola o wyraźnie różnych kształtach oraz dwie pary obiektów o wyraźnie różnych kształtach. Aparatura OF może służyć jako jeden z kontekstów (otwarte pole). Drugi kontekst powinien być zbliżonej wielkości, lecz o innym kształcie, na przykład okrągłe otwarte pole.
    2. W dniu 1 należy umieścić jedną parę identycznych obiektów (np. dwa sześciany) w kontekście kwadratowym, a drugą parę identycznych obiektów (np. dwie piramidy) w kontekście okrągłym. Obiekty powinny być rozmieszczone symetrycznie w odległości 15–20 cm od siebie.
    3. Umieść zwierzę w centrum i pozwól mu na eksplorację przez 5 min w jednym kontekście. Powtórz procedurę w drugim kontekście. Następnie umieść zwierzę z powrotem w klatce domowej.
      1. Po każdym zwierzęciu należy oczyścić aparat, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekującym (70% alkohol etylowy). Należy upewnić się, że usunięto wszystkie odchody gryzoni.
    4. W drugim dniu zamień jeden z obiektów z jednego kontekstu z obiektem z drugiego kontekstu (tzn. umieść jeden sześcian i jedną piramidę w kontekście kwadratowym oraz jeden sześcian i jedną piramidę w kontekście okrągłym).
    5. Umieść zwierzę w centrum i pozwól mu na eksplorację przez 3 min. Nagraj jego aktywność za pomocą kamery wideo. Nie ma konieczności rejestrowania zwierząt w obu kontekstach.
      1. Po każdym zwierzęciu należy oczyścić aparat, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekującym (70% alkohol etylowy). Należy upewnić się, że usunięto wszystkie odchody gryzoni.
    6. Oceń zachowanie myszy w trybie offline na podstawie czasu spędzonego na eksploracji poszczególnych obiektów. Oblicz indeks rozpoznawania (RI%) jako stosunek czasu spędzonego na badaniu nowego obiektu „poza kontekstem” (tj. piramidy w kontekście kwadratu) do czasu spędzonego na badaniu znanego obiektu „w kontekście” (tj. sześcianu w kontekście kwadratu). Równanie wskaźnika retencji (RI%) w analizie chromatograficznej; wzór: \( RI\% = \frac{t_n}{t_n + t_f} \times 100 \)..

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wszystkie reprezentatywne wyniki i ryciny zostały zmodyfikowane na podstawie naszych ostatnich publikacji22,23. Aby ocenić wpływ izolacji społecznej na lęk i zachowania eksploracyjne, testy EPM oraz OF przeprowadzono 24 h po zakończeniu 4-tygodniowego okresu izolacji społecznej. Myszy izolowane społecznie spędzały znacznie mniej czasu w otwartych ramionach (1,28 ± 0,17 min) w porównaniu z grupą kontrolną (2,31 ± 0,27 min) oraz znacznie więcej czasu w ramionach za...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Krytyczne kroki w protokole obejmują prawidłowe ustawienie klatek izolacji społecznej (tj. owijanie nieprzezroczystych worków i zmniejszanie ilości ściółki), minimalizowanie obchodzenia się z myszami i niepokojenia ich przez cały okres izolacji oraz upewnienie się, że myszy uzyskają i całkowicie spożyją agar z lekiem. Bardzo ważne jest, aby wiwarium lub warunki mieszkaniowe były utrzymywane w stałej temperaturze i wilgotności, a także zminimalizowane zakłócenia zewnętrzne. Należy dołożyć znacznych starań w celu ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez grant Narodowego Instytutu Zdrowia AA17991 (dla J.L.), Carefree Biotechnology Foundation (dla J.L.), University of Southern California (USC), USC Graduate School Travel/Research Award (dla S.W.) Stypendium Misji Kulturalnej Arabii Saudyjskiej (do AAO) i Program Stypendialny Wojskowych Zawodów Medycznych (do ASS).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Czarne torby plastikowe OfficeDepot791932 24 "x 32"
Elevated Plus MazeSD InstrumentsNAkolor
Obudowa Open FieldSD InstrumentsNAKolor biały
Select AgarInvitrogen30391-023
Kwadratowa bawełna do zagnieżdżania (gniazdo)Ancare CorporationNC9365966Podziel kwadratowy kawałek 2" na 4 części, aby utworzyć kwadratowy kawałek 1" dla grupy izolacyjnej
SacharozaSigmaS1888-1KG
Łódź wagowaSIgmaHS1420AMały, kwadratowy biały polistyren

Bibliografia

  1. Craske, M. G., et al. Anxiety disorders. Nature Reviews Disease Primers. 3 (1), 17024(2017).
  2. Kasper, S., den Boer, J., Ad Sitsen, J. Handbook of Depression and Anxiety: A Biological Approach. , Marcel Dekker Inc. New York. (2003).
  3. Konnopka, A., König, H. Economic burden of anxiety disorders: a systematic review and meta-analysis. Pharmacoeconomics. 38 (1), 25-37 (2020).
  4. Batterham, P. J., et al. Effects of the COVID-19 pandemic on suicidal ideation in a representative Australian population sample-Longitudinal cohort study. Journal of Affective Disorders. 300, 385-391 (2022).
  5. Ismail, I. I., Kamel, W. A., Al-Hashel, J. Y. Association of COVID-19 pandemic and rate of cognitive decline in patients with dementia and mild cognitive impairment: a cross-sectional study. Gerontology and Geriatric Medicine. 7, 23337214211005223(2021).
  6. NIMH. Anxiety Disorders. , Available from: https://www.nimh.nih.gov/health/topics/anxiety-disorders/index.shtml (2018).
  7. Roy-Byrne, P. Treatment-refractory anxiety; definition, risk factors, and treatment challenges. Dialogues in Clinical Neuroscience. 17 (2), 191-206 (2015).
  8. Cassano, G. B., Baldini Rossi, N., Pini, S. Psychopharmacology of anxiety disorders. Dialogues in Clinical Neuroscience. 4 (3), 271-285 (2002).
  9. Garakani, A., et al. Pharmacotherapy of anxiety disorders: current and emerging treatment options. Frontiers in Psychiatry. 11, 595584(2020).
  10. Hutson, P. H., Clark, J. A., Cross, A. J. CNS target identification and validation: avoiding the valley of death or naive optimism. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 57 (1), 171-187 (2017).
  11. Hart, P. C., et al. Experimental models of anxiety for drug discovery and brain research. Mouse Models for Drug Discovery: Methods and Protocols. Proetzel, G., Wiles, M. V. , Springer. New York. 271-291 (2016).
  12. Scherma, M., Giunti, E., Fratta, W., Fadda, P. Gene knockout animal models of depression, anxiety and obsessive compulsive disorders. Psychiatric Genetics. 29 (5), 191-199 (2019).
  13. Liu, W. -Z., et al. Identification of a prefrontal cortex-to-amygdala pathway for chronic stress-induced anxiety. Nature Communications. 11 (1), 2221(2020).
  14. Zheng, Z. -H., et al. Neuroinflammation induces anxiety- and depressive-like behavior by modulating neuronal plasticity in the basolateral amygdala. Brain, Behavior, and Immunity. 91, 505-518 (2021).
  15. Toth, I., Neumann, I. D. Animal models of social avoidance and social fear. Cell and Tissue Research. 354 (1), 107-118 (2013).
  16. Wang, F., Kessels, H. W., Hu, H. The mouse that roared: neural mechanisms of social hierarchy. Trends in Neurosciences. 37 (11), 674-682 (2014).
  17. Endo, N., et al. Multiple animal positioning system shows that socially-reared mice influence the social proximity of isolation-reared cagemates. Communications Biology. 1 (1), 225(2018).
  18. Netser, S., et al. Distinct dynamics of social motivation drive differential social behavior in laboratory rat and mouse strains. Nature Communications. 11 (1), 5908(2020).
  19. Krimberg, J. S., Lumertz, F. S., Orso, R., Viola, T. W., de Almeida, R. M. M. Impact of social isolation on the oxytocinergic system: A systematic review and meta-analysis of rodent data. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 134, 104549(2022).
  20. Mumtaz, F., Khan, M. I., Zubair, M., Dehpour, A. R. Neurobiology and consequences of social isolation stress in animal model-A comprehensive review. Biomedicine & Pharmacotherapy. 105, 1205-1222 (2018).
  21. Ranade, S. Comforting in mice. Nature Neuroscience. 24 (12), 1640(2021).
  22. Al Omran, A. J., et al. Social isolation induces neuroinflammation and microglia overactivation, while dihydromyricetin prevents and improves them. Journal of Neuroinflammation. 19 (1), 2(2022).
  23. Watanabe, S., et al. Dihydromyricetin improves social isolation-induced cognitive impairments and astrocytic changes in mice. Scientific Reports. 12 (1), 5899(2022).
  24. Silva, J., et al. Modulation of hippocampal GABAergic neurotransmission and gephyrin levels by dihydromyricetin improves anxiety. Frontiers in Pharmacology. 11, 1008(2020).
  25. Porter, V. R., et al. Frequency and characteristics of anxiety among patients with Alzheimer's disease and related dementias. Journal of Neuropsychiatry and Clinical Neuroscience. 15 (2), 180-186 (2003).
  26. Hossain, M. M., et al. Prevalence of anxiety and depression in South Asia during COVID-19: A systematic review and meta-analysis. Heliyon. 7 (4), 06677(2021).
  27. NHGRI. Knockout Mice Fact Sheet. , Available from: https://www.genome.gov/about-genomics/fact-sheets/Knockout-Mice-Fact-Sheet (2020).
  28. Takahashi, A. Social stress and aggression in murine models. Current Topics in Behavioral Neuroscience. 54, 181-208 (2022).
  29. Lam, R. W. Challenges in the treatment of anxiety disorders: beyond guidelines. International Journal of Psychiatry in Clinical Practice. 10, 18-24 (2006).
  30. Sullens, D. G., et al. Social isolation induces hyperactivity and exploration in aged female mice. PLoS One. 16 (2), 0245355(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model lęku u gryzoninieinwazyjny model stresuzachowania lękowezaburzenia poznawczemyszy C57BL/6pojedyncze klatkowanieklatki nieprzezroczystetest otwartego polarozpoznawanie nowego obiektu
Model izolacji społecznej: nieinwazyjny model stresu i lęku u gryzoni
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.