Artykuł metodologiczny

Opracowanie i charakterystyka modeli ksenoprzeszczepów anaplastycznego raka tarczycy oraz raka płaskonabłonkowego głowy i szyi pochodzących od pacjentów

2.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64623

⸱

2 czerwca 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Precision Medicine Research Center, Sichuan Provincial Key Laboratory of Precision Medicine, National Clinical Research Center for Geriatrics, West China Hospital, Sichuan University, 2Department of Thyroid Surgery, West China Hospital, Sichuan University, 3Sichuan Kangcheng Biotech Co., 4Sichuan Cancer Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół ustanawia i charakteryzuje model ksenoprzeszczepu (PDX) anaplastycznego raka tarczycy (ATC) oraz raka płaskonabłonkowego głowy i szyi (HNSCC) pochodzącego od pacjenta, ponieważ modele PDX szybko stają się standardem w dziedzinie onkologii translacyjnej.

Streszczenie

Modele ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjentów (PDX) wiernie zachowują histologiczne i genetyczne cechy guza pierwotnego i utrzymują jego heterogeniczność. Wyniki farmakodynamiczne oparte na modelach PDX są silnie skorelowane z praktyką kliniczną. Rak anaplastyczny tarczycy (ATC) jest najbardziej złośliwym podtypem raka tarczycy, charakteryzującym się silną inwazyjnością, złym rokowaniem i ograniczonym leczeniem. Chociaż częstość występowania ATC stanowi tylko 2%-5% raka tarczycy, jego śmiertelność wynosi aż 15%-50%. Rak płaskonabłonkowy głowy i szyi (HNSCC) jest jednym z najczęstszych nowotworów złośliwych głowy i szyi, z ponad 600 000 nowych przypadków na całym świecie każdego roku. W niniejszym artykule przedstawiono szczegółowe protokoły w celu ustalenia modeli PDX ATC i HNSCC. W niniejszej pracy przeanalizowano kluczowe czynniki wpływające na skuteczność budowy modelu oraz porównano cechy histopatologiczne pomiędzy modelem PDX a guzem pierwotnym. Ponadto potwierdzono znaczenie kliniczne modelu poprzez ocenę skuteczności terapeutycznej in vivo reprezentatywnych leków stosowanych klinicznie w pomyślnie skonstruowanych modelach PDX.

Wprowadzenie

Model PDX to model zwierzęcy, w którym ludzka tkanka nowotworowa jest przeszczepiana myszom z niedoborem odporności i rośnie w środowisku dostarczonym przez myszy1. Tradycyjne modele linii komórkowych nowotworów mają kilka wad, takich jak brak heterogeniczności, niezdolność do utrzymania mikrośrodowiska guza, podatność na wariacje genetyczne podczas powtarzających się pasaży in vitro oraz słabe zastosowanie kliniczne2,3. Głównymi wadami genetycznie modyfikowanych modeli zwierzęcych są potencjalna utrata cech genomowych ludzkich nowotworów, wprowadzenie nowych, nieznanych mutacji oraz trudność w określeniu stopnia homologii między nowotworami myszy a ludzkimi4. Ponadto przygotowanie genetycznie modyfikowanych modeli zwierzęcych jest kosztowne, czasochłonne i stosunkowo mało efektywne4.

Model PDX ma wiele zalet w porównaniu z innymi modelami nowotworów pod względem odzwierciedlania heterogeniczności guza. Z punktu widzenia histopatologii, mimo że mysi odpowiednik z czasem zastępuje zrąb człowieka, model PDX dobrze zachowuje strukturę morfologiczną guza pierwotnego. Ponadto model PDX zachowuje metabolomiczną tożsamość guza pierwotnego przez co najmniej cztery pokolenia i lepiej odzwierciedla złożone wzajemne relacje między komórkami nowotworowymi a ich mikrośrodowiskiem, co czyni go wyjątkowym w symulacji wzrostu, przerzutów, angiogenezy i immunosupresji ludzkiej tkanki nowotworowej5,6,7. Na poziomie komórkowym i molekularnym model PDX dokładnie odzwierciedla niejednorodność ludzkich nowotworów między i wewnątrz guza, a także fenotypowe i molekularne cechy pierwotnego nowotworu, w tym wzorce ekspresji genów, status mutacji, liczbę kopii oraz metylację DNA i proteomikę8,9. Modele PDX z różnymi pasażami mają taką samą czułość na terapię lekową, co wskazuje, że ekspresja genów w modelach PDX jest wysoce stabilna10,11. Badania wykazały doskonałą korelację między reakcją modelu PDX na lek a klinicznymi odpowiedziami pacjentów na ten lek12,13. W związku z tym model PDX stał się potężnym przedklinicznym i translacyjnym modelem badawczym, szczególnie w zakresie badań przesiewowych leków i przewidywania rokowań klinicznych.

Rak tarczycy jest powszechnym nowotworem złośliwym układu hormonalnego i jest nowotworem złośliwym człowieka, którego częstość występowania gwałtownie wzrosła w ostatnich latach14. Rak anaplastyczny tarczycy (ATC) jest najbardziej złośliwym nowotworem tarczycy, z medianą przeżycia pacjenta wynoszącą zaledwie 4,8 miesiąca15. Chociaż każdego roku w Chinach diagnozuje się ATC u zaledwie mniejszości pacjentów z rakiem tarczycy, śmiertelność jest bliska 100%16,17,18. ATC zwykle rośnie szybko i atakuje sąsiednie tkanki szyi, a także węzły chłonne szyjne, a około połowa pacjentów ma odległe przerzuty19,20. Rak płaskonabłonkowy głowy i szyi (HNSCC) jest szóstym najczęstszym nowotworem na świecie i jedną z głównych przyczyn zgonów z powodu raka, szacuje się, że każdego roku na HNSCC cierpi około 600 000 osób21,22,23. HNSCC obejmuje dużą liczbę nowotworów, w tym nowotwory nosa, zatok, jamy ustnej, migdałków, gardła i krtani24. ATC i HNSCC to dwa główne nowotwory złośliwe głowy i szyi. Aby ułatwić opracowywanie nowych środków terapeutycznych i spersonalizowanych metod leczenia, konieczne jest opracowanie solidnych i zaawansowanych przedklinicznych modeli zwierzęcych, takich jak modele PDX ATC i HNSCC.

Ten artykuł przedstawia szczegółowe metody ustalania podskórnego modelu PDX ATC i HNSCC, analizuje kluczowe czynniki wpływające na tempo wchłaniania guza w konstrukcji modelu i porównuje charakterystyki histopatologiczne między modelem PDX a guzem pierwotnym. Tymczasem w niniejszej pracy przeprowadzono testy farmakodynamiczne in vivo przy użyciu pomyślnie skonstruowanych modeli PDX w celu potwierdzenia ich przydatności klinicznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi i protokołami Stowarzyszenia Oceny i Akredytacji Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi, zatwierdzonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Szpitala Zachodniochińskiego, Uniwersytet Syczuański. Do niniejszego badania wykorzystano myszy z niedoborem odporności NOD-SCID w wieku 4-6 tygodni (obu płci) oraz samice nagich myszy Balb/c w wieku 4-6 tygodni. Zwierzęta zostały pozyskane ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów). Komisja bioetyczna Szpitala Zachodniochińskiego zatwierdziła badanie z udziałem ludzi (numer protokołu 2020353). Każdy pacjent wyraził pisemną świadomą zgodę.

1. Przygotowanie eksperymentalne

  1. Ułóż jednorazowe ostrza, wysterylizowane nożyczki i pęsety oraz inne narzędzia potrzebne do przeszczepu guza, umieść je na ultraczystym stole warsztatowym i wcześniej naświetl je światłem ultrafioletowym.
  2. Przygotuj sterylną sól fizjologiczną i szalki Petriego do użycia podczas badania.

2. Pozyskiwanie i transport świeżej tkanki nowotworowej

  1. Pobrać świeże próbki guza (zwykle o wymiarach większych niż 5 mm x 5 mm) z sali operacyjnej i umieścić je w probówce wirówkowej o pojemności 15 ml lub 50 ml zawierającej sterylny roztwór HTK (patrz tabela materiałów) lub sól fizjologiczną. Oznacz probówki wirówkowe
    UWAGA: Świeże próbki guza uzyskano przez chirurgiczne usunięcie lub nakłucie od pacjentów z ATC lub HNSCC.
  2. Umieść probówki wirówkowe w przygotowanym wcześniej pojemniku na lód.
    UWAGA: W tym czasie operator przeszczepu musi przygotować niezbędne elementy do przeszczepienia (patrz Tabela materiałów).
  3. Upewnij się, że czas między pobraniem próbki a transportem do laboratorium w celu budowy PDX nie przekracza 2 godzin. Podczas transportu należy otoczyć probówki zawierające tkanki mieszaniną lodu i wody lub okładami z lodu, aby zachować aktywność tkanek.

3. Przeszczep guza

  1. Gdy tkanki nowotworowe dotrą do laboratorium, zapisz je i ponumeruj ponownie.
    UWAGA: W przypadku niniejszego badania informacje o pacjencie były utrzymywane w ścisłej tajemnicy. Pozostałe etapy procedury zostały wykonane w laboratorium o poziomie bezpieczeństwa biologicznego 2 (BSL-2). Przy wejściu do laboratorium zaleca się założenie fartucha na ubranie robocze lub ochronne, nakrycie głowy i maskę. Leczenie tkanki nowotworowej odbywa się w komorze bezpieczeństwa biologicznego.
  2. Zdezynfekuj probówki wirówkowe zawierające tkanki nowotworowe 75% alkoholem i umieść je na stole operacyjnym. Przenieś tkanki nowotworowe na 6-centymetrowe szalki Petriego wypełnione solą fizjologiczną za pomocą wysterylizowanych kleszczy okulistycznych. Następnie pokrój je na małe kawałki o wymiarach około 2 mm x 2 mm i 3 mm x 3 mm za pomocą ostrza.
  3. Przenieś kawałki tkanek nowotworowych na 6-centymetrową szalkę Petriego zawierającą odpowiednią ilość soli fizjologicznej, owiń naczynie folią uszczelniającą, umieść je w pojemniku na lód i przenieś do pomieszczenia dla zwierząt wolnego od patogenów (SPF) wraz z niezbędnymi narzędziami (nożyczkami, kleszczami i igłami do zaszczepiania).
  4. Przygotuj zwierzę, wykonując poniższe czynności.
    1. Usuń włosy z prawej bocznej części klatki piersiowej 4-6 tygodniowej samicy lub samca myszy z niedoborem odporności NOD-SCID i zdezynfekuj skórę 75% alkoholem. Znieczulić myszy przez dootrzewnowe wstrzyknięcie 80 mg/kg ketaminy i 10 mg/kg ksylazyny (patrz Tabela materiałów) i posmarować oczy maścią weterynaryjną, aby zapobiec wysuszeniu. Potwierdź głębokość znieczulenia poprzez utratę odruchu pedałowania.
    2. Wykonaj 2 mm nacięcie nożyczkami przez skórę pośrodku prawej bocznej klatki piersiowej myszy.
  5. Weź kawałek guza z szalki Petriego i umieść go w igle trokarowej 2,4 mm x 2,0 mm (patrz Tabela materiałów) za pomocą kleszczy.
  6. Przytrzymaj mysz, napnij skórę w miejscu nakłucia, użyj trokaru zawierającego kawałki guza, aby wprowadzić guz przez początkowe 2 mm nacięcie skóry, przejdź do tylnej części barku i popchnij rdzeń trokaru.
  7. Upewnij się, że część guza została wypchnięta i pozostała w zatoce przejściowej utworzonej przez nakłucie trokaru, a następnie wyciągnij trokar.
  8. Jeśli guz porusza się wraz z igłą po jej wycofaniu, użyj trokara, aby go zresetować i zszyć nacięcie.
    UWAGA: W tym badaniu każda mysz została zaszczepiona na grzbietowych kończynach przednich i tylnych. Od jednej do trzech myszy inokulowano na próbkę guza od każdego pacjenta w zależności od wielkości guza.

4. Zachowanie, utrwalanie i zamrażanie białek w tkance nowotworowej

UWAGA: Pozostałe tkanki nowotworowe zostały użyte odpowiednio do konserwacji nasion, utrwalania i zamrażania DNA/RNA/białka.

  1. Usuń sól fizjologiczną z powierzchni guza za pomocą sterylnej gazy przed umieszczeniem jej w probówce do krioprezerwacji, aby upewnić się, że powierzchnia guza nie jest nadmiernie mokra.
  2. Umieścić od czterech do sześciu kawałków tkanki nowotworowej o wymiarach 2 mm x 2 mm w probówce do kriokonserwacji komórek o pojemności 2 ml, dodać 1 ml roztworu do kriokonserwacji składającego się z 90% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 10% sulfotlenku dimetylu (DMSO) do probówki, umieścić probówkę w gradientowym pudełku chłodzącym, zamrozić w temperaturze -80 °C przez noc, i na koniec przenieś go do ciekłego azotu.
  3. Umieść bloki tkanki nowotworowej o wymiarach 3 mm x 3 mm w 10% buforowanej formalinie w celu utrwalenia tkanki do badania patologicznego.
  4. Umieść blok tkanki o wymiarach 3 mm x 3 mm w probówce do krioprezerwacji komórek o pojemności 2 ml, szybko zamroź go w ciekłym azocie, a następnie przenieś do lodówki o temperaturze -80 °C w celu ekstrakcji DNA/RNA i białka.
  5. Zbierz informacje kliniczne o pacjentach, takie jak historia palenia, wielkość guza, różnicowanie, podtyp patologiczny, stopień zaawansowania nowotworu, stadium raka, odległe przerzuty, pochodzenie, historia medyczna, immunohistochemia, zakażenie wirusem brodawczaka ludzkiego (HPV) u pacjentów z HNSCC i leki lecznicze.

5. Pasażowanie, kriokonserwacja i resuscytacja guzów modelu PDX

  1. Zmierz długość i szerokość guzów podskórnych u myszy za pomocą suwmiarki z noniuszem raz w tygodniu i oblicz objętość guza zgodnie ze wzorem: objętość guza = 0,5 × długość × szerokość2. Narysuj krzywą wzrostu guza.
  2. Gdy guz PDX osiągnie 2,000 mm3, należy go przekazać następnemu pokoleniu myszy i przeprowadzić ponowny przeszczep guza. Wykonaj przygotowanie instrumentów zgodnie z krokiem 4.
  3. Poddać myszy eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy po znieczuleniu 80 mg/kg ketaminy.
  4. Zdezynfekuj skórę 75% alkoholem. Następnie przetnij skórę otaczającą guz za pomocą nożyczek, a następnie usuń guz za pomocą kleszczy i umieść go na szalce Petriego.
  5. Wykonaj procedurę przeszczepu guza zgodnie z krokiem 3.
  6. Wykonaj konserwację i kriokonserwację guzów modelu PDX, postępując zgodnie z krokiem 4.
  7. W celu resuscytacji tkanki nowotworowej należy postępować zgodnie z zasadą powolnego zamrażania i szybkiego rozpuszczania. Po wyjęciu kriowiali z ciekłego azotu należy je szybko umieścić w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C w celu szybkiego rozpuszczenia.
  8. Delikatnie potrząśnij kriowialiami w łaźni wodnej, aby przyspieszyć proces rozmrażania.
  9. Rozmrozić, przenieść kawałki guza do przygotowanej normalnej soli fizjologicznej do mycia, a następnie zaszczepić następne pokolenie myszy. Aby zapoznać się z konkretną operacją, zapoznaj się z procedurą przeszczepu tkanek w kroku 3.

6. Określanie skuteczności terapeutycznej lenwatynibu i cisplatyny w modelu ATC PDX

UWAGA: Model ATC PDX został użyty do przetestowania terapeutycznego efektu inhibitora kinazy tyrozynowej lenwatynibu i leku chemioterapeutycznego cisplatyny25,26,27.

  1. Wybierz tkankę nowotworową generacji P5 modelu ATC PDX (THY-017), pokrój na 2-4 mm3 kawałki tkanki i zaszczepij podskórnie (krok 3) po prawej stronie pleców dziesięciu 4-6 tygodniowych samic nagich myszy Balb/c.
  2. Wybierz 15 myszy o objętości guza od 50 do 150 mm3 i podziel je na trzy grupy.
  3. Lenwatynib (10 mg/kg mc.) podawać dożołądkowo jednej grupie raz na dobę przez 15 dni, cisplatynę (3 mg/kg mc.) dootrzewnowo jednej grupie co 3 dni, w sumie sześć dawek, a grupie kontrolnej podawać tę samą objętość soli fizjologicznej.
  4. Mierz masę ciała i objętość guza myszy dwa razy w tygodniu.
  5. Pod koniec testu poddaj myszy eutanazji (krok 5.3) i zważ guzy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Łącznie przeszczepiono 18 próbek raka tarczycy i udało się skonstruować pięć modeli PDX raka tarczycy (27,8% wskaźnik wchłaniania nowotworów), w tym cztery przypadki niezróżnicowanego raka tarczycy i jeden przypadek anaplastycznego raka tarczycy. Przeanalizowano korelację między wskaźnikiem sukcesu konstrukcji modelu a wiekiem, płcią, średnicą guza, stopniem zaawansowania guza i zróżnicowaniem. Chociaż wskaźnik sukcesu modelu próbek guza stopnia 4 był wyższy niż w przypadku próbek o niższym stopniu złośliwości, a wskaźni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W ramach tego badania udało się ustalić podskórne modele PDX ATC i HNSCC. Jest wiele aspektów, na które należy zwrócić uwagę podczas procesu budowy modelu PDX. Po oddzieleniu tkanki nowotworowej od pacjenta należy ją umieścić w pojemniku na lód i jak najszybciej wysłać do laboratorium w celu zaszczepienia. Po tym, jak guz dotrze do laboratorium, operator musi zwrócić uwagę na utrzymanie sterylnego pola i ćwiczyć procedury aseptyczne. W przypadku próbek z biopsji igłowej, ponieważ tkanka nowotworowa jest szczególnie mała,...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie ujawnia się żadnych potencjalnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Program Wsparcia Nauki i Technologii Prowincji Syczuan (Grant nr 2019JDRC0019 i 2021ZYD0097), projekt 1.3.5 dla dyscyplin doskonałości, Szpital Zachodniochiński, Uniwersytet Sichuan (Grant No. ZYJC18026), projekt 1.3.5 dla dyscyplin doskonałości – Projekt Inkubacji Badań Klinicznych, Szpital Zachodniochiński, Uniwersytet Syczuański (grant nr 2020HXFH023), Fundusze Badań Podstawowych dla Uniwersytetów Centralnych (SCU2022D025), Projekt Współpracy Międzynarodowej Biura Nauki i Technologii w Chengdu (Grant nr 2022-GH02-00023-HZ), Projekt Innovation Spark Uniwersytetu Sichuan (Grant nr 2019SCUH0015) oraz Fundusz Szkolenia Talentów na rzecz Integracji Inżynierii Medycznej Zachodu Szpital Chiński - Uniwersytet Nauk i Technologii Elektronicznych (grant nr HXDZ22012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Trokar 2,4 mm x 2,0 mmShenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd18-9065
Nagie myszy Balb/cBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd.401
Szafa bezpieczeństwa biologicznegoSuzhou AntaiBSC-1300IIA2
BladeShenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd18-0823
Probówka wirówkowa Corning430791/430829
Probówka do kriokonserwacjiChengdu Dianrui Experimental Instrument Co., Ltd/
Custodiol HTK-SolutionCustodiol2103417
Dimethyl suloxide (DMSO)SIGMA-ALORICHD5879-500mL
Elektroniczna
Chengdu Chengliang Tool Group Co., Ltd0-220
płodowa surowica bydlęca(FBS)VivaCellC04001-500
Statystyki IBM SPSS 26IBM
KetaminaJiangsu Zhongmu Beikang Pharmaceutical Co., Ltd 
LenvatinibApexBioA2174
NOD-SCID myszy z niedoborem odpornościBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd.406
Pen-Strep SolutionBiological Industries03-03101BCS
szalka PetriegoWHBWHB-60/WHB-100
Sól fizjologiczna Sichuan KelunW220051705
NożyczkiShenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd18-0110
PęsetaShenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd18-1241
Maść weterynaryjnaPfizer Inc.
XylazineDunhua Shengda Animal Medicine Co., Ltd070031777
suwmiarka cyfrowa METTLER ME104 100761663P10015353

Bibliografia

  1. Toolan, H. W. Successful subcutaneous growth and transplantation of human tumors in X-irradiated laboratory animals. Proceedings of The Society for Experimental Biology and Medicine. 77 (3), 572-578 (1951).
  2. Gillet, J. P., et al. Redefining the relevance of established cancer cell lines to the study of mechanisms of clinical anti-cancer drug resistance. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (46), 18708-18713 (2011).
  3. Hausser, H. J., Brenner, R. E. Phenotypic instability of Saos-2 cells in long-term culture. Biochemical & Biophysical Research Communications. 333 (1), 216-222 (2005).
  4. Pérez-Mancera, P., Guerra, C., Barbacid, M., Tuvesonet, D. A. What we have learned about pancreatic cancer from mouse models. Gastroenterology. 142 (5), 1079-1092 (2012).
  5. Bruna, A., et al. A biobank of breast cancer explants with preserved intra-tumor heterogeneity to screen anticancer compounds. Cell. 167 (1), 260-274 (2016).
  6. Choi, S., et al. Lessons from patient-derived xenografts for better in vitro modeling of human cancer. Advanced Drug Delivery Reviews. 79-80, 222-237 (2014).
  7. Blomme, A., et al. Murine stroma adopts a human-like metabolic phenotype in the PDX model of colorectal cancer and liver metastases. Oncogene. 37 (9), 1237-1250 (2018).
  8. Wang, D., et al. Molecular heterogeneity of non-small cell lung carcinoma patient-derived xenografts closely reflect their primary tumors. International Journal of Cancer. 140 (3), 662-673 (2016).
  9. Jung, J., et al. Generation and molecular characterization of pancreatic cancer patient-derived xenografts reveals their heterologous nature. Oncotarget. 7 (38), 62533-62546 (2016).
  10. Keysar, S., et al. A patient tumor transplant model of squamous cell cancer identifies PI3K inhibitors as candidate therapeutics in defined molecular bins. Molecular Oncology. 7 (4), 776-790 (2013).
  11. Rubio-Viqueira, B., et al. An in vivo platform for translational drug development in pancreatic cancer. Clinical Cancer Research. 12 (15), 4652-4661 (2006).
  12. Fiebig, H. H., et al. Development of three human small cell lung cancer models in nude mice. Recent Results in Cancer Research. 97, 77-86 (1985).
  13. Morelli, M. P., et al. Prioritizing phase I treatment options through preclinical testing on personalized tumorgraft. Journal of Clinical Oncology. 30 (4), 45-48 (2012).
  14. Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA. 68 (6), 394-424 (2018).
  15. Onoda, N., et al. Evaluation of the 8th edition TNM classification for anaplastic thyroid carcinoma. Cancers. 12 (3), 552(2020).
  16. Nel, C., et al. Anaplastic carcinoma of the thyroid: A clinicopathologic study of 82 cases. Mayo Clinic Proceedings. 60 (1), 51-58 (1985).
  17. Mazzaferri, E. L. Increasing incidence of thyroid cancer in the United States, 1973-2002. Yearbook of Medicine. 2007, 496-499 (2007).
  18. Kebebew, E., Greenspan, F. S., Clark, O. H., Woeber, K. A., Mcmillan, A. Anaplastic thyroid carcinoma. Treatment outcome and prognostic factors. Cancer. 103 (7), 1330-1335 (2005).
  19. Lin, B., et al. The incidence and survival analysis for anaplastic thyroid cancer: A SEER database analysis. American Journal of Translational Research. 11 (9), 5888-5896 (2019).
  20. Maniakas, A., Dadu, R., Busaidy, N. L., Wang, J. R., Zafereo, M. Evaluation of overall survival in patients with anaplastic thyroid carcinoma, 2000-2019. JAMA Oncology. 6 (9), 1397-1404 (2020).
  21. Gilardi, M., et al. Tipifarnib as a precision therapy for HRAS-mutant head and neck squamous cell carcinomas. Molecular Cancer Therapeutics. 19 (9), 1784-1796 (2020).
  22. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2016. CA. 66 (1), 7-30 (2016).
  23. Chow, L. Q. M. Head and neck cancer. New England Journal of Medicine. 382 (1), 60-72 (2020).
  24. Swiecicki, P. L., Brennan, J. R., Mierzwa, M., Spector, M. E., Brenner, J. C. Head and neck squamous cell carcinoma detection and surveillance: Advances of liquid biomarkers. Laryngoscope. 129 (8), 1836-1843 (2019).
  25. Wang, R., et al. Distribution and activity of lenvatinib in brain tumor models of human anaplastic thyroid cancer cells in severe combined immune deficient mice. Molecular Cancer Therapeutics. 18 (5), 947-956 (2019).
  26. Takahashi, S., et al. A phase II study of the safety and efficacy of lenvatinib in patients with advanced thyroid cancer. Future Oncology. 15 (7), 717-726 (2019).
  27. Ferrari, S. M., et al. Lenvatinib exhibits antineoplastic activity in anaplastic thyroid cancer in vitro and in vivo. Oncology Reports. 39 (5), 2225-2234 (2018).
  28. Cabanillas, M. E., Habra, M. A. Lenvatinib: Role in thyroid cancer and other solid tumors. Cancer Treatment Reviews. 42, 47-55 (2016).
  29. Jung, J., Seol, H. S., Chang, S. The generation and application of patient-derived xenograft model for cancer research. Cancer Research and Treatment. 50 (1), 1-10 (2018).
  30. Peng, S., et al. Tumor grafts derived from patients with head and neck squamous carcinoma authentically maintain the molecular and histologic characteristics of human cancers. Journal of Translational Medicine. 11, 198(2013).
  31. Derose, Y. S., et al. Tumor grafts derived from women with breast cancer authentically reflect tumor pathology, growth, metastasis and disease outcomes. Nature Medicine. 17 (11), 1514-1520 (2011).
  32. Chen, X., Shen, C., Wei, Z., Zhang, R., Xiao, K. Patient-derived non-small cell lung cancer xenograft mirrors complex tumor heterogeneity. Cancer Biology and Medicine. 18 (1), 184-198 (2021).
  33. Choi, Y. Y., et al. Establishment and characterisation of patient-derived xenografts as paraclinical models for gastric cancer. Scientific Reports. 6, 22172(2016).
  34. Maider, I. V., Andrés, C., Alberto, B. Preclinical models for precision oncology. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Reviews on Cancer. 1872 (2), 239-246 (2018).
  35. Okada, S., Vaeteewoottacharn, K., Kariya, R. Establishment of a patient-derived tumor xenograft model and application for precision cancer medicine. Chemical & Pharmaceutical Bulletin. 66 (3), 225-230 (2018).
  36. Michael, G., et al. Tumor take rate optimization for colorectal carcinoma patient-derived xenograft models. BioMed Research International. 2016, 1715053(2016).
  37. Bernardo, C., Costa, C., Sousa, N., Amado, F., Santos, L. Patient-derived bladder cancer xenografts: a systematic review. Translational Research. 166 (4), 324-331 (2015).
  38. Facompre, N. D., et al. Barriers to generating PDX models of HPV-related head and neck. Laryngoscope. 127 (12), 2777-2783 (2017).
  39. Kang, H. N., Kim, J. H., Park, A. Y., Choi, J. W., Kim, H. R. Establishment and characterization of patient-derived xenografts as paraclinical models for head and neck cancer. BMC Cancer. 20 (1), 316(2020).
  40. Ahn, S. H., et al. An orthotopic model of papillary thyroid carcinoma in athymic nude mice. Archives of Otolaryngology-Head & Neck Surgery. 134 (2), 190-197 (2008).
  41. Nucera, C., et al. A novel orthotopic mouse model of human anaplastic thyroid carcinoma. Thyroid. 19 (10), 1077-1084 (2009).
  42. De Rose, F., et al. Galectin-3 targeting in thyroid orthotopic tumors opens new ways to characterize thyroid cancer. Journal of Nuclear Medicine. 60 (6), 770-776 (2019).
  43. Pearson, A. T., et al. Patient-derived xenograft (PDX) tumors increase growth rate with time. Oncotarget. 7 (7), 7993-8005 (2016).
  44. Huo, K. G., D'Arcangelo, E., Tsao, M. S. Patient-derived cell line, xenograft and organoid models in lung cancer therapy. Translational Lung Cancer Research. 9 (5), 2214-2232 (2020).
  45. Kumari, R., Xu, X., Li, H. Q. Translational and clinical relevance of PDX-derived organoid models in oncology drug discovery and development. Current Protocols. 2 (7), e431(2022).
  46. Takahashi, N., et al. Construction of in vitro patient-derived tumor models to evaluate anticancer agents and cancer immunotherapy. Oncology Letters. 21 (5), 406(2021).
  47. Barasch, A., et al. Photobiomodulation effects on head and neck squamous cell carcinoma (HNSCC) in an orthotopic animal model. Supportive Care in Cancer. 28 (6), 2721-2727 (2020).
  48. Wang, M., et al. Humanized mice in studying efficacy and mechanisms of PD-1-targeted cancer immunotherapy. FASEB Journal. 32 (3), 1537-1549 (2018).
  49. Wu, C., Wang, X., Shang, H., Wei, H. Construction of a humanized PBMC-PDX model to study the efficacy of a bacterial marker in lung cancer immunotherapy. Disease Markers. 2022, 1479246(2022).
  50. Yao, L. C., et al. Creation of PDX-bearing humanized mice to study immuno-oncology. Methods in Molecular Biology. 1953, 241-252 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Rak nowotworu g owy i szyiheterogenno guzaopracowanie modelu PDXtransplantacja guzabadanie wra liwo ci na lekikrzywa wzrostu guzabadanie histopatologiczneterapia personalizowana

Powiązane artykuły