Protokół opisuje metodologię zewnątrzkomórkowego zapisu w korze ruchowej (MC) w celu ujawnienia zewnątrzkomórkowych właściwości elektrofizjologicznych u swobodnie poruszających się świadomych myszy, a także analizę danych lokalnych potencjałów pola (LFP) i skoków, co jest przydatne do oceny aktywności neuronalnej sieci leżącej u podstaw interesujących zachowań.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wielokanałowy zapis zewnątrzkomórkowy w swobodnie poruszających się myszach
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Protokół ma na celu odkrycie właściwości neuronalnych odpalania i sieciowych potencjałów lokalnego pola (LFP) u zachowujących się myszy wykonujących określone zadania poprzez korelację sygnałów elektrofizjologicznych ze spontanicznym i/lub specyficznym zachowaniem. Technika ta stanowi cenne narzędzie w badaniu aktywności sieci neuronalnej leżącej u podstaw tych zachowań. W artykule przedstawiono szczegółową i kompletną procedurę implantacji elektrod i wynikającego z niej zapisu zewnątrzkomórkowego u swobodnie poruszających się świadomych myszy. Badanie obejmuje szczegółową metodę wszczepiania matryc mikroelektrod, przechwytywania LFP i neuronalnych sygnałów impulsowych w korze ruchowej (MC) za pomocą systemu wielokanałowego, a następnie analizę danych offline. Zaletą wielokanałowej rejestracji u świadomych zwierząt jest to, że można uzyskać i porównać większą liczbę neuronów impulsowych i podtypów neuronów, co pozwala na ocenę związku między określonym zachowaniem a związanymi z nim sygnałami elektrofizjologicznymi. Warto zauważyć, że wielokanałowa technika zapisu zewnątrzkomórkowego i procedura analizy danych opisana w niniejszym badaniu mogą być stosowane do innych obszarów mózgu podczas przeprowadzania eksperymentów na zachowujących się myszach.
Wprowadzenie
Potencjał pola lokalnego (LFP), ważny składnik sygnałów zewnątrzkomórkowych, odzwierciedla aktywność synaptyczną dużych populacji neuronów, które tworzą kod neuronowy dla wielu zachowań1. Uważa się, że skoki generowane przez aktywność neuronalną przyczyniają się do LFP i są ważne dla kodowania neuronowego2. Udowodniono, że zmiany w skokach i LFP pośredniczą w kilku chorobach mózgu, takich jak choroba Alzheimera, a także emocje, takie jak strach itp.3,4. Warto zauważyć, że wiele badań wykazało, że aktywność kolców znacznie różni się między stanami czuwania i znieczulenia u zwierząt5. Chociaż nagrania u znieczulonych zwierząt dają możliwość oceny LFP z minimalnymi artefaktami w wysoce zdefiniowanych stanach synchronizacji kory mózgowej, wyniki różnią się w pewnym stopniu od tego, co można znaleźć u osób obudzonych6,7,8. W związku z tym bardziej znaczące jest wykrywanie aktywności neuronalnej w długich skalach czasowych i dużych skalach przestrzennych w różnych chorobach w stanie czuwania mózgu za pomocą elektrod wszczepionych do mózgu. Ten manuskrypt zawiera informacje dla początkujących, jak wykonać system mikronapędów i ustawić parametry za pomocą popularnego oprogramowania do obliczania sygnałów spike i LFP w szybki i prosty sposób, aby rozpocząć nagrywanie i analizę.
Chociaż nieinwazyjny zapis funkcji mózgu, taki jak za pomocą elektroencefalogramów (EEG) i potencjałów związanych ze zdarzeniami (ERP) rejestrowanych ze skóry głowy, był szeroko stosowany w badaniach na ludziach i gryzoniach, dane EEG i ERP mają niskie właściwości przestrzenne i czasowe, a zatem nie mogą wykryć precyzyjnych sygnałów wytwarzanych przez pobliską aktywność synaps dendrytycznych w określonym obszarze mózgu1. Obecnie, dzięki wykorzystaniu wielokanałowego zapisu u świadomych zwierząt, aktywność neuronalna w głębszych warstwach mózgu może być rejestrowana przewlekle i stopniowo poprzez wszczepienie systemu mikronapędów do mózgów naczelnych lub gryzoni podczas wielu testów behawioralnych1,2,3,4,5,6,7,8,9. Krótko mówiąc, naukowcy mogą skonstruować system mikronapędów, który może być używany do niezależnego pozycjonowania elektrod lub tetrod w celu celowania w różne części mózgu10,11. Na przykład Chang i in. opisali techniki rejestrowania skoków i LFP u myszy poprzez zmontowanie lekkiego i kompaktowego mikronapędu12. Ponadto, mikroobrabiane sondy krzemowe z niestandardowymi akcesoriami są dostępne na rynku do rejestrowania wielu pojedynczych neuronów i LFP u gryzoni podczas zadań behawioralnych13. Chociaż do montażu układów mikronapędowych stosowano różne konstrukcje, nadal odnoszą one ograniczone sukcesy pod względem złożoności i masy całego układu mikronapędowego. Na przykład Lansink i in. pokazali wielokanałowy system mikronapędów o złożonej strukturze do nagrywania z jednego regionu mózgu14. Sato i in. opisali wielokanałowy mikro-system napędowy wyświetlający funkcję automatycznego pozycjonowania hydraulicznego15. Główną wadą tych systemów mikronapędów jest to, że są zbyt ciężkie, aby myszy mogły się swobodnie poruszać i są trudne do złożenia dla początkujących. Chociaż wykazano, że wielokanałowy zapis zewnątrzkomórkowy jest odpowiednią i wydajną technologią pomiaru aktywności neuronalnej podczas testów behawioralnych, początkującym nie jest łatwo rejestrować i analizować sygnały uzyskane przez złożony system mikronapędów. Biorąc pod uwagę, że trudno jest rozpocząć cały proces działania wielokanałowego zapisu zewnątrzkomórkowego i analizy danych w swobodnie poruszających się myszach16,17, niniejszy artykuł przedstawia uproszczone wytyczne wprowadzające szczegółowy proces tworzenia systemu mikronapędów przy użyciu powszechnie dostępnych komponentów i ustawień; dostępne są również parametry we wspólnym oprogramowaniu do szybkiego i prostego obliczania sygnałów spike i LFP. Dodatkowo w tym protokole mysz może się swobodnie poruszać dzięki zastosowaniu balonu z helem, co przyczynia się do zniwelowania ciężaru sceny czołowej i układu mikronapędu. Generalnie w niniejszym opracowaniu opisujemy, jak w prosty sposób zbudować układ mikronapędowy oraz zoptymalizować procesy rejestracji i analizy danych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie myszy zostały uzyskane komercyjnie i utrzymywane w 12-godzinnym cyklu światła/12 godzin ciemności (światło włączone o 08:00 czasu lokalnego) w temperaturze pokojowej 22-25 °C i wilgotności względnej 50%-60%. Myszy miały dostęp do stałego dopływu pożywienia i wody. Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z Wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych Uniwersytetu Normalnego Południowochińskich i zatwierdzone przez Instytucjonalną Komisję Etyki Zwierząt. Do eksperymentów wykorzystano samce myszy C57BL/6J w wieku 3-5 miesięcy.
1. Montaż systemu mikronapędów
- Połącz dwie płytki zaprojektowane komputerowo za pomocą dwóch i przytrzymującej ruchomy mikronapęd i przymocuj złącze do jednej płytki (Rysunek 1A, Bi-iii). Napęd micro-drive należy przekręcić śrubą (0,5 mm/okrąg).
- Upewnij się, że mikronapęd może przenosić dwa zestawy ośmiu rurek prowadzących (~3 cm długości, ~50 μm średnicy wewnętrznej, ~125 μm średnicy zewnętrznej) z każdej strony obszaru MC, a następnie przyciąć go na tę samą długość (co najmniej 15 mm; Rysunek 1Biv, v).
- Wytnij 16 drutów niklowo-chromowych (o długości ~5 cm) o średnicy 35 μm, a następnie załaduj je kolejno do rurek prowadzących, a następnie nałóż klej, aby je zamocować (Rysunek 1Bi, vi, vii).
- Zdejmij izolację przewodu, kolejno przełóż każdy odsłonięty przewód do każdego pinu ze złącza zgodnie z mapą kanałów, a także elektrody odniesienia i uziemiającej, a następnie powoli pokryj każdy pin farbą przewodzącą (Rysunek 1Bviii-x).
- Przykryj kołki żywicą epoksydową (Rysunek 1Axi, xii), a następnie wykonaj złocenie za pomocą testera impedancji, aby zmniejszyć impedancję końcówek elektrod do ~350 kOhm (Rysunek 1Bxiii, xiv). Ustaw parametry testera impedancji w następujący sposób: −10,08 μA prąd stały przez 1 s z roztworem do złocenia, w tym 5 mM PtCl4.
- Na koniec przesuń mikronapęd na górę, przekręcając. Sprawdź całkowity rozmiar zmodyfikowanego układu mikronapędu, jak pokazano na Rysunek 1A (około 15 mm długości, 10 mm szerokości, 20 mm wysokości, ~1 g wagi). Sprawdź szczegółową specyfikację zaprojektowanej komputerowo płytki i ruchomego komponentu w Rysunek 1Ai, ii.
2. Implantacja matrycy elektrod
- Przed rozpoczęciem operacji wysterylizuj zestawy chirurgiczne, załóż sterylne rękawiczki i załóż sterylny biały fartuch lekarza.
- Aby opanować ból, należy podać podskórnie (s.c.) meloksykam do wstrzykiwań (5 mg/kg) dla myszy w komorze indukcyjnej. Następnie znieczulij mysz przez dootrzewnowe (i.p.) wstrzyknięcie pentobarbitalu (80 mg/kg) w komorze indukcyjnej18,19. Zastosować dodatkową dawkę pentobarbitalu (20 mg/kg/h), jeśli odruch szczypania palców u nóg jest nadal obecny.
- Zamocuj mysz w aparacie stereotaktycznym i utrzymuj jej temperaturę w odbycie na poziomie 37 °C za pomocą regulatora temperatury.
- Nałóż maść do oczu z tetracykliną na oba oczy myszy i ponownie zmień sterylne rękawiczki przed zabiegiem.
- Ogol sierść myszy i zdezynfekuj miejsce operacji trzema naprzemiennymi rundami peelingu betadynowego i alkoholu za pomocą sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką w koncentrycznych okręgach, zaczynając od środka i przesuwając się na zewnątrz (Rysunek 2i, ii). Wykonaj małe nacięcie w linii środkowej (~15 mm), aby odsłonić czaszkę. Natychmiast nałóż 1% lidokainy miejscowo na mięśnie szyi, aby złagodzić ból. Następnie usuń pozostałą tkankę za pomocą nożyczek i oczyść czaszkę za pomocą patyczków kosmetycznych pokrytych solą fizjologiczną (Rysunek 2iii).
- Za pomocą szklanej mikroelektrody wypełnionej tuszem zaznacz żądane miejsca obustronnego MC do implantacji (Rysunek 2iv, v). Na podstawie poprzedniego badania20, lokalizacje obustronnego MC są następujące: 0,74 mm przed bregmą i 1,25 mm bocznie do linii środkowej.
- Wszczep cztery ze stali nierdzewnej (średnica 0,8 mm), aby chronić system mikronapędu, a następnie połącz wszystkie razem z elektrodami odniesienia i uziemiającymi, a następnie pokryj mieszanym cementem dentystycznym, aby utworzyć ściany (Rysunek 2vi-xi).
- Ostrożnie wywierć dwa małe otwory (~1,5 mm2) wiertłem do czaszki zarówno po lewej, jak i prawej stronie skoordynowanej czaszki w obszarach MC (Rysunek 2xii). Użyj współrzędnych stereotaktycznych obustronnego MC: 0,74 mm przed bregmą, 1,25 mm bocznie do linii środkowej i 0,5 mm brzusznie do opony twardej.
- Ostrożnie wyjmij oponę twardą z otworów za pomocą drobnych kleszczy (Rysunek 2xiii).
- Włóż układ mikronapędu do środka otworów za pomocą mikromanipulatora z prędkością 10 μm/s (Rysunek 2xiv-xvii).
- Wlej wazelinę do ścianek cementu dentystycznego po zakończeniu wkładania układu mikronapędu (Rysunek 2xviii).
- Połącz dolną płytę systemu mikronapędowego i ściany z cementu dentystycznego za pomocą mieszanego cementu dentystycznego (Rysunek 2xix)
- Przemyć nacięcie solą fizjologiczną, a następnie miejscowo leczyć żelem zawierającym chlorowodorek linkomycyny i chlorowodorek lidokainy w celu złagodzenia bólu pooperacyjnego.
- Nawiń przewodzącą taśmę z folii miedzianej wokół wszczepionego układu mikronapędu (Rysunek 2xx).
- Przenieś mysz do klatki utrzymywanej w temperaturze 31-33 °C i monitoruj mysz pod kątem powrotu do zdrowia po znieczuleniu.
- Pozwól myszom dojść do siebie przez 1 tydzień z oddzielnym karmieniem. Sprawdź i potraktuj nacięcie przez 3 dni ciągłego stosowania żelu zawierającego chlorowodorek linkomycyny i chlorowodorek lidokainy.
3. Wielokanałowy zapis w obustronnym MC u myszy poruszających się
swobodnie- Trzymaj głowę obudzonej myszy lekko i ostrożnie. Przesuń w dół matryce elektrod (głębokość ~0,1 mm), przekręcając na ruchomej części układu mikronapędu (Rysunek 1Aii) co najmniej 1 dzień wcześniej.
- Trzymaj głowę obudzonej myszy lekko i ostrożnie. Połącz środek sceny głównej i balon z helem (wypełniony około 0,02 l helu) za pomocą gwintu, aby zrównoważyć ciężar stopnia głównego i systemu mikronapędu (Rysunek 3A, B).
- Przechwytywanie surowych sygnałów za pomocą elektrod rejestrujących i systemów wielokanałowych poprzez próbkowanie z częstotliwością 30 kHz w oprogramowaniu do nagrywania, a następnie digitalizacja za pomocą przetwornika cyfrowo-analogowego (DA) z systemów wielokanałowych.
- Wyodrębnij sygnały LFP z surowych danych, ponownie próbkując z częstotliwością 10 kHz w oprogramowaniu do nagrywania, a następnie użyj filtra wycinającego z oprogramowania do nagrywania, aby usunąć szum linii 50 Hz.
- Nagrywaj surowe dane w stabilnym stanie z swobodnie poruszającej się myszy przez co najmniej 60 s. Po zakończeniu nagrywania powoli usuń połączenie między sceną czołową a systemem mikronapędów i wróć mysz z powrotem do swojej domowej klatki.
- Przechowuj zarejestrowane dane w komputerze i analizuj je w trybie offline (Rysunek 4 i Rysunek 5).
- Po zakończeniu eksperymentu należy przeprowadzić eutanazję zgodnie z wytycznymi instytutu, a następnie potwierdzić położenie elektrod za pomocą zasilacza o napięciu wyjściowym 3 V w celu wykonania 1-minutowej zmiany elektrolitycznej, a następnie przeprowadzić analizę histologiczną. Pokrój mózg myszy na plastry o grubości 30 μm za pomocą mikrotomu do zamrażania, zbierz skrawki MC, a następnie uchwyć obrazy za pomocą mikroskopu (Rysunek 3C, D).
4. Sortowanie i analiza spajków
- Kliknij File (Plik> Otwórz pliki > Nev w oprogramowaniu do sortowania spajków, aby otworzyć dane o wartości szczytowej próbkowane z częstotliwością 30 kHz (Rysunek 4Ai).
- Kliknij Informacje, aby wybrać nieposortowany kanał, a następnie wybierz Sortuj > Zmień metodę sortowania > Użyj K-średnich. Naciśnij przycisk Sortowanie w poszukiwaniu doliny > Sortowanie metodą K, aby uzyskać posortowane jednostki (Rysunek 4Aii, iii).
- Kliknij Plik > Zapisz jako, zapisz posortowane dane spajków z rozszerzeniem pliku .nev i wybierz Plik > Eksportuj dane dla przebiegu, aby wyeksportować wyniki PCA z rozszerzeniem .txt nazwy pliku (Rysunek 4Aiv).
- Kliknij File > Import Data > Blackrock File w oprogramowaniu do analizy danych neurofizjologicznych, aby otworzyć posortowany plik spike (Rysunek 4Bi).
- Kliknij Analiza > Autokorelogramy, aby uzyskać autokorelogram dla wybranej jednostki, a następnie ustaw parametry w następujący sposób: X Minimalna wartość przy -0,05 s, X Maksymalna wartość przy 0,05 s i wartość Bin przy 0,001 (Rysunek 4Bii, iii).
- Załaduj posortowane dane spajków, kliknij Analiza > histogramy interwałów między spajkami, aby uzyskać histogram interwału między spajkami, a następnie ustaw parametry w następujący sposób: Min. wartość interwału na 0 s, Max. wartość interwału na 0,1 s i wartość Bin na 0,001 (Rysunek 4Biv, v).
- Kliknij Analiza > Skoroszy, aby uzyskać krzyżowy korelogram między dwoma posortowanymi zdarzeniami jednostkowymi, a następnie ustaw zdarzenia referencyjne i parametry w następujący sposób: X Minimalna wartość na -0,1 s, X Maksymalna wartość na 0,1 s i wartość Bin na 0,001 (Rysunek 4Bvi, vii).
- Kliknij na Results > Numerical Results (Wyniki numeryczne), aby zapisać wyniki autokorelogramu, histogramu interwału między spajkami i krzyżowego skorelowania z .xls rozszerzeniami nazw plików (Rysunek 4Bviii, ix). Przeanalizuj dane i narysuj wykres.
5. Analiza LFP
- Kliknij File Import Data > Blackrock File w oprogramowaniu, aby przeprowadzić analizę danych neurofizjologicznych, aby otworzyć ciągłe dane sygnału próbkowanego z częstotliwością 10 kHz (Rysunek 5Ai).
- Kliknij Analysis > Spectrum for Continuous (Analiza widma dla ciągłego), aby przeanalizować widmo mocy dla LFP z wybranego kanału. Ustaw parametry w następujący sposób: liczba wartości częstotliwości na poziomie 8 192, wartość wielu stożków na poziomie 3-5, normalizacja procentu całkowitej gęstości widma mocy (PSD) oraz zakres częstotliwości od 1 Hz do 100 Hz (Rysunek 5Aii, iii).
- Kliknij Analiza > Koherencja dla ciągłej, aby przeanalizować koherencję dla dwóch LFP z lewej i prawej strony MC. Ustaw kanał referencyjny i parametry w następujący sposób: Oblicz przy wartościach koherencji, liczbę wartości częstotliwości przy 8,192, wartość wielokrotnych stożków przy 3-5 oraz zakres częstotliwości od 1 Hz do 100 Hz (Rysunek 5Aiv, v).
- Kliknij Analysis > Corr. with Cont. Variables, aby przeanalizować korelację między dwoma LFP po lewej i prawej stronie MC. Ustaw kanał referencyjny (dane LFP) i parametry w następujący sposób: X Minimalna wartość na -0,1 s, X Maksymalna wartość na 0,1 s i wartość Bin na 0,001 (Rysunek 5Avi, VII).
- Kliknij na Results > Numerical Results, aby zapisać wyniki PSD, spójności i korelacji z rozszerzeniem .xls nazwy pliku (Rysunek 5Aviii, ix).
- Wybierz kanał, dla którego należy wyodrębnić reprezentatywne ścieżki dla każdego pasma częstotliwości, kliknij Edytuj > Cyfrowe filtrowanie zmiennych ciągłych, aby uzyskać każde pasmo częstotliwości, a następnie ustaw parametry w następujący sposób: Częstotliwość filtra Odpowiedź jako pasmo przepustowe, Implementacja filtra przy nieskończonej odpowiedzi impulsowej (IIR) Butterworth i wartość Kolejność filtrów na 2. Na koniec ustaw interesujący Cię zakres częstotliwości (Rysunek 5Bi-iv).
UWAGA: Użyte tutaj zakresy częstotliwości były następujące: oscylacje delta (δ, 1-4 Hz), theta (θ, 5-12 Hz), beta (β, 13-30 Hz), low gamma (niskie γ, 30-70 Hz) i wysokie gamma (wysokie γ, 70-100 Hz). - Przeanalizuj dane i narysuj wykres.
6. Korelacje między skokiem a LFP
- Kliknij Plik > importuj dane > Plik Blackrock w oprogramowaniu do analizy danych neurofizjologicznych, aby otworzyć ciągłe dane sygnału i dane o skokach.
- Kliknij Analiza > Analiza koherencji, aby przeanalizować spójność między skokami a LFP z wybranego kanału. Ustaw zmienną odniesienia (czas skoku) i parametry w następujący sposób: Oblicz przy wartościach koherencji, liczbie wartości częstotliwości przy 512, wartości wielokrotnych stożków przy 3-5 i zakresie częstotliwości od 1 Hz do 100 Hz (Rysunek 5Ci, ii).
- Kliknij na Results > Numerical Results, aby zapisać wynik spójności pola spajka z rozszerzeniem .xls nazwy pliku (Rysunek 5Ciii, iv).
- Przeanalizuj dane i narysuj wykres.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Zastosowano filtr górnoprzepustowy (250 Hz), aby wyekstrahować kolce wielkojednostkowe z surowych sygnałów (Ryc. 6A). Następnie zweryfikowano jednostki zarejestrowane z kory ruchowej (MC) normalnej myszy, posortowane metodą PCA (Ryc. 7A-D), oraz odnotowano szerokość doliny i czas trwania kształtu fali jednostek w MC myszy. Wyniki wykazały, że zarówno szerokość doliny, jak i czas trwania kształtu fali domniemanych neuronów pirami...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Nagrywanie wielokanałowe u swobodnie poruszających się myszy zostało uznane za przydatną technologię w badaniach neurobiologicznych, ale nadal jest dość trudne dla początkujących, aby rejestrować i analizować sygnały. W niniejszym badaniu przedstawiono uproszczone wytyczne dotyczące tworzenia układów mikronapędowych i wykonywania implantacji elektrod, a także uproszczone procedury wychwytywania i analizy sygnałów elektrycznych za pomocą oprogramowania do sortowania impulsów i oprogramowania do analizy danych neu...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (31871170, 32170950 i 31970915), Fundacji Nauk Przyrodniczych Prowincji Guangdong (2021A1515010804 i 2023A1515010899), Fundacji Nauk Przyrodniczych Guangdong na rzecz Głównego Projektu Uprawy (2018B030336001) oraz Guangdong Grant: Kluczowe technologie leczenia zaburzeń mózgu (2018B030332001).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Nagłówek pinowy 2,54 mm | YOUXIN Electronic Co., Ltd. | 1 x 5 | Ubieganie się o ruchomy mikronapęd, który może przesuwać się na swoich stullach. |
| Adobe Illustrator CC 2017 | Adobe | N/A | Do optymalizacji obrazów z GraphPad. |
| BlackRock Microsystems | Blackrock Neurotech | Cerebus | Ten system obejmuje głowicę, konwerter DA, wzmacniacz i komputer. |
| Nakrętka mosiężna | Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd. | Nakrętka mosiężna M0,8 | Nakrętka ustala położenie. |
| Śruba mosiężna | Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd. | Śruba mosiężna M0,8 x 11 mm | Śruba mocująca ruchomy mikronapęd |
| C57BL/6J | Guangdong Zhiyuan Biomedical Technology Co., LTD. | Nie dotyczy | w wieku 12 tygodni. |
| Probówka wirówkowa | Biosharp | 15 mL; BS-150-M | Do przechowywania mózgu myszy z sulucjami sacharozy. |
| Prowadzenie sondy struktury farby | , Inc. | 7440-22-4 | Aby poprawić jakość połączeń przewodów między pinami złącza a przewodami niklowymi. |
| Przewodząca taśma z folii miedzianej | 3M | 1181 | W celu zmniejszenia zakłóceń. |
| Złącze | YOUXIN Electronic Co., Ltd. | 2 x 10P | Do podłączenia głowicy do systemu mikronapędu. |
| Zasilacz prądu stałego | Maisheng | MS-305D | Urządzenie zasilające do zmian elektrolitycznych. |
| Cement dentystyczny | Shanghai New Century Dental Materials Co., Ltd. | Nie dotyczy | Mocowanie matryc elektrod na czaszce myszy po zakończeniu implantacji. |
| Przetwornik cyfrowo-analogowy | Blackrock | 128-kanałowy | Urządzenie, które konwertuje dane cyfrowe na sygnały analogowe. |
| Żywica epoksydowa | Alteco | N/A | Do zakrywania kołków. |
| Excel | Microsoft | N/A | Do podsumowywania danych po analizie. |
| Nożyczki do oczu | JiangXi YuYuan Medical Equipment Co., Ltd. | Nie dotyczy Do | chirurgii lub cięcia drutu niklowo-chromowego. |
| Drobne kleszcze | JiangXi YuYuan Medical Equipment Co., Ltd. | Nie dotyczy | Do operacji. |
| Kleszcze | JiangXi YuYuan Sprzęt medyczny Co., Ltd. | Nie dotyczy Do | zabiegu chirurgicznego lub montażu systemu mirco-drive. |
| Mikrotom do zamrażania | Leica | CM3050 S | Wytnij myszkę" s mózg w plasterki |
| Rurki kapilarne ze stopionej krzemionki | Zhengzhou INNOSEP Scientific Co., Ltd. | TSP050125 | Służą jako rury prowadzące do drutów Ni-chrom. |
| Mikroelektroda szklana | Sutter Instrument Company | BF100-50-10 | Do oznaczania żądanych miejsc do implantacji za pomocą wypełnionego tuszu. |
| GraphPad Prism 7 | GraphPad Software | N/A | Do analizy i wizualizacji wyników. |
| Rura prowadząca | Technologie Polymicro | 1068150020 | Do ładowania drutów Ni-chrom. |
| Headstage | Blackrock | N/A | Narzędzie do przesyłania sygnałów. |
| Balon z helem | Yili Festive products Co., Ltd. | 24 cale | Aby zrównoważyć ciężar sceny czołowej i układu mikronapędowego. |
| Atrament | Sailor Pen Co., LTD. | 13-2001 | Oznaczenie pożądanych miejsc do implantacji. |
| Nalewka jodowa | Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd. | Nie dotyczy | Do dezynfekcji skóry głowy myszy. |
| Linkomycyna w chlorowodorku i lidokainie żel chlorowodorku | Hubei kangzheng pharmaceutical co., ltd. | 10g | Lek stosowany w celu zmniejszenia stanu zapalnego. |
| Meloxicam | Vicki Biotechnology Co., Sp. z o.o. | 71125-38-7 | Aby zmniejszyć ból pooperacyjny u myszy. |
| Mikromanipulatory | Scientifica Scientifica | IVM Triple | Do implantacji matryc elektrodowych. |
| Mikroskop | Nikon | ECLIPSE Ni-E | Przechwytywanie obrazów przekrojów mózgu |
| Tester impedancji nanoZ | Plexon | nanoZ | Do pomiaru impedancji lub wykonywania spektroskopii impedancji elektrod (EIS) dla wielokanałowych układów mikroelektrod. |
| NeuroExplorer | Plexon | NeuroExplorer | Narzędzie do analizy danych elektrofizjologicznych. |
| NeuroExplorer | Plexon, USA Nie | dotyczy | oprogramowania. |
| Drut niklowo-chromowy | California Fine Wire Co. | M472490 | 35 & m Drut Ni-chromowany. |
| Sortownik offline | Plexon | Sorter offline | Narzędzie do sortowania zarejestrowanych wielu jednostek. |
| Płytka PCB | Hangzhou Jiepei Information Technology Co., Ltd. | Nie dotyczy Płytka | zaprojektowana komputerowo. |
| Pentobarbital | Sigma | P3761 | Do znieczulania myszy. |
| Pentobarbital sodowy | Sigma | 57-33-0 | Do znieczulenia myszy. |
| Pompa perystaltyczna | Longer | BT100-1F | Urządzenie służące do perfuzji |
| Poliformaldehyd | Sangon Biotech | A500684-0500 | Główny składnik roztworu utrwalającego do utrwalania mózgów myszy |
| PtCl4 | Tianjin Jinbolan Fine Chemical Co., Ltd. | 13454-96-1 | Preparat do płynu do złocenia. |
| Saline | Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd. | Nie dotyczy | Do czyszczenia czaszki myszy. |
| Srebrny drut | Suzhou Xinye Electronics Co., Ltd. | Średnica 2 mm | Zastosowanie do elektrod uziemiających i referencyjnych. |
| Wiertło do czaszki | RWD Life Science | 78001 | Aby ostrożnie wywiercić dwa małe otwory w czaszce myszy. |
| ze stali nierdzewnej | YOUXIN Electronic Co., Ltd. | M0,8 x 2 | Do ochrony układu mikronapędu i połączenia elektrod masowych i referencyjnych. |
| Aparat stereotaktyczny | RWD Life Science | 68513 | Do wykonywania współrzędnych stereotaktycznych obustronnej kory ruchowej. |
| Sacharoza | Damao | 57-50-1 | Aby odwodnić mózgi myszy po perfuzji. |
| Super klej | Henkel AG & Co. | PSK5C | Do mocowania rury prowadzącej i drutu niklowo-chromowego. |
| Regulator temperatury | Harvard Apparatus | TCAT-2 | Aby utrzymać temperaturę odbytu myszy na poziomie 37° C |
| Tetracyklinowa maść do oczu | Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd. | Nie dotyczy | Do ochrony oczu myszy podczas operacji. |
| Wątek | Rapala | N/A | Aby połączyć balon i scenę główną. |
| Wazelina | Unilever plc | Nie dotyczy | Do pokrycia szczeliny między matrycami elektrod a czaszką myszy. |
Bibliografia
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature Reviews Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).
- Singer, W. Synchronization of cortical activity and its putative role in information processing and learning. Annual Review of Physiology. 55, 349-374 (1993).
- Arroyo-García, L. E., et al. Impaired spike-gamma coupling of area CA3 fast-spiking interneurons as the earliest functional impairment in the App(NL-G-F) mouse model of Alzheimer's disease. Molecular Psychiatry. 26 (10), 5557-5567 (2021).
- Ozawa, M., et al. Experience-dependent resonance in amygdalo-cortical circuits supports fear memory retrieval following extinction. Nature Communications. 11 (1), 4358(2020).
- Vinck, M., Batista-Brito, R., Knoblich, U., Cardin, J. A. Arousal and locomotion make distinct contributions to cortical activity patterns and visual encoding. Neuron. 86 (3), 740-754 (2015).
- Beck, M. H., et al. long-term dopamine depletion causes enhanced beta oscillations in the cortico-basal ganglia loop of parkinsonian rats. Experimental Neurology. 286, 124-136 (2016).
- Magill, P. J., Bolam, J. P., Bevan, M. D. Relationship of activity in the subthalamic nucleus-globus pallidus network to cortical electroencephalogram. Journal of Neuroscience. 20 (2), 820-833 (2000).
- Magill, P. J., et al. Changes in functional connectivity within the rat striatopallidal axis during global brain activation in vivo. Journal of Neuroscience. 26 (23), 6318-6329 (2006).
- Rapeaux, A. B., Constandinou, T. G. Implantable brain machine interfaces: First-in-human studies, technology challenges and trends. Current Opinion in Biotechnology. 72, 102-111 (2021).
- Tort, A. B., et al. Dynamic cross-frequency couplings of local field potential oscillations in rat striatum and hippocampus during performance of a T-maze task. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (51), 20517-20522 (2008).
- Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).
- Chang, E. H., Frattini, S. A., Robbiati, S., Huerta, P. T. Construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice. Journal of Visualized Experiments. (77), e50470(2013).
- Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. Journal of Visualized Experiments. (61), e3568(2012).
- Lansink, C. S., et al. A split microdrive for simultaneous multi-electrode recordings from two brain areas in awake small animals. Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 129-138 (2007).
- Sato, T., Suzuki, T., Mabuchi, K. A new multi-electrode array design for chronic neural recording, with independent and automatic hydraulic positioning. Journal of Neuroscience Methods. 160 (1), 45-51 (2007).
- van Daal, R. J. J., et al. Implantation of Neuropixels probes for chronic recording of neuronal activity in freely behaving mice and rats. Nature Protocols. 16 (7), 3322-3347 (2021).
- Unakafova, V. A., Gail, A. Comparing open-source toolboxes for processing and analysis of spike and local field potentials data. Frontiers in Neuroinformatics. 13, 57(2019).
- Mao, L., Wang, H., Qiao, L., Wang, X. Disruption of Nrf2 enhances the upregulation of nuclear factor-kappaB activity, tumor necrosis factor-alpha, and matrix metalloproteinase-9 after spinal cord injury in mice. Mediators of Inflammation. 2010, 238321(2010).
- Jin, Z., Zhang, Z., Ke, J., Wang, Y., Wu, H. Exercise-linked irisin prevents mortality and enhances cognition in a mice model of cerebral ischemia by regulating Klotho expression. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2021, 1697070(2021).
- Ding, X., et al. Spreading of TDP-43 pathology via pyramidal tract induces ALS-like phenotypes in TDP-43 transgenic mice. Acta Neuropathologica Communications. 9 (1), 15(2021).
- Cao, W., et al. Gamma oscillation dysfunction in mPFC leads to social deficits in neuroligin 3 R451C knockin mice. Neuron. 97 (6), 1253-1260 (2018).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
