Artykuł metodologiczny

Wyznaczanie limitów termicznych dla zooplanktonu za pomocą bloku cieplnego

1.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64762

⸱

18 listopada 2022

 ,  , 
1Biology Department, Swarthmore College

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół ilustruje użycie dostępnych na rynku komponentów do generowania stabilnego i liniowego gradientu termicznego. Taki gradient można następnie wykorzystać do wyznaczenia górnej granicy termicznej organizmów planktonowych, w szczególności larw bezkręgowców.

Streszczenie

Limity termiczne i szerokość były powszechnie używane do przewidywania rozmieszczenia gatunków. Ponieważ globalna temperatura nadal rośnie, zrozumienie, w jaki sposób granica termiczna zmienia się wraz z aklimatyzacją i jak zmienia się w zależności od etapów życia i populacji, ma kluczowe znaczenie dla określenia podatności gatunków na przyszłe ocieplenie. Większość organizmów morskich ma złożone cykle życiowe, które obejmują wczesne stadia planktonu. Podczas gdy ilościowe określenie limitu termicznego tych małych wczesnych stadiów rozwojowych (dziesiątki do setek mikronów) pomaga zidentyfikować wąskie gardła rozwojowe, proces ten może być trudny ze względu na mały rozmiar organizmów docelowych, duże zapotrzebowanie na miejsce na stole i wysokie początkowe koszty produkcji. Tutaj prezentowana jest konfiguracja ukierunkowana na małe objętości (od ml do kilkudziesięciu ml). Ta konfiguracja łączy dostępne na rynku komponenty w celu wygenerowania stabilnego i liniowego gradientu termicznego. Przedstawiono również specyfikacje produkcyjne układu, a także procedury wprowadzania i liczenia żywych i martwych osób oraz obliczania temperatury śmiertelnej.

Wprowadzenie

Tolerancja termiczna jest kluczem do przetrwania i funkcjonowania organizmów1,2. Ponieważ planeta nadal się ociepla z powodu antropogenicznej emisji dwutlenku węgla, coraz większą uwagę zwraca się na określanie i stosowanie limitów termicznych3. Różne punkty końcowe, takie jak śmiertelność, niepowodzenie w rozwoju i utrata mobilności, zostały wykorzystane do określenia zarówno górnych, jak i dolnych limitów termicznych4. Te limity termiczne są często uważane za wskaźnik zastępczy niszy termicznej organizmu. Informacje te są z kolei wykorzystywane do identyfikacji gatunków, które są bardziej podatne na globalne ocieplenie, a także do przewidywania przyszłego rozmieszczenia gatunków i wynikających z tego interakcji między gatunkami3,5,6,7. Jednak określenie limitów termicznych, zwłaszcza dla małych organizmów planktonowych, może być trudne.

Dla organizmów planktonowych, szczególnie stadiów larwalnych bezkręgowców morskich, limit termiczny może być określony poprzez przewlekłe narażenie. Przewlekłą ekspozycję uzyskuje się poprzez hodowlę larw w kilku temperaturach przez dni lub tygodnie i określenie temperatury, w której zmniejsza się przeżywalność larw i/lub tempo rozwoju8,9,10. Jednak takie podejście jest dość czasochłonne i wymaga dużych inkubatorów oraz doświadczenia w hodowli larw (zobacz odniesienie11 dla dobrego wprowadzenia do hodowli larw bezkręgowców morskich).

Alternatywnie, ostre narażenie na stres termiczny może być użyte do określenia limitów termicznych. Często to podejście do oznaczania polega na umieszczaniu małych fiolek z larwami w suchych kąpielach o kontrolowanej temperaturze12,13,14, wykorzystując funkcje gradientu termicznego w termocyklerach PCR15,16, lub umieszczając szklane fiolki/probówki do mikrowirówek wzdłuż gradientu termicznego generowanego przez zastosowane ogrzewanie i chłodzenie na końcach dużych bloków aluminiowych za pomocą Otwory, w których fiolki dobrze pasują17,18,19. Typowe suche kąpiele generują jedną temperaturę; W związku z tym wiele jednostek musi być eksploatowanych jednocześnie, aby ocenić wydajność w zakresie temperatur. Termocyklery generują gradient, ale mieszczą tylko niewielką objętość próbki (120 μl) i wymagają starannych manipulacji. Podobnie jak termocyklery, duże bloki aluminiowe tworzą liniowe i stabilne gradienty temperatury. Oba podejścia można połączyć z regresją logistyczną lub probitową w celu obliczenia temperatury śmiertelnej dla 50% procent populacji (LT50)12,20,21. Jednak użyte bloki aluminiowe miały długość ~100 cm; Taka wielkość wymaga dużej przestrzeni laboratoryjnej oraz dostępu do specjalistycznych frezarek sterowanych numerycznie do wiercenia otworów. Wraz z użyciem dwóch kąpieli wodnych klasy badawczej w celu utrzymania docelowej temperatury, koszt finansowy montażu zestawu jest wysoki.

Dlatego ta praca ma na celu opracowanie alternatywnego sposobu generowania stabilnego, liniowego gradientu temperatury z dostępnymi na rynku częściami. Taki produkt musi zajmować niewielką powierzchnię i powinien być łatwy do wykorzystania w eksperymentach z narażeniem organizmów planktonowych na ostry stres termiczny. Protokół ten został opracowany z wykorzystaniem zooplanktonu o wielkości <1 mm jako organizmów docelowych, dlatego został zoptymalizowany pod kątem użycia probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 lub 2 ml. Większe organizmy badawcze będą wymagały pojemników większych niż używane probówki mikrowirówkowe o pojemności 1,5 ml oraz powiększonych otworów w aluminiowych blokach.

Oprócz zwiększenia dostępności aparatury eksperymentalnej, ta praca ma na celu uproszczenie procesu przetwarzania danych. Podczas gdy komercyjne oprogramowanie statystyczne zapewnia procedury do obliczania LT50 przy użyciu regresji logistycznej lub probitowej, koszt licencji jest nietrywialny. Dlatego łatwy w użyciu skrypt, który opiera się na programie statystycznym o otwartym kodzie źródłowym R22, sprawi, że analiza danych będzie bardziej dostępna.

Ten protokół pokazuje, jak można wytworzyć kompaktowy blok ciepła z dostępnych na rynku części i zastosować go do wystawienia zooplanktonu (larw piaskowego ekscentrycznego Dendrastera) na ostry stres cieplny, aby określić ich górną granicę termiczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Wykonanie bloku grzewczego

  1. Podłącz grzejnik paskowy 120 V, 100 W do reostatu (patrz Tabela materiałów).
  2. Przygotuj blok aluminiowy o wymiarach 20.3 cm x 15.2 cm x 5 cm (8 cali x 5 cali x 2 cale), wiercąc 60 otworów w siatce 6 x 10 (patrz tabela materiałów). Upewnij się, że otwory są oddalone o 2 cm od środka do środka w obu kierunkach. Każdy z nich powinien mieć 1,1 cm średnicy i 4,2 cm głębokości (Rysunek 1).
    UWAGA: Wiercenie należy wykonywać na frezarce lub wiertarce za pomocą wierteł ze stali szybkotnącej. Zarówno element grzejny, jak i element chłodzący zostały dobrane tak, aby pokryć jak największą powierzchnię styku powierzchni o wymiarach 15,2 cm x 5 cm.
  3. Wywierć dwa dodatkowe otwory na jednej z powierzchni o wymiarach 20.3 cm x 5 cm między 1. i 2. kolumną oraz 9. i 10. kolumną, odpowiadając rozmiarowi sond regulatora temperatury (patrz tabela materiałów).
  4. Zbuduj obudowę z przezroczystych arkuszy akrylowych o grubości 1.2 cm (0.5 cala) (patrz tabela materiałów), aby zarówno utrzymać elementy na miejscu, jak i zaizolować gotowy blok grzewczy. Użyj dwóch warstw akrylu, aby zaizolować tylną stronę elementu grzejnego (Rysunek 1).
  5. W montażu końcowym należy nałożyć pastę termiczną (patrz Tabela materiałów), aby zmaksymalizować przewodność cieplną od elementu grzejnego do bloku i od bloku do elementu chłodzącego.

2. Określanie ustawień gradientu termicznego

  1. Podłączyć agregat wody lodowej do łaźni wodnej/akwarium z rurką Tygon (patrz Tabela materiałów). W razie potrzeby zaizoluj rurkę izolacją z rury piankowej.
  2. Włóż sondę termostatyczną do otworów z boku bloku aluminiowego. Upewnij się, że sonda 1 znajduje się w pobliżu elementu grzejnego.
  3. Umieść probówki do mikrowirówek wypełnione po brzegi (1,5 ml) wodą z kranu we wszystkich zmielonych otworach (łącznie 60 probówek).
  4. Włącz regulator temperatury i ustaw temperaturę zatrzymania grzania sondy 1 do 35-37 °C i sondy 2 na 21,5-22,5 °C.
    UWAGA: Proponowany termostat posiada dwa gniazda, które działają niezależnie; W tym konkretnym przypadku użycia tylko sonda 1 służy do regulacji temperatury ciepła. Dlatego ustaw temperaturę sondy 2 na temperaturę najniższej temperatury.
  5. Obróć reostat, aby włączyć element grzejny i ustaw go na średni.
  6. Włącz chłodziarkę do łaźni wodnej/akwarium i ustaw temperaturę agregatu na 15 °C.
  7. Sprawdź, czy blok jest ciepły z jednej strony i chłodny z drugiej po 10 minutach
    UWAGA: Odsłonięte końce elementu grzejnego mogą być gorące; Nie dotykaj ich.
  8. Sprawdzaj temperaturę wewnątrz każdej probówki do mikrowirówek za pomocą termopary z elektrodą typu K (patrz tabela materiałów) co 10 minut. Temperatura ustabilizuje się po ~60 minutach i będzie wydawać się liniowa (Rysunek 2).
  9. Dostosuj wartości punktów końcowych, zmieniając ustawienia regulatora temperatury i łaźni wodnej w razie potrzeby.

3. Ekspozycja termiczna i wyliczanie żywych: martwych

UWAGA: Krok 2 można pominąć po ustaleniu żądanych ustawień gradientu temperatury.

  1. Włącz recyrkulacyjną łaźnię wodną i grzałkę i ustaw je odpowiednio na 15 °C i 37 °C, aby wygenerować gradient temperatury od 19,5 °C do 37 °C.
  2. Aby upewnić się, że gradient termiczny jest liniowy, we wszystkich zmielonych otworach (łącznie 60 probówek) należy umieścić probówki do mikrowirówek wypełnione po brzegi (1,5 ml) wodą z kranu.
  3. Pozwól, aby blok grzewczy osiągnął ustawioną temperaturę, odczekawszy 45-60 minut. Sprawdź temperaturę wewnątrz każdej probówki mikrowirówki za pomocą termopary z elektrodą typu K, aby zobaczyć, czy osiągnęła oczekiwaną temperaturę. Zwróć uwagę na te temperatury.
  4. Jeśli badane organizmy mają wielkość >500 μm i można je łatwo przenieść z jednego pojemnika do drugiego (np. widłonoga), napełnij probówkę mikrowirówkową o pojemności 1,5 ml 750 μl przefiltrowanej wody morskiej o wielkości 0,45 μm. Alternatywnie, jeśli badane organizmy są małe, napełnij probówkę mikrowirówkową o pojemności 1,5 ml 250 μl przefiltrowanej wody morskiej o stężeniu 0,45 μm.
    UWAGA: Do uzyskania reprezentatywnych danych wykorzystano larwy ekscentrycznych piaskowców Dendraster, które występują 2 , 4 i 6 dni po zapłodnieniu (patrz Tabela materiałów). Średnia (± S.D., n = 15 dla każdego wieku) wielkość tych osobników wynosiła odpowiednio 152 ± 7 μm, 260 ± 17 μm i 292 ± 14 μm. Biorąc pod uwagę, że larwy te można łatwo zagęścić (krok 3.5), probówki do mikrowirówek wypełniono 750 μl przefiltrowanej wody morskiej.
  5. Skoncentrować kulturę badanych organizmów za pomocą filtracji odwrotnej (tj. umieścić siatkę w pojemniku zawierającym badane organizmy i usunąć wodę przez górną część siatki), tak aby badane organizmy pozostały na dnie zlewki 11.
    UWAGA: Do badania larw piasku użyto siatki nylonowej o grubości 30 μm (patrz Tabela Materiałów).
  6. Skoncentrowaną próbkę zwierzęcą należy przepłukać przefiltrowaną wodą morską (np. w przypadku hodowli z użyciem glonów spożywczych lub innych chemikaliów). Powtórzyć filtrowanie wsteczne jeszcze raz, aby zagęścić próbkę zwierzęcą.
  7. Umieść znaną liczbę pojedynczych organizmów w wypełnionych do połowy probówkach do mikrowirówek. Policz małe organizmy planktonowe pod mikroskopem preparacyjnym (patrz Tabela materiałów) i przenieś je za pomocą szklanych pipet Pasteura.
    UWAGA: Liczba organizmów do umieszczenia zależy od wielkości; W przypadku larw piasku o wielkości ~200 μm odpowiednie było 20 osobników na probówkę mikrowirówki.
    UWAGA: Pipety szklane są bardziej pożądane niż pipety plastikowe, ponieważ niektóre organizmy planktonowe są hydrofobowe i przyklejają się do plastikowych powierzchni.
  8. Dodać 0,45 μm przefiltrowanej wody morskiej do probówek mikrowirówek zawierających zwierzęta, aż ostateczna objętość wyniesie 1 ml.
  9. Aby umożliwić organizmom stopniowe rozgrzanie się do pożądanej temperatury doświadczalnej, należy umieścić probówki do mikrowirówek ze zwierzętami, przygotowane w kroku 3.7, w bloku grzewczym, zaczynając od zimnego końca. Umieść pary probówek do mikrowirówek w każdym rzędzie (łącznie 12 probówek).
  10. Odczekaj 10 min.
  11. Przenieś pary probówek do mikrowirówek włożonych w kroku 3.9 do sąsiednich wywierconych otworów o cieplejszych temperaturach. Umieść dodatkowe pary probówek do mikrowirówek w każdym rzędzie na zimnym końcu. Każdy rząd będzie teraz miał cztery rurki. Poczekaj kolejne 10 minut.
  12. Kontynuuj dodawanie probówek do mikrowirówek ze zwierzętami, zmieniając ich pozycje parami z chłodniejszego końca na cieplejszy. Odczekaj 10 minut między każdą zmianą, aż blok grzewczy zostanie całkowicie wypełniony.
    UWAGA: Kroki 3.9-3.12 są uważane za fazę zwiększania w celu stopniowego zwiększania temperatury doświadczanej przez badane organizmy.
  13. Pozwól zwierzętom inkubować w wyznaczonej temperaturze przez 2 godziny. Ten etap jest fazą ekspozycji na stałą temperaturę eksperymentu.
    1. Sprawdzać temperaturę probówek wirówkowych za pomocą termopary co godzinę, jeśli okres inkubacji przekracza 2 h.
      UWAGA: Dostosuj czas inkubacji w zależności od potrzeb eksperymentu. Jeśli inkubacja jest dłuższa niż 2 godziny, należy sprawdzać temperaturę probówek w regularnych odstępach czasu za pomocą termopary w przypadku nieprzewidzianej awarii sprzętu. Aby zminimalizować zakłócenia badanych organizmów, losowo umieść sześć lub więcej probówek mikrowirówkowych wypełnionych tylko przefiltrowaną wodą morską w bloku w celu monitorowania temperatury.
  14. Pod koniec okresu inkubacji zmierzyć temperaturę wewnątrz każdej probówki mikrowirówki za pomocą termopary z elektrodą typu K. Zwróć uwagę na te temperatury.
  15. Wyjmij wszystkie 60 probówek wirówkowych ze zwierzętami i umieść je we wstępnie oznaczonych uchwytach.
  16. Inkubować probówki (etap 3.14) w ustalonej wcześniej temperaturze, takiej jak temperatura chowu, przez 1 godzinę, która jest okresem rekonwalescencji><. UWAGA: Okres rekonwalescencji może być specyficzny dla danego gatunku. W przypadku larwy piaskowca temperatura chowu wynosiła 18 °C, w związku z czym próbkę umieszczono w komorze środowiskowej. Zapoznaj się z odpowiednią literaturą i/lub przeprowadź eksperyment próbny, aby upewnić się, że długość okresu rekonwalescencji nie miała wpływu na liczbę żywych i martwych. W danych reprezentatywnych liczba zwierząt żyjących po 1 godzinie była taka sama jak po 12 lub 24 godzinach od wyzdrowienia.
  17. Aby określić odsetek badanego organizmu, który jest żywy po ekspozycji termicznej, należy przenieść zawartość pojedynczej probówki mikrowirówkowej na szalkę Petriego o średnicy 35 mm za pomocą szklanej pipety.
  18. Obserwuj i notuj względną liczbę osób, które są nadal aktywne (żywe) i tych, które złapały pływanie lub rozpuściły się (martwe) pod mikroskopem preparacyjnym. Upewnij się, że całkowita liczba obserwowanych osób jest równa liczbie osobników umieszczonych w probówkach w kroku 3.7. Sprawdź bok probówek do mikrowirówek i szalki Petriego pod kątem poszczególnych osób, jeśli liczby się nie zgadzają.

4. Obliczanie LT50

  1. Wygeneruj tabelę danych w formacie CSV z co najmniej następującymi nagłówkami: zmienna grupująca będąca przedmiotem zainteresowania, temperatura probówki w °C, liczba żywych osób i liczba osób martwych.
    UWAGA: W przypadku danych reprezentatywnych zmienna grupowania będąca przedmiotem zainteresowania jest zastępowana przez wiek, ponieważ celem jest porównanie między grupami wiekowymi.
  2. Aby dopasować dane do regresji logistycznej, należy użyć uogólnionego modelu liniowego z rozkładem dwumianowym. Dodatkowy plik kodowania 1 przedstawia przykładowy przykładowy skrypt przy użyciu oprogramowania open source R22.
  3. Aby określić medianę górnej granicy termicznej (LT50), należy obliczyć wartość predyktora (tj. temperaturę), przy której przeżyło 50% osobników. Uzupełniający plik kodowania 2 przedstawia przykładowy skrypt wykorzystujący funkcję dose.p z klasy MASS23 w R22.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Celem tego protokołu jest określenie górnej granicy termicznej zooplanktonu. Aby to zrobić, potrzebny jest stabilny i liniowy gradient termiczny. Proponowana konfiguracja była w stanie wygenerować gradient termiczny w zakresie od 14 °C do 40 °C, ustawiając temperaturę łaźni wodnej na 8 °C, a grzałkę na 39 °C (Rysunek 2A). Gradient temperatury można zawęzić i przesunąć, zmieniając wartości punktu końcowego. Gradient termiczny o węższym zakresie (od 19 °C do 37 °C) został również wygenerowany przez usta...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten zapewnia dostępne i konfigurowalne podejście do określania limitów termicznych małych organizmów planktonowych poprzez ostrą ekspozycję termiczną. Konstrukcja z 10 otworami i elastyczne punkty końcowe temperatury, kontrolowane przez łaźnię wodną na dolnym końcu i grzałkę na górnym końcu, umożliwiają precyzyjne określenie LT50. Dzięki takiemu podejściu można było wykryć różnicę w granicy termicznej wynoszącą <1 °C (rysunek 3). Podejście to zapewnia szybkie określenie l...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca jest wspierana przez Fundusz Badawczy Wydziału Swarthmore College [KC] oraz Letnie Stypendium Badawcze Roberta Reynoldsa i Lucindy Lewis '70 dla BJ.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,45 &mikro; m filtr membranowyVWR74300-042
½ ” Arkusz akrylowyMcMaster-Carr8560K266Służy do budowy prążkowanej obudowy z wystarczającą izolacją.
Strzykawka 1 mlVWR76290-420
2 kanały 7 typów termopar Rejestrator danychOmega EngineeringHH506AMożna go zastąpić dowolnym termometrem, który zmieści się w probówce do mikrowirówki
Pipeta automatyczna Ranin 
Grzejnik listwowy do montażu śrubowego i zaciskowego
z osłoną ze stali nierdzewnej 430, 120 V AC, 1-1/2 "szerokości, 100 W		McMaster-Carr3619K32
Crystal Sea BioassayMix PentairCM2BSłuży do wytwarzania sztucznej wody morskiej 
Denraster excentricusM-Rep Piaskowe dolary z Kalifornii 
Mikroskop preparacyjny Nikon SMZ645
DIYhz Aluminiowy blok chłodzenia wodą, system radiatorów chłodnicy ciekłej wody do komputera PC Grafika graficzna radiator radiatora Głowica endotermiczna Srebrna (40 mm x 120 mm x 12 mm)AmazonkaŁączy się z łaźnią wodną i służy do chłodzenia jednego końca bloku.
Łatwa w obróbce blacha aluminiowa MIC6 o grubości 2 "grubości 8" x 8" McMaster-Carr86825K953Obrabiany maszynowo do 2" x 6" x 8" z 60 równomiernie rozmieszczonymi otworami (średnica 11 mm, głębokość 42 mm) z dwoma dodatkowymi otworami wywierconymi z jednej strony na sondy termostatu.
Ekonomiczna elastyczna izolacja rur z pianki polietylenowejMcMaster-Carr4530K121Zakrywa plastikową rurkę między agregatem chłodniczym a blokiem, aby zmniejszyć straty ciepła. Można pominąć, jeśli zakres temperatur jest zbliżony do temperatury pokojowej 
EVERSECU 72w 110-240v Akwarium Agregat wody lodowej Regulator temperatury cieplejszego / chłodniczego do zbiornika na krewetki rybne Zbiornik morskiej rafy koralowej poniżej 20 l / 30 l Agregat akwariowyAmazonMoże być stosowany zamiast kąpieli wodnej klasy laboratoryjnej 
Przykład z larwalnym piaskiem dollarowym 
GENNEL 100 g Srebrna silikonowa pasta smarowa przewodząca ciepło do chłodzenia piekarnikówPoprawia przewodność cieplną między blokiem a elementami grzewczymi i chłodzącymi.
Regulator temperatury termostatu dla Inkbird WiFi z 2 sondami i 2 gniazdami, termostat maty grzewczej IPT-2CH Reptiles (maks. 250 W na gniazdko)Amazonmonitoruje gorące i zimne końce. Utrzymuje gorący koniec w zakresie
Chłodzone powietrzem pompy obiegowe chłodzone powietrzem Lauda EcolineVWR89202-386Można zastąpić agregatem chłodniczym akwariowym 
Probówki do mikrowirówekVWR76019-014W przypadku stosowania większych zwierząt dobrym alternatywą są fiolki do skanylacji (VWR 66022-004) 
Filtr siatkowy Nitex  Własnoręcznie wykonanyUżywany gorący klej do przymocowanej siatki Nitex do rur PVC 1/2" 
Pipeta PasteuraVWR14673-010
Chlorek potasu (0,35 m) Oprogramowanie statystyczne Millpore-SigmaP3911-500G
R. Projekt R do obliczeń
Igła strzykawkowaVWR89219-346W zależności od wielkości organizmu docelowego można użyć gague 14 i 16
Tygon Tubing McMaster-Carr5233K65Dostosuj do używanego agregatu chłodniczego i bloku 
Zoo Med Repti Temp RheostatChewy.comMoc znamionowa 150 W i ponownie podłączona do zasilania bezpośrednio do elementu grzejnego. Służy do kontroli szybkości wydzielania ciepła
LED GPU CPU IC Amazon statystycznych

Bibliografia

  1. Dowd, W. W., King, F. A., Denny, M. W. Thermal variation, thermal extremes and the physiological performance of individuals. Journal of Experimental Biology. 218 (12), 1956-1967 (2015).
  2. García, F. C., Bestion, E., Warfield, R., Yvon-Durocher, G. Changes in temperature alter the relationship between biodiversity and ecosystem functioning. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (43), 10989-10994 (2018).
  3. Sinclair, B. J., et al. Can we predict ectotherm responses to climate change using thermal performance curves and body temperatures. Ecology Letters. 19 (11), 1372-1385 (2016).
  4. Lutterschmidt, W. I., Hutchison, V. H. The critical thermal maximum: history and critique. Canadian Journal of Zoology. 75 (10), 1561-1574 (1997).
  5. Bennett, J. M., et al. The evolution of critical thermal limits of life on Earth. Nature Communications. 12 (1), 1198(2021).
  6. Sunday, J. M., Bates, A. E., Dulvy, N. K. Thermal tolerance and the global redistribution of animals. Nature Climate Change. 2 (9), 686-690 (2012).
  7. Deutsch, C. A., et al. Impacts of climate warming on terrestrial ectotherms across latitude. Proceedings of the National Academy of Sciences. 105 (18), 6668-6672 (2008).
  8. Collin, R., Chan, K. Y. K. The sea urchin Lytechinus variegatus lives close to the upper thermal limit for early development in a tropical lagoon. Ecology and Evolution. 6 (16), 5623-5634 (2016).
  9. Wang, W., Ding, M. -w, Li, X. -x, Wang, J., Dong, Y. -w Divergent thermal sensitivities among different life stages of the pulmonate limpet Siphonaria japonica. Marine Biology. 164 (6), 1-10 (2017).
  10. Mak, K. K. -Y., Chan, K. Y. K. Interactive effects of temperature and salinity on early life stages of the sea urchin Heliocidaris crassispina. Marine Biology. 165 (3), 1-11 (2018).
  11. Strathmann, R. R. Culturing larva of marine invertebrates. Developmental Biology of the Sea Urchin and Other Marine Invertebrates. , Humana Press. Totowa, NJ. 1-25 (2014).
  12. Stillman, J. H., Somero, G. N. A comparative analysis of the upper thermal tolerance limits of Eastern Pacific porcelain crabs, Genus Petrolisthes: Influences of latitude, vertical Zonation, acclimation, and phylogeny. Physiological and Biochemical Zoology. 73 (2), 200-208 (2000).
  13. Sasaki, M. C., Dam, H. G. Integrating patterns of thermal tolerance and phenotypic plasticity with population genetics to improve understanding of vulnerability to warming in a widespread copepod. Global Change Biology. 25 (12), 4147-4164 (2019).
  14. Sasaki, M. C., Dam, H. G. Genetic differentiation underlies seasonal variation in thermal tolerance, body size, and plasticity in a short-lived copepod. Ecology and Evolution. 10 (21), 12200-12210 (2020).
  15. Kelly, M. W., Sanford, E., Grosberg, R. K. Limited potential for adaptation to climate change in a broadly distributed marine crustacean. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 279 (1727), 349-356 (2012).
  16. Rivera, H. E., Chen, C. -Y., Gibson, M. C., Tarrant, A. M. Plasticity in parental effects confers rapid larval thermal tolerance in the estuarine anemone Nematostella vectensis. Journal of Experimental Biology. 224 (5), 236745(2021).
  17. Sewell, M. A., Young, C. M. Temperature limits to fertilization and early development in the tropical sea urchin Echinometra lucunter. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 236 (2), 291-305 (1999).
  18. Walther, K., Crickenberger, S. E., Marchant, S., Marko, P. B., Moran, A. L. Thermal tolerance of larvae of Pollicipes elegans, a marine species with an antitropical distribution. Marine Biology. 160 (10), 2723-2732 (2013).
  19. Byrne, M., Gall, M. L., Campbell, H., Lamare, M. D., Holmes, S. P. Staying in place and moving in space: contrasting larval thermal sensitivity explains distributional changes of sympatric sea urchin species to habitat warming. Global Change Biology. 28 (9), 3040-3053 (2022).
  20. Zippay, M. L., Hofmann, G. E. Physiological tolerances across latitudes: thermal sensitivity of larval marine snails (Nucella spp). Marine Biology. 157 (4), 707-714 (2010).
  21. Collin, R., Rebolledo, A. P., Smith, E., Chan, K. Y. K. Thermal tolerance of early development predicts the realized thermal niche in marine ectotherms. Functional Ecology. 35 (8), 1679-1692 (2021).
  22. R Core Team. R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing. , Vienna, Austria. https://www.R-project.org/ (2021).
  23. Venables, W. N., Ripley, B. D. Modern Applied Statistics with S-PLUS. Fourth edn. , Springer. (2002).
  24. Fumo, J. T., et al. Contextualizing marine heatwaves in the southern California bight under anthropogenic climate change. Journal of Geophysical Research: Oceans. 125 (5), (2020).
  25. Wheeler, M. W., Park, R. M., Bailer, A. J. Comparing median lethal concentration values using confidence interval overlap or ratio tests. Environmental Toxicology and Chemistry: An International Journal. 25 (5), 1441-1444 (2006).
  26. Kingsolver, J. G., MacLean, H. J., Goddin, S. B., Augustine, K. E. Plasticity of upper thermal limits to acute and chronic temperature variation in Manduca sexta larvae. Journal of Experimental Biology. 219 (9), 1290-1294 (2016).
  27. Kuo, E. S. L., Sanford, E. Geographic variation in the upper thermal limits of an intertidal snail: implications for climate envelope models. Marine Ecology Progress Series. 388, 137-146 (2009).
  28. Hammond, L. M., Hofmann, G. E. Thermal tolerance of Strongylocentrotus purpuratus early life history stages: mortality, stress-induced gene expression and biogeographic patterns. Marine biology. 157 (12), 2677-2687 (2010).
  29. Sasaki, M., Dam, H. G. Global patterns in copepod thermal tolerance. Journal of Plankton Research. 43 (4), 598-609 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Blok grzewczy do zooplanktonugradient temperaturyorganizmy planktonicznetemperatura krytycznaprob wki do mikrowir wkimikroskop stereoskopowyregresja logistycznalarwy je owc w piaszczystychefekty aklimatyzacji

Powiązane artykuły