Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Szczurzy model normomicznego heterotopowego przeszczepu serca z perfuzją ex-situ

2.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64954

⸱

21 kwietnia 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medical Science, Chonnam National University Graduate School, 2Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Chonnam National University Hospital and Medical School, 3Cardiovascular and Respiratory Research Team, Chonnam National University Hospital, 4Department of Internal Medicine, Chonnam National University Hospital and Medical School, 5Departments of Surgery, Chonnam National University Hospital and Medical School, 6Department of Pediatrics, Chonnam National University Children’s Hospital, and Medical School

* These authors contributed equally

W tym artykule

Informacja o sprostowaniu

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół oceny heterotopowo wszczepionego serca po normotermicznym zachowaniu ex situ w modelu szczurzym.

Streszczenie

Przeszczep serca jest najskuteczniejszą terapią w końcowym stadium niewydolności serca. Pomimo postępów w podejściach terapeutycznych i interwencjach, liczba pacjentów z niewydolnością serca oczekujących na przeszczep wciąż rośnie. Normotermiczna technika konserwacji ex situ została uznana za metodę porównywalną z konwencjonalną techniką statycznego przechowywania w chłodni. Główną zaletą tej techniki jest to, że serca dawców mogą być przechowywane do 12 godzin w stanie fizjologicznym. Co więcej, technika ta umożliwia resuscytację serc dawcy po śmierci krążeniowej i zastosowanie wymaganych interwencji farmakologicznych w celu poprawy funkcji dawcy po implantacji. Stworzono liczne modele zwierzęce w celu udoskonalenia normotermicznych technik konserwacji ex situ i wyeliminowania komplikacji związanych z konserwacją. Chociaż duże modele zwierząt są łatwe w obsłudze w porównaniu z małymi modelami zwierzęcymi, jest to kosztowne i trudne. Przedstawiamy szczurzy model normotermicznego zachowania serca dawcy ex situ, po którym następuje heterotopowy przeszczep jamy brzusznej. Model ten jest stosunkowo tani i może być zrealizowany przez jednego eksperymentatora.

Wprowadzenie

Transplantacja serca pozostaje jedyną realną metodą leczenia opornej na leczenie niewydolności serca1,2,3,4. Pomimo stałego wzrostu liczby pacjentów potrzebujących przeszczepu serca, nie zaobserwowano proporcjonalnego wzrostu dostępności narządów od dawców5. Aby rozwiązać ten problem, opracowano nowatorskie podejścia do konserwacji serc dawców, których celem jest poprawa wyzwań i zwiększenie dostępności dawców6,7,8,9.

Normothermic ex situ heart perfusion (NESHP) z wykorzystaniem urządzeń do opieki nad narządami (OCS) pojawiła się jako interwencja kliniczna1,3. Technika ta została uznana za odpowiednią alternatywę dla konwencjonalnej metody statycznego przechowywania w chłodni (SCS)2,9. NESHP skutecznie skraca czas trwania zimnego niedokrwienia, zmniejsza zapotrzebowanie metaboliczne oraz ułatwia optymalne zaopatrzenie w składniki odżywcze i dotlenienie podczas transportu narządów dawcy10,11. Pomimo niewątpliwego potencjału tej metody w zakresie poprawy konserwacji narządów od dawców, jej zastosowanie kliniczne i dalsze badania są ograniczone ze względu na wysokie koszty. W związku z tym przedkliniczne modele zwierzęce NESHP mają kluczowe znaczenie dla identyfikacji kluczowych wyzwań technicznych związanych z tą techniką12,13. Świnie i szczury są preferowanymi modelami zwierzęcymi do badań przedklinicznych ze względu na ich tolerancję niedokrwienną9. Chociaż model świni jest idealny do badań podstawowych i translacyjnych, jest ograniczony wysokimi kosztami i intensywną pracą wymaganą do pielęgnacji i konserwacji. W przeciwieństwie do tego, modele szczurów są tańsze i łatwiejsze w obsłudze14.

W tym badaniu wprowadzamy uproszczony szczurzy model NESHP, a następnie heterotopowy przeszczep serca, aby ocenić wpływ techniki konserwacji na stan przeszczepu po implantacji. Ten model jest prosty, opłacalny i może być wykonany przez jednego eksperymentatora. Rysunek 1 pokazuje schematy procedury.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Komisja etyczna Centrum Badań nad Zwierzętami Laboratoryjnymi Narodowego Szpitala Uniwersyteckiego w Chonnam (zatwierdzenie nr. CNU IACUC - H - 2022-36) zatwierdził wszystkie eksperymenty na zwierzętach. Samce szczurów Sprague-Dawley (350-450 g), wykorzystane w tym badaniu, otrzymały opiekę zgodnie z wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Szczury trzymano w pomieszczeniach o kontrolowanej temperaturze z 12-godzinnym cyklem światło-ciemność, ze standardowym jedzeniem i wodą.

1. Przygotowanie

UWAGA: Pojedynczy eksperymentator może przeprowadzić wszystkie procedury eksperymentalne.

  1. Zmontuj aparat Langendorffa, w tym oksygenator, pompę i linie perfuzyjne, przed zabiegiem (Rysunek 2). Napełnij obwód perfuzyjny 20 ml roztworu soli fizjologicznej i cyrkuluj go, aż zostanie zalany krwią autologiczną.
    UWAGA: Celem tego kroku jest ogrzanie obwodu pozaustrojowego.
  2. Podłączyć linię kardiofilegiczną do obwodu za pomocą kranu przymocowanego do kaniuli aortalnej i przygotować pompę strzykawkową do końcowej infuzji kardioplegicznej.
    UWAGA: Upewnij się, że usunięto wszelkie pęcherzyki powietrza z obwodu perfuzyjnego i linii kardiofilgicznej.
  3. Umieść czujnik temperatury w zbiorniku, w którym będzie przechowywane serce dawcy, utrzymując temperaturę obwodu na poziomie 37 °C.
  4. Preparaty chirurgiczne
    1. Przygotuj osobny zestaw sterylnych mikronarzędzi i materiałów dla każdego szczura dawcy i biorcy.
      1. Przygotuj zestaw chirurgiczny dla dawcy: para nożyczek chirurgicznych, para mikrokleszczyków, ostre kleszczyki do komarów, jedwabne szwy 5-0, waciki, strzykawka 50 ml, linia perfuzyjna do roztworu kardioplegicznego (CPS), pompa strzykawkowa, cewnik naczyniogrobowy 18 G, jeden zestaw 5 cewników udowych Fr. i sterylne gazy.
      2. Przygotuj zestaw chirurgiczny dla biorcy: nożyczki mikrochirurgiczne, retraktor rany, para mikrokleszczyków, kleszczyki do komarów, mikrozaciski naczyniowe, strzykawka 1 ml, jeden szew polipropylenowy 5-0 i 9-0, szwy jedwabne 5-0, waciki bawełniane, sterylne gazy.

2. Konserwacja serca dawcy i pobieranie krwi

  1. Wywołaj znieczulenie u szczura dawcy izofluranem (5%) w komorze anestezjologicznej i zapisz wagę szczura przed umieszczeniem go na stole operacyjnym
    2. .
  2. Umieść szczura w pozycji leżącej na stole operacyjnym i podawaj ciągłe znieczulenie, dostarczając 2%-2,5% izofluranu z 90% tlenem przez nosek.
  3. Sprawdź głębokość znieczulenia, sprawdzając brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi i częstotliwość oddechu, która powinna wynosić od 50 do 60 na minutę.
    UWAGA: Odpowiedni poziom znieczulenia jest kluczowy, aby uniknąć niepotrzebnego stresu i bólu u szczura dawcy.
  4. Nałóż lubrykant do oczu i ogol okolicę łonową do obojczyka, gdzie zostanie wykonana operacja. Oczyść obszar peelingiem na bazie jodu i 70% alkoholem.
  5. Cewnikowania
    1. Wykonaj 7 cm nacięcie brzucha w linii środkowej i obustronne nacięcia o długości 3 cm od wyrostka mieczykowatego do połowy obojczyka. Usuń skórę z okolicy klatki piersiowej.
    2. Za pomocą bawełnianych wacików zmobilizuj narządy jamy brzusznej po lewej stronie brzucha. Odizoluj aortę brzuszną od powięzi zaotrzewnowej i tkanki tłuszczowej.
    3. Wstrzyknąć 1000 j.m. heparyny rozpuszczonej w 0,3 ml izotonicznego roztworu soli fizjologicznej przez żyłę główną dolną (IVC) za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml. Zatrzymać krwawienie z otworu igły, delikatnie uciskając bawełnianym wacikiem.
      UWAGA: Należy uważać na zator powietrzny podczas wstrzykiwania, ponieważ może to prowadzić do zatrzymania akcji serca.
    4. Wprowadzić cewnik udowy 5 Fr. do aorty brzusznej (Abd. A). Upewnij się, że końcówka cewnika sięga łuku aorty. Potwierdź położenie cewnika, oceniając przybliżoną długość wprowadzonej części cewnika.
  6. Pobieranie krwi
    1. Zebrać około 10 ml krwi przez cewnik umieszczony w Abd. A.
    2. Później rozcieńczyć krew zalewową izotonicznym roztworem soli fizjologicznej, aż całkowita objętość osiągnie 12 ml. Dodać 5 mg cefazoliny rozpuszczonej w 0,3 ml soli fizjologicznej i insuliny (20 j.m.).
  7. Zatrzymanie akcji serca
    1. Podłączyć wcześniej przygotowaną linię perfuzyjną CPS do cewnika brzusznego i rozpocząć podawanie CPS za pomocą pompy strzykawkowej z szybkością 800 ml/h.
    2. Otwórz klatkę piersiową od przepony i przetnij IVC blisko przepony, aby zapobiec wzdęciom komór. Przetnij żebra obustronnie wzdłuż kręgosłupa piersiowego aż do wlotu klatki piersiowej. Odbijaj zmobilizowaną brzuszną ścianę klatki piersiowej lepiej za pomocą kleszczy komarów.
    3. Całkowicie usuń grasicę za pomocą mikrokleszczyków, aby uwidocznić łuk aorty. Zastosuj lekki ucisk, jeśli tętnice grasicze krwawią.
  8. wydobywanie
    1. Po podaniu wszystkich CPS należy odizolować łuk aorty od otaczających tkanek. Ostrożnie wypreparuj tuż pod lewą tętnicą podobojczykową.
    2. Przeciąć tętnice szyjne ramienno-głowowe i lewe wspólne w odległym miejscu, pozostawiając dłuższe kikuty łuku aorty dla łatwej obsługi podczas kaniulacji aorty. Przeciąć główną tętnicę płucną (MPA) jak najbliżej rozwidlenia. Należy uważać, aby nie uszkodzić uszka lewego przedsionka.
    3. Ostrożnie podwiązać żyłę główną górną (SVC) i IVC za pomocą szwów jedwabnych 5-0, zapobiegając niedrożności prawego przedsionka (RA) i zatoki wieńcowej. Przykryj lewe brzegi klatki piersiowej mokrą gazą, połóż na nim serce i delikatnie cofnij ligatury SVC i IVC, aby odsłonić wnękę.
    4. Podwiązać żyły płucne i azygotyczne razem z jedwabnym szwem 5-0. Przeciąć tkankę grzbietową do podwiązki i wyekstrahować serce. Zbadaj serce pod kątem urazów. Na koniec zważ serce przed kaniulacją aorty.

3. Perfuzja ex situ

  1. Kaniulacja i perfuzja aorty
    1. Przed kaniulacją aorty zastąp obwód zalany solą fizjologiczną krwią.
    2. Włóż kaniulę aorty do łuku aorty i zabezpiecz ją tymczasowym mikrozaciskiem. Upewnij się, że końcówka kaniuli znajduje się na złączu ramienno-głowowym.
    3. Potwierdź prawidłowe ułożenie kaniuli, delikatnie chwytając aortę mikrokleszkami.
    4. Rozpocznij perfuzję przy natężeniu przepływu 2-3 ml/min, umożliwiając wyciek perfuzatu z miejsca kaniulacji w celu usunięcia wszelkich pęcherzyków powietrza.
    5. Monitoruj ciśnienie perfuzji i temperaturę za pomocą czujnika podłączonego do systemu monitorowania.
    6. Delikatnie masuj serce pierwszym i wskazującym palcem, aż krew żylna zacznie wyciekać z głównej tętnicy płucnej (MPA).
    7. Zabezpiecz aortę jedwabną ligaturą 1-0 i zdejmij zacisk po sprawdzeniu wszystkich ustawień (obwód perfuzji, ciśnienie perfuzji, temperatura).
    8. Po założeniu stałej ligatury upewnij się, że serce zaczyna się kurczyć w ciągu kilku sekund i osiąga normalny rytm w ciągu 60 sekund. Średnie ciśnienie perfuzji 55-65 mmHg przy natężeniu przepływu wieńcowego 3-4 ml w temperaturze 37 °C wskazuje na odpowiednią perfuzję.
    9. Pobrać 0,15 ml krwi ze zbiornika i sprawdzić gazometrię krwi (BGA) na początku perfuzji, a następnie co 20 minut. Monitoruj i rejestruj pH, pCO2, pO2, glukozę, hematokryt, potas i mleczan podczas perfuzji. Po 120 minutach perfuzji należy podać 3 ml Custodiolu przez pompę strzykawkową z szybkością 250 ml / h w celu zatrzymania pracy serca.

4. Implantacja

  1. Przygotowanie odbiorcy
    1. Przygotowanie biorcy należy rozpocząć na 30 minut przed zaprzestaniem perfuzji ex situ.
    2. Znieczulić zwierzę biorcy przy użyciu tej samej metody, która została opisana w kroku 2.2.
    3. Umieść szczura w pozycji leżącej na poduszce grzewczej i włóż sondę temperatury do odbytnicy, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C.
    4. Nałóż lubrykant do oczu, ogol łono do okolicy nadbrzusza i oczyść obszar peelingiem na bazie jodu i 70% alkoholem.
  2. Leki
    1. Wstrzyknij podskórnie 2 ml ciepłej soli fizjologicznej, aby zrekompensować utratę płynu podczas operacji. Wstrzyknąć podskórnie 200 j.m. heparyny.
    2. Profilaktykę antybiotykową należy stosować poprzez wstrzyknięcie 10 mg/kg cefazoliny rozpuszczonej w 0,3 ml soli fizjologicznej podskórnie lub domięśniowo.
    3. Środek przeciwbólowy należy stosować poprzez wstrzyknięcie 20 mg/kg diklofenaku podskórnie.
  3. Wykonaj laparotomię w linii środkowej i włóż retraktor, aby poszerzyć jamę brzuszną. Zmobilizuj narządy jamy brzusznej po lewej stronie biorcy za pomocą bawełnianych wacików, aby zrobić miejsce na zabieg.
  4. Zapobiegaj odwodnieniu, owijając narządy jamy brzusznej ciepłą i mokrą gazą. Podczas zabiegu należy okresowo rozprowadzać ciepłą sól fizjologiczną za pomocą strzykawki o pojemności 50 ml.
  5. Wykorzystując mikroskop chirurgiczny z 10-krotnym powiększeniem, zmobilizuj dwunastnicę i proksymalne jelito czcze poprzez rozwarstwienie wacikami w celu odsłonięcia Abd. A. i IVC. Przygotuj Abd. A i IVC do zespolenia i systematycznego wszczepiania serca dawcy, zgodnie z Rysunek 3 lub wcześniej udokumentowanymi metodami15.
    UWAGA: Nie rozdzielaj Abd. A. i IVC.
    1. Zakładając, że zespolenie naczyniowe ma być założone podnerczowo, należy przygotować wystarczającą część aorty i IVC do zaciśnięcia.
    2. Wykonaj przygotowanie za pomocą bawełnianych wacików lub kleszczy z ostrymi ząbkami, aby usunąć tłuszcze i powięź wokół naczyń.
    3. Umieść 5-0 jedwabnych ligatur na gałęziach krezkowych oraz zarówno po stronie czaszki, jak i ogonowej głównych naczyń. Podnieś naczynia brzuszne i skrzepnij lub podwiąż gałęzie lędźwiowe za pomocą jedwabnych szwów 5-0. Pamiętaj, aby oszczędzić tętnice i żyły jąder i nie zaciskać ich.
    4. Użyj ligatur, aby podnieść naczynia i umieść mikrozaciski na gałęziach krezkowych, stronie ogonowej i czaszkowej głównych naczyń, aby zatrzymać przepływ krwi w miejscu zespolenia. Wyłącz poduszkę grzewczą przed założeniem zacisków, ponieważ nadmierne ogrzewanie może nasilić niedokrwienie kończyn. Upewnij się, że poduszka grzewcza została włączona po odciśnięciu naczyń, aby uniknąć hipotermii.
    5. Nakłuć aortę za pomocą igły 27 G i wydłużyć nacięcie mikronożyczkami do długości równej lub nieco większej niż otwór aorty wstępującej dawcy (Asc. A), czyli około 5 mm.
    6. Wykonaj podłużne nacięcie na IVC w taki sam sposób, jak aortomia, ale spraw, aby było ono o 3 mm bliżej strony ogonowej w porównaniu z nacięciem aorty.
    7. Rozpoczynając zespolenia, należy umieścić serce dawcy po prawej stronie brzucha biorcy i przymocować dawcę Asc. A do Abd. odbiorcy. A z jednym prostym przerywanym ściegiem (9-0 polipropylen) w czaszkowym rogu podłużnego nacięcia.
    8. Przesunąć serce na lewą stronę brzucha biorcy i wykonać zespolenie Asc dawcy. A z Abd odbiorcy. A za pomocą biegnącego szwu polipropylenowego 9-0.
    9. Przymocuj tętnicę płucną dawcy do IVC za pomocą dwóch przerywanych szwów (9-0 polipropylen) w ogonowych i czaszkowych rogach podłużnego nacięcia.
    10. Pierwszą połowę zespolenia żylnego należy wykonać od strony śródświetlnej naczynia i zakończyć drugą połowę od strony zewnętrznej naczynia. Przed zaciśnięciem węzłów przepłucz pole solą fizjologiczną, aby zapobiec zatorowi powietrznemu.
  6. Odpowietrzanie i odklejanie
    1. Po zakończeniu zespolenia należy najpierw usunąć zacisk żyły krezkowej, aby umożliwić wypełnienie prawej strony serca krwią żylną.
    2. Usuń powietrze z obwodu wieńcowego i Asc. A., stosując wsteczną perfuzję wieńcową przez kilka sekund.
    3. Umieść kawałek gazy po obu stronach naczyń i zdejmij zacisk ogonowy i zacisk czaszkowy.
    4. Stosuj delikatny ucisk wacikami przez 1-2 min. Po zapewnieniu odpowiedniej hemostazy usuń waciki i przemyj zespolenia ciepłym solą fizjologiczną.
      UWAGA: Serce powinno zacząć bić w ciągu pierwszej minuty od reperfuzji. Jeśli temperatura ciała szczura biorcy jest niższa niż 35 °C, rytm serca unormuje się po osiągnięciu temperatury 36 °C.
  7. Wymień narządy brzuszne w sposób meandrujący i zamknij warstwy nacięcia brzusznego za pomocą ciągłych szwów polipropylenowych 5-0.
  8. Po zabiegu należy umieścić znieczulone zwierzę na czystym miejscu nad poduszką grzewczą, aż temperatura ciała osiągnie 37°C.
    UWAGA: Nie należy rozpoczynać badań pooperacyjnych, dopóki temperatura ciała nie osiągnie 37°C. Znieczulenie należy utrzymywać na poziomie 2-2,5% izofluranu do końca eksperymentów.
  9. Monitoruj EKG serca przeszczepionego dawcy przez 3 godziny. Następnie wyciąć serce w głębokim znieczuleniu do badań histologicznych.
    UWAGA: Potwierdź głębokość znieczulenia poprzez brak odruchu pedałowania przed wycięciem serca. Zabieg chirurgiczny i monitorowanie EKG trwają mniej niż 6 godzin. Diklofenak podawany okołooperacyjnie (krok 4.2.3.) umożliwia leczenie bólu przez cały czas trwania tego zabiegu. Schemat leczenia przeciwbólowego można dostosować zgodnie z wytycznymi dotyczącymi stosowania zwierząt przez instytucję.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia schemat eksperymentalny zastosowany w modelu małych zwierząt. Rysunek 2 prezentuje zmodyfikowany aparat do perfuzji Langendorffa, który zawiera natleniacz dla małych zwierząt. Kolejność anastomozy dla heterotopowej implantacji brzusznej przedstawiono na Rysunku 3.

Rysunek 4 przedstawia parametry wykorzystane do oceny żywotności serca podczas perfuzji

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Tworząc ten model, skupiliśmy się na odtworzeniu normotermicznego przeszczepu ludzkiego serca. Modele bez wyrzucania są powszechnie preferowaną techniką konserwacji serca dawcy w środowisku ex situ 16. Chociaż modele wyrzucające oferują wiele korzyści w ocenie funkcji serca podczas perfuzji ex situ 17, nie są odpowiednie dla modeli przeszczepów heterotopowych. W przypadku przeszczepu heterotopowego wszczepione serce dawcy musi przezwyciężyć skurczowe ciśni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

Ta praca została wsparta grantem B2021-0991 z Instytutu Badań Biomedycznych Narodowego Szpitala Uniwersyteckiego w Chonnam oraz NRF-2020R1F1A1073921 z Narodowej Fundacji Badawczej Korei

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aktywny system ewakuacyjny AESSmiths medicalPC-6769-51AWykorzystaj CO2 i nadmiar izofluranu
Aparat anestezjologicznySmiths medicalPC-8801-01AMiesza izofluran i oksyegn i dostarcza do
zwierzęcia monitor pacjenta B20Systemy medyczne GEB20do obserwacji średniego ciśnienia i temperatury aorty
Homeotermiczny system monitorowaniaAparatura Harvarda55-7020Do monitorowania i utrzymywania temperatury zwierzęcia
Micro-1 Dotleniacz dla szczurówInstrumenty medyczne Dongguan KeweiMicro-MODo wymiany gazowej w obwodzie langendorffa
Zestaw wprowadzający mikronakłuwanieCOOK medicalG48007do dostarczania roztworu kardioplegicznego do łuku przez aortę brzuszną
MikroskopAmscopeMU1403Do powiększania chirurgicznego pole (Biorca)
Lupa chirurgicznaSurgiTelL2S09Do powiększania pola operacyjnego (Dawca)
Pompa strzykawkowaAMP wszystkieSP-8800Aby dostarczyć roztwór kardioplegiczny
Czujnik przepływu transsonicznegoTransonicME3PXL-M5Czujnik przepływu obwodu perfuzyjnego
Transonic Moduł przepływu rurekakwizycji przepływuTransonicTS410
Watson - Pompy MarlowaAparat Harvard010.6131.DAOPompa perystaltyczna używana do recyrkulacyjnego perfuzatu
WBC-1510AJEIO TECHKąpiel grzewcza
Szczury Sprague-DawleySamtako Bio Korea Co., Ltd., Osan City Korea
Medicines
BioHAnce Żelowe krople do oczuSENTRIX Pielęgnacja zwierzątmokre maści na oczy
CefazolinJW farmaceutycznyDo profilaksji
CustodiolDR, FRANZ KOHLER CHEMIE GMBHDo zbierania serca
DiklofenakMyungmoon Pharm. Co. LtdDo kontroli bólu
HeparynaJW farmaceutycznyAntykoagulant
InsulinaJW farmaceutycznaterapia hormonalna
Sól fizjologicznaJW pharmaceuticalDo terapii nawadniającej
System E03056D

Bibliografia

  1. Langmuur, S. J. J., et al. Normothermic ex-situ heart perfusion with the organ care system for cardiac transplantation: A meta-analysis. Transplantation. 106 (9), 1745-1753 (2022).
  2. Ardehali, A., et al. Ex-vivo perfusion of donor hearts for human heart transplantation (PROCEED II): a prospective, open-label, multicentre, randomized non-inferiority trial. Lancet. 385 (9987), 2577-2584 (2015).
  3. Dang Van, S., et al. Ex vivo perfusion of the donor heart: Preliminary experience in high-risk transplantations. Archives of Cardiovascular Diseases. 114 (11), 715-726 (2021).
  4. Zhou, P., et al. Donor heart preservation with hypoxic-conditioned medium-derived from bone marrow mesenchymal stem cells improves cardiac function in a heart transplantation model. Stem Cell Research and Therapy. 12 (1), 5f6(2021).
  5. Messer, S., Large, S. Resuscitating heart transplantation: the donation after circulatory determined death donor.European. Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 49 (1), 1-4 (2016).
  6. Trahanas, J. M., et al. Achieving 12 hour normothermic ex situ heart perfusion: an experience of 40 porcine hearts. ASAIO Journal. 62 (4), 470-476 (2016).
  7. Yang, Y., et al. Keeping donor hearts in completely beating status with normothermicblood perfusion for transplants. The Annals of Thoracic Surgery. 95 (6), 2028-2034 (2013).
  8. Van Caenegem, O., et al. Hypothermic continuous machine perfusion enables preservation of energy charge and functional recovery of heart grafts in an ex vivo model of donation following circulatory death. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 49 (5), 1348-1353 (2016).
  9. Lu, J., et al. Normothermic ex vivo heart perfusion combined with melatonin enhances myocardial protection in rat donation after circulatory death hearts via inhibiting NLRP3 inflammasome-mediated pyroptosis. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 733183(2021).
  10. Pinnelas, R., Kobashigawa, J. A. Ex vivo normothermic perfusion in heart transplantation: a review of the TransMedics Organ Care System. Future Cardiology. 18 (1), 5-15 (2022).
  11. Fuchs, M., et al. Does the heart transplant have a future. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 55, i38-i48 (2019).
  12. Pahuja, M., Case, B. C., Molina, E. J., Waksman, R. Overview of the FDA's circulatory system devices panel virtual meeting on the TransMedics Organ Care System (OCS) Heart - portable extracorporeal heart perfusion and monitoring system. American Heart Journal. 247, 90-99 (2022).
  13. Jawitz, O. K., Devore, A. D., Patel, C. B., Bryner, B. S., Schroder, J. N. Expanding the donor pool: quantifying the potential impact of a portable organ-care system for expanded criteria heart donation. Journal of Cardiac Failure. 27 (12), 1462-1465 (2021).
  14. van Suylen, V., et al. Ex situ perfusion of hearts donated after euthanasia: a promising contribution to heart transplantation. Transplantation Direct. 7 (3), e676(2021).
  15. Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), e0214513(2019).
  16. Qin, G., Jernryd, T., Sjoberg, S., Steen, S., Nilsson, J. Machine perfusion for human heart preservation: A systematic review. Transplant International. 35, 10258(2022).
  17. Dang Van, S., Brunet, D., Akamkam, A., Decante, B., Guihaire, J. Functional assessment of the donor heart during ex situ perfusion: insights from pressure-volume loops and surface echocardiography. Journal of Visual Experiments. (188), e63945(2022).
  18. Fu, X., Segiser, A., Carrel, T. P., Tevaearai Stahel, H. T., Most, H. Rat heterotopic heart transplantation model to investigate unloading-induced myocardial remodeling. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 3, 34(2016).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Qi, X., et al. The evaluation of constant coronary artery flow versus constant coronary perfusion pressure during normothermic ex-situ heart perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 41 (12), 1738-1750 (2022).
  21. Okahara, S., et al. A novel blood viscosity estimation method based on pressure-flow characteristics of an oxygenator during cardiopulmonary bypass. Artificial Organs. 41 (3), 262-266 (2017).
  22. Quader, M., Torrado, J. F., Mangino, M. J., Toldo, S. Temperature and flow rate limit the optimal ex-vivo perfusion of the heart - an experimental study. Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 180(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Sprostowanie


Formal Correction: Erratum: Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation
Posted by JoVE Editors on 8/28/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation. The Protocol section was updated.

Section 4 of the Protocol was updated from:

4. Implantation

  1. Preparation of recipient
    1. Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.
    2. Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.
    3. Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 °C.
    4. Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.
  2. Medications
    1. Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.
    2. Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.
    3. Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.
  3. Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.
  4. Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.
  5. Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15.
    NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
    1. Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.
    2. Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.
    3. Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.
    4. Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Be sure to switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia.
    5. Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.
    6. Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.
    7. Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient's abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient's Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.
    8. Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor's Asc. A with the recipient's Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.
    9. Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.
    10. Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.
  6. De-airing and de-clamping
    1. Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.
    2. Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.
    3. Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.
    4. Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline.
      NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat's body temperature is below 35 °C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 °C.
  7. Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.

to:

4. Implantation

  1. Preparation of recipient
    1. Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.
    2. Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.
    3. Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 °C.
    4. Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.
  2. Medications
    1. Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.
    2. Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.
    3. Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.
  3. Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.
  4. Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.
  5. Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15.
    NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
    1. Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.
    2. Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.
    3. Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.
    4. Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia. Ensure to switch on the heating pad after de-clamping the vessels to avoid hypothermia.
    5. Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.
    6. Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.
    7. Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient's abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient's Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.
    8. Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor's Asc. A with the recipient's Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.
    9. Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.
    10. Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.
  6. De-airing and de-clamping
    1. Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.
    2. Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.
    3. Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.
    4. Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline.
      NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat's body temperature is below 35 °C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 °C.
  7. Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.
  8. After the surgery, place the anesthetized animal on a clean area over a heating pad until the body temperature reaches 37°C. 
    NOTE: Do not initiate the postoperative examinations till the body temperature reaches 37°C. Maintain anesthesia at 2-2.5% isoflurane until the end of the experiments.
  9. Monitor ECG of the transplanted donor heart for 3 h. Then, excise the heart under deep anesthesia for histological studies.
    NOTE: Confirm anesthesia depth via lack of pedal reflex before excising the heart. The surgical procedure and the ECG monitoring take less than 6 h. Diclofenac, administered perioperatively (step 4.2.3.), enables pain management for the entire duration of this procedure. The analgesia regimen can be adjusted per the institutional animal use guidelines.

Tagi

Normotermiczna perfuzja ex-situtransplantacja serca szczuraprzechowywanie serca dawcyperfuzja serca ex-situaparat Langendorffatechnika mikrochirurgicznaobwód perfuzyjnyroztwór kardioplegicznyodpowiedź immunologiczna
Szczurzy model normomicznego heterotopowego przeszczepu serca z perfuzją ex-situ
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.