To badanie demonstruje powtarzalną technikę heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u szczurów, którą początkujący mogą nauczyć się i wykonywać. Dodatkowo, nowy model niedomykalności zastawki aortalnej u szczurów jest generowany poprzez wykonanie heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej i uszkodzenie zastawki aortalnej dawcy za pomocą prowadnika po pobraniu.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Zmodyfikowany heterotopowy przeszczep serca w jamie brzusznej i nowy model niedomykalności zastawki aortalnej u szczurów
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
W ciągu ostatnich 50 lat, wielu badaczy donosiło o heterotopowych przeszczepach serca w jamie brzusznej u myszy i szczurów, z pewnymi różnicami w technice chirurgicznej. Modyfikacja procedury przeszczepu w celu wzmocnienia ochrony mięśnia sercowego może wydłużyć czas niedokrwienia przy jednoczesnym zachowaniu funkcji serca dawcy. Kluczowe punkty tej techniki są następujące: przecięcie aorty brzusznej dawcy przed pobraniem w celu rozładowania serca dawcy; perfuzja tętnic wieńcowych dawcy zimnym roztworem kardioplegicznym; oraz miejscowe chłodzenie serca dawcy podczas zabiegu zespolenia. W związku z tym, ponieważ procedura ta wydłuża akceptowalny czas niedokrwienia, początkujący mogą ją łatwo wykonać i osiągnąć wysoki wskaźnik sukcesu.
Ponadto, nowy model niedomykalności aorty (AR) został opracowany w tej pracy przy użyciu techniki innej niż istniejąca, która jest tworzona przez wprowadzenie cewnika z prawej tętnicy szyjnej i nakłucie natywnej zastawki aortalnej pod ciągłą kontrolą echokardiograficzną. Heterotopowy przeszczep serca w jamie brzusznej przeprowadzono przy użyciu nowatorskiego modelu AR. W protokole, po pobraniu serca dawcy, do tętnicy ramienno-głowowej dawcy wprowadza się sztywny prowadnik i przesuwa się w kierunku korzenia aorty. Zastawka aortalna jest nakłuwana przez popychanie drutu prowadzącego dalej nawet po wyczuciu oporu, wywołując w ten sposób AR. Tą metodą łatwiej jest uszkodzić zastawkę aortalną niż metodą opisaną w konwencjonalnym modelu AR. Dodatkowo ten nowatorski model AR nie przyczynia się do krążenia odbiorcy; w związku z tym oczekuje się, że ta metoda pozwoli uzyskać bardziej dotkliwy model AR niż konwencjonalna procedura.
Wprowadzenie
Heterotopowy przeszczep serca w jamie brzusznej u szczurów został po raz pierwszy opisany w 1964 roku przez Abbott et al.1i był używany do badania ostrego i przewlekłego odrzucenia przeszczepu allogenicznego, waskulopatii alloprzeszczepu serca, uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego i przebudowy serca2,3,4,5,6,7,8,9,10,11. W ciągu ostatnich 50 lat procedura została dodana do pewnych modyfikacji. Podstawy obecnej procedury są następujące. Aorta wstępująca i tętnica płucna (PA) dawcy są zespolone z boku do boku odpowiednio z aortą brzuszną biorcy i żyłą główną dolną. Chociaż lewy przedsionek i komora dawcy nie otrzymują żadnego przepływu wewnątrzjamowego, krew przepływa do układu wieńcowego dawcy; W związku z tym serce dawcy zaczyna ponownie bić po odciśnięciu.
Niektórzy eksperci z doświadczeniem w setkach lub tysiącach operacji odnotowali wysoki wskaźnik sukcesu z krótkim czasem niedokrwienia dla heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej2,3,4,5; jednak początkującym trudno jest osiągnąć krótki czas niedokrwienia od samego początku. Wystarczająca kardioprotekcja jest ważnym czynnikiem umożliwiającym uzyskanie dobrego skurczu serca dawcy. Niewystarczająca ochrona mięśnia sercowego może usztywnić serce dawcy. W związku z tym zmodyfikowaliśmy procedurę przeszczepu, aby wzmocnić ochronę serca dawcy. Jednym z celów tego badania jest zademonstrowanie powtarzalnej procedury heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej, którą początkujący mogą łatwo wykonać, ponieważ wydłuża ona akceptowalny czas niedokrwienia.
Dodatkowo, niektórzy badacze opisali model niedomykalności aorty (AR) u szczurów, który został wykorzystany do zbadania wpływu czynników na przebudowę lewej komory (LV)12,13,14,15. Konwencjonalna procedura obejmuje następujące czynności: (1) wykonuje się prawe boczne nacięcie szyi w celu odsłonięcia prawej tętnicy szyjnej po znieczuleniu; (2) cewnik jest kaniulowany z tego naczynia i przesuwany w kierunku korzenia aorty; oraz (3) AR jest indukowany przez nakłucie natywnej zastawki aortalnej pod ciągłą kontrolą echokardiograficzną.
Jednak przebicie zastawki aortalnej podczas trzymania sondy echokardiograficznej i uzyskanie dobrego widoku aorty wstępującej, zastawki aortalnej i cewnika za pomocą echokardiogramu jest wyzwaniem. Ponadto niewydolność serca po ostrej AR jest kolejnym powikłaniem. Dlatego w niniejszej pracy ustalono nowatorski model AR, który można łatwo stworzyć i nie przyczynia się do krążenia odbiorcy, aby sprostać tym wyzwaniom. Innym celem tego badania jest stworzenie modelu AR poprzez zastosowanie heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej i uszkodzenie zastawki aortalnej dawcy za pomocą prowadnika po pobraniu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z "Zarysem Ustawy o dobrostanie i zarządzaniu zwierzętami" oraz "Standardami dotyczącymi opieki, utrzymania i zmniejszania bólu zwierząt laboratoryjnych" przez Ministerstwo Środowiska, Rząd Japonii oraz "Wytycznymi dotyczącymi prawidłowego prowadzenia eksperymentów na zwierzętach" przez Radę Naukową Japonii16, 17,18. Protokoły dotyczące zwierząt zostały zweryfikowane i zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Tokijskiego (M-P19-065).
1. Heterotopowy przeszczep serca w jamie brzusznej u szczurów
UWAGA: Heterotopowe przeszczepy serca w jamie brzusznej przeprowadzono u samców szczurów Jcl:Wistar w wieku 7-9 tygodni. Do wykonania zabiegu użyto mikroskopu o powiększeniu od 6,7x do 45x. Narzędzia chirurgiczne zostały przelane w autoklawie w celu sterylizacji.
- Zbiór serc dawców
- Znieczulić szczura dawcę poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie medetomidyny (0,15 mg/kg), midazolamu (2,0 mg/kg) i butorfanolu (2,5 mg/kg).
- Umieść szczura w pozycji leżącej na poduszce grzewczej nad tablicą operacyjną i przymocuj kończyny za pomocą elastycznych opasek. Usuń jak najwięcej sierści za pomocą golarki elektrycznej i kremu do depilacji. Następnie trzykrotnie wyczyść obszar operacyjny jodem i 70% szorowaniem nasączonym alkoholem w celu dezynfekcji.
- Wykonaj małe nacięcie o długości około 1 cm nożyczkami, a następnie podaj heparynę do brzucha (100 j.).
- Przedłuż nacięcie brzuszne podłużnie od góry zewnętrznego ujścia cewki moczowej do wyrostka podmieczykowatego nożyczkami.
- Odsłoń aortę brzuszną wysterylizowanymi wacikami i przeciąć nożyczkami, aby rozładować serce dawcy.
- Naciąć przeponę wzdłuż przedniej ściany klatki piersiowej i otworzyć ścianę klatki piersiowej za pomocą nożyczek w kształcie litery V. Podnieś przednią ścianę klatki piersiowej obok głowy i przymocuj ją szpilkami.
- Zainicjuj miejscowe chłodzenie serca za pomocą rozsypanego lodu.
- Zaklej żyłę główną dolną szwem jedwabnym 5-0.
- Usuń grasicę nożyczkami, a następnie zidentyfikuj aortę wstępującą i PA wychodzącą z serca. Aorta wstępująca i PA znajdują się odpowiednio po prawej i lewej stronie.
- Przeciąć tętnicę ramienno-głowową wychodzącą z łuku aorty nożyczkami Pottsa w celu dodatkowego wykrwawienia.
- Wprowadzić igłę 23 G do żyły głównej dolnej i podać 2-3 ml zmodyfikowanego na zimno roztworu kardioplegicznego Krebsa-Henseleita. Po podaniu serce stopniowo przestaje bić. Jednocześnie upewnij się, że krew w sercu jest odprowadzana w jak największym stopniu.
- Podwiązaj żyłę główną dolną jedwabiem 5-0 i podziel ją dystalnie do ligatury za pomocą nożyczek Pottsa.
- Po wycięciu nożyczkami tkanki łącznej między prawym płucem a przełykiem, podwiąż wnękę prawego płuca jedwabiem 5-0 i podziel ją dystalnie do ligatury nożyczkami.
- Podwiązać prawą żyłę główną górną jedwabiem 5-0 i podzielić ją dystalnie do ligatury nożyczkami Pottsa.
- Włóż jedno ostrze nożyczek Potts do zatoki poprzecznej i podziel aortę wstępującą i PA en bloc tak dystalnie, jak to możliwe.
- Podwiązać lewą żyłę główną górną za pomocą jedwabnego szwu 5-0 i podzielić ją dystalnie do ligatury i proksymalnie do żyły azygotycznej za pomocą nożyczek Pottsa.
- Po wypreparowaniu nożyczkami tkanki łącznej między lewym płucem a przełykiem, podwiąż wnękę lewego płuca jedwabnym szwem 5-0 i podziel ją dystalnie do ligatury nożyczkami.
- Podwiązać podstawę serca jedwabnym szwem 5-0 i podzielić go dystalnie do ligatury nożyczkami. Jedwab ten służy do cofania serca dawcy podczas zespolenia serca dawcy. W tym czasie usuń serce dawcy z jamy osierdziowej.
- Po umieszczeniu serca dawcy na płytce wypełnionej rozsypanym lodem i zimną solą fizjologiczną, należy wyciąć tkankę łączną między aortą wstępującą a PA za pomocą mikropęsety.
- Ukrwić 2-3 ml zmodyfikowanego na zimno roztworu kardioplegicznego Krebsa-Henseleita z aorty wstępującej do tętnic wieńcowych, zaciskając ujście aorty wstępującej pęsetą, aż czerwony kolor tętnic wieńcowych zmniejszy się.
- Przechowuj serce dawcy w zmodyfikowanym na zimno roztworze kardioplegicznym Krebsa-Henseleita.
- Przygotowanie odbiorcy
UWAGA: Przed pobraniem serca dawcy należy dokończyć przygotowania biorcy.- Znieczulić szczura biorcę poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie medetomidyny (0,15 mg/kg), midazolamu (2,0 mg/kg) i butorfanolu (2,5 mg/kg). Po intubacji dotchawiczej przy użyciu cewnika dożylnego 16 G należy utrzymać znieczulenie poprzez inhalację sewofluranu (indukcja w dawce 5,0% i utrzymanie w dawce 2,5% przy natężeniu przepływuO2 0,3 l/min).
- Umieść szczura w pozycji leżącej na poduszce grzewczej położonej nad deską operacyjną i przymocuj kończyny za pomocą elastycznych opasek. Usuń jak najwięcej sierści za pomocą golarki elektrycznej i kremu do depilacji. Dodatkowo trzykrotnie oczyść miejsce operacji jodem i 70% alkoholem w celu dezynfekcji.
- Za pomocą nożyczek wykonaj nacięcie brzucha w linii środkowej około 6-7 cm powyżej zewnętrznego ujścia cewki moczowej do wyrostka mieczykowatego.
- Cofnij jelito cienkie w kierunku prawej górnej strony biorcy za pomocą wysterylizowanych wacików bawełnianych i owiń je gazą nasączoną ciepłą normalną solą fizjologiczną.
- Wypreparuj nożyczkami tkankę łączną między jelitem cienkim a okrężnicą.
- Wytnij jałowy obszar okrężnicy nożyczkami i zaklej taśmą dwa kawałki gazy przypominające paski, aby cofnąć okrężnicę w lewo.
- Odsłoń aortę brzuszną i żyłę główną dolną za pomocą wysterylizowanych wacików. Podwiązywać stosunkowo duże gałęzie obu naczyń nylonem 9-0 i dzielić.
- Heterotopowy przeszczep serca
- Heparynę należy podać do brzucha biorcy (100 j.) przed rozpoczęciem przeszczepu serca dawcy.
- Zacisnąć aortę brzuszną i żyłę główną dolną en bloc za pomocą kleszczy zaciskowych do gryzienia bocznego.
- Nakłuć aortę brzuszną igłą 23 G zgiętą pod kątem 90° i przedłużyć otwór wzdłużnie nożyczkami Pottsa co najmniej do średnicy aorty wstępującej dawcy. Następnie przepłukać światło heparynizowaną solą fizjologiczną (10 U/ml) w celu usunięcia skrzepów.
- Umieść wysterylizowaną małą płytkę po prawej stronie aorty brzusznej biorcy i żyły głównej dolnej. Umieść serce dawcy na talerzu wypełnionym rozsypanym lodem i zimną solą fizjologiczną, którą należy uzupełniać co 5 minut.
- Przywiąż aortę wstępującą dawcy do aorty brzusznej biorcy za pomocą dwóch nylonowych szwów podtrzymujących 9-0 w pozycjach godziny 12 i 6.
- Obrócić płytę operacyjną zgodnie z ruchem wskazówek zegara o 90°.
- Zespolenie lewej strony aorty brzusznej biorcy i aorty wstępującej dawcy za pomocą biegnącego nylonowego szwu 9-0 od kierunku ogonowego do czaszki i zawiązać nylonowym szwem podporowym 9-0 w pozycji godziny 12 (w sumie siedem do ośmiu szwów).
- Obróć płytę operacyjną w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara o 180°. Przenieś serce dawcy na lewo od aorty brzusznej biorcy i żyły głównej dolnej. Łatwo jest cofnąć serce dawcy w kierunku lewej strony za pomocą jedwabnego szwu 5-0, który był używany podczas podwiązywania podstawy serca dawcy (krok 1.1.18).
- Zespolenie prawej strony aorty brzusznej biorcy i aorty wstępującej dawcy za pomocą biegnącego nylonowego szwu 9-0 od czaszki do kierunku ogonowego i zawiązać nylonowym szwem podciągowym 9-0 w pozycji godziny 6 (w sumie siedem do ośmiu szwów).
- Nakłuć żyłę główną dolną za pomocą igły 23 G zgiętej pod kątem 90° dystalnie do zespolenia między aortą wstępującą dawcy a aortą brzuszną biorcy i przedłużyć otwór wzdłużnie nożyczkami Pottsa do średnicy większej niż średnica PA dawcy. Następnie przepłucz światło heparynizowaną solą fizjologiczną, aby wyeliminować skrzepy.
- Przywiąż PA dawcy do żyły głównej dolnej biorcy za pomocą nylonowego szwu rozciągowego 9-0 w pozycji godziny 6.
- Zespolenie lewej strony żyły głównej dolnej biorcy i PA dawcy za pomocą biegnącego nylonowego szwu 9-0 od kierunku ogonowego do czaszkowego (w sumie siedem do ośmiu szwów).
- Przywiąż PA dawcy do żyły głównej dolnej biorcy za pomocą nylonowego szwu podtrzymującego 9-0 w pozycji godziny 12. Dodatkowo przywiąż ten szew podporowy do nylonu 9-0 po lewej stronie zespolenia między PA dawcy a żyłą główną dolną biorcy.
- Zespolenie prawej strony żyły głównej dolnej biorcy i PA dawcy za pomocą biegnącego nylonowego szwu 9-0 od strony czaszki do ogona i zawiązać szwem o godzinie 6 (w sumie 10-12 szwów).
- Nałóż środki hemostatyczne na obie zespolenia i umieść wokół nich gazę.
- Po zwolnieniu kleszczyków zaciskowych do gryzienia bocznego należy delikatnie ścisnąć zespolenia wysterylizowanymi wacikami, aby ułatwić hemostazę. Następnie nałóż ciepłą normalną sól fizjologiczną na serce dawcy, aby zapewnić ciepło. Serce dawcy zaczyna migotać w ciągu kilkudziesięciu sekund i po kilku minutach wraca do rytmu zatokowego.
- Wróć jelito cienkie do brzucha biorcy za pomocą wysterylizowanych wacików. Należy zachować ostrożność, aby nie doszło do ucisku serca dawcy lub skręcenia jelita cienkiego.
- Zamknij ścianę brzucha za pomocą biegnącego jedwabnego szwu 4-0. Po podaniu atipamezolu (0,75 mg/kg) do jamy brzusznej, należy zamknąć skórę szokiem jedwabnym 4-0.
- Przerwij znieczulenie wziewne i wstrzyknij 1 ml 1% lidokainy pod nacięcie. Dodatkowo wstrzyknij podskórnie 2 ml ciepłej normalnej soli fizjologicznej, aby zrekompensować utratę krwi.
- Ogrzej szczura biorcę za pomocą lampy z diodami elektroluminescencyjnymi. Szczur biorca odzyskuje przytomność i może zostać ekstubowany po około 30-40 minutach od przerwania znieczulenia wziewnego.
2. Nowatorski model AR wykorzystujący heterotopowy przeszczep serca w jamie brzusznej u szczurów
UWAGA: Nowatorski model AR wykorzystujący heterotopowy przeszczep serca w jamie brzusznej został wygenerowany przy użyciu samców szczurów Jcl:Wistar w wieku 7-9 tygodni. Do wykonania zabiegu użyto mikroskopu o powiększeniu od 6,7x do 45x. Narzędzia chirurgiczne zostały przelane w autoklawie w celu sterylizacji.
- Zbiór serca dawcy
UWAGA: Zmodyfikowana szalka Petriego z otworem w środku, szczypcami i sztywnym prowadnikiem jest wymagana do stworzenia nowego modelu AR (Rysunek 1).- Jak opisano powyżej, należy pobrać serce dawcy przy użyciu procedury podobnej do normalnego przeszczepu u szczurów, z wyjątkiem etapów dotyczących aorty wstępującej i przecięcia PA (1.1.1-1.1.14, 1.1.16-1.1.17)
- Przed przecięciem aorty wstępującej i PA usuń tkankę tłuszczową z przodu obu naczyń za pomocą nożyczek Pottsa. Następnie wypreparuj tkankę łączną między obydwoma naczyniami za pomocą pęsety.
- Włóż jedno ostrze nożyczek Potts do zatoki poprzecznej. Pociągnij nożyczki Potts w kierunku operatora i włóż ostrze między aortę wstępującą a PA. Następnie przeciąć tylko PA (Rysunek 2A), a następnie przeciąć aortę dystalnie do tętnicy ramienno-głowowej za pomocą nożyczek Potts (Rysunek 2B).
- Po podwiązaniu podstawy serca za pomocą jedwabnego szwu 5-0 i podzieleniu go dystalnie do ligatury nożyczkami, należy wypreparować tkankę łączną między aortą wstępującą a PA i wykonać perfuzję zmodyfikowanego na zimno roztworu kardioplegicznego Krebsa-Henseleita do tętnic wieńcowych przy użyciu podobnej procedury do normalnego przeszczepu (kroki 1.1.18-1.1.20).
- Przymocuj serce dawcy szczypcami (Rysunek 2C). Następnie przykryj serce dawcy zmodyfikowaną szalką Petriego z otworem pośrodku i unieruchamij aortę wstępującą za pomocą klipsa naczyniowego.
- Włóż sztywny prowadnik do tętnicy ramienno-głowowej (Rysunek 2D). Popchnij drut doprowadzający dalej, nawet po osiągnięciu oporu, i przebij zastawkę aortalną, jeśli potwierdzona zostanie utrata rezystancji. Wykonaj wiele nakłuć, jeśli ma zostać utworzony poważny model AR.
- Przeciąć aortę proksymalnie do tętnicy ramienno-głowowej, aby usunąć część zaciśniętą za pomocą klipsa naczyniowego (Rysunek 2E). Następnie należy przechowywać serce dawcy w zmodyfikowanym na zimno roztworze kardioplegicznym Krebsa-Henseleita, stosując procedurę podobną do normalnego przeszczepu (krok 1.1.21).
- Przygotowanie odbiorcy
UWAGA: Przed pobraniem serca dawcy należy dokończyć przygotowania biorcy.- Jak opisano powyżej, procedura przygotowania biorcy jest podobna do procedury normalnego przeszczepu (kroki 1.2.1-1.2.7).
- Heterotopowy przeszczep serca
- Jak opisano powyżej, procedura przeszczepienia serca przez dawcę jest podobna do normalnego przeszczepu (kroki 1.3.1-1.3.20).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W odniesieniu do modelu prawidłowego, po zdjęciu zacisków skutecznie uzyskano dobrą kurczliwość LV. Czas niedokrwienia przeszczepionego serca oraz czas znieczulenia biorcy wynosiły odpowiednio około 60 min i 130 min (Tabela 1).
W nowym modelu AR po zdjęciu zacisków uzyskano również dobrą kurczliwość LV. Czas niedokrwienia przeszczepionego serca oraz czas znieczulenia biorcy w modelu AR były odpowiednio o około 5 min i 10 min dłuższe niż w modelu normalnym (Tabela 2
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Odkryto kluczowe kroki, które zapobiegają sztywnieniu serca dawcy podczas implantacji. Po pierwsze, konieczne jest przecięcie aorty brzusznej dawcy przed pobraniem, aby uwolnić serce dawcy 4,7. Jeśli zabieg chirurgiczny dawcy jest wykonywany bez intubacji dotchawiczej, oddychanie ustaje po torakotomii, co utrudnia krążenie płucne dawcy. W konsekwencji serce dawcy staje się przeciążone, co uniemożliwia dobry skurcz serca dawcy po odciśnięciu. Po drugie, kluczowe z...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.
Podziękowania
Chcielibyśmy podziękować Editage (www.editage.com) za edycję w języku angielskim.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Antisedan (atipamezol) | Nippon Zenyaku Kogyo Co., Ltd. | ||
| Domitor (medetomidyna) | Nippon Zenyaku Kogyo Co., Ltd. | ||
| Dormicum (midazolam) | Maruishi Pharmaceutical Co., Ltd. | ||
| heparyna | AY Pharmaceuticals Co., Ltd. | ||
| Jcl:Szczury Wistar | CLEA Japan, Inc. | ||
| mikroskop | Orinpas Co., Ltd. | SZ61 | |
| zmodyfikowany roztwór kardiofilegiczny Krebsa-Henseleita | Merck KGaA | ||
| sewofluran | FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation | ||
| SURGICEL FIBRILLAR | Johnson & Johnson K.K. | ||
| Vetorphale (butorfanol) | Meiji Animal Health Co., Ltd. |
Bibliografia
- Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O. Jr, Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
- Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. Journal of Investigative Surgery. 26 (4), 223-228 (2013).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).
- Hasegawa, T., et al. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
- Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A modified method for heterotopic mouse heart transplantation. Journal of Visualized Experiments. (88), e51423(2014).
- Weigle, C. A., et al. An immunological model for heterotopic heart and cardiac muscle cell transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e60956(2020).
- Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (6), e238(2007).
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine heterotopic heart transplant technique. Journal of Visualized Experiments. (89), e51511(2014).
- Munakata, H., et al. Aortic conduit valve model with controlled moderate aortic regurgitation in rats: A technical modification to improve short- and long-term outcome and to increase the functional results. Circulation Journal. 77 (9), 2295-2302 (2013).
- Eskesen, K., et al. Sildenafil treatment attenuates ventricular remodeling in an experimental model of aortic regurgitation. Springerplus. 4, 592(2015).
- Plante, E., et al. Effectiveness of beta-blockade in experimental chronic aortic regurgitation. Circulation. 110 (11), 1477-1483 (2004).
- Plante, E., et al. Left ventricular response to sustained volume overload from chronic aortic valve regurgitation in rats. Journal of Cardiac Failure. 9 (2), 128-140 (2003).
- An Outline of the Act on Welfare and Management of Animals. Ministry of the Environment, Government of Japan. , Available from: https://www.care.nagoya-u.ac.jp/statute/public/02OutlineAct.pdf (2007).
- Standards Relating to the Care and Keeping and Reducing Pain of Laboratory Animals. Ministry of the Environment, Government of Japan. , Available from: https://www.env.go.jp/nature/dobutsu/aigo/2_data/laws/nt_h25_84_en.pdf (2013).
- Guidelines for Proper Conduct of Animal Experiment. Science Council of Japan. , Available from: https://www.scj.go.jp/ja/info/kohyo/pdf/kohyo-20-k16-23.pdf (2006).
- Shimada, S., et al. Distention of the immature left ventricle triggers development of endocardial fibroelastosis: An animal model of endocardial fibroelastosis introducing morphopathological features of evolving fetal hypoplastic left heart syndrome. Biomed Research International. 2015, 462469(2015).
- Shimada, S., et al. Development of a vascularized heterotopic neonatal rat heart transplantation model. European Surgical Research. 57 (3-4), 240-251 (2016).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
