Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Podwiązanie lewego przedsionka w zarodku ptaka jako model zmienionego obciążenia hemodynamicznego we wczesnym rozwoju naczyniowym

2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65330

⸱

16 czerwca 2023

 ,  ,  , 
1Department of Biomedical Sciences and Engineering, Koc University, 2Department of Mechanical Engineering, Koc University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy szczegółowy protokół wizualny do wykonania modelu podwiązania lewego przedsionka (LAL) w zarodku ptaka. Model LAL zmienia przepływ wewnątrzsercowy, który zmienia obciążenie naprężeniem ścinającym ścianę, naśladując zespół niedorozwoju lewego serca. Przedstawiono podejście do przezwyciężenia wyzwań związanych z tym trudnym modelem mikrochirurgii.

Streszczenie

Ze względu na czterokomorową konfigurację dojrzałych komór, łatwość hodowli, dostęp do obrazowania i wydajność, zarodek ptaka jest preferowanym modelem zwierzęcym kręgowców do badania rozwoju układu sercowo-naczyniowego. W badaniach mających na celu zrozumienie prawidłowego rozwoju i rokowania w przypadku wrodzonych wad serca powszechnie przyjmuje się ten model. Wprowadza się mikroskopowe techniki chirurgiczne w celu zmiany normalnych wzorców obciążenia mechanicznego w określonym punkcie czasowym embrionu i śledzenia dalszej kaskady molekularnej i genetycznej. Najczęstszymi interwencjami mechanicznymi są podwiązanie lewej żyły witelinowej, pasmo konotrunalne i podwiązanie lewego przedsionka (LAL), modulujące ciśnienie wewnątrzścienne i naprężenie ścinające ścianę spowodowane przepływem krwi. LAL, szczególnie jeśli jest wykonywany in ovo, jest najtrudniejszą interwencją, z bardzo małą wydajnością próbki ze względu na niezwykle precyzyjne sekwencyjne operacje mikrochirurgiczne. Pomimo wysokiego ryzyka, in ovo LAL jest bardzo cenny z naukowego punktu widzenia, ponieważ naśladuje patogenezę zespołu hipoplazji lewego serca (HLHS). HLHS jest klinicznie istotną, złożoną wrodzoną wadą serca obserwowaną u noworodków. Szczegółowy protokół dla LAL in ovo jest udokumentowany w tym artykule. Krótko mówiąc, zapłodnione zarodki ptaków inkubowano w temperaturze 37,5 °C i 60% stałej wilgotności, zazwyczaj do momentu osiągnięcia etapu Hamburger-Hamilton (HH) od 20 do 21. Skorupki jaj zostały rozłupane, a błony zewnętrzna i wewnętrzna zostały usunięte. Zarodek został delikatnie obrócony w celu odsłonięcia lewej opuszki przedsionkowej wspólnego przedsionka. Wstępnie zmontowane mikrowęzły z nylonowych szwów 10-0 zostały delikatnie umieszczone i zawiązane wokół lewego pąka przedsionkowego. Ostatecznie zarodek został przywrócony do swojej pierwotnej pozycji, a LAL został zakończony. Komory normalne i oprzyrządowane LAL wykazywały statystycznie istotne różnice w zagęszczeniu tkanek. Wydajny proces generowania modeli LAL przyczyniłby się do badań koncentrujących się na zsynchronizowanych manipulacjach mechanicznych i genetycznych podczas embrionalnego rozwoju komponentów sercowo-naczyniowych. Podobnie, model ten zapewni zaburzone źródło komórek do badań nad kulturami tkankowymi i biologią naczyniową.

Wprowadzenie

Wrodzone wady serca (CHD) to zaburzenia strukturalne, które występują w wyniku nieprawidłowego rozwoju embrionalnego1. Oprócz uwarunkowań genetycznych na patogenezę wpływa zmienione obciążenie mechaniczne2,3. Zespół niedorozwoju lewego serca (HLHS), wrodzona wada serca, powoduje słabo rozwiniętą komorę/aortę przy urodzeniu4 z wysokim wskaźnikiem śmiertelności5,6. Pomimo ostatnich postępów w leczeniu klinicznym, wzrost naczyń krwionośnych i dynamika rozwoju HLHS są nadal niejasne7. W normalnym rozwoju embrionalnym wsierdzie lewej komory (LV) i mięsień sercowy wywodzą się z komórek progenitorowych serca w miarę postępu wczesnego tworzenia embrionalnej rurki serca. Zgłaszana jest stopniowa obecność beleczkowania mięśnia sercowego, warstw pogrubiających i proliferacji kardiomiocytów2. W przypadku HLHS obserwuje się zmienioną przebudowę beleczkowania i spłaszczenie lewej komory, co dodatkowo przyczynia się do hipoplazji mięśnia sercowego z powodu nieprawidłowej migracji kardiomiocytów2,8,9,10

Wśród powszechnie używanych organizmów modelowych do badania rozwoju serca i zrozumienia warunków hemodynamicznych11, ptasi zarodek jest preferowany ze względu na czterokomorowe dojrzałe serce i łatwość hodowli11,12,13,14. Z drugiej strony, zaawansowany dostęp do obrazowania zarodków danio pręgowanego i myszy transgenicznych/nokautujących zapewnia wyraźne korzyści11,12. Na zarodku ptasim przetestowano różne interwencje mechaniczne, które zmieniają ciśnienie śródścienne i naprężenia ścinające ścianę w rozwijających się elementach sercowo-naczyniowych. Modele te obejmują podwiązanie lewego płatka, pasmo współbieżneczne15 i podwiązanie lewego przedsionka (LAL)11,12,16. Wynikowy fenotyp spowodowany zmienionym obciążeniem mechanicznym można zaobserwować około 24-48 godzin po interwencji chirurgicznej w badaniach koncentrujących się na wczesnym rokowaniu11,13. Interwencja LAL jest popularną techniką zawężania objętości funkcjonalnej lewego przedsionka (LA) poprzez umieszczenie pętli szwu wokół otworu przedsionkowo-komorowego. Podobnie przeprowadzono również interwencje mikrochirurgiczne, które są ukierunkowane na podwiązanie prawego przedsionka (RAL)17,18. Podobnie, niektórzy badacze celują w uszek lewego przedsionka (LAA) za pomocą mikroklipsów, aby zmniejszyć objętość LA19,20. W niektórych badaniach nylonowa nić chirurgiczna jest nakładana na węzeł przedsionkowo-komorowy19,21. Jedną z zastosowanych interwencji jest LAL, która może naśladować HLHS, ale jest również najtrudniejszym modelem do wykonania, z bardzo małą wydajnością próbki ze względu na wymagane niezwykle drobne operacje mikrochirurgiczne. W naszym laboratorium LAL jest wykonywany in ovo między etapami Hamburger-Hamilton (HH) 20 i 21, zanim wspólny przedsionek zostanie w pełni septate6,14,22,23. Wokół LA umieszcza się szew chirurgiczny, który zmienia strumienie przepływu krwi wewnątrz serca. W modelach LAL HLHS obserwuje się zwiększoną sztywność ścian komór, zmienione kąty włókien mięśniowych i zmniejszony rozmiar wnęki LV14,24.

W tym artykule wideo przedstawiono szczegółowy protokół i podejście do LAL in ovo. Krótko mówiąc, zapłodnione ptasie zarodki inkubowano do mikrochirurgii, skorupka jaja została rozbita, a błona zewnętrzna i wewnętrzna oczyszczona. Zarodek był następnie powoli obracany, tak aby LA był dostępny. Nylonowy szew chirurgiczny 10-0 został przywiązany do zawiązka przedsionka, a zarodek został przywrócony do pierwotnej orientacji, kończąc procedurę LAL25. LAL i normalne komory są porównywane pod kątem zagęszczenia tkanek i objętości komór za pomocą optycznej koherentnej tomografii i podstawowej histologii.

Pomyślnie przeprowadzony potok modelowy LAL, jak opisano tutaj, przyczyni się do podstawowych badań koncentrujących się na embrionalnym rozwoju komponentów sercowo-naczyniowych. Model ten może być również używany razem z manipulacjami genetycznymi i zaawansowanymi metodami obrazowania. Podobnie, ostry model LAL jest stabilnym źródłem chorych komórek naczyniowych do eksperymentów z kulturami tkankowymi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Płodne białe jaja Leghorn są pozyskiwane od zaufanych dostawców i inkubowane zgodnie z wytycznymi zatwierdzonymi przez uniwersytet. Zarodki piskląt w stadiach od 18 (dzień 3) do 24 (dzień 4) (stadia przedstawione w tym artykule) nie są uważane za żywe kręgowce zgodnie z dyrektywą Unii Europejskiej (UE) 2010/63/UE i wytycznymi Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystania (IACUC) w USA. Zarodki piskląt są uważane za "żywe zwierzęta" po 19 dniu inkubacji zgodnie z prawem amerykańskim, ale nie w UE. Każde jajo jest oznaczone datą rozpoczęcia wylęgu i planuje się wyklucie nie później niż 10dnia inkubacji. Po wykluciu się z jaj pisklęta są wyjmowane z inkubatora. Protokół jest wykonywany w dwóch stacjonarnych stacjach operacyjnych (Stacja 1 i Stacja 2), koncentrując się na wyspecjalizowanych etapach generowania modeli.

1. Przygotowanie przed mikrochirurgią

  1. Zapłodnione jaja należy uzyskać w centrum opracowywania szczepionek o określonej klasie czystości (SPF) lub za pośrednictwem zaufanego komercyjnego gospodarstwa dostawczego za pośrednictwem delikatnego kuriera dostawczego w suchych pojemnikach z polistyrenu. Przed inkubacją delikatnie wyczyść skorupkę jajka niestrzępiącymi się chusteczkami nasączonymi 70% etanolem, aby usunąć zanieczyszczenia.
  2. Kryteria włączenia/wykluczenia zarodków
    1. Nie wysiadywać jaj, które zostały pęknięte lub uszkodzone podczas transportu.
    2. Jeśli podczas zabiegu LAL lub po ponownej inkubacji zauważy się krwawienie, nie należy używać zarodka.
    3. Nie należy używać zarodków rozwijających się w pozycji lewej strony do góry, ponieważ hemodynamiczny przepływ krwi może różnić się od normalnej orientacji.
    4. Zarodki Dıscarda rozwijające się z wadami wrodzonymi zarówno w procedurach przed, jak i pooperacyjnych.
    5. Uwzględnij zarodki, które osiągną stadium docelowe, rozwijając się w swojej pierwotnej lokalizacji, naśladując HLHS jako model LAL.
  3. Wysiaduj zapłodnione jaja kurze biało-leghornowe (Gallus gallus domesticus L.), końcem do góry, do pożądanego etapu, zwykle w HH20-2115 (37,5 °C, 60% wilgotności, 3,5 dnia) (Rysunek 1).
    UWAGA: Ważne jest, aby utrzymywać jaja w stałej temperaturze i wilgotności, aby zwiększyć plon. W zależności od modelu inkubatora, dodanie miski wypełnionej wodą destylowaną utrzyma stabilną wilgotność. Autorzy opracowali i zalecają plany dodatkowego/pomocniczego systemu kontroli temperatury i wilgotności, który pasowałby do większości inkubatorów. Elektronika, sprzęt i szczegóły kodu tego wbudowanego przez nas czujnika/jednostki sterującej są dostępne w repozytorium danych26. Ciągłe delikatne potrząsanie (obracanie) jaj podczas inkubacji może pozwolić na optymalne ustawienie zarodka, a tym samym prowadzić do większego odsetka "operacyjnych" zarodków. Wytrząsanie może również współpracować z inkubatorami o tej pojemności i jeszcze bardziej zwiększyć produktywność.
  4. Przed przystąpieniem do zabiegu należy przygotować wymaganą liczbę węzłów, zawiązując luźny węzeł nasadowy w szew 10-0 o długości 1,5 cm. Upewnij się, że węzeł nie jest ciasny i jest wystarczająco duży, aby łatwo zmieścił się nad przedsionkami podczas operacji (Rysunek 2).
    UWAGA: Zawiąż węzły z wyprzedzeniem i trzymaj je w sterylnym roztworze do dzwonienia piskląt przed użyciem. Operacja wiązania węzłów wymaga użycia dwóch rąk do synchronicznej obsługi pęsety. Ponieważ jest to krytyczny etap w protokole, model atrium może być wykonany z szpachli do ćwiczenia tego kroku (Rysunek 3). Poprawi to umiejętności mikrochirurgii trójwymiarowej potrzebne do wykonania kroku 3.2.3 na Stacji 2 (Rysunek 4).

2. Operacje na Stacji 1 (Rysunek 4A)

  1. Otwórz okno od końca jaja i usuń zarówno zewnętrzną, jak i wewnętrzną błonę15 (Rysunek 5A-D).
  2. Otwórz skorupkę jajka, delikatnie rozbijając odwrotnym końcem pęsety, z wolnymi palcami mocno podtrzymującymi jajko, aby zmniejszyć niepożądane rozprzestrzenianie się pęknięć.
  3. Ponieważ LAL jest długą procedurą, należy zachować temperaturę i wilgotność zarodka, ponieważ częstość akcji serca zależy od temperatury. Dlatego upewnij się, że początkowe okno powłoki jest tak małe, jak to możliwe, tylko tyle, aby wykonać operacje.
    UWAGA: Podczas pracy nie stosuje się żadnych systemów kontroli wilgotności ani temperatury, ale te systemy, jeśli są dostępne, korzystnie wpływają na wydajność. Jeśli to możliwe, system klimatyzacji w laboratorium jest wyłączany, a zabieg jest wykonywany w najwyższej możliwej temperaturze pokojowej (RT). Zalecana jest również optymalizacja tętna zarodka, które może być kontrolowane przez temperaturę, podczas operacji. Niektóre laboratoria utrzymują tętno na poziomie nieco niższym niż 120 uderzeń na minutę poprzez kontrolę temperatury podczas operacji LAL. W związku z tym kontrola wilgotności zastosowana wokół strefy operacyjnej jeszcze bardziej zwiększyłaby wydajność. Okna skorupki jaj są tworzone tak małe, jak to możliwe, na tyle duże, aby umożliwić dostęp chirurgiczny. Dotyczy to również grubej błony zewnętrznej, która jest zwykle mniejsza niż skorupka jaja tylko w zakresie obwodu zarodka. Zapewniają one utrzymanie temperatury i wilgotności zarodka. Podczas otwierania okna od końca jaja, małe fragmenty skorupki są czyszczone, aby kawałki te nie uszkodziły integralności naczyń krwionośnych witeliny ani nie doprowadziły do niepożądanych artefaktów. Ponadto inne laboratoria używają zakrzywionych nożyczek z mikroząbkami do wykonywania okien. Ponadto można użyć dwóch szerokości taśmy klejącej do ustabilizowania skorupki jajka, aby kontrolować pękanie.
  4. Usuń tylko niezbędną membranę witelinową za pomocą mikronożyczek (Dodatkowe wideo 1).
  5. Prawidłowy rozwój embrionalny jest prawą stroną do góry. Gdy zarodek jest wolny od błony witelinowej, umieść pęsetę z zamkniętymi końcówkami pod grzbietowym segmentem zarodka i delikatnie odwróć zarodek, aby odsłonić lewą stronę (tj. konfigurację lewą stroną do góry) (Rysunek 6A,B; Dodatkowe wideo 2).
  6. Upewnij się, że lewy pączek przedsionkowy jest teraz odsłonięty, ale nadal pokryty złożonym systemem błonowym, zwykle składającym się z podwójnej warstwy osierdzia.
  7. Usuń błony, w tym cienkie, bezpośrednio wokół pąka przedsionkowego. Jest to kolejny krytyczny etap; Wykonaj usuwanie błony z grubych błon i przejdź do drobnych wokół lewego pąka przedsionkowego. Zarezerwuj najdelikatniejszą pęsetę do usunięcia cienkiej błony (Dodatkowe wideo 3).
  8. Podczas procesu usuwania błony należy ustawić zarodek w pozycji lewą stroną do góry, tak aby można było przeprowadzić operację ułożenia węzła w kroku 3.2 bez dalszej zmiany położenia. Aby to osiągnąć, podnieś zarodek za pomocą błon w kroku 2.6 i zawieś go na skorupce jajka, upewniając się, że lewa strona jest skierowana do góry.
    UWAGA: Niektóre zarodki mogą znajdować się blisko obrzeża skorupki jaja i mogą być trudne do zoperowania. Mimo to zarodki te najprawdopodobniej będą zorientowane prawą stroną do góry i będą wykazywać normalne zachowanie, i mogą zostać włączone do badania. W takich przypadkach, jeśli to konieczne, zasłonięte przedsionki można uczynić bardziej dostępnymi, delikatnie czyszcząc błonę osierdziową drobną pęsetą #4 i usuwając skorupkę jajka w odwrotnym kierunku (w kierunku otworu skorupy). Zarodki te można również podnieść za pomocą części błon pozazarodkowych i utrwalić w pożądanej pozycji poprzez przymocowanie jednego końca błony (końcówki pęsety) do skorupki jaja, wykorzystując jej naturalną lepkość. Dodatkowo przestrzeń między głową a obszarem rdzenia kręgowego zarodka można rozszerzyć za pomocą pęsety, aby odsłonić zasłonięty przedsionek.

3. Operacje na Stacji 2 (Rysunek 4B)

  1. Pod mikroskopem stereoskopowym umieść wstępnie przygotowany węzeł z kroku 1.4 blisko zarodka w dostępnym miejscu (Ryc. 6B). Pączek przedsionkowy jest teraz gotowy do wiązania (Dodatkowy film 4).
  2. Weź wcześniej przygotowany otwarty węzeł i ustaw go nad lewym pączkiem przedsionkowym. Aby LAL działał, umieść jajko w wyjątkowo nachylonej orientacji trójwymiarowej.
    1. Prawidłowo ustaw węzeł, aby przeprowadzić proces napinania bez uszkadzania zarodków.
    2. Oczyść cienkie błony optymalnie w kroku 2.7, aby zmniejszyć efekt bicia serca.
    3. Dokręcić szew (Rysunek 6C). Na tym etapie bardzo przydatne jest ćwiczenie z kitem. W przypadku zarodków pozorowanych zaciśnij węzeł na tyle, aby go utrzymać.
  3. Następnie za pomocą mikronożyczek odetnij nadmiar końców szwu jak najbliżej pąka (Dodatkowe wideo 5).
  4. Należy bardzo uważać, aby nowo odcięte końce zawiązanego szwu nie były w stanie przebić pobliskich naczyń podczas rotacji lub z powodu bicia serca.
  5. Za pomocą pęsety usuń nadmiar kawałków szwów odciętych w kroku 3.3.
  6. Na koniec, za pomocą zamkniętej pęsety, przywróć zarodek do pierwotnej pozycji, jak w kroku 2.5 (Dodatkowy film 6).
  7. Po zakończeniu procesu LAL przykryj jajo podwójną warstwą parafilmu i ponownie je wysiaduj. Szczelne i sterylne zamknięcie jaj ma zasadnicze znaczenie dla przetrwania, zwłaszcza po 24 godzinach inkubacji. Jeśli pożądany jest również dostęp wzrokowy, użyj wosku parafinowego ze szkiełkami podstawowymi.
    UWAGA: Ponieważ badany jest wczesny okres embrionalny, jaja są zwykle inkubowane przez 24-48 godzin, aż osiągną około HH25 lub HH27. Nie ma jednak ograniczeń, a późniejsze etapy można badać, jak próbują inni badacze. Aby zapewnić dużą szybkość działania, zalecany jest co najmniej dwuosobowy zespół. Jedna osoba powinna zostać przeszkolona i jest odpowiedzialna za otwieranie jaja, wstępne oczyszczanie błony, rotację i oczyszczanie błony wokół lewego zawiązka przedsionka. Druga osoba jest odpowiedzialna tylko za wstępne przygotowanie węzła, ułożenie węzła i zaciśnięcie. Końcowa rotacja zarodka może być przeprowadzona przez osobę 1. Operacja chirurgiczna pojedynczego zarodka trwa około 4-5 minut.
  8. Przed/po operacjach chirurgicznych należy oczyścić powierzchnie stołowe i narzędzia etanolem. Upewnij się, że nałożyłeś świeży roztwór obrączkarza (NaCl, KCl, CaCl2 i NaHCO3)16,27 na metalowe narzędzia stykające się z tkankami embrionalnymi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Do obserwacji zmian strukturalnych i morfologicznych wynikających z interwencji LAL można zastosować zaawansowane techniki obrazowania z rozdzielczością czasową10. Ponadto próbki LAL nadają się do analiz metodami molekularnymi i biologicznymi19,28. W Tabeli 1 przedstawiono badania próbek z wykorzystaniem wyników modelu LAL. W tym kontekście interwencję LAL przeprowadzono u embrionów kurczaka, które osiągnęły stadium HH20-2...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W HLHS przepływ krwi jest zmieniony z powodu wad strukturalnych, co prowadzi do nieprawidłowej morfologii po lewej stronie 4,6. Obecny model zapewnia praktyczny system eksperymentalny pozwalający lepiej zrozumieć progresję HLHS i może nawet naśladować jego patogenezę8. Jednak stworzenie w pełni równoważnego klinicznie modelu zwierzęcego HLHS jest trudnym zadaniem. Oprócz przedstawionego tutaj ptasiego modelu LAL, ostatnie badania na myszac...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy, że Tubitak 2247A przyznaje główną nagrodę naukową 120C139 za przyznanie finansowania. Autorzy pragną również podziękować PakTavuk Gıda. A. S., Stambuł, Turcja, za dostarczanie płodnych komórek jajowych i wspieranie badań nad układem sercowo-naczyniowym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Nylonowy szew chirurgiczny 10-0Ethicon
Elastica van GiesonSigma-Aldrich115974Do barwienia tkanek łącznych w przekrojach histologicznych
Absolut etanoluInterlab64-17-5Na etapie sterylizacji 70% etanolu uzyskano przez rozcieńczenie etanolu absolutnego wodą destylowaną.
InkubatorKUHL, Flemington, New Jersey-USAAZYSS600-110
KimwipesInterlab080.65.002
MicroscissorsWorld Precision Instruments (WPI), Sarasota FL555640SVannas STR 82 mm
Parafilm MSigma-AldrichP7793-1EAEtap uszczelniania do reinkubacji jaj
Paraplast BulkLeica Biosystems 39602012Podłoże do zatapiania tkanek
Mikroskop stereoskopowyZeiss Stemi 508  Stemi 508Używany na stacji 1
Mikroskop stereoskopowyZeiss Stemi 2000-CStemi 2000-CUżywany na stacji 2
Pęseta (Dumont 4 INOX #F4)Adumont & Fils, SzwajcariaSłuży do zwrotu zarodka
Pęseta (Super Fine Dumont #5SF) World Precision Instruments (WPI), Sarasota FL501985Służy do usuwania błon na zarodku
Zestaw do barwienia

Bibliografia

  1. Wang, T., et al. Congenital heart disease and risk of cardiovascular disease: A meta-analysis of cohort studies. Journal of the American Heart Association. 8 (10), e012030(2019).
  2. Chaudhry, B., et al. The left ventricular myocardium in hypoplastic left heart syndrome. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 9 (8), 279(2022).
  3. Lashkarinia, S. S., Çoban, G., Ermek, E., Çelik, M., Pekkan, K. Spatiotemporal remodeling of embryonic aortic arch: stress distribution, microstructure, and vascular growth in silico. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 19 (5), 1897-1915 (2020).
  4. Ho, S., Chan, W. X., Yap, C. H. Fluid mechanics of the left atrial ligation chick embryonic model of hypoplastic left heart syndrome. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 20 (4), 1337-1351 (2021).
  5. Gordon, B. M., Rodriguez, S., Lee, M., Chang, R. K. Decreasing number of deaths of infants with hypoplastic left heart syndrome. The Journal of Pediatrics. 153 (3), 354-358 (2008).
  6. Salman, H. E., et al. Effect of left atrial ligation-driven altered inflow hemodynamics on embryonic heart development: clues for prenatal progression of hypoplastic left heart syndrome. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 20 (2), 733-750 (2021).
  7. Fruitman, D. S. Hypoplastic left heart syndrome: Prognosis and management options. Paediatrics & Child Health. 5 (4), 219-225 (2000).
  8. Rahman, A., Chaturvedi, R. R., Sled, J. G. Flow-mediated factors in the pathogenesis of hypoplastic left heart syndrome. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 9 (5), 154(2022).
  9. Henderson, D. J., Anderson, R. H. The development and structure of the ventricles in the human heart. Pediatric Cardiology. 30 (5), 588-596 (2009).
  10. Kowalski, W. J., Pekkan, K., Tinney, J. P., Keller, B. B. Investigating developmental cardiovascular biomechanics and the origins of congenital heart defects. Frontiers in Physiology. 5, 408(2014).
  11. Midgett, M., Rugonyi, S. Congenital heart malformations induced by hemodynamic altering surgical interventions. Frontiers in Physiology. 5, 287(2014).
  12. Kowalski, W. J., et al. Left atrial ligation alters intracardiac flow patterns and the biomechanical landscape in the chick embryo. Developmental Dynamics. 243 (5), 652-662 (2014).
  13. Bruneau, B. G. The developmental genetics of congenital heart disease. Nature. 451 (7181), 943-948 (2008).
  14. Sedmera, D., et al. Cellular changes in experimental left heart hypoplasia. The Anatomical Record. 267 (2), 137-145 (2002).
  15. Celik, M., et al. Microstructure of early embryonic aortic arch and its reversibility following mechanically altered hemodynamic load release. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 318 (5), H1208-H1218 (2020).
  16. Tobita, K., Schroder, E. A., Tinney, J. P., Garrison, J. B., Keller, B. B. Regional passive ventricular stress-strain relations during development of altered loads in chick embryo. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 282 (6), H2386-H2396 (2002).
  17. Alser, M., Shurbaji, S., Yalcin, H. C. Mechanosensitive pathways in heart development: findings from chick embryo studies. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 8 (4), 32(2021).
  18. Alser, M., et al. Blood flow disturbance and morphological alterations following the right atrial ligation in the chick embryo. Frontiers in Physiology. 13, 849603(2022).
  19. Sedmera, D. HLHS: Power of the chick model. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 9 (4), 113(2022).
  20. Rychter, Z., Rychterová, V., Lemez, L. Formation of the heart loop and proliferation structure of its wall as a base for ventricular septation. Herz. 4 (2), 86-90 (1979).
  21. Harh, J. Y., Paul, M. H., Gallen, W. J., Friedberg, D. Z., Kaplan, S. Experimental production of hypoplastic left heart syndrome in the chick embryo. The Americal Journal of Cardiology. 31 (1), 51-56 (1973).
  22. Sedmera, D., Pexieder, T., Rychterova, V., Hu, N., Clark, E. B. Remodeling of chick embryonic ventricular myoarchitecture under experimentally changed loading conditions. The Anatomical Record. 254 (2), 238-252 (1999).
  23. Karakaya, C., et al. Asymmetry in mechanosensitive gene expression during aortic arch morphogenesis. Scientific Reports. 8 (1), 16948(2018).
  24. Trinidad, F., et al. Effect of blood flow on cardiac morphogenesis and formation of congenital heart defects. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 9 (9), 303(2022).
  25. Tobita, K., Keller, B. B. Right and left ventricular wall deformation patterns in normal and left heart hypoplasia chick embryos. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 279 (3), H959-H969 (2000).
  26. Bortecine, S., Merve Nur, C., Faruk, K., Kerem, P. Auxiliary humidifier system design and construction for research grade egg incubators. Zenodo. , (2023).
  27. Schroder, E. A., Tobita, K., Tinney, J. P., Foldes, J. K., Keller, B. B. Microtubule involvement in the adaptation to altered mechanical load in developing chick myocardium. Circulation Research. 91 (4), 353-359 (2002).
  28. Rufaihah, A. J., Chen, C. K., Yap, C. H., Mattar, C. N. Z. Mending a broken heart: In vitro, in vivo and in silico models of congenital heart disease. Disease Models & Mechanisms. 14 (3), (2021).
  29. Siddiqui, H. B., Dogru, S., Lashkarinia, S. S., Pekkan, K. Soft-tissue material properties and mechanogenetics during cardiovascular development. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 9 (2), 64(2022).
  30. Pesevski, Z., et al. Endocardial fibroelastosis is secondary to hemodynamic alterations in the chick embryonic model of hypoplastic left heart syndrome. Developmental Dynamics. 247 (3), 509-520 (2018).
  31. Hu, N., et al. Dependence of aortic arch morphogenesis on intracardiac blood flow in the left atrial ligated chick embryo. Anatomical Record. 292 (5), 652-660 (2009).
  32. Lashkarinia, S. S., et al. Myocardial biomechanics and the consequent differentially expressed genes of the left atrial ligation chick embryonic model of hypoplastic left heart syndrome. Annals of Biomedical Engineering. 51 (5), 1063-1078 (2023).
  33. Krejčí, E., et al. Microarray analysis of normal and abnormal chick ventricular myocardial development. Physiological Research. 61, S137-S144 (2012).
  34. Rahman, A., et al. A mouse model of hypoplastic left heart syndrome demonstrating left heart hypoplasia and retrograde aortic arch flow. Disease Models & Mechanisms. 14 (11), (2021).
  35. Fishman, N. H., Hof, R. B., Rudolph, A. M., Heymann, M. A. Models of congenital heart disease in fetal lambs. Circulation. 58 (2), 354-364 (1978).
  36. Wong, F. Y., et al. Induction of left ventricular hypoplasia by occluding the foramen ovale in the fetal lamb. Scientific Reports. 10 (1), 880(2020).
  37. Nie, S. Use of frogs as a model to study the etiology of HLHS. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 10 (2), 51(2023).
  38. Vilches-Moure, J. G. Embryonic chicken (Gallus gallus domesticus) as a model of cardiac biology and development. Comparative Medicine. 69 (3), 184-203 (2019).
  39. Kain, K. H., et al. The chick embryo as an expanding experimental model for cancer and cardiovascular research. Developmental Dynamics. 243 (2), 216-228 (2014).
  40. Sukparangsi, W., Thongphakdee, A., Intarapat, S. Avian embryonic culture: A perspective of in ovo to ex ovo and in vitro studies. Frontiers in Physiology. 13, 903491(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model zarodka ptakahipoplazja lewego sercachirurgia zarodka kurykompakcja mi nia sercowegooptyczna tomografia koherencyjnastruktura trabekularnasekwencjonowanie pojedynczych kom rek
Podwiązanie lewego przedsionka w zarodku ptaka jako model zmienionego obciążenia hemodynamicznego we wczesnym rozwoju naczyniowym
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.