Artykuł metodologiczny

Model izolacji społecznej: nieinwazyjny model stresu i lęku u gryzoni

5.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64567

⸱

11 listopada 2022

 ,  ,  , 
1Titus Family Department of Clinical Pharmacy, School of Pharmacy, University of Southern California, 2Homer Stryker M.D. School of Medicine, Western Michigan University

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentowany tutaj jest mysi model lęku wywołanego izolacją społeczną (SI), który wykorzystuje myszy C56BL/6J typu dzikiego do wywoływania stresu i zachowań podobnych do lęku przy minimalnym użyciu i bez inwazyjnych procedur. Model ten odzwierciedla współczesne wzorce życia związane z izolacją społeczną i jest idealny do badania lęku i powiązanych zaburzeń.

Streszczenie

Zaburzenia lękowe są jedną z głównych przyczyn niepełnosprawności w Stanach Zjednoczonych (USA). Obecne metody leczenia nie zawsze są skuteczne i mniej niż 50% pacjentów osiąga pełną remisję. Kluczowym krokiem w opracowaniu nowego leku przeciwlękowego jest opracowanie i wykorzystanie modelu zwierzęcego, takiego jak myszy, do badania zmian patologicznych i testowania celów leku, skuteczności i bezpieczeństwa. Obecne podejścia obejmują manipulację genetyczną, przewlekłe podawanie cząsteczek wywołujących lęk lub podawanie stresu środowiskowego. Metody te mogą jednak nie odzwierciedlać realistycznie lęku wywołanego w codziennym życiu. Protokół ten opisuje nowy model lęku, który naśladuje zamierzone lub niezamierzone wzorce izolacji społecznej we współczesnym życiu. Model lęku wywołanego izolacją społeczną minimalizuje odczuwane rozproszenie uwagi i inwazyjność oraz wykorzystuje myszy dzikiego typu C57BL / 6. W tym protokole myszy w wieku od 6 do 8 tygodni (samiec i samica) są trzymane pojedynczo w nieprzezroczystych klatkach, aby wizualnie blokować środowisko zewnętrzne, takie jak sąsiednie myszy, przez 4 tygodnie. Nie zapewnia się żadnych dodatków wzbogacających środowisko (takich jak zabawki), materiał ściółkowy jest redukowany o 50%, wszelkie leczenie lekami jest podawane w formie agaru, a narażenie/obchodzenie się z myszami jest zminimalizowane. Społecznie izolowane myszy wygenerowane przy użyciu tego protokołu wykazują większe zachowania podobne do lęku, agresję, a także zmniejszone funkcje poznawcze.

Wprowadzenie

Zaburzenia lękowe stanowią największą klasę i obciążenie chorobami psychicznymi w Stanach Zjednoczonych (USA), z rocznymi kosztami przekraczającymi 42 miliardy USD1,2,3. W ostatnich latach lęk i stres zwiększyły częstość samobójstw i myśli samobójczych o ponad 16%4. Pacjenci z chorobami przewlekłymi są szczególnie narażeni na niezamierzone skutki uboczne zaburzeń psychicznych lub obniżonych funkcji poznawczych5. Obecne metody leczenia lęku obejmują psychoterapię, leki lub kombinację obu6. Jednak pomimo tego kryzysu, mniej niż 50% pacjentów osiąga pełną remisję6,7. Leki przeciwlękowe, takie jak benzodiazepiny (BZ) i selektywne inhibitory wychwytu zwrotnego serotoniny (SSRI), mają znaczące wady lub nie wywołują żadnych natychmiastowych efektów8. Co więcej, istnieje względny niedobór nowych leków przeciwlękowych w fazie rozwoju, co jest wyzwaniem ze względu na kosztowny i czasochłonny proces opracowywania leków9,10.

Kluczowym krokiem w procesie rozwoju leku jest stworzenie i wykorzystanie modelu zwierzęcego, takiego jak myszy, do badania zmian patologicznych oraz testowania bezpieczeństwa i skuteczności leku11. Obecne podejścia do tworzenia zwierzęcych modeli lęku obejmują: 1) manipulacje genetyczne, takie jak wybijanie receptorów serotoninowych (5-HT1A) lub receptora kwasu γ-aminomasłowego A (GABAAR) α podjednostek12; 2) przewlekłe podawanie leków wywołujących lęk, takich jak kortykosteron lub lipopolisacharydy (LPS)13,14; lub 3) zarządzanie stresem środowiskowym, w tym porażką społeczną i separacją matki15. Metody te mogą jednak nie odzwierciedlać realistycznie lęku wywołanego w codziennym życiu i dlatego mogą nie być odpowiednie do badania mechanizmu leżącego u podstaw tego zjawiska lub testowania nowych leków.

Podobnie jak ludzie, myszy i szczury są bardzo towarzyskimi stworzeniami16,17,18. Kontakty społeczne i interakcje społeczne są niezbędne dla optymalnego zdrowia mózgu i mają kluczowe znaczenie dla prawidłowego rozwoju neurologicznego w okresie chowu19. Tak więc separacja matki lub izolacja społeczna w okresie chowu powoduje, że myszy wykazują więcej lęku, depresji i zmian w neurotransmisji20. Co więcej, uwodzenie społeczne lub allogrooming jest powszechną formą budowania więzi lub pocieszania zachowań wśród myszy i szczurów, które żyją razem21. Tak więc socjalizacja jest integralną częścią życia gryzoni, a izolacja negatywnie wpływa na ich zdrowie.

W tym kontekście, obecny protokół opisuje nowy model lęku, który ma naśladować zamierzone lub niezamierzone wzorce izolacji społecznej we współczesnym życiu. Ten model izolacji społecznej (SI) minimalizuje odczuwane rozproszenie uwagi i inwazyjność oraz wykorzystuje dorosłe myszy typu dzikiego C57BL/6 i szczury Sprague-Dawley (SD). Przedstawiony tutaj protokół koncentruje się na modelu myszy lękowych w oparciu o opublikowane przez nas dowody, które wykazały zwiększone zachowanie podobne do lęku, agresję, zmniejszone funkcje poznawcze i zwiększone zapalenie nerwów w wyniku izolacji społecznej22,23,24. Zachowanie podobne do lęku jest potwierdzane za pomocą testów podwyższonego labiryntu plus (EPM) i otwartego pola (OF), podczas gdy funkcje poznawcze są mierzone za pomocą testów rozpoznawania nowych obiektów (NOR) i nowatorskiego rozpoznawania kontekstu (NCR). Model ten jest przydatny do badania lęku i powiązanych zaburzeń, ale może być również dostosowany lub zmodyfikowany w celu zbadania naturalnej progresji i rozwoju łagodnych zaburzeń poznawczych, a także zmian metabolicznych spowodowanych stresem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach są przeprowadzane zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Uniwersytet Południowej Kalifornii (USC) Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), a wszystkie metody są przeprowadzane zgodnie z odpowiednimi wytycznymi, przepisami i zaleceniami.

1. Zwierzęta

  1. Uzyskanie zgody odpowiednich komitetów ds. opieki nad zwierzętami na badanie.
  2. Ustaw wiwarium na ciemny cykl 12-godzinny z kontrolowaną temperaturą i wilgotnością odpowiednio w zakresie 24 ± 2 °C i 50%-60%.
  3. Uzyskać samca i/lub samicę myszy C57BL/6 typu dzikiego w wieku 6-8 tygodni. Po stratyfikacji zwierząt według płci losowo przypisz je do jednej z następujących grup: 1) dom grupowy z traktowaniem pojazdów; 2) dom grupowy z leczeniem odwykowym; 3) izolacja społeczna z traktowaniem pojazdów; lub 4) izolacja społeczna związana z leczeniem odwykowym. Celuj w co najmniej cztery myszy na grupę na płeć (najlepiej sześć myszy na grupę).
  4. Po przybyciu myszy zaaklimatyzuj je w wiwarium przez co najmniej 24 godziny. Myszy powinny przybyć pojedynczo.

2. Ustawienia klatki

  1. W przypadku zwierząt izolujących się społecznie weź standardową klatkę dla myszy (75 w2 podłodze) i dodaj połowę ilości ściółki i kawałek bawełny 1 na2 (lub odpowiednik) do gniazdowania.
  2. Owiń zewnętrzne ściany klatek nieprzezroczystymi, czarnymi plastikowymi torbami (lub ich odpowiednimi) i zabezpiecz taśmą. Upewnij się, że myszy nie widzą środowiska zewnętrznego ani otaczających zwierząt.
    1. Pozostaw górną i dolną część klatki rozwiniętą, chyba że myszy widzą przez nie sąsiednie zwierzęta.
    2. Podczas owijania upewnij się, że żaden segment worka nie jest dostępny z wnętrza klatki. Ma to na celu zapobieżenie rozdarciu torby przez zwierzę.
    3. Nie dołączaj żadnych form wzbogacania środowiska, takich jak zabawki lub kółka do biegania.
  3. Ostrożnie i delikatnie umieść myszy w przygotowanych klatkach. Zapewnij jedzenie i wodę ad libitum.
  4. Myszy kontrolne w pomieszczeniach trzymanych w grupach po dwie lub trzy osoby w normalnych warunkach trzymania w klatkach (tj. w standardowej klatce dla myszy [75 na2 powierzchni], pełnej ilości ściółki, kawałku bawełny 2 w2 lub odpowiedniku do gniazdowania i bez owijania nieprzezroczystych toreb).
    1. Upewnij się, że myszy trzymane w grupie są ze sobą kompatybilne (tj. Nie ma między nimi walk/konfliktów). Jeśli wystąpi konflikt, usuń agresora i wyklucz z analizy.
    2. Oddziel pomieszczenia dla samców i samic myszy i zachowaj odległość między samcami i samicami, aby uniknąć możliwości wpływania na zmiany poziomu hormonalnego samic myszy ze względu na ich zdolność do węchu.

3. Opieka i leczenie w okresie izolacji społecznej

  1. W okresie izolacji społecznej należy jak najminimalniej przeszkadzać myszom. Wykonuj wszelkie procedury i czynności, takie jak zmiany w klatce i podawanie leku, w okresie ich aktywności (tj. podczas cyklu ciemnego) i przy minimalnych zakłóceniach hałasu.
  2. Zmieniaj klatki tylko raz w tygodniu podczas ciemnego cyklu. Ten sam plastikowy worek można wyjąć i ponownie zawinąć do nowych klatek, chyba że występują znaczne uszkodzenia.
    1. W przypadku myszy kontrolnych (trzymanych w grupie) należy zmieniać klatki dwa razy w tygodniu lub częściej, jeśli to konieczne podczas ciemnego cyklu.
  3. Upewnij się, że myszy mają dużo wody i pożywienia na co najmniej 1 tydzień.
  4. Kontynuuj izolację (lub trzymanie grupowe) myszy przez co najmniej 4 tygodnie, aby zobaczyć optymalne wyniki.

4. Preparat do leczenia agarem - nieinwazyjne leczenie farmakologiczne

  1. Jeśli w badaniu zaangażowane są leczenie (np. leki będące w trakcie badania), najlepiej podawać leczenie przy jak najmniejszym obchodzeniu się z nim, wykorzystując formy agarowe. Drogi takie jak wstrzyknięcie i zgłębnik doustny powodują dodatkowy stres u myszy, który może stać się czynnikiem zakłócającym niepokój.
  2. Dostosuj czas i częstotliwość leczenia w zależności od charakteru stosowanego leku.
    UWAGA: W tym badaniu jako leczenie zastosowano 2 mg / kg dihydromirycetyny (DHM, [(2R,3R)-3,5,7-trihydroksy-2-(3,4,5-trihydroksyfenylo)-2,3-dihydrochromen-4-on]) jako leczenie. DHM podawano codziennie, w pojedynczej dawce, w ciemnej fazie ostatnich 2 tygodni okresu izolacji (lub domu grupowego).
  3. Aby przygotować zabieg, dodaj 3% (w/v) agaru do wody dejonizowanej (DI) i podgrzej do ~90 °C do rozpuszczenia. Roztwór będzie bulgotał. Zapobiegaj rozlaniu lub wykipieniu.
    UWAGA: Podgrzej roztwór w szklanej kolbie w krótkich, 10-sekundowych odstępach podgrzewania w kuchence mikrofalowej.
    UWAGA: Szkło będzie gorące. Podczas pracy z roztworem należy nosić odpowiednie środki ochrony osobistej (PPE).
  4. Zamieszaj roztwór i wizualnie upewnij się, że roztwór jest jednorodny.
    UWAGA: Roztwór powinien być półprzezroczysty i mieć zabarwienie od jasnożółtego do jasnobrązowego.
  5. Gdy roztwór jest jeszcze ciepły, dodaj 5% (w/v) sacharozy i żądaną dawkę leku. Dodać tylko sacharozę i nie dodawać do kontroli nośnika środka leczniczego, który jest przedmiotem zainteresowania.
  6. Zamieszaj roztwór i wizualnie upewnij się, że roztwór jest jednorodny. Następnie wlej roztwór do formy i pozostaw do ostygnięcia w temperaturze pokojowej do zestalenia. Jeśli zabieg jest wrażliwy na światło, należy go chronić przed światłem.
    UWAGA: Roztwór powinien być lekko lepki.
  7. Po zestaleniu agar pokroić w kostkę o wymiarach 0,5 cm x 0,5 cm x 0,5 cm i przechowywać w temperaturze 4 °C do momentu podania.
  8. Aby podać zabieg, umieść pojedynczą kostkę na małej łódce do ważenia. Podczas ciemnej fazy cyklu światło-ciemność cicho i ostrożnie umieść łódkę do ważenia agaru w indywidualnych klatkach, nie dotykając myszy. Pozwól myszy zużyć agar.
    UWAGA: Myszy zazwyczaj spędzają 15-45 minut, aby całkowicie skonsumować agar
    9. .
  9. Potwierdzić całkowite zużycie agaru, a następnie ostrożnie wyjąć łódkę wagową z klatki. Powtórz w razie potrzeby.
  10. Przygotuj kostki agarowe co tydzień, aby zachować świeżość i uniknąć zanieczyszczenia.

5. Analiza zachowania

  1. Testy behawioralne wykonuj 24 godziny po ostatnim dniu 4-tygodniowego (lub więcej) okresu izolacji. Przeprowadź testy w fazie ciemnej przy pośrednim czerwonym oświetleniu i nagrywaj kamerą wideo.
  2. Zorganizuj co najmniej trzy osoby, które przeprowadzą ręczną ocenę offline w sposób podwójnie ślepy, aby zminimalizować stronniczość i błędy.
  3. Labirynt z podwyższonym plusem (EPM)
    1. Przygotuj aparaturę EPM. Aparatura użyta w tym protokole została uzyskana w handlu (patrz Tabela Materiałów) i wykonana z nieprzezroczystego tworzywa sztucznego z dwoma otwartymi ramionami i dwoma zamkniętymi ramionami (33 cm x 5 cm każde, otwarte ramiona prostopadłe do zamkniętych ramion) z platformą środkową o wymiarach 5 cm x 5 cm. Podnieś urządzenie na wysokość 50 cm nad podłogą.
    2. Umieść zwierzę na środku aparatu, przodem do otwartego ramienia. Pozwól zwierzęciu eksplorować przez 5 minut i nagrywaj jego aktywność za pomocą kamery wideo.
      1. Czyść aparat po każdym zwierzęciu, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekującym (70% alkohol etylowy). Upewnij się, że wszystkie odchody gryzoni zostały wytarte.
    3. Oceń zachowanie myszy w trybie offline na podstawie czasu spędzonego w otwartych ramionach, zamkniętych ramionach i środkowej platformie za pomocą stopera. Uruchom stoper, gdy mysz umieści co najmniej trzy łapy w odpowiednim ramieniu lub platformie.
  4. Test w otwartym polu (OF)
    1. Przygotuj aparaturę OF. Aparatura użyta w tym protokole (patrz Tabela Materiałów) została wykonana z nieprzezroczystego tworzywa sztucznego o wymiarach 50 cm x 50 cm x 38 cm (długość x szerokość x wysokość).
    2. Narysuj kwadratowe siatki (10 cm x 10 cm każda) na polu, co daje w sumie 25 siatek.
    3. Umieść zwierzę na środku pola i pozwól mu eksplorować przez 10 minut. Nagraj jego aktywność na kamerze wideo.
      1. Wyczyść aparat po każdym zwierzęciu, dokładnie przecierając całą powierzchnię środkiem dezynfekującym (70% alkohol etylowy). Upewnij się, że wszystkie odchody gryzoni zostały wytarte.
    4. Oceniaj zachowanie myszy w trybie offline na podstawie czasu spędzonego w strefie centralnej, czasu spędzonego w rogach, całkowitego przebytego dystansu i liczby odchodów myszy.
      1. Użyj stopera, aby zarejestrować czas spędzony na środku lub w rogu. Uruchom stoper, gdy mysz umieści co najmniej trzy łapy w odpowiednim obszarze.
      2. Użyj licznika, aby zarejestrować przebytą odległość i częstotliwość odchowu. Policz liczbę kwadratów, w które wchodzi mysz (gdy mysz umieści co najmniej trzy łapy w kwadracie). Policz odchowew, gdy mysz wyraźnie stoi na tylnych łapach. Nie licz, kiedy mysz wstaje i opiera się o ściany lub gdy wstaje, aby się umyć.
  5. Test rozpoznawania nowych obiektów (NOR)
    1. Wykonuj ten test przez 3 dni. W dniu 1 przygotuj aparat polowy o wymiarach 50 cm x 50 cm x 38 cm (długość x szerokość x wysokość). Umieść zwierzę na środku otwartego pola i pozwól mu się z nim zapoznać przez 5 minut. Następnie umieść zwierzę z powrotem w jego domowej klatce.
      1. Czyść aparat po każdym zwierzęciu, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekującym (70% alkohol etylowy). Upewnij się, że wszystkie odchody gryzoni zostały wytarte.
    2. W drugim dniu przygotuj ten sam aparat na otwartym polu i umieść dwa identyczne przedmioty, takie jak mały sześcian. Umieść je symetrycznie w odległości około 20 cm od siebie. Umieść zwierzę na środku aparatu i pozwól mu eksplorować przez 5 minut. Następnie umieść zwierzę z powrotem w jego domowej klatce.
      1. Czyść aparat po każdym zwierzęciu, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekującym (70% alkohol etylowy). Upewnij się, że wszystkie odchody gryzoni zostały wytarte.
    3. W dniu 3 przygotuj ten sam aparat do pracy w otwartym polu i jeden z obiektów z dnia 2 (tj. mały sześcian), który będzie funkcjonował jako znany obiekt. Umieść inny, niepodobny nowy obiekt, taki jak drewniana piramida, symetrycznie od znanego obiektu w odległości około 20 cm od siebie. Pozwól zwierzęciu eksplorować przez 3 minuty i nagraj jego aktywność na kamerze wideo.
      1. Czyść aparat po każdym zwierzęciu, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekującym (70% alkohol etylowy). Upewnij się, że wszystkie odchody gryzoni zostały wytarte.
    4. Oceń zachowanie myszy w trybie offline na podstawie czasu spędzonego na eksploracji znanego obiektu i nowego obiektu. Oblicz indeks rozpoznawania obiektów (ORI%), gdzie figure-protocol-1; tf it n reprezentują czasy eksploracji odpowiednio znanych i nowych obiektów.
  6. Test rozpoznawania nowego kontekstu (NCR)
    1. Wykonuj ten test przez 2 dni. Przygotuj dwa otwarte pola o wyraźnym kształcie i dwie pary obiektów o różnych kształtach. Aparat OF może być używany jako jeden z kontekstów (otwarte pole). Drugi kontekst powinien mieć podobny rozmiar, ale inny kształt, na przykład okrągłe otwarte pole.
    2. W dniu 1 umieść jedną parę identycznych obiektów (tj. dwa sześciany) w kontekście kwadratu, a drugą parę identycznych obiektów (tj. dwie piramidy) w kontekście okrągłym. Przedmioty należy umieszczać symetrycznie w odległości 15-20 cm od siebie.
    3. Umieść zwierzę na środku i pozwól mu eksplorować przez 5 minut w jednym kontekście. Powtórz w drugim kontekście. Następnie umieść zwierzę z powrotem w jego domowej klatce.
      1. Czyść aparat po każdym zwierzęciu, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekującym (70% alkohol etylowy). Upewnij się, że wszystkie odchody gryzoni zostały wytarte.
    4. Drugiego dnia zamień jeden z obiektów z jednego kontekstu na drugi (tj. umieść jeden sześcian i jedną piramidę w kontekście kwadratu, a jeden sześcian i jedną piramidę w kontekście okrągłym).
    5. Umieść zwierzę na środku i pozwól mu eksplorować przez 3 minuty. Nagraj jego aktywność na kamerze wideo. Zwierzęta nie muszą być rejestrowane w obu kontekstach.
      1. Czyść aparat po każdym zwierzęciu, dokładnie przecierając wszystkie powierzchnie środkiem dezynfekującym (70% alkohol etylowy). Upewnij się, że wszystkie odchody gryzoni zostały wytarte.
    6. Oceń zachowanie myszy w trybie offline na podstawie czasu spędzonego na eksploracji różnych obiektów. Oblicz wskaźnik rozpoznawania (RI%) jako proporcję czasu spędzonego na badaniu nowego obiektu "wyrwanego z kontekstu" (tj. piramidy w kontekście kwadratu) w porównaniu ze znanym obiektem "w kontekście" (tj. sześcianem w kontekście kwadratu). figure-protocol-2.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wszystkie reprezentatywne wyniki i dane liczbowe zostały zmodyfikowane na podstawie naszych ostatnich publikacji22,23. Aby ocenić wpływ izolacji społecznej na lęk i zachowania eksploracyjne, testy EPM i OF przeprowadzono 24 godziny po dacie zakończenia 4-tygodniowego okresu izolacji społecznej. Myszy izolowane społecznie spędzały znacznie mniej czasu w otwartym ramieniu (1,28 ± 0,17 min) w porównaniu z grupą kontrolną (2,31 ± 0,27 min) i znacznie dłużej w ramieni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Krytyczne kroki w protokole obejmują prawidłowe ustawienie klatek izolacji społecznej (tj. owijanie nieprzezroczystych worków i zmniejszanie ilości ściółki), minimalizowanie obchodzenia się z myszami i niepokojenia ich przez cały okres izolacji oraz upewnienie się, że myszy uzyskają i całkowicie spożyją agar z lekiem. Bardzo ważne jest, aby wiwarium lub warunki mieszkaniowe były utrzymywane w stałej temperaturze i wilgotności, a także zminimalizowane zakłócenia zewnętrzne. Należy dołożyć znacznych starań w celu ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez grant Narodowego Instytutu Zdrowia AA17991 (dla J.L.), Carefree Biotechnology Foundation (dla J.L.), University of Southern California (USC), USC Graduate School Travel/Research Award (dla S.W.) Stypendium Misji Kulturalnej Arabii Saudyjskiej (do AAO) i Program Stypendialny Wojskowych Zawodów Medycznych (do ASS).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Czarne torby plastikowe OfficeDepot791932 24 "x 32"
Elevated Plus MazeSD InstrumentsNAkolor
Obudowa Open FieldSD InstrumentsNAKolor biały
Select AgarInvitrogen30391-023
Kwadratowa bawełna do zagnieżdżania (gniazdo)Ancare CorporationNC9365966Podziel kwadratowy kawałek 2" na 4 części, aby utworzyć kwadratowy kawałek 1" dla grupy izolacyjnej
SacharozaSigmaS1888-1KG
Łódź wagowaSIgmaHS1420AMały, kwadratowy biały polistyren

Bibliografia

  1. Craske, M. G., et al. Anxiety disorders. Nature Reviews Disease Primers. 3 (1), 17024(2017).
  2. Kasper, S., den Boer, J., Ad Sitsen, J. Handbook of Depression and Anxiety: A Biological Approach. , Marcel Dekker Inc. New York. (2003).
  3. Konnopka, A., König, H. Economic burden of anxiety disorders: a systematic review and meta-analysis. Pharmacoeconomics. 38 (1), 25-37 (2020).
  4. Batterham, P. J., et al. Effects of the COVID-19 pandemic on suicidal ideation in a representative Australian population sample-Longitudinal cohort study. Journal of Affective Disorders. 300, 385-391 (2022).
  5. Ismail, I. I., Kamel, W. A., Al-Hashel, J. Y. Association of COVID-19 pandemic and rate of cognitive decline in patients with dementia and mild cognitive impairment: a cross-sectional study. Gerontology and Geriatric Medicine. 7, 23337214211005223(2021).
  6. NIMH. Anxiety Disorders. , Available from: https://www.nimh.nih.gov/health/topics/anxiety-disorders/index.shtml (2018).
  7. Roy-Byrne, P. Treatment-refractory anxiety; definition, risk factors, and treatment challenges. Dialogues in Clinical Neuroscience. 17 (2), 191-206 (2015).
  8. Cassano, G. B., Baldini Rossi, N., Pini, S. Psychopharmacology of anxiety disorders. Dialogues in Clinical Neuroscience. 4 (3), 271-285 (2002).
  9. Garakani, A., et al. Pharmacotherapy of anxiety disorders: current and emerging treatment options. Frontiers in Psychiatry. 11, 595584(2020).
  10. Hutson, P. H., Clark, J. A., Cross, A. J. CNS target identification and validation: avoiding the valley of death or naive optimism. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 57 (1), 171-187 (2017).
  11. Hart, P. C., et al. Experimental models of anxiety for drug discovery and brain research. Mouse Models for Drug Discovery: Methods and Protocols. Proetzel, G., Wiles, M. V. , Springer. New York. 271-291 (2016).
  12. Scherma, M., Giunti, E., Fratta, W., Fadda, P. Gene knockout animal models of depression, anxiety and obsessive compulsive disorders. Psychiatric Genetics. 29 (5), 191-199 (2019).
  13. Liu, W. -Z., et al. Identification of a prefrontal cortex-to-amygdala pathway for chronic stress-induced anxiety. Nature Communications. 11 (1), 2221(2020).
  14. Zheng, Z. -H., et al. Neuroinflammation induces anxiety- and depressive-like behavior by modulating neuronal plasticity in the basolateral amygdala. Brain, Behavior, and Immunity. 91, 505-518 (2021).
  15. Toth, I., Neumann, I. D. Animal models of social avoidance and social fear. Cell and Tissue Research. 354 (1), 107-118 (2013).
  16. Wang, F., Kessels, H. W., Hu, H. The mouse that roared: neural mechanisms of social hierarchy. Trends in Neurosciences. 37 (11), 674-682 (2014).
  17. Endo, N., et al. Multiple animal positioning system shows that socially-reared mice influence the social proximity of isolation-reared cagemates. Communications Biology. 1 (1), 225(2018).
  18. Netser, S., et al. Distinct dynamics of social motivation drive differential social behavior in laboratory rat and mouse strains. Nature Communications. 11 (1), 5908(2020).
  19. Krimberg, J. S., Lumertz, F. S., Orso, R., Viola, T. W., de Almeida, R. M. M. Impact of social isolation on the oxytocinergic system: A systematic review and meta-analysis of rodent data. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 134, 104549(2022).
  20. Mumtaz, F., Khan, M. I., Zubair, M., Dehpour, A. R. Neurobiology and consequences of social isolation stress in animal model-A comprehensive review. Biomedicine & Pharmacotherapy. 105, 1205-1222 (2018).
  21. Ranade, S. Comforting in mice. Nature Neuroscience. 24 (12), 1640(2021).
  22. Al Omran, A. J., et al. Social isolation induces neuroinflammation and microglia overactivation, while dihydromyricetin prevents and improves them. Journal of Neuroinflammation. 19 (1), 2(2022).
  23. Watanabe, S., et al. Dihydromyricetin improves social isolation-induced cognitive impairments and astrocytic changes in mice. Scientific Reports. 12 (1), 5899(2022).
  24. Silva, J., et al. Modulation of hippocampal GABAergic neurotransmission and gephyrin levels by dihydromyricetin improves anxiety. Frontiers in Pharmacology. 11, 1008(2020).
  25. Porter, V. R., et al. Frequency and characteristics of anxiety among patients with Alzheimer's disease and related dementias. Journal of Neuropsychiatry and Clinical Neuroscience. 15 (2), 180-186 (2003).
  26. Hossain, M. M., et al. Prevalence of anxiety and depression in South Asia during COVID-19: A systematic review and meta-analysis. Heliyon. 7 (4), 06677(2021).
  27. NHGRI. Knockout Mice Fact Sheet. , Available from: https://www.genome.gov/about-genomics/fact-sheets/Knockout-Mice-Fact-Sheet (2020).
  28. Takahashi, A. Social stress and aggression in murine models. Current Topics in Behavioral Neuroscience. 54, 181-208 (2022).
  29. Lam, R. W. Challenges in the treatment of anxiety disorders: beyond guidelines. International Journal of Psychiatry in Clinical Practice. 10, 18-24 (2006).
  30. Sullens, D. G., et al. Social isolation induces hyperactivity and exploration in aged female mice. PLoS One. 16 (2), 0245355(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model l ku u gryzoninieinwazyjny model stresuzachowania l kowezaburzenia poznawczemyszy C57BL 6pojedyncze klatkowanieklatki nieprzezroczystetest otwartego polarozpoznawanie nowego obiektu

Powiązane artykuły