Artykuł metodologiczny

Identyfikacja genów zaangażowanych w rozwój aparatów szparkowych poprzez ocenę fenotypu naskórka

DOI:

10.3791/64899

⸱

20 stycznia 2023

 ,  , 
1Department of Biology, Concordia University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł opisuje dwie metody fenotypowania bez użycia peelingów naskórka do scharakteryzowania genów kontrolujących rozwój aparatów szparkowych. Pierwsza metoda pokazuje, jak analizować fenotyp aparatów szparkowych przy użyciu naskórka roślinnego barwionego błękitem O-toluidyny. Druga metoda opisuje, w jaki sposób identyfikować ligandy szparkowe i monitorować ich aktywność biologiczną.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aparaty szparkowe to małe pory na powierzchni roślin lądowych, które biorą udział w wymianie gazowej i uwalnianiu pary wodnej, a ich funkcja jest kluczowa dla produktywności i przetrwania roślin. W związku z tym zrozumienie mechanizmów, za pomocą których rozwijają się aparaty szparkowe i tworzą wzór, ma ogromną wartość agronomiczną. W artykule opisano dwie metody fenotypowe z wykorzystaniem liścieni Arabidopsis, które można wykorzystać do scharakteryzowania genów kontrolujących rozwój i wzorce aparatów szparkowych. W pierwszej kolejności przedstawiono procedury analizy fenotypów aparatów szparkowych przy użyciu liścieni barwionych błękitem toluidyny O. Metoda ta jest szybka i niezawodna oraz nie wymaga stosowania peelingów naskórkowych, które są szeroko stosowane do analiz fenotypowych, ale wymagają specjalistycznego przeszkolenia. Ze względu na obecność wielu reszt cysteiny, identyfikacja i wytwarzanie bioaktywnych peptydów EPF, które odgrywają rolę w rozwoju aparatów szparkowych, było wyzwaniem. W związku z tym przedstawiono drugą procedurę stosowaną do identyfikacji ligandów szparkowych i monitorowania ich aktywności biologicznej za pomocą testów biologicznych. Główną zaletą tej metody jest to, że stosunkowo łatwo daje powtarzalne dane, jednocześnie zmniejszając ilość roztworu peptydowego i czas potrzebny do scharakteryzowania roli peptydów w kontrolowaniu wzorca i rozwoju aparatów szparkowych. Ogólnie rzecz biorąc, te dobrze zaprojektowane protokoły zwiększają efektywność badania potencjalnych regulatorów szparkowych, w tym peptydów wydzielniczych bogatych w cysteinę, które wymagają bardzo złożonych struktur do swojej aktywności.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prawidłowe tworzenie wzorów i różnicowanie aparatów szparkowych roślin jest kluczowe dla ich funkcji w dwóch podstawowych procesach biologicznych, fotosyntezie i transpiracji, i jest egzekwowane przez szlaki sygnałowe peptydów EPF. U rzodkiewnika trzy wydzielane peptydy bogate w cysteinę, EPF1, EPF2 i STOMAGEN/EPFL9, kontrolują różne aspekty rozwoju aparatów szparkowych i są odbierane przez składniki receptorów na powierzchni komórki, w tym kinazy receptorowe z rodziny ERECTA (ER, ERL1 i ERL2), SERK i TMM1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. To rozpoznanie prowadzi następnie do obniżenia poziomu czynników transkrypcyjnych, które promują różnicowanie aparatów szparkowych przez proces zależny od MAPK11. Odkrycie tych podstawowych genów aparatów szparkowych osiąga się przede wszystkim dzięki fenotypowym badaniom przesiewowym mutantów wykazujących defekty naskórka. W artykule przedstawiono stosunkowo proste i skuteczne metody fenotypowania do wizualizacji aparatów szparkowych i innych komórek naskórka, które są niezbędne do identyfikacji i scharakteryzowania potencjalnych genów kontrolujących wzorzec i różnicowanie aparatów szparkowych.

Obserwacja szczegółów naskórka roślinnego zazwyczaj odbywa się za pomocą peelingów naskórka z lub bez barwienia barwnikiem, takim jak błękit toluidynowy O (TBO) lub safranina12,13,14. Jednak głównym wyzwaniem tych metod jest to, że wymagają specjalistycznego szkolenia, aby obrać naskórek liścia bez rozdzierania tkanek oraz uważnie obserwować i analizować dane dotyczące wzorów, unikając jednocześnie obrazów wykonanych z różnych części liścia. Zabiegi chemiczne mające na celu oczyszczenie próbek tkanek za pomocą odczynników, takich jak roztwory czyszczące na bazie hydratu chloralu, są również szeroko stosowane w przypadku różnych materiałów biologicznych8,15; Zabiegi te generują wiele informacji fenotypowych, dostarczając wysokiej jakości obrazów, ale wymagają również użycia niebezpiecznych chemikaliów (np. formaldehydu, hydratu chloralu). W artykule przedstawiono po raz pierwszy stosunkowo łatwą i wygodną metodę fenotypowania, która daje obrazy wystarczające do analizy ilościowej, ale nie wymaga użycia niebezpiecznych substancji chemicznych i skórek liści naskórka do przygotowania próbki. Naskórek liścienia barwiony TBO jest również idealny do badania rozwoju aparatów szparkowych, ponieważ brak trichomów i mniejszy gradient rozwojowy w liścieniach pozwalają na prostą i łatwą interpretację fenotypów naskórka.

Szparkowe peptydy EPF należą do grupy specyficznych dla roślin, bogatych w cysteinę peptydów, które mają stosunkowo duże dojrzałe rozmiary i wewnątrzcząsteczkowe wiązania dwusiarczkowe między konserwatywnymi resztami cysteiny. Prawidłowe fałdowanie konformacyjne ma kluczowe znaczenie dla ich funkcji biologicznej, ale peptydy bogate w cysteinę, które są wytwarzane w wyniku syntezy chemicznej lub heterologicznego systemu rekombinacji, mogą być nieaktywne i są mieszaniną zarówno prawidłowo złożonych, jak i rozłożonych peptydów3,7,16. W związku z tym badania przesiewowe bioaktywnych peptydów, które odgrywają rolę w kontrolowaniu rozwoju aparatów szparkowych, były bardzo trudnym zadaniem. Manuskrypt ten dodatkowo opisuje test biologiczny w celu lepszej identyfikacji i charakterystyki bioaktywnych peptydów szparkowych. W tej metodzie sadzonki Arabidopsis są hodowane na wielodołkowej płytce zawierającej pożywkę z potencjalnymi peptydami i bez nich przez 6-7 dni. Następnie naskórek liścienia jest obrazowany za pomocą mikroskopu konfokalnego. Ogólnie rzecz biorąc, aby wyraźnie zobrazować aktywność biologiczną potencjalnych peptydów w rozwoju aparatów szparkowych, genotypy, które wytwarzają więcej i/lub mniej komórek linii szparkowej, takie jak mutant epf2, który wytwarza więcej komórek naskórka, oraz linia STOMAGEN-ami, która nadaje zmniejszoną gęstość komórek naskórka2,4,5, są używane jako dodatek do Arabidopsis typu dzikiego kontroli (Col-0) dla testów biologicznych.

Ogólnie rzecz biorąc, dwa przedstawione tutaj protokoły mogą być używane do szybkiej i efektywnej oceny różnych fenotypów naskórka oraz do badania przesiewowego małych peptydów i hormonów, które odgrywają rolę w kontrolowaniu i rozwoju aparatów szparkowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Barwienie liścieni Arabidopsis za pomocą TBO

  1. Sterylizacja nasion i warunki wzrostu
    1. Wysterylizuj ~30 nasion Arabidopsis na genotyp w probówce do mikrowirówki, dodając 1 ml roztworu do sterylizacji nasion (33% komercyjnego wybielacza, 0,1% Triton X-100) i delikatnie kołysz przez 10-12 minut w temperaturze pokojowej (RT).
      UWAGA: Wysterylizuj ~30 nasion akcesji Arabidopsis typu dzikiego Columbia (Col-0) i/lub ~60 nasion roślin transgenicznych zawierających chemicznie indukowany gen (np. Est::EPF27), aby użyć transgenicznych sadzonek wyhodowanych na 1/2 płytkach Murashige i Skoog (MS) (2,16 g/L zawierających 0,8% agaru [w/v]) bez induktora (np. β-estradiolu) jako kontroli (Rysunek 1 i Rysunek 2).
    2. Usuń roztwór sterylizacyjny, umyj nasiona czterokrotnie 1 ml sterylnej wody w okapie z przepływem laminarnym i zawieś je ponownie w ~200 μl sterylnego 0,1% agaru.
    3. Wysiewaj ~30 nasion na genotyp na płytkach agarowych 1/2 MS lub płytkach agarowych 1/2 MS zawierających induktor (np. 10 μM β-estradiolu) w celu chemicznej indukcji transgenu (np. Est::EPF27) za pomocą pipety i uszczelnij taśmą mikroporową.
      UWAGA: Nasiona muszą być równomiernie rozłożone na talerzu, aby uniknąć umieszczania ich w bliskiej odległości, ponieważ uniemożliwi to równomierny wzrost sadzonek.
    4. Rozwarstwić nasiona, umieszczając płytki w temperaturze 4 °C bez światła przez 3-5 dni, aby zsynchronizować kiełkowanie.
    5. Po stratyfikacji inkubować płytki w komorze wzrostowej w temperaturze 22 °C pod światłem 120 μmol·m−2·s−1 z fotoperiodem 16 godzin światła i 8 godzin ciemności przez 10 dni.
  2. Pobieranie próbek i barwienie TBO liścieni Arabidopsis
    1. Po 10 dniach od wykiełkowania ostrożnie wybierz i wytnij jeden z liścieni z poszczególnych siewek, które rosną równomiernie z innymi sadzonkami na talerzu, aby ograniczyć zmienność.
      UWAGA: Liścienie pobiera się z 10-dniowych siewek, ponieważ nie mają włosków i niedojrzałych komórek naskórka, co upraszcza interpretację fenotypów naskórka.
    2. Umieścić każdy liścienie w probówce do mikrowirówki zawierającej 1 ml roztworu utrwalającego (9:1 etanol do kwasu octowego) za pomocą kleszczy i pozostawić próbkę w roztworze utrwalającym na noc, co najmniej w temperaturze pokojowej.
      UWAGA: W takim stanie próbki mogą być przechowywane w tym stanie przez okres do kilku lat. Obraz Rysunek 2E został pobrany z próbki liścienia, która była przechowywana w roztworze utrwalającym przez ponad 3 lata. Ważne jest, aby trzymać liścienie w roztworze utrwalającym natychmiast po pokrojeniu i umieszczać nie więcej niż pięć liścieni w każdej probówce mikrowirówki w celu późniejszego przygotowania jednorodnej próbki.
    3. Usuń roztwór utrwalający i dodaj 1 ml 70% etanolu. Po kilkukrotnym odwróceniu probówki, probówkę z próbkami należy pozostawić w temperaturze RT na ~ 30 min.
    4. Powtórzyć krok 1.2.3, używając 1 ml 50% etanolu, a następnie 20% etanolu.
    5. Zastąp 1 ml 20% etanolu 1 ml wody destylowanej, a następnie pozostaw probówkę zawierającą próbki liścienia na ~30 minut po kilkukrotnym odwróceniu probówki.
      UWAGA: Próbki mogą pozostawać w wodzie destylowanej dłużej niż 24 godziny, ale nie jest to zalecane do uzyskiwania dobrej jakości obrazów (dobrze wybarwionych obrazów dla różnych typów komórek naskórka) do analizy ilościowej.
    6. Usuń całą wodę destylowaną z probówki. Następnie natychmiast dodać ~200 μl roztworu barwiącego TBO (0,5% TBO wH2O, przefiltrowany) przez ~2 min.
      UWAGA: Upewnij się, że każda próbka liścienia jest równomiernie wystawiona na działanie roztworu TBO, delikatnie przesuwając probówki podczas inkubacji. Aby zapobiec nadmiernemu barwieniu TBO (czas barwienia jest niezbędny i może być zmienny dla każdego genotypu), nie należy przetwarzać więcej niż sześciu probówek zawierających próbki na raz.
    7. Usuń roztwór barwiący TBO tak dokładnie, jak to możliwe, a następnie natychmiast umyj próbki kilka razy, dodając 1 ml świeżej wody destylowanej.
  3. Obrazowanie i analiza danych
    1. Weź szkiełko mikroskopowe i dodaj kroplę 15% glicerolu (~50 μL). Umieść liścienie stroną aosiową do góry w 15% glicerolu na szkiełku za pomocą cienkich kleszczyków. Następnie delikatnie przykryj go szkiełkiem nakrywkowym, aby wszelkie powstałe pęcherzyki powietrza można było usunąć z próbki.
    2. Zobrazuj abaksjalną stronę naskórka liścienia za pomocą mikroskopu jasnego pola (Rysunek 1 i Rysunek 2), a następnie zbadaj fenotyp naskórka, licząc liczbę aparatów szparkowych i innych typów komórek naskórka.
    3. Dla każdego genotypu oblicz fenotyp naskórka, korzystając z następujących wzorów opisanych przez Jangra et al.17:
      Wskaźnik szparkowy (%) = (liczba aparatów szparkowych/całkowita liczba komórek naskórka) × 100
      Gęstość aparatów szparkowych (mm−2) = Liczba aparatów szparkowych/Powierzchnia (mm2)
      UWAGA: Należy zobrazować co najmniej osiem liścieni (N = 8) dla każdego genotypu i udokumentować fenotyp naskórka każdego genotypu, porównując go z fenotypem rośliny typu dzikiego i/lub roślin transgenicznych wykazujących ekspresję chemicznie indukowanego transgenu uprawianego bez induktora.

2. Testy biologiczne dla peptydów szparkowych

UWAGA: Procedura testów biologicznych jest pokazana w Rysunek 3.

  1. Sterylizacja nasion i warunki wzrostu
    1. Wysterylizuj ~ 25 nasion do każdego zabiegu, jak powyżej, i wysiej około połowy nasion na każdą z dwóch płytek agarowych 1/2 MS w okapie z przepływem laminarnym.
      UWAGA: Użyj genotypu z wysokimi i/lub niskimi komórkami naskórka (np. epf22) zamiast używać tła typu dzikiego (np. Col-0), aby łatwo wykryć aktywność biologiczną peptydów na wzorcu i różnicowaniu komórek naskórka (Rysunek 4).
    2. Warstwować nasiona przez 3 dni w temperaturze 4 °C w ciemności.
    3. Wyjąć każdą z dwóch płytek w odstępach ~10 godzin i inkubować nasiona na płytkach w temperaturze 22 °C w świetle 120 μmol·m−2·s−1 z fotoperiodem 16 godzin światła i 8 godzin ciemności przez 1 dzień.
  2. Leczenie peptydowe i obrazowanie
    1. W okapie z przepływem laminarnym ostrożnie przesadź 10-12 jednodniowych sadzonek rzodkiewnika z każdej z dwóch przygotowanych płytek do 24-dołkowej płytki zawierającej 1,5 ml 1/2 MS płynnego podłoża w każdej studzience (~ 20 sadzonek na studzienkę).
      UWAGA: Czas leczenia sadzonek peptydami ma kluczowe znaczenie dla fenotypowych wyników leczenia peptydami, dlatego należy przygotować nasiona na dwóch oddzielnych płytkach, aby uzyskać dwa różne etapy rozwoju sadzonek do zabiegu.
    2. Dodaj sam bufor (50 mM Tris-HCl [pH 8,0]) lub dwa różne stężenia peptydu (zazwyczaj 1 μM i 2,5 μM peptydu w 50 mM Tris-HCl [pH 8,0]) do każdej studzienki zawierającej ~ 20 jednodniowych sadzonek Arabidopsis kiełkujących na 1/2 MS płytek agarowych.
      UWAGA: Wyjmij porcje roztworu peptydu z zamrażarki i przechowuj je w temperaturze pokojowej przez kilka minut przed zabiegiem. Peptydy przechowywane w zamrażarce w temperaturze -80 °C są stabilne przez kilka lat, ale należy unikać cykli zamrażania i rozmrażania, przechowując roztwór peptydu w małych porcjach.
    3. Po delikatnym wymieszaniu sadzonek z samym buforem lub roztworem peptydów za pomocą pipety, uszczelnij płytkę taśmą z mikroporami. Inkubować płytkę testową w warunkach długiego dnia (16 godzin fotoperiodu, 120 μmol·m−2·s−1 światła) przez 5-7 dni w temperaturze 22 °C.
      UWAGA: Nie pozwól, aby sadzonki rosły zbyt blisko siebie, aby każda sadzonka miała równomierną ekspozycję na roztwór peptydu. Delikatnie obracaj płytkę przez 2-3 godziny przed inkubacją płytki w komorze wzrostowej, aby zwiększyć napowietrzenie.
    4. Przenieś każdą sadzonkę ze studzienki zawierającej sam bufor lub peptyd na szkiełku przykrywającym i rozetnij liścienie sadzonki. Ułóż abaksjalną stronę liścienia za pomocą kleszczy i pokrój ją na małe kawałki.
    5. Weź kolejne czyste szkiełko mikroskopowe i umieść na nim kroplę roztworu jodku propidyny (~25 μL, 2 mg/ml w H2O).
    6. Umieść jeden z małych kawałków liścienia w kropli roztworu jodku propidyny za pomocą kleszczy i delikatnie umieść szkiełko nakrywkowe. Nałóż dodatkowy roztwór jodku propydyny na krawędź szkiełka nakrywkowego, aby usunąć wszelkie pęcherzyki powietrza, które się utworzyły.
    7. Zobrazuj stronę abaksjalną liścienia za pomocą mikroskopu konfokalnego i porównaj obrazy z obrazami z sadzonek wyhodowanych na pożywce 1/2 MS zawierającej tylko bufor.
      UWAGA: Obrazy przedstawione w Rysunek 4 zostały pobrane z wild-type Col-0 lub epf22,5 sadzonek, które zostały potraktowane tylko buforem (Rysunek 4A, B) lub dwiema partiami roztworu peptydu EPF2 (Rysunek 4C-F) i były przechowywane w temperaturze -80 °C przez 1 rok.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Różne transgeniczne rośliny i mutanty szparkowe, o których wiadomo, że mają mniejszą lub większą gęstość aparatów szparkowych i grupowanie (epf22,5, epf1 epf22,5, tmm12, linia wyciszona przez STOMAGEN4, oraz linie transgeniczne niosące indukowany estradiolem Est::EPF1 lub Est::EPF2 Nadekspresja construct<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawione tutaj dwie metody analizy fenotypowej służące do identyfikacji i charakterystyki genów kontrolujących wzorzec i różnicowanie aparatów szparkowych są wygodnymi i wiarygodnymi testami, ponieważ protokoły nie wymagają stosowania peelingów naskórka i specjalistycznego sprzętu (które są czasochłonne i wymagają specjalnego szkolenia w zakresie przygotowania próbki), ale dają wysokiej jakości obrazy do ilościowej analizy fenotypów naskórka.

Ograniczeniem tej techniki analizy fenotypowej...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Te badania zostały sfinansowane przez program Discovery Kanadyjskiej Rady ds. Zasobów Naturalnych i Inżynierii (NSERC) oraz Concordia University. K.B. jest wspierany przez National Overseas Scholarship z Indii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szkiełko nakrywkowe 18 mm x 18 mmVWR16004-326
24-dołkowe sterylne płytki z pokrywkąVWRCA62406-183
Taśma chirurgiczna 3M MicroporeFisher Scientific19-027-761Mikroporowata taśma chirurgiczna papierowa służąca do uszczelniania płytek MS
76 x 26 mm Szkiełko mikroskopoweTLGGEW90-2575-03
Kwas octowy, ≥ 99.8% Fisher ScientificA38-212
AgarBioShopAGR001.1
BleechWybielacz domowy (np. Clorox)
Mikroskop konfokalny Nikon Nikon C2 obsługiwany przez NIS-Elements 
EtanolGreenfieldP210EAAN
FIJIOpen-srouce(Fidżi to tylko) ImageJ v2.1/1.5.3jPobrane z https://imagej.net/software/fiji/
KleszczeSigma-AldrichF6521 
Mieszanka witamin GamborgCassson LabsGBL01-100MLPrzechowywać w temperaturze 4 stopni; C
GlycerolFisher ScientificG33-4
Komory wzrostuConviron,  model E1516h cykl świetlny, ustawiony na 21° C o natężeniu światła 120 &mikro; mol· m-2· s-1.
LampyHD Supply25272Świetlówki  lampy w komorach wzrostowych, Sylvania F72T12/CW/VHO 72"T12 VHO 4200K 
Probówka do mikrowirówekFisher Scientific14-222-155Probówki, w których umieszcza się nasiona Arabidopsis thaliana w celu przeprowadzenia sterylizacji
Mikroskop NikonNikon Eclipse TiE wyposażony w aparat cyfrowy DsRi2
Murashige i sole bazalne Skoog Cassson LabsMSP01-1LTSklep pod adresem 4 & deg; C
Szalka Petriego 100 mm x 20 mm Fisher Scientific08-757-11ZSzalki Petriego, do których wlewa się pożywkę MS w celu hodowli Arabidopsis thaliana
Jodek propidium VWR39139-064
SkalpelFisher Scientific08-916-5A
SacharozaBioShopSUC700.5
Błękit toluidynowy OSigma-AldrichT3260-5G
Tris podstawaSigma-AldrichT1503
Triton X-100Sigma-AldrichT8787-100ML
β-EstradiolSigma-AldrichE2758

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hara, K., Kajita, R., Torii, K. U., Bergmann, D. C., Kakimoto, T. The secretory peptide gene EPF1 enforces the stomatal one-cell-spacing rule. Genes & Development. 21 (14), 1720-1725 (2007).
  2. Hara, K., et al. Epidermal cell density is autoregulated via a secretory peptide, EPIDERMAL PATTERNING FACTOR 2 in Arabidopsis leaves. Plant & Cell Physiology. 50 (6), 1019-1031 (2009).
  3. Kondo, T., et al. Stomatal density is controlled by a mesophyll-derived signaling molecule. Plant & Cell Physiology. 51 (1), 1-8 (2010).
  4. Sugano, S. S., et al. Stomagen positively regulates stomatal density in Arabidopsis. Nature. 463 (7278), 241-244 (2010).
  5. Hunt, L., Gray, J. E. The signaling peptide EPF2 controls asymmetric cell divisions during stomatal development. Current Biology. 19 (10), 864-869 (2009).
  6. Hunt, L., Bailey, K. J., Gray, J. E. The signalling peptide EPFL9 is a positive regulator of stomatal development. New Phytologist. 186 (3), 609-614 (2010).
  7. Lee, J. S., et al. Direct interaction of ligand-receptor pairs specifying stomatal patterning. Genes & Development. 26 (2), 126-136 (2012).
  8. Shpak, E. D., McAbee, J. M., Pillitteri, L. J., Torii, K. U. Stomatal patterning and differentiation by synergistic interactions of receptor kinases. Science. 309 (5732), 290-293 (2005).
  9. Nadeau, J. A., Sack, F. D. Control of stomatal distribution on the Arabidopsis leaf surface. Science. 296 (5573), 1697-1700 (2002).
  10. Meng, X., et al. Differential function of Arabidopsis SERK family receptor-like kinases in stomatal patterning. Current Biology. 25 (18), 2361-2372 (2015).
  11. Lampard, G. R., Macalister, C. A., Bergmann, D. C. Arabidopsis stomatal initiation is controlled by MAPK-mediated regulation of the bHLH SPEECHLESS. Science. 322 (5904), 1113-1116 (2008).
  12. Yang, M., Sack, F. D. The too many mouths and four lips mutations affect stomatal production in Arabidopsis. The Plant Cell. 7 (12), 2227-2239 (1995).
  13. Theunissen, J. D. An improved method for studying grass leaf epidermis. Stain Technology. 64 (5), 239-242 (1989).
  14. Venkata, B. P., et al. crw1--A novel maize mutant highly susceptible to foliar damage by the western corn rootworm beetle. PLoS One. 8 (8), 71296(2013).
  15. Tucker, M. R., et al. Somatic small RNA pathways promote the mitotic events of megagametogenesis during female reproductive development in Arabidopsis. Development. 139 (8), 1399-1404 (2012).
  16. Ohki, S., Takeuchi, M., Mori, M. The NMR structure of stomagen reveals the basis of stomatal density regulation by plant peptide hormones. Nature Communications. 2, 512(2011).
  17. Jangra, R., et al. Duplicated antagonistic EPF peptides optimize grass stomatal initiation. Development. 148 (16), (2021).
  18. Zhao, C., Craig, J. C., Petzold, H. E., Dickerman, A. W., Beers, E. P. The xylem and phloem transcriptomes from secondary tissues of the Arabidopsis root-hypocotyl. Plant Physiology. 138 (2), 803-818 (2005).
  19. Uchida, N., et al. Regulation of inflorescence architecture by intertissue layer ligand-receptor communication between endodermis and phloem. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (16), 6337-6342 (2012).
  20. Tameshige, T., et al. A secreted peptide and its receptors shape the auxin response pattern and leaf margin morphogenesis. Current Biology. 26 (18), 2478-2485 (2016).
  21. Abrash, E. B., Davies, K. A., Bergmann, D. C. Generation of signaling specificity in Arabidopsis by spatially restricted buffering of ligand-receptor interactions. The Plant Cell. 23 (8), 2864-2879 (2011).
  22. Uchida, N., Tasaka, M. Regulation of plant vascular stem cells by endodermis-derived EPFL-family peptide hormones and phloem-expressed ERECTA-family receptor kinases. Journal of Experimental Botany. 64 (17), 5335-5343 (2013).
  23. Kosentka, P. Z., Overholt, A., Maradiaga, R., Mitoubsi, O., Shpak, E. D. EPFL Signals in the boundary region of the SAM restrict its size and promote leaf initiation. Plant Physiology. 179 (1), 265-279 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kotle ce Arabidopsisbarwienie b kitem toluidynyrozmieszczenie szparekmikroskopia konfokalnabioanaliza peptyd wpeptydy bogate w cysteinrozmieszczenie kom rek epidermyligandy szparkowe

Powiązane artykuły