Artykuł metodologiczny

Platforma mikroprzepływowa do badania biozatykania w pożywkach porowatych

DOI:

10.3791/64689

⸱

13 października 2022

 ,  ,  , 
1Department of Civil, Environmental and Geomatic Engineering, Institute of Environmental Engineering, ETH Zurich, 2Department Water Resources and Drinking Water, Swiss Federal Institute of Aquatic Science and Technology

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje platformę mikroprzepływową do badania rozwoju biofilmu w porowatych ośrodkach quasi-2D poprzez połączenie obrazowania mikroskopowego o wysokiej rozdzielczości z jednoczesnymi pomiarami różnicy ciśnień. Platforma określa ilościowo wpływ wielkości porów i natężenia przepływu płynu w porowatych ośrodkach na biozatkanie.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Biofilmy bakteryjne znajdują się w kilku porowatych mediach środowiskowych i przemysłowych, w tym w glebach i membranach filtracyjnych. Biofilmy rosną w określonych warunkach przepływu i mogą zatykać pory, przekierowując w ten sposób lokalny przepływ płynów. Zdolność biofilmów do zatykania porów, tak zwana biozatka, może mieć ogromny wpływ na lokalną przepuszczalność porowatego medium, powodując wzrost ciśnienia w układzie i wpływając na przepływ masy przez niego. Aby zrozumieć wzajemne oddziaływanie między wzrostem biofilmu a przepływem płynów w różnych warunkach fizycznych (np. przy różnych prędkościach przepływu i rozmiarach porów), w niniejszym badaniu opracowano platformę mikroprzepływową do wizualizacji rozwoju biofilmu za pomocą mikroskopu w narzuconych zewnętrznie, kontrolowanych warunkach fizycznych. Wzrost ciśnienia w porowatym podłożu wywołany biofilmem może być mierzony jednocześnie za pomocą czujników ciśnienia, a następnie skorelowany z pokryciem powierzchni biofilmu. Prezentowana platforma stanowi podstawę dla systematycznego podejścia do badania biozaklingów powodowanych przez biofilmy w porowatych podłożach w warunkach przepływu i może być dostosowana do badania izolatów środowiskowych lub biofilmów wielogatunkowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Biofilmy - kolonie bakteryjne osadzone w samowydzielającej się matrycy substancji pozapolimerowych (EPS) - są wszechobecne w naturalnych porowatych mediach, takich jak gleby i warstwy wodonośne1, oraz w zastosowaniach technicznych i medycznych, takich jak bioremediacja2, filtracja wody3 i urządzenia medyczne4. Macierz biofilmu składa się z polisacharydów, włókien białkowych i zewnątrzkomórkowego DNA5,6 i silnie zależy od mikroorganizmów, dostępności składników odżywczych, a także warunków środowiskowych7. Jednak funkcje macierzy są uniwersalne; Tworzy rusztowanie struktury biofilmu, chroni społeczność mikrobiologiczną przed naprężeniami mechanicznymi i chemicznymi oraz jest w dużej mierze odpowiedzialny za właściwości reologiczne biofilmów5.

W porowatych mediach, wzrost biofilmów może zatykać pory, powodując tak zwane biozatykanie. Rozwój biofilmu jest kontrolowany przez przepływ płynu i wielkość porów, zdefiniowaną jako odległość oddzielającą dwa filary, porowatego medium8,9,10. Zarówno wielkość porów, jak i przepływ płynu kontrolują transport składników odżywczych i lokalne siły ścinające. Z kolei rosnący biofilm zatyka pory, wpływając na rozkład prędkości płynu11,12,13, transport masowy i przewodność hydrauliczna medium porowatego14,15. Zmiany przewodności hydraulicznej są odzwierciedlane przez wzrost ciśnienia w systemach zamkniętych16,17,18,19. Obecne badania mikroprzepływowe nad rozwojem biofilmu i biozatykaniem koncentrują się na badaniu wpływu prędkości przepływu w jednorodnych geometriach16,20 (tj. o osobliwym rozmiarze porów) lub heterogenicznych porowatych mediach12,21,22. Jednak, aby rozwikłać wpływ natężenia przepływu i wielkości porów na rozwój biofilmu i wynikające z tego zmiany ciśnienia w biozatkanym ośrodku porowatym, potrzebna jest wysoce kontrolowana i wszechstronna platforma eksperymentalna umożliwiająca równoległe badanie różnych geometrii ośrodków porowatych i warunków środowiskowych.

Niniejsze badanie wprowadza platformę mikroprzepływową, która łączy pomiary ciśnienia z jednoczesnym obrazowaniem rozwijającego się biofilmu w porowatym ośrodku. Ze względu na przepuszczalność gazu, biokompatybilność i elastyczność w projektowaniu geometrii kanałów, urządzenie mikroprzepływowe wykonane z polidimetylosiloksanu (PDMS) jest odpowiednim narzędziem do badania rozwoju biofilmu w porowatych ośrodkach. Mikrofluidyka pozwala na kontrolę warunków fizycznych i chemicznych (np. przepływu płynów i stężenia składników odżywczych) z dużą precyzją w celu naśladowania środowiska siedlisk mikroorganizmów23. Co więcej, urządzenia mikroprzepływowe można łatwo obrazować z rozdzielczością mikrometryczną za pomocą mikroskopu optycznego i łączyć z pomiarami online (np. ciśnienie lokalne).

W tej pracy eksperymenty skupiają się na badaniu wpływu wielkości porów w jednorodnym analogu porowatego medium w warunkach kontrolowanego narzuconego przepływu. Przepływ pożywki hodowlanej jest narzucany za pomocą pompy strzykawkowej, a różnica ciśnień w kanale mikroprzepływowym jest mierzona jednocześnie za pomocą czujników ciśnienia. Rozwój biofilmu jest inicjowany przez wysiew planktonowej kultury Bacillus subtilis w kanale mikroprzepływowym. Regularne obrazowanie rozwijającego się biofilmu i analiza obrazu pozwala na uzyskanie informacji o pokryciu powierzchni w skali porów w różnych warunkach eksperymentalnych. Skorelowane informacje o zmianie ciśnienia i stopniu biozatkania stanowią kluczowe dane wejściowe do oszacowania przepuszczalności biozatkanych mediów porowatych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie płytki krzemowej

  1. Zaprojektuj geometrię kanału mikroprzepływowego w oprogramowaniu do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD; patrz tabela materiałów) i wydrukuj ją na przezroczystej folii, aby utworzyć fotomaskę (Rysunek 1A).
  2. Wykonaj formę wzorcową za pomocą miękkiej litografii (w warunkach pomieszczenia czystego), wykonując poniższe czynności.
    1. Piecz wafel silikonowy w temperaturze 200 °C przez 2 godziny.
    2. Umieść wafel na środku wirówki i wlej na niego fotorezystor SU8 3050 (patrz Tabela materiałów). Wirowanie płaszcza z prędkością 1 700 obr./min przez 40 s z czasem narastania 10 s/100 obr.
      UWAGA: Parametry powlekania wirowego zostały ustawione tak, aby uzyskać docelową grubość 100 μm dla SU8 3050.
    3. Po procesie wirowania wafel krzemowy należy wypraskiwać na miękko w temperaturze 65 °C przez 600 s i w temperaturze 95 °C przez 2 700 s. Pozostaw wafel do ostygnięcia w temperaturze pokojowej przez noc.
      UWAGA: Chłodzenie przez noc zwiększa przyczepność SU8 do płytki.
    4. Umieść fotomaskę (krok 1.1) na płytce i wystaw ją na działanie światła UV o energii ekspozycji 250 mJ/cm2 i długości fali 350 nm.
    5. Po ekspozycji wypiekać odsłonięte podłoże w temperaturze 65 °C przez 60 s i w temperaturze 95 °C przez 300 s.
    6. Rozwiń wafel krzemowy, aby uzyskać formę wzorcową, zanurzając go w zlewce wypełnionej wywoływaczem mrDev600 (patrz tabela materiałów). Delikatnie potrząsaj zlewką przez 1,800 s, aby wypłukać niespolimeryzowany rezystanc. Następnie umyj spryskanie, rozpylając izopropanol na płytkę krzemową i wysusz na powietrzu.
    7. Na twardo wyprać wafel silikonowy w temperaturze 200 °C przez 1 800 s.
  3. Formę wzorcową należy ssilanizować poprzez osadzanie z fazy gazowej 20 μl trichloro (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooktylu) silanu (patrz tabela materiałów) umieszczonego na szkiełku podstawowym obok formy na 40 minut w eksykatorze próżniowym, tworząc ciśnienie manometryczne 100 mbar.

2. Wykonanie urządzenia mikroprzepływowego

UWAGA: Opisana tutaj procedura produkcji dotyczy urządzenia mikroprzepływowego z jednym kanałem mikroprzepływowym. Jednak tę samą metodę można zastosować do wytworzenia urządzenia mikroprzepływowego z wieloma równoległymi kanałami mikroprzepływowymi.

  1. Wymieszać elastomer z jego środkiem sieciującym w stosunku 10:1 (patrz Tabela Materiałów) w celu przygotowania mieszaniny PDMS. Mieszaj mieszaninę, aż zostanie równomiernie wymieszana i stanie się nieprzezroczysta z powodu zamkniętych pęcherzyków powietrza.
  2. Odgazować mieszaninę w eksykatorze próżniowym, wytwarzając ciśnienie manometryczne 100 mbar, aż uwięzione pęcherzyki powietrza zostaną usunięte i będzie ona wyglądać na przezroczystą. Czas potrzebny na odgazowanie wynosi zazwyczaj 30 minut.
  3. Umieść formę wzorcową (krok 1) w naczyniu do hodowli komórkowych (patrz Tabela materiałów). Wlać 20 g mieszaniny PDMS na formę główną, aby uzyskać kanały o końcowej grubości 5 mm.
  4. Piecz formę wzorcową w temperaturze 70 °C przez 2 godziny.
  5. Przeciąć utwardzony PDMS wokół kanału mikroprzepływowego (w odległości około 3 mm) za pomocą ostrza, a następnie oderwać kanał mikroprzepływowy PDMS od formy głównej.
  6. Aby utworzyć wlot i wylot kanałów mikroprzepływowych, należy przebić otwory stemplem biopsyjnym (średnica 1,5 mm) na jego końcach (górna część trójkątów, patrz Rysunek 1A). Przebij jeden dodatkowy otwór w środku trójkąta wlotowego, aby później zainstalować czujnik ciśnienia.
  7. Umyj szkiełko podstawowe i kanał mikroprzepływowy dostępnym w handlu 1% roztworem detergentu (patrz Tabela Materiałów) przez 5 minut, a następnie spłucz je wodą dejonizowaną. Następnie przemyć kanał mikroprzepływowy PDMS i szkiełko izopropanolem. Następnie ponownie spłucz je wodą dejonizowaną. Osuszyć kanał mikroprzepływowy PDMS i szkiełko sprężonym powietrzem pod ciśnieniem 1 bara przez 1 min.
    UWAGA: Porowata struktura PDMS musi być całkowicie sucha, aby wiązanie było skuteczne.
  8. Umieść szkiełko podstawowe i kanał mikroprzepływowy w myjce plazmowej (patrz Tabela materiałów) i upewnij się, że łączone powierzchnie są skierowane do góry. Włącz myjkę plazmową i potraktuj kanał mikroprzepływowy i szkiełko plazmą powietrzną o przepływie powietrza 1 SL/h (standardowy litr na godzinę) przez 1 min. Natychmiast po wyjęciu z odkurzacza należy przymocować kanał mikroprzepływowy do szkiełka podstawowego, stykając je ze sobą.
    UWAGA: Upewnij się, że nie dotykasz obrabianych powierzchni, ponieważ może to wpłynąć na wiązanie. Podczas wytwarzania urządzenia mikroprzepływowego z wieloma kanałami mikroprzepływowymi, należy jednocześnie naświetlić kanały mikroprzepływowe i połączyć je w jednym kroku.
  9. Umieścić połączone urządzenie mikroprzepływowe na płycie grzejnej o temperaturze 80 °C na co najmniej 15 minut.
  10. Przechowuj urządzenie mikroprzepływowe w czystym naczyniu do hodowli komórkowych do czasu rozpoczęcia eksperymentu.

3. Przygotowanie zawiesiny bakteryjnej

  1. Wyhodować populację Bacillus subtilis NCIB 3610 20 godzin przed rozpoczęciem eksperymentu poprzez bezpośrednie zaszczepienie 3 ml pożywki hodowlanej bulionu nr 3 (patrz tabela materiałów) z zamrożonego bulionu glicerolowego w probówce hodowlanej o pojemności 15 ml. Inkubować w inkubatorze z wytrząsaniem w temperaturze 30 °C i 200 obr./min przez noc (przez 16 godzin).
  2. Wykonać subkulturę z hodowli przez noc na 4 godziny przed rozpoczęciem eksperymentu, dodając 3 μl kultury przez noc do 3 ml świeżej pożywki hodowlanej (rozcieńczenie 1:1 000) w probówce hodowlanej o pojemności 15 ml. Inkubować subkulturę w inkubatorze z wytrząsaniem w temperaturze 30 °C przy 200 obr./min przez 3,5–4 godziny, aby uzyskać gęstość optyczną 0,1 przy długości fali 600 nm (OD600).

4. Eksperyment z rozwojem biofilmu

  1. Włączyć inkubator skrzynkowy mikroskopu na 3 godziny przed eksperymentem, aby zapewnić stabilną temperaturę 25 °C. Zamontuj pompę strzykawkową i czujniki ciśnienia (patrz Tabela materiałów).
  2. Podłącz rurkę wlotową i wylotową do urządzenia mikroprzepływowego. Bezpośrednio wprowadzić igłę (o średnicy zewnętrznej 0,6 mm) do rurki wlotowej, aby zabezpieczyć połączenie między rurką a strzykawką.
  3. Umieścić urządzenie mikroprzepływowe, 30 ml wody dejonizowanej i 30 ml pożywki hodowlanej w eksykatorze próżniowym i odgazowywać je przez co najmniej 1 godzinę. Następnie powoli wciągnij pożywkę hodowlaną i dejonizowaną wodę do dwóch oddzielnych strzykawek o pojemności 30 ml.
    UWAGA: Ten krok ma kluczowe znaczenie, aby zapobiec tworzeniu się pęcherzyków w kanale podczas przepłukiwania pożywką hodowlaną.
  4. Zamontuj urządzenie mikroprzepływowe na mikroskopie i umieść rurkę wylotową w pojemniku na odpady.
    1. Podłącz strzykawkę wypełnioną wodą dejonizowaną do kanału mikroprzepływowego przez rurkę mikroprzepływową i powoli wstrzykuj wodę, aż wydostanie się z wylotu czujnika ciśnienia. Napełnij czujnik ciśnienia wodą i wypłucz wszystkie pęcherzyki z rurki łączącej kanał mikroprzepływowy z czujnikiem ciśnienia. Zamknąć wylot czujnika ciśnienia dedykowanymi do czujnika ciśnienia.
      UWAGA: Opisana procedura napełniania zapewnia, że zmiany ciśnienia na wlocie kanałów mikroprzepływowych będą precyzyjnie rejestrowane. Podczas przeprowadzania eksperymentu z wieloma kanałami mikroprzepływowymi podłącz każdy kanał do osobnej strzykawki, aby zapewnić równe warunki przepływu we wszystkich kanałach.
  5. Napełnij pozostałą część kanału mikroprzepływowego wodą dejonizowaną.
  6. Umieścić filtr 1,2 μm (patrz Tabela materiałów) na strzykawce z pożywką hodowlaną. Następnie wyjmij strzykawkę z wodą i ostrożnie podłącz strzykawkę z pożywką hodowlaną do rurki mikroprzepływowej wlotowej. Zamontować strzykawkę na pompie strzykawkowej i przepłukać kanał pożywką hodowlaną o natężeniu przepływu 2 ml/h przez 1 h.
    UWAGA: Filtr zapobiega przedostawaniu się komórek bakteryjnych do strzykawki podczas ładowania. Przepłukanie kanału mikroprzepływowego pożywką hodowlaną usunie pozostałe pęcherzyki w porowatej strukturze.
  7. Ustaw pompę strzykawkową na żądane natężenie przepływu (tutaj 1 ml/h) podczas eksperymentu i ustaw odczyt ciśnienia czujników ciśnienia na zero.
    UWAGA: Ustawiając początkowy odczyt ciśnienia na zero, mierzona będzie tylko różnica ciśnień spowodowana rozwojem biofilmu podczas eksperymentu.
  8. Odpipetować 1 ml kultury bakteryjnej przy OD600 0,1 w fiolce wirówkowej o pojemności 1,5 ml. Załadować kulturę bakteryjną do kanału mikroprzepływowego, umieszczając rurkę wylotową w fiolce wirówki. Po odczekaniu 5 minut w celu usunięcia ewentualnych pęcherzyków powietrza z wylotu probówek, należy pobrać 150 μl roztworu bakteryjnego o natężeniu przepływu 1 ml/h, aż kanał mikroprzepływowy zostanie wypełniony kulturą bakteryjną.
  9. Ostrożnie wyjąć filtr strzykawkowy z pożywką hodowlaną i umieścić wylot w pojemniku na odpady. Pozostaw komórki bakteryjne w warunkach zerowego przepływu w kanale mikroprzepływowym na 3 godziny, aby umożliwić ich powierzchniowe przyczepienie się w porowatym medium.
    UWAGA: Pozostawienie komórek bakteryjnych w warunkach zerowego przepływu przez 3 godziny zostało zoptymalizowane pod kątem przyłączenia zastosowanego szczepu bakteryjnego przy jednoczesnym zapewnieniu dobrze natlenionej kultury bakteryjnej. Inne szczepy bakteryjne mogą wymagać więcej lub mniej czasu.
  10. Aby rozpocząć eksperyment, należy rozpocząć przepływ, ustawiając pompę strzykawkową na żądane natężenie przepływu (tutaj 1 ml/h) i rozpocząć odczyt ciśnienia przy 1 Hz.
  11. Uzyskuj obrazy rosnącego biofilmu w żądanym przedziale czasowym, konfiguracji optycznej i powiększeniu.
    UWAGA: W niniejszym badaniu obrazy w 4-krotnym powiększeniu w trybie jasnego pola w 18 pozycjach obejmujących całą domenę porowatego ośrodka były rejestrowane co 6 minut przez 24 godziny.

5. Analiza obrazu

  1. Zrekonstruuj cały porowaty ośrodek z zarejestrowanych sekwencji obrazów, zszywając obrazy z 18 pozycji za pomocą oprogramowania do analizy obrazu (patrz Tabela materiałów) i algorytmu łączenia24.
  2. Zapisz zszyte sekwencje obrazów jako sekwencję pojedynczych obrazów.
    UWAGA: Jeśli pliki są zbyt duże, w tym momencie obrazy można przeskalować i podzielić na kawałki do rozsądnego rozmiaru w celu dalszego przetwarzania.
  3. Utwórz maskę filarów porowatego ośrodka, aby usunąć je z analizy.
  4. Usuń tło obrazów, dzieląc je według ich tła z obrazem wykonanym w t = 0 h (Rysunek 2A) i zbinaryzuj obrazy na progu odpowiednim do segmentacji biofilmu (Rysunek 2B).
  5. Oblicz nasycenie biofilmu, obliczając obszar pokryty biofilmem (liczba pikseli przypisanych do biofilmu) w porównaniu z pustym obszarem domeny porowatej (Rysunek 3).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Do niniejszego badania użyto urządzenia mikroprzepływowego z trzema równoległymi kanałami mikroprzepływowymi o różnych rozmiarach porów (Rysunek 1) do systematycznego badania tworzenia biofilmu w porowatych mediach. Proces tworzenia biofilmu został zobrazowany za pomocą mikroskopii jasnego pola. Komórki bakteryjne i biofilm pojawiły się na zdjęciach jako ciemniejsze piksele (Rysunek 2). Ponadto zaobserwowano stopniowy proces zatykania; Podczas trwającego 24 godziny eksperymentu poc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikroprzepływowe analogi porowatych mediów w połączeniu z czujnikami ciśnienia stanowią odpowiednie narzędzie do badania rozwoju biofilmu w porowatych ośrodkach. Wszechstronność w projektowaniu mikroprzepływowego porowatego medium, a w szczególności rozmieszczenie filarów, w tym średnica, nieregularne kształty i wielkość porów, pozwala na badanie wielu geometrii. Geometrie te obejmują zarówno pojedyncze pory, jak i bardzo złożone, nieregularnie rozmieszczone przeszkody naśladujące różne naturalne (np. gleby) i przemysłow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują za wsparcie ze strony 179834 grantów SNSF PRIMA (dla E.S.), uznaniowych funduszy z ETH (dla R.S.), ETH Zurich Research Grant (dla R.S. i J.J.M.) oraz uznaniowych funduszy od Eawag (dla J.J.M.). Autorzy chcieliby podziękować Roberto Pioli za zilustrowanie układu eksperymentalnego na rysunku 1B oraz Eli Burmeister za przygotowanie płytki krzemowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Acrodisc 25 mm Filtr strzykawkowy, 1,2 i mikro; m Membrana VersaporPall CorporationPN41901.2 & mikro; m filtry
BD 10 mL Strzykawka (Luer-Lock)BD300912służy do napełniania kanału wodą dejonizowaną
Inkubator skrzynkowyUsługizapewniały stabilną temperaturę podczas eksperymentu wzrostu biofilmu
Miernik gęstości komórek CO8000WPA biowaveMiernik średnicy zewnętrznej
Fiolka wirówkiEppendorf301200861,5 ml
CETONI Base 120Pompa strzykawkowaCETONI GmbH
CorelCADOprogramowanie CorelDRAWsłużące do projektowania geometrii kanałów mikroprzepływowych
Probówki hodowlane (14 mL, sterylne)greiner bio-oneProbówki hodowlane
Suszarka, VENTI-LineVWRPiec do utwardzania PDMS
HandyMigrosRoztwór detergentu
Gorąco płyta z regulatorem temperaturyVRWdo utwardzania kleju PDMS ze szkłem po obróbce plazmowej
ImageJFIJI Oprogramowanie do analizy obrazu
Innova 42 Inc Shaker (New Brunswick)EppendorfIncubator
Isopropanol (> 99.8%)Sigma Aldrich67-63-0
Rurka transferowa MasterflexMasterflexHV-06419-050.020'' ID, 0.06'' OD
Micro Slides, Gładkie, 75 x 60 mmCorning2947-75X50Szkiełka szklane
Mikroprzepływowy czujnik ciśnienia (1 bar)ElveflowCzujniki ciśnienia
Miltex Dziurkacz do biopsji, średnica 1,5 mmDziurkacz Integrado wykonywania otworów wlotowych i wylotowych kanału mikroprzepływowego
mrDev600 deweloperMicroresist
Nikon Eclipse Ti2Nikon Instrumenty Mikroskop
Bulion odżywczy n° 3Sigma Aldrich
strzykawkamiLuer-LockB.Braun
Komora plazmowa ZeptoDiener ElectronicZEPTO-1 służy do plazmowego łączenia PDMS i szkiełka
Chusteczki precyzyjne (Kimtech Science)Kimberly ClarkKCP-7552do suszenia szkiełka
WagaVWR-CH611-2605służy do ważenia stosunku elastomeru do środka sieciującego
Wafel krzemowy (10 cm)Silicon Materials Inc. N//Phos < 100> 1-10 Ω cm
Spincoater, Moduł wirujący SM150Sawatec
SU8 3050 PhotoresistKayakuam
Sü ss MA6 Nakładka do maskiSUSS MicroTec Groupsłuży do wyrównania maski chromowo-szklanej
Sylgard 184Dow Corningzestaw elastomerów silikonowych; utwardzacz
Techni Etch Cr01Technic
Naczynie do hodowli tkankowych 150TPP93150
Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H perfluorooktylo) silanSigma AldrichSigma Aldrichsłuży do silanizacji wafla krzemianowego
Veeco Dektak 6 MVeecoProfilometer
obrazowania życia Strzykawka Omnifix ze o różnej objętości

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Flemming, H. C., Wuertz, S. Bacteria and archaea on Earth and their abundance in biofilms. Nature Reviews Microbiology. 17 (4), 247-260 (2019).
  2. Cunningham, A. B., Sharp, R. R., Hiebert, R., James, G. Subsurface biofilm barriers for the containment and remediation of contaminated groundwater. Bioremediation Journal. 7 (3-4), 151-164 (2003).
  3. Pronk, W., et al. Gravity-driven membrane filtration for water and wastewater treatment: A review. Water Research. 149, 553-565 (2019).
  4. Caldara, M., Belgiovine, C., Secchi, E., Rusconi, R. Environmental, microbiological, and immunological features of bacterial biofilms associated with implanted medical devices. Clinical Microbiology and Infection. 35 (2), 00221(2022).
  5. Flemming, H. C., Wingender, J. The biofilm matrix. Nature Reviews Microbiology. 8 (9), 623-633 (2010).
  6. Davey, M. E., O'Toole, G. A. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 64 (4), 847-867 (2000).
  7. Stoodley, P., Dodds, I., Boyle, J. D., Lappin-Scott, H. M. Influence of hydrodynamics and nutrients on biofilm structure. Journal of Applied Microbiology. 85 (1), 19-28 (1998).
  8. Thomen, P., et al. Bacterial biofilm under flow: First a physical struggle to stay, then a matter of breathing. PLoS ONE. 12 (4), 0175197(2017).
  9. Horn, H., Reiff, H., Morgenroth, E. Simulation of growth and detachment in biofilm systems under defined hydrodynamic conditions. Biotechnology and Bioengineering. 81 (5), 607-617 (2003).
  10. Thullner, M., Mauclaire, L., Schroth, M. H., Kinzelbach, W., Zeyer, J. Interaction between water flow and spatial distribution of microbial growth in a two-dimensional flow field in saturated porous media. Journal of Contaminant Hydrology. 58 (3-4), 169-189 (2002).
  11. Bottero, S., et al. Biofilm development and the dynamics of preferential flow paths in porous media. Biofouling. 29 (9), 1069-1086 (2013).
  12. Durham, W. M., Tranzer, O., Leombruni, A., Stocker, R. Division by fluid incision: Biofilm patch development in porous media. Physics of Fluids. 24 (9), 091107(2012).
  13. Coyte, K. Z., Tabuteau, H., Gaffney, E. A., Foster, K. R., Durham, W. M. Microbial competition in porous environments can select against rapid biofilm growth. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (2), 161-170 (2017).
  14. Taylor, S. W., Jaffé, P. R. Biofilm growth and the related changes in the physical properties of a porous medium: 1. Experimental investigation. Water Resources Research. 26 (9), 2153-2159 (1990).
  15. Cunningham, A. B., Characklls, W. G., Abedeen, F., Crawford, D. Influence of biofilm accumulation on porous media hydrodynamics. Environmental Science and Technology. 25 (7), 1305-1311 (1991).
  16. Valiei, A., Kumar, A., Mukherjee, P. P., Liu, Y., Thundat, T. A web of streamers: Biofilm formation in a porous microfluidic device. Lab on a Chip. 12 (24), 5133-5137 (2012).
  17. Biswas, I., Sadrzadeh, M., Kumar, A. Impact of bacterial streamers on biofouling of microfluidic filtration systems. Biomicrofluidics. 12 (4), 044116(2018).
  18. Hassanpourfard, M., Ghosh, R., Thundat, T., Kumar, A. Dynamics of bacterial streamers induced clogging in microfluidic devices. Lab on a Chip. 16 (21), 4091-4096 (2016).
  19. Stewart, T. L., Scott Fogler, H. Pore-scale investigation of biomass plug development and propagation in porous media. Biotechnology and Bioengineering. 77 (5), 577-588 (2002).
  20. Hassanpourfard, M., Ghosh, R., Thundat, T., Kumar, A. Dynamics of bacterial streamers induced clogging in microfluidic devices. Lab on a Chip. 16 (21), 4091-4096 (2016).
  21. Aufrecht, J. A., et al. Pore-scale hydrodynamics influence the spatial evolution of bacterial biofilms in a microfluidic porous network. PLoS ONE. 14 (6), 0218316(2019).
  22. Karimifard, S., Li, X., Elowsky, C., Li, Y. Modeling the impact of evolving biofilms on flow in porous media inside a microfluidic channel. Water Research. 188, 116536(2021).
  23. Yawata, Y., Nguyen, J., Stocker, R., Rusconi, R. Microfluidic studies of biofilm formation in dynamic environments. Journal of Bacteriology. 198 (19), 2589-2595 (2016).
  24. Preibisch, S., Saalfeld, S., Tomancak, P. Globally optimal stitching of tiled 3D microscopic image acquisitions. Bioinformatics. 25 (11), 1463-1465 (2009).
  25. Ratkowsky, D. A., Olley, J., McMeekin, T. A., Ball, A. Relationship between temperature and growth rate of bacterial cultures. Journal of Bacteriology. 149 (1), 1-5 (1982).
  26. Ostvar, S., et al. Investigating the influence of flow rate on biofilm growth in three dimensions using microimaging. Advances in Water Resources. 117, 1-13 (2018).
  27. Carrel, M., et al. Biofilms in 3D porous media: Delineating the influence of the pore network geometry, flow and mass transfer on biofilm development. Water Research. 134, 280-291 (2018).
  28. Iglauer, S., Favretto, S., Spinelli, G., Schena, G., Blunt, M. J. X-ray tomography measurements of power-law cluster size distributions for the nonwetting phase in sandstones. Physical Review E. 82 (5), 10-12 (2010).
  29. Wu, C., Chu, J., Wu, S., Cheng, L., van Paassen, L. A. Microbially induced calcite precipitation along a circular flow channel under a constant flow condition. Acta Geotechnica. 14 (3), 673-683 (2019).
  30. Nassar, M. K., et al. Large-scale experiments in microbially induced calcite precipitation (MICP): reactive transport model development and prediction. Water Resources Research. 54 (1), 480-500 (2018).
  31. Jimenez-Martinez, J., Nguyen, J., Or, D. Controlling pore-scale processes to tame subsurface biomineralization. Reviews in Environmental Science and Biotechnology. 21 (1), 27-52 (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wzrost biofilmuszybko przep ywuwielko por wczujniki ci nieniamikroskopia w jasnym polupokrycie powierzchnipompa strzykawkowa

Powiązane artykuły