Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ortotopowa implantacja komórek nowotworowych pochodzących od pacjenta u myszy podsumowuje zaawansowanego raka jelita grubego

3.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64629

⸱

10 lutego 2023

 ,  ,  , 
1Stem Cells and Cancer Laboratory, Vall d’Hebron Institute of Oncology (VHIO), 2Preclinical Therapeutics Core, University of California San Francisco, 3CIBERONC

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje ortotopową implantację komórek nowotworowych pochodzących od pacjenta w ścianie jelita ślepego myszy z niedoborem odporności. Model podsumowuje zaawansowany rak jelita grubego, chorobę z przerzutami i pozwala na ocenę nowych leków terapeutycznych w klinicznie istotnym scenariuszu przerzutów do płuc i wątroby.

Streszczenie

W ciągu ostatniej dekady stworzono bardziej zaawansowane modele przedklinicznego raka jelita grubego (CRC) wykorzystujące komórki rakowe pochodzące od pacjentów i guzy 3D. Ponieważ organoidy nowotworowe pochodzące od pacjenta mogą zachować cechy oryginalnego guza, te wiarygodne modele przedkliniczne umożliwiają badania przesiewowe leków przeciwnowotworowych i badanie mechanizmów oporności na leki. Jednak zgon związany z rakiem jelita grubego u pacjentów jest najczęściej związany z obecnością choroby z przerzutami. W związku z tym niezbędna jest ocena skuteczności terapii przeciwnowotworowych w odpowiednich modelach in vivo, które naprawdę podsumowują kluczowe cechy molekularne przerzutów raka u ludzi. Stworzyliśmy model ortotopowy oparty na wstrzyknięciu komórek nowotworowych pochodzących od pacjentów z CRC bezpośrednio do ściany jelita ślepego myszy. W tych komórkach nowotworowych rozwijają się pierwotne guzy w jelicie ślepym, które dają przerzuty do wątroby i płuc, co często obserwuje się u pacjentów z zaawansowanym CRC. Ten mysi model CRC może być wykorzystany do oceny odpowiedzi na leki monitorowanych za pomocą tomografii mikrokomputerowej (μCT), klinicznie istotnej metody obrazowania na małą skalę, która może łatwo zidentyfikować guzy pierwotne lub przerzuty u pacjentów. Tutaj opisujemy procedurę chirurgiczną i wymaganą metodologię wszczepiania komórek rakowych pochodzących od pacjenta do ściany jelita ślepego myszy z niedoborem odporności.

Wprowadzenie

Rak jelita grubego (CRC) jest drugą najczęstszą przyczyną zgonów z powodu raka na świecie1. Możliwość generowania modeli nowotworów in vitro lub in vivo pochodzących z pojedynczych komórek nowotworowych pacjenta przyczyniła się do rozwoju medycyny precyzyjnej w onkologii. W ciągu ostatniej dekady organoidy pochodzące od pacjentów (PDO) lub ksenoprzeszczepy (PDX) były używane przez wiele grup badawczych na całym świecie2. PDO to wielokomórkowe struktury in vitro, które przypominają cechy oryginalnej tkanki nowotworowej i mogą się samoorganizować i samoodnawiać3. Te obiecujące modele in vitro mogą być z powodzeniem wykorzystywane do badań przesiewowych leków i ułatwiania badań translacyjnych. Z drugiej strony, modele PDX wiernie odwzorowują oryginalny CRC na wszystkich istotnych poziomach, od histologii po cechy molekularne i odpowiedź na lek2,4.

Modele PDX in vivo są najczęściej hodowane jako guzy podskórne u myszy z niedoborem odporności. Stosując to podejście, PDX stały się złotym standardem w badaniach nad rakiem, szczególnie w badaniu wrażliwości lub oporności na leki. Jednak zgony związane z CRC są najczęściej związane z obecnością zmian przerzutowych w wątrobie, płucach lub jamie otrzewnej, a żadne z dwóch podejść (PDO lub PDX) nie może podsumować zaawansowanego stanu klinicznego. Ponadto wykazano, że specyficzne miejsce wzrostu guza determinuje ważne cechy biologiczne, które mają wpływ na skuteczność leku i rokowanie choroby2. W związku z tym istnieje pilna potrzeba ustanowienia modeli przedklinicznych, które można wykorzystać do oceny skuteczności leków przeciwnowotworowych w klinicznie istotnych warunkach przerzutowych6.

Skanery tomografii komputerowej (μCT) mogą funkcjonować jako pomniejszone kliniczne tomografy komputerowe, zapewniając pierwotne obrazowanie guza i przerzutów u myszy w rozdzielczości obrazu proporcjonalnej do rozdzielczości CT pacjentów z rakiem7. Aby przeciwdziałać słabemu kontrastowi tkanek miękkich w technice μCT, można zastosować radiologiczne jodowe środki kontrastowe w celu poprawy kontrastu i oceny obciążenia guza. Stosując podejście z podwójnym kontrastem, jod podawany doustnie i dootrzewnowo jest podawany w różnym czasie. Kontrast podawany doustnie pomaga określić granice między tkanką nowotworową a treścią jelita ślepego w jelicie. Z drugiej strony, kontrast podawany dootrzewnowo pozwala na identyfikację zewnętrznych granic masy guza, który często rośnie i atakuje otrzewną8.

Rękopis opisuje protokół wykonywania ortotopowej implantacji komórek nowotworowych pochodzących od pacjenta w ścianie jelita ślepego myszy z niedoborem odporności, oraz metodologię monitorowania wzrostu guza jelita za pomocą skanowania μCT. Z niniejszego artykułu wynika, że model ten podsumowuje scenariusz kliniczny zaawansowanych nowotworów jelita grubego i choroby przerzutowej u pacjentów z CRC, których nie można badać za pomocą modeli PDO lub PDXO. Ponieważ ortotopowe modele PDX CRC podsumowują scenariusz kliniczny pacjentów z CRC, dochodzimy do wniosku, że są one jak dotąd najlepsze do testowania skuteczności leków przeciwnowotworowych w zaawansowanych nowotworach jelita i chorobie przerzutowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Uzyskano pisemną zgodę od wszystkich pacjentów. Projekt został zatwierdzony przez Komisję ds. Etyki Badań Naukowych Szpitala Uniwersyteckiego Vall d'Hebron w Barcelonie, Hiszpania (ID zatwierdzenia: PR(IR)79/2009 PR(AG)114/2014, PR(AG)18/2018). Próbki ludzkiej tkanki okrężnicy składały się z biopsji z niemartwiczych obszarów pierwotnego gruczolakoraka lub przerzutów do wątroby, odpowiadających pacjentom z rakiem okrężnicy i odbytnicy, którzy przeszli resekcję guza. Eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z dyrektywą Unii Europejskiej w sprawie opieki nad zwierzętami (86/609/EWG) i zostały zatwierdzone przez Komisję Etyczną ds. Doświadczeń na Zwierzętach VHIR-Instytutu Badawczego Vall d'Hebron (ID: 40/08 CEEA, 47/08/10 CEEA i 12/18 CEEA).

UWAGA: Kobieta NOD-SCID (NOD. Myszy CB17-Prkdcscid/NcrCrl) w wieku od 8 tygodni zakupiono w Charles River Laboratories.

1. Wyprowadzanie komórek pacjenta

  1. Ekstrakcja guza
    UWAGA: Poniższa procedura jest wykonywana w komorze biologicznej w temperaturze pokojowej (RT) w pomieszczeniu dla zwierząt.
    1. Uzyskaj próbki guza z operacji lub biopsji pacjentów oraz z PDX rosnących podskórnie u myszy.
    2. Do iniekcji ortotopowej należy przygotować komórki nowotworowe z ustalonych podskórnych modeli guzów PDX, a nie z tkanki uzyskanej bezpośrednio od pacjentów9.
    3. Wygeneruj guzy PDX, zaszczepiając zawiesinę 1 x 105 komórek nowotworowych w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) (50 μL) zmieszanej z matrycą Matrigel (50 μL) podskórnie w boku myszy NOD-SCID2.
      1. Mierz wzrost guza za pomocą suwmiarki co drugi dzień.
        UWAGA: Co ważne, nasze laboratorium wygenerowało biobank ponad 350 modeli PDX. Modele guza CRC-PDX użyte w protokole są ustalonymi modelami PDX w laboratorium, które zostały amplifikowane więcej niż trzy pasaże u myszy i przeszły kryteria włączenia / wykluczenia z wynikiem pozytywnym (Tabela 1).
    4. Poddać myszy eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy, gdy guzy podskórne osiągną maksymalny rozmiar ustalony przez CEEA (1 cm średnicy) lub gdy zwierzęta osiągną kryteria punktu końcowego.
    5. Wyodrębnij guz i ostrożnie usuń go ze skóry i otaczającej tkanki nienowotworowej za pomocą nożyczek i kleszczy.
    6. Zebrane guzy należy przechowywać w PBS w temperaturze 4 °C do następnego kroku.
      UWAGA: Dysocjuj guzy w zawiesinie komórek tak szybko, jak to możliwe po usunięciu z ich pierwotnej lokalizacji w zmianach chorobowych pacjentów lub ksenoprzeszczepach podskórnych u myszy. Żywotność komórek jest znacznie zmniejszona 24 godziny po usunięciu tkanki, co skutkuje nieefektywną implantacją u myszy biorców.
  2. Przygotowanie komórek
    UWAGA: Poniższa procedura jest wykonywana w komorze biologicznej w temperaturze pokojowej (RT) w pomieszczeniu do hodowli tkankowych.
    1. Oddziel guzy za pomocą ostrza w 10-centymetrowej płytce hodowlanej z 1 ml kompletnej pożywki CoCSCM 6Ab (Tabela 2) (aby ułatwić mielenie). Umieścić jednorodną, zdysocjowaną próbkę w stożkowej probówce o pojemności 15 ml.
    2. Dodać pełną pożywkę CoCSCM 6Ab do końcowej objętości 5 ml (nie użyć więcej niż 3 ml zdysocjowanej próbki w tej samej probówce).
      UWAGA: Pierwotne raki jelita grubego wycięte od pacjentów są naturalnie zanieczyszczone bakteriami i grzybami. Konieczne jest usunięcie patogenów obecnych w oryginalnej próbce pacjenta za pomocą koktajlu sześciu antybiotyków (penicyliny, streptomycyny, fungizonu, kanamycyny, gentamycyny i nystatyny). Wstrzyknięcie komórek nowotworowych skażonych bakteriami u myszy z niedoborem odporności może spowodować śmierć zwierzęcia.
    3. Inkubować z 50 μl DNazy I (0,08 kU/ml) i 50 μl kolagenazy (1,5 mg/ml) (pożywka wytrawiająca; Tabela 2) przez 1 godzinę w temperaturze 37 °C w inkubatorze do hodowli komórkowych, w pozycji 45°. Roztwór dobrze mieszać co 15 minut pipetą o pojemności 5 ml przed inkubacją.
      UWAGA: Odciąć tkankę nowotworową i strawić ją, pipetując kilka razy, aby uzyskać roztwór jednokomórkowy. Jest to niezbędne do zliczenia komórek przed wstrzyknięciem myszom biorcy, a tym samym do uzyskania jednorodnej implantacji komórek nowotworowych.
    4. Dodać 5 ml kompletnej pożywki CoCSCM 6Ab i dobrze wymieszać pipetą o pojemności 5 ml.
    5. Sortuj roztwór za pomocą sitka do komórek 100 μm za pomocą nowej sterylnej probówki o pojemności 50 ml.
    6. Wirować posortowane komórki w masie 500 x g przez 8 minut w temperaturze pokojowej.
    7. Odessać supernatant.
    8. Zawiesić osad w 3 ml 1x roztworu buforowego do lizy RBC.
    9. Inkubować przez 10 minut w temperaturze pokojowej.
    10. Dodać 3 ml kompletnej pożywki CoCSCM 6Ab, odpipetować próbkę i wirować przy 500 x g przez 10 minut w temperaturze pokojowej. Odessać supernatant.
    11. Ponownie zawiesić osad w 5-10 ml kompletnej pożywki CoCSCM 6Ab i użyć licznika komórek, aby obliczyć całkowitą liczbę komórek.
    12. Wirować komórki w temperaturze 500 x g przez 10 minut w temperaturze pokojowej i ponownie zamieszać w 10 ml PBS.
    13. Zawiesić osad do uzyskania stężenia 20 x 106 komórek/ml i dobrze wymieszać, aby uzyskać jednorodną zawiesinę komórek.
    14. Przygotować strzykawki 29 G (igła 0,5 ml U 100, 0,33 mm [29 G] x 12,7 mm) do wstrzyknięcia jelita ślepego w hodowli tkankowej (jedna strzykawka/mysz). Załadować 50 μl zawiesiny komórek nowotworowych (1 x 106 komórek/wstrzyknięcie) do strzykawki i trzymać ją na lodzie. Upewnij się, że pęcherzyki powietrza zostały usunięte z zawiesiny ogniwa.
      UWAGA: Eliminacja pęcherzyków powietrza, gdy komórki nowotworowe są ładowane do strzykawki, jest niezbędna, aby uniknąć wstrzyknięcia nadmiernej objętości w ścianę jelita ślepego, co może spowodować pęknięcie tkanki i utratę próbki. Konieczne jest dokładne wymieszanie zawiesiny komórkowej podczas ładowania strzykawki, aby uniknąć nierównej wielkości guza wśród myszy w tym samym eksperymencie.

2. Iniekcja ortotopowa w jelicie ślepym

UWAGA: Poniższa procedura jest wykonywana na stole w pomieszczeniu wolnym od określonych patogenów (SPF) w obiekcie dla zwierząt. Używany sprzęt jest wcześniej czyszczony i sterylizowany. Ponadto jest ponownie sterylizowany w przenośnym sterylizatorze między osobami lub strefami w obiekcie dla zwierząt.

  1. Oczyść pole operowane, spryskując je detergentem dezynfekującym i wycierając.
  2. Zdepiluj brzuch myszy za pomocą maszyny do usuwania włosów myszy.
  3. Umieść mysz w pozycji leżącej. Użyj 2% izofluranu do znieczulenia zwierzęcia. Potwierdź efekt znieczulenia, delikatnie szczypiąc kończynę i obserwując brak stymulacji.
  4. Umieść 50-100 μl kropli maści weterynaryjnej (3 mg/g Lacryvisc) w oczach, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
  5. Zdezynfekuj brzuch myszy, kilkakrotnie szorując chlorheksydyną lub jodonem powidonu okrężnymi ruchami.
  6. Wykonaj 1 cm podłużne nacięcie nad dolną częścią brzucha za pomocą nożyczek chirurgicznych. Ostrożnie oddziel skórę od każdego miejsca, aby przedstawić otrzewną, która znajduje się pod skórą.
  7. Wykonaj 0,5-1 cm nacięcie w błonie otrzewnej, wystarczająco duże, aby zewnętrznie wydzielić jelito ślepe.
    UWAGA: Zewnętrzizować jelito ślepe bez nadmiernego manipulowania narządami wewnętrznymi, co może znacznie zwiększyć śmiertelność zabiegu.
  8. Ostrożnie odizoluj jelito ślepe od myszy za pomocą wstępnie przyciętej, sterylnej gazy.
  9. Zwilżaj jelito ślepe roztworem soli fizjologicznej przez cały czas trwania zabiegu.
  10. Unieruchomij jelito ślepe, ostrożnie chwytając je kleszczami, a igłę wprowadź powierzchownie do ściany jelita ślepego. Należy unikać naczyń włosowatych i naczynkowych w miejscu wstrzyknięcia. Usunąć pęcherzyki z zawiesiny komórek.
  11. Powoli wstrzyknij całe 50 μl zawiesiny komórek nowotworowych. Podanie trwa zwykle około 10 sekund. Należy unikać perforacji światła jelita ślepego igłą, ponieważ powoduje to eliminację zawiesiny komórek nowotworowych z organizmu poprzez perystaltykę jelit.
    UWAGA: Wstrzyknięcie zawiesiny komórek nowotworowych do jelita ślepego myszy jest najtrudniejszym etapem całej procedury. W tej części protokołu należy użyć jasnego światła skupionego na miejscu wstrzyknięcia oraz lupy powiększającej. Wprowadzić igłę równolegle do powierzchni jelita ślepego. Jelito ślepe jest bardzo delikatną tkanką; Dlatego unieruchomienie jelita ślepego powinno być wykonywane za pomocą kleszczy chirurgicznych i poprzez delikatny nacisk, aby uniknąć pęknięcia tkanki skutkującego krwotokiem. Udana implantacja skutkuje powstawaniem białego pęcherzyka (osadu komórek) w ścianie jelita ślepego. Jeśli pęcherzyka nie można uwidocznić, może to oznaczać, że jelito ślepe zostało perforowane, a komórki zakończyły się w świetle jelita ślepego, co spowodowało ich usunięcie przez przewód pokarmowy.
  12. Po wstrzyknięciu należy powoli wyjąć igłę z jelita ślepego i delikatnie uciskać miejsce wstrzyknięcia aplikatorem z bawełnianą końcówką, aby uniknąć ucieczki komórek nowotworowych i zmniejszyć niewielkie krwawienie.
  13. Oczyść jelito ślepe roztworem soli fizjologicznej, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia.
  14. Zwróć jelito ślepe z powrotem do brzucha zwierzęcia.
  15. Zamknij otrzewną za pomocą szwów 5/0.
  16. Zamknij skórę brzucha za pomocą szwów 5/0.
  17. Pooperacyjne antybiotyki (100 mg/kg amoksycyliny lub 20 mg/kg enrofloksacyny) i leki przeciwbólowe (5 mg/ml metakamu/meloksykamu) we wstrzyknięciu podskórnym. Umieść myszy na poduszce grzewczej i trzymaj je tam, aż w pełni wyzdrowieją. Następnie włóż je z powrotem do klatki z innymi zwierzętami.

3. Ocena wzrostu guza ortotopowego za pomocą skanowania μCT

UWAGA: Poniższa procedura jest wykonywana na platformie obrazowania przedklinicznego () z zakładu dla zwierząt.

  1. Wykonuj wszystkie procedury na zwierzętach zgodnie z przepisami instytucjonalnej komisji etycznej.
  2. Rozpocznij monitorowanie objętości guza za pomocą μCT 2 tygodnie po wstrzyknięciu komórki, a następnie co tydzień.
  3. Świeżo rozcieńczyć środek kontrastowy iopamiro (300 mg/ml) w roztworze soli fizjologicznej w stosunku 3:1 dla obu dawek. Podawać 300 ml iopamiro przez zgłębnik doustny.
    UWAGA: Ze względu na słaby kontrast tkanek miękkich w μCT zaleca się stosowanie środka kontrastowego w celu poprawy czułości techniki. Protokół obejmuje doustne podanie środka na bazie jodu (iopamiro) w celu określenia obciążenia guzem w świetle oraz wtórne podanie dootrzewnowe tego samego środka w celu określenia obciążenia guzem w trzewnej powierzchni jelita. Wcześniej przeprowadzono eksperymenty pilotażowe w celu określenia dokładnego czasu, w którym środek kontrastowy musi dotrzeć do jelita ślepego myszy przed jego eliminacją. W przypadku iopamiro jest to około 2 h.
  4. Po 2 godzinach należy podać dootrzewnowe wstrzyknięcie 300 ml wcześniej rozcieńczonego iopamiro. Podanie pomaga określić granice guza w powierzchni ciemieniowej.
  5. Znieczulić zwierzęta za pomocą 2% izofluranu.
  6. Po upewnieniu się, że zwierzę jest prawidłowo znieczulone poprzez uszczypnięcie stopy myszy, umieść zwierzę na łóżku skanującym μCT. Najlepsza pozycja to leżenie na plecach (twarzą do góry).
  7. W oprogramowaniu sterującym uruchom tryb na żywo (tryb fluoroskopii), aby umieścić obszar brzucha w polu widzenia (FOV) skanera. Aby to zrobić, przesuwaj łóżko do przodu i do tyłu oraz na boki, aż do uzyskania żądanej pozycji. Obróć lampę rentgenowską i detektor o 90° i przesuń łóżko skanujące w osi y, aby całkowicie wyśrodkować zwierzę.
  8. Dla obrazów skanowania μCT należy użyć następujących parametrów: 30 mm FOV, 26 s czasu akwizycji, 90 kV napięcia prądu i 200 μA natężenia prądu, przy użyciu systemu obrazowania FX μCT.
  9. Po zakończeniu skanowania należy zwrócić zwierzęta do ich klatek w celu odzyskania sił. Zapewnij wsparcie termiczne i monitoruj zwierzęta do czasu, aż wyzdrowieją ze znieczulenia przed powrotem do pomieszczeń inwentarskich.
  10. Akwizycja μCT daje plik o rozmiarze 250 Mb dla każdego skanowania. Utworzone pliki danych mają format VOX. Aby udostępnić je dowolnemu oprogramowaniu do analizy obrazowania, należy je przekonwertować do formatu DICOM za pomocą oprogramowania zarządzającego bazą danych μCT. Partię utworzonych plików należy przechowywać na przenośnym dysku twardym w celu ich analizy za pomocą dowolnego komputera z dostępnym oprogramowaniem do obrazowania.
    UWAGA: Podczas analizy obrazu jelito ślepe jest zlokalizowane jako rozszerzone jelito o gęstej zawartości promieniowania (iopamiro), często po lewej stronie brzucha ogonowego. W zgięciu trzewnym jelita ślepego obserwuje się pogrubienie ściany w porównaniu z sąsiednimi obszarami jelitowymi. Pogrubienie odpowiada wzrostowi guza.
  11. Gdy guz zostanie zlokalizowany, znajdź największą średnicę w różnych widokach (osiowym, czołowym i strzałkowym). Zmierz te trzy osie i oblicz objętość guza zgodnie ze wzorem elipsoidalnym: objętość = 4/3π x (x-półoś x y-półoś x z-półoś)10.

4. Interwencja terapeutyczna u myszy z guzami ortotopowymi

  1. Monitoruj myszy z guzami ortotopowymi co tydzień.
  2. Gdy u większości myszy zostanie wykryty sygnał skanowania μCT guza, wykonaj kolejne badanie μCT w następnym tygodniu, aby potwierdzić obecność guza.
    UWAGA: Czas rozpoczęcia leczenia zależy od zastosowanego modelu PDX i waha się od 3 do 12 tygodni po inokulacji komórek nowotworowych w jelicie ślepym.
  3. Losowo podziel myszy na cztery grupy: grupę nośnika (n = 10-15 myszy), grupę testującą lek (n = 10-15 myszy), grupę standardowej chemioterapii (n = 10-15 myszy) i grupę leczenia skojarzonego (n = 10-15 myszy).
  4. Myszy należy leczyć dootrzewnowo solą fizjologiczną (grupa nośnika), lekiem testowym (20 mg/kg) (grupa leku testowego), irynotekanem (50 mg/kg) (grupa standardowej opieki) lub lekiem testowym (20 mg/kg) z irynotekanem (50 mg/kg) (grupa leczenia skojarzonego). Wykonuj podawanie raz w tygodniu do końca eksperymentu.
  5. Monitoruj wzrost guza co tydzień za pomocą skanowania μCT przez cały czas trwania eksperymentu.
  6. Pod koniec eksperymentu poddaj myszy eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy i zbierz wątrobę, płuca i wszelkie inne możliwe zmiany w innych narządach.
  7. Umieść próbki tkanek w kasetach i inkubuj je w 4% formalinie przez noc. Użyj tkanki jelitowej myszy bez guza w jelicie ślepym jako kontroli.
  8. Wyjmij kasety z formaliny i inkubuj z 70% etanolem przez co najmniej 3 godziny.
  9. Zanurz kasety w parafinie, korzystając ze standardowych protokołów placówki histopatologii.
  10. Wykonaj barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E) z jelita ślepego, wątroby i płuc, stosując standardowe protokoły placówki histopatologii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Myszy z ortotopowo wszczepionymi komórkami nowotworowymi pochodzącymi od pacjentów monitorowano co tydzień za pomocą skanowania µCT. Po zakończeniu eksperymentu zwierzęta uśmiercono. Jelita, kątnice (Rysunek 1A,B), wątroby, płuca oraz wszelkie inne możliwe zmiany zebrano, umieszczono w kasetkach i utrwalono w 4% formalinie przez noc. Jako kontrolę wykorzystano tkankę jelita myszy bez guza w kątnicy (Rysunek 1C). Następnie kasetki przeniesiono do...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W ciągu ostatnich kilku dekad opracowano i przetestowano wiele nowych terapii przeciwnowotworowych u pacjentów z różnymi typami nowotworów, w tym rakiem jelita grubego (CRC). Chociaż w wielu przypadkach zaobserwowano obiecujące wyniki w modelach przedklinicznych, skuteczność terapeutyczna u pacjentów z zaawansowanym przerzutowym CRC była często ograniczona. W związku z tym istnieje pilna potrzeba opracowania modeli przedklinicznych, które pozwolą na testowanie skuteczności nowych leków terapeutycznych w klinicznie istotn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

Dziękujemy Fundacji Cellex, sieci CIBERONC i Instituto de Salud Carlos III za ich wsparcie. Ponadto dziękujemy również platformie obrazowania przedklinicznego w Instytucie Badawczym Vall d'Hebron (VHIR), gdzie przeprowadzono eksperymenty.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
ODCZYNNIK
Apo-TransferrinMERCK LIFE SCIENCE S.L.U.T1147-500MG
B27 SuplementLife Technologies S.A (Hiszpania)17504044
Wodny roztwór chlorheksydyny 2%DH Materiał M & Eacute; DICO, S.L.
KolagenazaMERCK LIFE SCIENCE S.L.U.C0130-500MG
D-(+)-GlukozaMERCK LIFE SCIENCE S.L.U.G6152
DMEM /F12 LIFE TECHNOLOGIES S.A.21331-020
DNaza I   MERCK LIFE SCIENCE S.L.U.D4263-5VL
EGFPEPRO TECH EC LTD.AF-100-15-500 &mikro; g
FGF basicPEPRO TECH EC LTD.100-18B
FungizoneLife Technologies S.A. (Hiszpania)15290026
GentamycinLIFE TECHNOLOGIES S.A.
Heparyna Sól sodowaMERCK LIFE SCIENCE S.L.U.H4784-250MG
InsulinaMERCK LIFE SCIENCE S.L.U.I9278-5ML
Iopamiro
Isoflurane --
KanamycynaLIFE TECHNOLOGIES S.A.
L-GlutaminaLIFE TECHNOLOGIES S.A.
Matrigel MatrixCULTEK, S.L.U.356235/356234/354234
Metacam, 5 mg/ml-
Aminokwasy endogenneLIFE TECHNOLOGIES S.A.
NystatynaMERCK LIFE SCIENCE S.L.U.N4014-50MG
Pen/StrepLife Technologies S.A. (Hiszpania)15140122
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS), sterylneLabclinics S.AL0615-500
ProgesteronMERCK LIFE SCIENCE S.L.U.P0130-25G
PutrescynaMERCK LIFE SCIENCE S.L.U.P5780-5G
Bufor do lizy RBC Labclinics S.A00-4333-57
Pirogronian soduLIFE TECHNOLOGIES S.A.
Selenin soduMERCK LIFE SCIENCE S.L.U.S5261-25G
NIEZBĘDNE MATERIAŁY
8-tygodniowy NOD. Myszy CB17-Prkdcscid/NcrCrl--
BD Micro-Fine 0,5 ml U 100 igła 0,33 mm (29G) x 12,7 mm BECTON DICKINSON, S.A.U.
320926 Ostrze #24-
Sitko komórkowe 100 i mikro; mCultek, SLU45352360
Kleszcze i nożyczki chirurgiczne--
Poduszka grzewcza--
Lacryvisc, 3 mg / g, żel okulistyczny--
Surfasafe--
Szew PROLENE 5-0 JOHNSON& JOHNSON S, A.8720H
SPRZĘT/OPROGRAMOWANIE
Quantum FX µ System obrazowaniaCT Perkin ElmerPerkin Elmer http://www.perkinelmer.com/es/product/quantum-gx-instrument-120-240-cls140083
11116962501575003715160047250300321114003511360039

Bibliografia

  1. Sung, H., et al. Global Cancer Statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA: a Cancer Journal for Clinicians. 71 (3), 209-249 (2021).
  2. Puig, I., et al. A personalized preclinical model to evaluate the metastatic potential of patient-derived colon cancer initiating cells. Clinical Cancer Research. 19 (24), 6787-6801 (2013).
  3. Clevers, H. Modeling development and disease with organoids. Cell. 165 (7), 1586-1597 (2016).
  4. Byrne, A. T., et al. Interrogating open issues in cancer precision medicine with patient-derived xenografts. Nature Reviews. Cancer. 17 (4), 254-268 (2017).
  5. Vatandoust, S., Price, T. J., Karapetis, C. S. Colorectal cancer: Metastases to a single organ. World Journal of Gastroenterology. 21 (41), 11767-11776 (2015).
  6. Cespedes, M. V., et al. Orthotopic microinjection of human colon cancer cells in nude mice induces tumor foci in all clinically relevant metastatic sites. The American Journal of Pathology. 170 (3), 1077-1085 (2007).
  7. Durkee, B. Y., Weichert, J. P., Halberg, R. B. Small animal micro-CT colonography. Methods. 50 (1), 36-41 (2010).
  8. Boll, H., et al. Double-contrast micro-CT colonoscopy in live mice. International Journal of Colorectal Disease. 26 (6), 721-727 (2011).
  9. O'Brien, C. A., Pollett, A., Gallinger, S., Dick, J. E. A human colon cancer cell capable of initiating tumour growth in immunodeficient mice. Nature. 445 (7123), 106-110 (2007).
  10. Jensen, M. M., Jorgensen, J. T., Binderup, T., Kjaer, A. Tumor volume in subcutaneous mouse xenografts measured by microCT is more accurate and reproducible than determined by 18F-FDG-microPET or external caliper. BMC Medical Imaging. 8, 16(2008).
  11. Herpers, B., et al. Functional patient-derived organoid screenings identify MCLA-158 as a therapeutic EGFR x LGR5 bispecific antibody with efficacy in epithelial tumors. Nature Cancer. 3 (4), 418-436 (2022).
  12. Chicote, I., Camara, J. A., Palmer, H. G. Advanced colorectal cancer orthotopic patient-derived xenograft models for cancer and stem cell research. Methods in Molecular Biology. 2171, 321-329 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Model raka jelita grubegowstrzyknięcie do ślepej kiszkichoroba przerzutowazawiesina komórek nowotworowychmyszy immunodeficyjnemikrotomografia komputerowaprzerzuty do wątrobyprzerzuty do płuc
Ortotopowa implantacja komórek nowotworowych pochodzących od pacjenta u myszy podsumowuje zaawansowanego raka jelita grubego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.