Ten protokół opisuje metodę monitorowania postępu zmian morfologicznych w czasie w macicy w indukowalnym mysim modelu raka endometrium za pomocą obrazowania ultrasonograficznego z korelacją zmian ogólnych i histologicznych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Nieinwazyjna ocena ultrasonograficzna progresji raka endometrium w kierowanej przez Pax8 delecji supresorów guza Arid1a i Pten u myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Rak macicy może być badany na myszach ze względu na łatwość obsługi i manipulacji genetycznej w tych modelach. Jednak badania te często ograniczają się do oceny patologii post mortem u zwierząt poddanych eutanazji w wielu punktach czasowych w różnych kohortach, co zwiększa liczbę myszy potrzebnych do badania. Obrazowanie myszy w badaniach podłużnych może śledzić postęp choroby u poszczególnych zwierząt, zmniejszając liczbę potrzebnych myszy. Postęp w technologii ultradźwiękowej pozwolił na wykrycie zmian w tkankach na poziomie mikrometrów. Ultradźwięki były wykorzystywane do badania dojrzewania pęcherzyków jajnikowych w jajnikach i wzrostu ksenoprzeszczepu, ale nie były stosowane do zmian morfologicznych w macicy myszy. W protokole tym zbadano zestawienie patologii z porównaniami obrazowania in vivo w mysim modelu indukowanego raka endometrium. Cechy zaobserwowane w badaniu ultrasonograficznym były zgodne ze stopniem zmian obserwowanych przez patologię ogólną i histologię. Stwierdzono, że ultradźwięki są wysoce predykcyjne w stosunku do obserwowanej patologii, co potwierdza włączenie ultrasonografii do badań podłużnych chorób macicy, takich jak rak u myszy.
Wprowadzenie
Myszy pozostają jednym z najważniejszych modeli zwierzęcych dla zaburzeń rozrodczych1,2,3. Istnieje kilka genetycznie zmodyfikowanych lub indukowanych modeli raka jajnika i macicy u gryzoni. Badania te zazwyczaj opierają się na wielu kohortach poddanych eutanazji w różnych punktach czasowych, aby uchwycić podłużne trendy zmian morfologicznych i patologicznych. Uniemożliwia to ciągłe pozyskiwanie danych na temat rozwoju raka u pojedynczej myszy. Dodatkowo, bez znajomości indywidualnego stanu progresji choroby myszy, badania interwencyjne opierają się na wcześniej określonych punktach czasowych i uśrednionych wynikach poprzednich kohort, a nie na indywidualnych progach wykrywania progresji u konkretnego zwierzęcia4,5. W związku z tym potrzebne są podejścia do obrazowania, które pozwalają na ocenę podłużną u żywych zwierząt, aby ułatwić tworzenie modeli przedklinicznych do testowania nowych leków lub związków i przyspieszyć zrozumienie patobiologii, jednocześnie zwiększając rygor i odtwarzalność6.
Obrazowanie ultrasonograficzne (US) jest atrakcyjną metodą do długotrwałego monitorowania progresji raka macicy u myszy, ponieważ jest stosunkowo łatwe i niedrogie w porównaniu z innymi metodami obrazowania, jest łatwe do wykonania i może mieć niezwykłą rozdzielczość6,7. Ta nieinwazyjna modalność może uchwycić cechy w skali mikronowej u myszy obudzonych lub u myszy w krótkiej sedacji za pomocą 5-10-minutowego badania. Mikroskopia ultradźwiękowa została zwalidowana jako metoda pomiaru rozwoju pęcherzyków jajnikowych myszy 8 oraz wzrostu zagnieżdżonej lub indukowanej nowotworowości9,10,11. USG o wysokiej częstotliwości jest również używany do przezskórnych iniekcji wewnątrzmacicznych12 i obserwowanie zmian w macicy szczura w cyklu rujowym13. US o wysokiej częstotliwości może być używany z myszami trzymanymi na specjalistycznych platformach stacjonarnych przy użyciu systemu szynowego do trzymania przetwornika/sondy w celu przechwytywania obrazów o wysokiej rozdzielczości ze znormalizowaną pozycją i ciśnieniem; Sprzęt ten nie jest jednak dostępny we wszystkich instytucjach. Metody skanowania za pomocą ręcznych głowic mogą być stosowane przy użyciu mniej dedykowanego sprzętu i wykorzystywane zarówno do diagnostyki klinicznej, jak i zastosowań badawczych u myszy.
Pozostaje pytanie, czy obrazowanie amerykańskie za pomocą ręcznych sond o wysokiej częstotliwości może być używane do monitorowania rozwoju raka macicy przez wiele tygodni. Podobnie jak jelita, macica gryzoni jest cienkościenną, smukłą strukturą, która jest bardzo ruchoma w jamie brzusznej i przylega do siebie na wielu głębokościach tkanki, co sprawia, że obrazowanie jest trudniejsze niż w przypadku stosunkowo nieruchomych narządów, takich jak nerki. Badanie to miało na celu ustalenie korelacji między tkankami obserwowanymi za pomocą ultrasonografii i histopatologii, zdefiniowanie punktów orientacyjnych do lokalizacji macicy myszy oraz określenie wykonalności podłużnej oceny raka endometrium. W pracy przedstawiono dane wskazujące na jakościową zgodność między wyglądem macicy zobrazowanym przez USG a histopatologią, a także seryjnym obrazowaniem myszy w ciągu kilku tygodni. Wyniki te wskazują, że ręczne USG może być używane do monitorowania rozwoju raka endometrium u myszy, stwarzając w ten sposób możliwość zbierania indywidualnych danych podłużnych myszy w celu badania raka macicy bez konieczności stosowania dedykowanego sprzętu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury i eksperymenty na myszach zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Johns Hopkins Animal Care and Use Committee. Do wszystkich zabiegów noszono odpowiednie środki ochrony osobistej, w tym rękawiczki i jednorazowe fartuchy izolacyjne. Podjęto środki ostrożności podczas obchodzenia się z ostrymi narzędziami, które natychmiast po użyciu zostały prawidłowo zutylizowane do pojemników na ostre przedmioty w czerwonej skrzynce. Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów i sprzętu użytego w niniejszym protokole można znaleźć w Tabeli Materiałów.
1. Indukcja raka endometrium u myszy iPAD (indukowalny Pten, podwójna delecja Arid1a) z doksycykliną
-
Utrzymuj 10 transgenicznych myszy Pax8-Cre-Arid1a-Pten z podwójną delecją (iPAD) (Rysunek 1) na mieszanym tle genetycznym (129S, BALB/C, C57BL/6), zgodnie z wcześniejszym opisem14.
- Zbierz wyjściowe obrazy ultrasonograficzne (2D) jajników, jajowodu i macicy każdej myszy przed leczeniem doksycykliną.
- Samicom myszy iPAD należy podawać wyłącznie dietę mysim zawierającą doksycyklinę (hykulan doksycykliny w ilości 625 mg/kg paszy) przez co najmniej 2 tygodnie, począwszy od wieku 7-8 tygodni, w celu wywołania delecji genu.
2. Konfiguracja sprzętu
- Włącz poduszkę grzewczą i przykryj czystą wkładką chłonną (temperatura docelowa: 38 °C).
- Upewnij się, że parownik izofluranu i zbiornikO2 są odpowiednio napełnione. Uzupełnij i wymień, jeśli zawartość jest niska.
- Podłącz komorę indukcyjną, stożek nosowy i system oczyszczania do waporyzatora.
- Skonfiguruj aparat ultrasonograficzny.
- Wybierz przetwornik (sondę) o zakresie 32-56 MHz lub do 70 MHz do obrazowania odpowiednio macicy lub jajnika.
- Podłącz sondę i włącz maszynę.
- Po uruchomieniu systemu użyj panelu sterowania, aby zalogować się przy użyciu poświadczeń użytkownika i uzyskać dostęp do ekranu głównego.
- Na ekranie głównym przejdź do zakładki Aplikacje i wybierz Tryb myszy (mały) brzuch.
- Kliknij Skanuj, aby powrócić do ekranu głównego i poczekaj na wyświetlenie obrazu na żywo.
- Wybierz B-Mode z opcji na lewym pasku narzędzi.
- Kliknij Więcej elementów sterujących, aby wyświetlić dodatkowe narzędzia do poprawiania obrazu, takie jak wzmocnienie i głębia obrazu, lub dostosować ustawienia akwizycji klipu, takie jak liczba klatek na sekundę.
- Po wybraniu ustawień obrazu wróć do ekranu głównego, klikając Skanuj.
- Włącz zbiornikO2, skieruj przepływ do komory indukcyjnej i ustaw natężenie przepływu na 1 l/min.
3. Przygotowanie myszy do badań ultrasonograficznych, w tym depilacji
- Umieść mysz w komorze indukcyjnej. Ustaw parownik izofluranu na 2%-3% obj./obj. w celu indukcji znieczulenia.
- Określ odpowiednią głębokość znieczulenia na podstawie braku reakcji na szczypanie palca u nogi i częstości oddechów około 1-2 oddechów/s.
- Nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na każde oko. Usuń sierść z grzbietu i brzuszka między ostatnim żebrem a miednicą za pomocą maszynki do strzyżenia o odpowiedniej wielkości.
- Nałóż cienką warstwę kremu do depilacji na brzuszną i grzbietową okolicę, która ma być zobrazowana (w razie potrzeby).
- Umieść mysz z powrotem w komorze indukcyjnej na około 3-5 minut, aby utrzymać odpowiednią głębokość znieczulenia, podczas gdy krem do depilacji będzie działał w celu usunięcia włosów. Po ≤4 minutach delikatnie zetrzyj krem czystym, wilgotnym ręcznikiem papierowym.
UWAGA: Dłuższa ekspozycja kremu do depilacji jest drażniąca i może powodować zmiany skórne.
4. Dootrzewnowe wstrzyknięcie płynu w celu zwiększenia kontrastu między narządami
- Podgrzej strzykawkę o pojemności 3-10 ml wypełnioną sterylnym roztworem płynu izotonicznego (np. sterylnym 0,9% NaCl lub mleczanowym roztworem Ringera) do temperatury 35-40 °C, umieszczając ją między poduszką grzewczą a wkładką chłonną na kilka minut. Umieść butelkę żelu ultradźwiękowego na poduszce grzewczej, jeśli urządzenie nie jest wyposażone w podgrzewacz.
- W przypadku myszy o wadze 20-25 g wstrzyknij 1-2 ml roztworu do jamy otrzewnej.
- Zabezpiecz mysz za kark jedną ręką, odsłaniając otwór brzuszny.
- Trzymaj mysz pod kątem ~20°, z nosem skierowanym w stronę podłogi, aby skierować narządy czaszkowo ze względu na grawitację.
- Za pomocą małej igły (25 G, 5/8 długości, strzykawka tuberkulinowa) nakłuć skórę i ścianę brzucha w prawej ćwiartce ogonowej brzucha.
- Przed wstrzyknięciem płynów, aby uniknąć wstrzyknięcia do układu krwionośnego lub przewodu pokarmowego, należy cofnąć z minimalnym naciskiem. Jeśli krew lub inny materiał dostanie się do strzykawki, należy usunąć igłę. Użyj nowej igły i strzykawki, a następnie spróbuj ponownie w nieco innej pozycji.
- Jeśli mysz obudzi się podczas wstrzyknięć, umieść ją z powrotem w małej komorze indukcyjnej w celu znieczulenia izofluranem o stężeniu 2%-3% obj./obj.
5. Obrazowanie ultrasonograficzne z dostępu grzbietowego
- Umieść mysz w pozycji brzusznej na podkładce chłonnej nad poduszką grzewczą (Rysunek 2A-C).
- Umieść stożek nosa gryzonia bezpiecznie na nosie i pysku myszy. Utrzymuj głębokość znieczulenia za pomocą izofluranu podawanego przez stożek nosowy w stężeniu 1%-2% obj./obj. w 100%O2. W razie potrzeby nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na każde oko.
- Monitoruj mysz pod kątem regularnej częstości oddechów (1-2/s) i braku reakcji na szczypanie palców u stóp, aby wskazać, czy znieczulenie wymaga dostosowania.
- Umieść niewielką ilość (~0,5-1 ml) wstępnie podgrzanego żelu ultradźwiękowego aosijalnego (bocznego) do kręgosłupa po obu stronach znieczulonej myszy, między ostatnim żebrem a miednicą.
- Nałóż niewielką ilość żelu na sondę ultradźwiękową.
- Umieść sondę równolegle do kręgów, tak aby przód sondy znajdował się po stronie czaszki. Na głowicy sondy znajduje się znak wskaźnika wskazujący prawidłową orientację sondy. Rejestruj dzień, godzinę, identyfikator zwierzęcia, orientację sondy i stronę zwierzęcia (prawa, lewa, grzbietowa, brzuszna) dla każdego nowego zestawu zbieranych obrazów.
- Za pomocą myszy w pozycji brzusznej (skóra grzbietowa dotyka sondy), powoli skanuj obszar w poszukiwaniu punktu orientacyjnego nerki (Rysunek 2B i Rysunek 3). Mając nerkę w zasięgu wzroku, pociągnij sondę ogonową, aby znaleźć jajnik - lekko hiperechogeniczną strukturę owalną do okrągłej (Rysunek 4A, B) w bardzo hiperechogenicznej poduszce tłuszczowej jajnika, która jest otoczona czaszkowo-brzusznie przez nerkę i grzbietowo-bocznie przez grzbietową ścianę brzucha.
UWAGA: Ciśnienie ogonowe i boczne do jajnika może skierować jajnik bliżej ściany brzucha i z dala od pętli jelita. Jajnik jest anatomicznie ustawiony przy grzbietowej ścianie brzucha, tylko brzusznie i bocznie do mięśni osiowych i ogonowo do nerki. - Dostosuj wzmocnienie sygnału za pomocą suwaka u dołu ekranu sterowania, aby poprawić kontrast obrazu.
- Aby poprawić obrazowanie nerki, należy uciskać palcem przeciwległy brzuch. Zmieniaj nacisk i kąt od bezpośrednio równoległego do kręgosłupa do ~20° brzusznego.
- Gdy interesujący Cię narząd znajdzie się w widoku, zbierz wideo, klikając Zapisz klip lub Rozpocznij nagrywanie, a następnie zatrzymaj nagrywanie po zakończeniu, aby zachować obrazy w ustalonej liczbie klatek.
- Zapisuj pojedyncze klatki z obrazu na żywo lub nagrania za pomocą przycisku Zapisz klatkę.
- Aby zobrazować macicę, pociągnij sondę doogonowo, aż jajnik znajdzie się w najbardziej czaszkowym aspekcie pola widzenia. Zmieniaj ciśnienie i kąt sondy, aż macica znajdzie się w polu widzenia.
- Powtórz zbieranie filmów i klatek dla każdego interesującego Cię narządu.
- Znajdź macicę biegnącą podłużnie wzdłuż grzbietowej ściany brzucha z widocznymi również bocznymi mięśniami nóg (Rysunek 4B).
UWAGA: Wielkość macicy i średnica światła mogą się różnić w zależności od fazy rui i stanu chorobowego. - Monitoruj tkankę pod kątem ruchów perystaltycznych, aby odróżnić pętle jelitowe od stacjonarnych rogów macicy.
6. Zbieraj obrazy z podejścia brzusznego
- Umieść mysz w pozycji leżącej grzbietowej i sprawdź, czy nawilżenie oka jest wystarczające, a pysk jest bezpiecznie osadzony w stożku nosa (Rysunek 2A).
- Nałóż niewielką ilość (~0,5-1 ml) wstępnie podgrzanego żelu ultradźwiękowego na brzuszną część brzucha i przyłóż sondę na linii środkowej tuż przy czaszce łona, aby zlokalizować pęcherz jako hipoechogeniczny punkt orientacyjny (Ryc. 5).
UWAGA: Jeśli pęcherz jest zbyt duży i zasłania obrazowanie macicy, można delikatnie uciskać dolną część brzucha, aby odciągnąć mocz. - Pociągnij sondę bocznie do pęcherza, aby znaleźć rogi macicy. Zastosuj lekki cyfrowy nacisk z jednej lub obu stron myszy, aby umieścić rogi w polu widzenia. Trzymaj sondę prostopadle do myszy i skanuj obie strony brzucha, aby uchwycić widoki poprzeczne (przekroje) obu rogów. Obróć sondę, aby uchwycić widoki strzałkowe.
- Po badaniu ultradźwiękami wytrzyj mysz z żelu ręcznikiem papierowym i włóż ją z powrotem do klatki, aby wyzdrowiała. Myszy są w pełni wybudzone w ciągu 2-5 minut. Gdy mysz jest w pełni wybudzona i zacznie chodzić, wróć do pokoju ze zwierzętami.
UWAGA: Pod klatką można umieścić poduszkę grzewczą na małym ogniu, aby ogrzać klatkę w celu odzyskania energii. - W eksperymentalnym lub humanitarnym punkcie końcowym należy poddać mysz eutanazji. Najlepiej poddać mysz eutanazji w klatce domowej, aby zmniejszyć stres; Alternatywnie umieść mysz w czystej komorze. Dostarczać COpod ciśnieniem z szybkością wyporności 10%-30% objętości komory na minutę. Po około 5 minutach braku widocznego oddechu stwierdz zgon w wyniku zwichnięcia szyjki macicy. Kontynuuj sekcję zwłok jamy brzusznej w celu pobrania guza.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Pax8-Cre-Arid1a-Pten transgeniczne myszy z podwójną delecją (iPAD) były utrzymywane na mieszanym tle genetycznym (129S, BALB/C, C57BL/6), jak wcześniej opisano14. Wszystkie myszy były karmione paszą doksycyklinową przez 2 tygodnie w celu wywołania rekombinazy Cre. W poprzednich pracach naszej grupy, doksycyklina była podawana przez gavage14; Jednak w obecnym badaniu metoda indukcji paszy doksycykliny zadziałała skutecznie i zmniejszyła stres związany z zgł...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W protokole tym zbadano przydatność ultradźwięków do oceny zmian morfologicznych macicy w progresji gruczolakoraka w macicy u myszy. W tym badaniu, śledząc indukcję raka endometrium u myszy podłużnie, stwierdzono, że szczegóły anatomiczne wykryte za pomocą ultradźwięków są wskaźnikami patologii ogólnej i histologicznej. Otwiera to drzwi do stosowania badań podłużnych z mniejszą liczbą myszy monitorowanych za pomocą ultradźwięków w wielu punktach czasowych w celu śledzenia postępu raka macicy u myszy. Ta detekcja podłużna...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Jesteśmy wdzięczni za finansowanie z NCI Ovarian Cancer SPORE Program P50CA228991, programu szkolenia podoktorskiego 5T32OD011089 oraz Richard W. TeLinde Endowment, Johns Hopkins University. Projekt został również częściowo sfinansowany z dotacji na wydatki bieżące dla prywatnych instytucji szkolnictwa wyższego z Korporacji Promocji i Wzajemnej Pomocy dla Szkół Prywatnych Japonii.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Odczynniki i sprzęt do pielęgnacji zwierząt | |||
| Rodent Diet (2018, 625 Doxycycycline) | Envigio | TD.01306 | Odczynniki |
| sprzęt do obrazowania ultradźwiękowego dla myszy i sprzęt do obrazowania ultrasonograficznego | |||
| 10 mL do wstrzykiwań 0,9% NaCl | Hospira, Inc | RL-7302 | Izotoniczna |
| wkładka pochłaniająca płyny z plastikowym podkładem | Daigger | EF8313 | Podkładki absorpcyjne |
| Komory indukcyjne anestezjologii | Aparat Harvarda | 75-2029 | Komora indukcyjna |
| Zestaw absorbera anestezjologicznego z kanistrem absorbera, uchwytem, rurką i adapterami | CWE, Inc | 13-20000 | Stożek nosowy i rurka |
| Aquasonic Clear Żel do ultradźwięków (0,25 litra) | Parker Laboratoies | 08-03 | Żel ultradźwiękowy |
| BD Plastipak 3 mL Strzykawka | BD Biosciences | 309657 | Strzykawka |
| F/Air Scavenger Kanister na węgiel drzewny | OMNICON | 80120 | System oczyszczania do znieczulenia |
| Izofluran, USP | Vet One | 502017 | Środek anestezjologiczny |
| M1050 Mobilna maszyna | do znieczulania bez oddychania | Waporyzator anestezjologiczny | M1050 |
| MX550S, Przetwornik 25-55 MHz, 15mm, Liniowy | VisualSonics | MX550S | Przetwornik ultradźwiękowy (sonda) |
| Nair Hair Aloe & Balsam do depilacji lanoliną - 9.0 uncji | Krem depilacyjny | Nair | |
| Philips Norelco Multigroomer All-in-One Trimmer Series 7000 | Philips Ameryka Północna | MG7750 | Maszynki do strzyżenia |
| PrecisionGlide 25 G 1" Igła | BD Biosciences | 305125 | Igła |
| Puralube Maść okulistyczna | Dechra | 17033-211-38 | Nawilżające krople do oczu |
| Vevo 3100 Obrazowanie System | VisualSonics | Vevo 3100 | Ultrasonograf |
| Vevo LAB 5.6.1 | VisualSonics | Vevo LAB 5.6.1 | Oprogramowanie do analizy ultradźwiękowej |
| Winylowa podkładka grzewcza z pokrowcem, 12 x 15" | Sunbeam | 731-500-000R | Poduszka grzewcza |
| Wd Elements 2 TB Podstawowa pamięć masowa | Western Digital Elements | WDBU6Y0020BBK-WESN | Przechowywanie danych |
| Odczynniki i sprzęt używany do immunohistochemii | |||
| 10% w/v Formalina | Fischer Scientific | SF98-4 | Bufor do utrwalania tkanek |
| Bloker i rozcieńczalnik bez zwierząt, RTU | Vector Laboratories Inc. | SP5035 | Bloker przeciwciał |
| naładowany Super Frost Plus Szkiełka szklane | VWR | 4831-703 | Szkiełka do montażu tkanek |
| Bufor cytrynianu | MilliporeSigma | C9999-1000ML | Bufor Epitope Retrival (pTEN) |
| Cytoseal – 60 | Thermo Scientific | 8310-4 | Żywica do uszczelniania slajdów |
| Szkło ze złotą uszczelką | Thermo Scientific | 3322 | Coverslide |
| Harris Modyfikowana miliporowość hematoksylinySigma | HHS32-1L | buforu przeciwplamowego | |
| (dwukomorowy) | Fischer Scientific | 13-247-30Q | Piec do topienia parafiny |
| Podłoże ImmPACT DAB, peroksydaza (HRP) | Vector Laboratories Inc. | SK-4105 | Podłoże do tworzenia sygnału |
| ImmPRESS HRP Goat Anti-Rabbit IgG Polymer Detection Kit, Peroxidase | Vector Laboratories Inc. | MP-7451 | Wtórne przeciwciało IHC |
| Oster 5712 Cyfrowy parowar do żywności | Oster | 5712 | Parowar do warzyw do odzyskiwania epitopów |
| Królik mAB anty-ARID1a | abcam | ab182560 | Pierwotne przeciwciało IHC (1:1,000) |
| królicze mAB anty-PTEN | Sygnalizacja komórkowa | 9559 | Pierwotne przeciwciało IHC (1:100) |
| Scotts Substytut wody z kranu | MilliporeSigma | S5134-100ML | "Niebieski" bufor |
| Ścieżka tkankowa IV Kaseta | Fischer Scientific | 22272416 | Kaseta do utrwalania tkanek |
| Trylogia Komórka buforowa | Marka | 920P-10 | Bufor retrival epitopu (ARID1a) |
Bibliografia
- Ajayi, A. F., Akhigbe, R. E. Staging of the estrous cycle and induction of estrus in experimental rodents: an update. Fertility Research and Practice. 6, 5(2020).
- Kim, S. W., Kim, Y. Y., Kim, H., Ku, S. Y. Animal models closer to intrauterine adhesive pathology. Annals of Translational Medicine. 8 (18), 1125(2020).
- Shi, D., Vine, D. F. Animal models of polycystic ovary syndrome: a focused review of rodent models in relationship to clinical phenotypes and cardiometabolic risk. Fertility and Sterility. 98 (1), 185-193 (2012).
- Greco, A., et al. Ultrasound biomicroscopy in small animal research: applications in molecular and preclinical imaging. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2012, 519238(2012).
- Palsdottir, K., et al. Interobserver agreement of transvaginal ultrasound and magnetic resonance imaging in local staging of cervical cancer. Ultrasound in Obstetrics and Gynecology. 58 (5), 773-779 (2021).
- Gabrielson, K., et al. In vivo imaging with confirmation by histopathology for increased rigor and reproducibility in translational research: A review of examples, options, and resources. ILAR Journal. 59 (1), 80-98 (2018).
- Peterson, R. A., et al. Continuing education course #1: Non-invasive imaging as a problem-solving tool and translational biomarker strategy in toxicologic pathology. Toxicologic Pathology. 39 (1), 267-272 (2011).
- Pfeifer, L. F., Adams, G. P., Pierson, R. A., Singh, J. Ultrasound biomicroscopy: A non-invasive approach for in vivo evaluation of oocytes and small antral follicles in mammals. Reproduction, Fertility and Development. 26 (1), 48-54 (2013).
- Cheung, A. M., et al. Three-dimensional ultrasound biomicroscopy for xenograft growth analysis. Ultrasound in Medicine and Biology. 31 (6), 865-870 (2005).
- Snyder, C. S., et al. Complementarity of ultrasound and fluorescence imaging in an orthotopic mouse model of pancreatic cancer. BMC Cancer. 9, 106(2009).
- Wu, G., Wang, L., Yu, L., Wang, H., Xuan, J. W. The use of three-dimensional ultrasound micro-imaging to monitor prostate tumor development in a transgenic prostate cancer mouse model. The Tohoku Journal of Experimental Medicine. 207 (3), 181-189 (2005).
- Rinaldi, S. F., et al. Ultrasound-guided intrauterine injection of lipopolysaccharide as a novel model of preterm birth in the mouse. The American Journal of Pathology. 185 (5), 1201-1206 (2015).
- Wang, T., et al. Ultrasonography in experimental reproductive investigations on rats. Journal of Visualized Experiments. 130, e56038(2017).
- Suryo Rahmanto, Y., et al. Inactivation of Arid1a in the endometrium is associated with endometrioid tumorigenesis through transcriptional reprogramming. Nature Communications. 11, 2717(2020).
- Pani, F., et al. Pre-existing thyroiditis ameliorates papillary thyroid cancer: Insights from a new mouse model. Endocrinology. 162 (10), bqab144(2021).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
