Artykuł metodologiczny

Skuteczność podskórnego igłowania Fu w bólu nerwu kulszowego: zmiany behawioralne i elektrofizjologiczne w modelu szczura z przewlekłym zwężeniem

DOI:

10.3791/65406

⸱

30 czerwca 2023

 ,  ,  , 
1Department of Chinese Medicine, Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, 2Graduate Institute of Integrated Medicine, College of Chinese Medicine, China Medical University, 3Institute of Fu's Subcutaneous Needling, Beijing University of Chinese Medicine, 4Clinical Medical College of Acupuncture & Moxibustion and Rehabilitation, Guangzhou University of Chinese Medicine, 5Experimental Animal Center, Department of Molecular Biology and Cell Research, Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, 6Department of Pharmacy and Master Program, Tajen University, 7Department of Physical Medicine and Rehabilitation, China Medical University Hospital, 8Department of Physical Therapy and Graduate Institute of Rehabilitation Science, China Medical University, 9Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Asia University Hospital, Asia University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy protokół użycia podskórnego igłowania Fu w modelu przewlekłego uszkodzenia zwężonego w celu wywołania bólu nerwu kulszowego u szczurów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podskórne igłowanie (FSN), technika akupunktury wynaleziona przez tradycyjną medycynę chińską, jest stosowana na całym świecie do uśmierzania bólu. Jednak mechanizmy działania wciąż nie są w pełni poznane. Podczas leczenia FSN igła FSN jest wprowadzana i utrzymywana w tkankach podskórnych przez długi czas ruchem kołyszącym. Jednak utrzymanie postawy podczas manipulowania FSN w modelach zwierzęcych (np. szczurach) wiąże się z wyzwaniami dla badaczy. Niewygodne leczenie może prowadzić do strachu i oporu przed igłami FSN, zwiększając ryzyko kontuzji, a nawet może wpłynąć na dane badawcze. Znieczulenie może również wpłynąć na wyniki badania. W związku z tym istnieje zapotrzebowanie na strategie w terapii FSN na zwierzętach, które minimalizują obrażenia podczas interwencji. W badaniu tym wykorzystano model przewlekłego uszkodzenia zwężonego u szczurów Sprague-Dawley w celu wywołania bólu neuropatycznego. Model ten replikuje ból wywołany uszkodzeniem nerwów obserwowanym u ludzi poprzez chirurgiczne zwężenie nerwu obwodowego, naśladując ucisk lub uwięzienie obserwowane w stanach takich jak zespoły ucisku nerwów i neuropatie obwodowe. Wprowadzamy odpowiednią manipulację w celu łatwego wprowadzenia igły FSN do podskórnej warstwy ciała zwierzęcia, w tym wprowadzanie i kierunek igły, utrzymywanie igły i ruch kołysania. Zminimalizowanie dyskomfortu szczura zapobiega napięciu szczura, co powoduje skurcz mięśnia i utrudnia wejście igły oraz poprawia efektywność badania.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Szacuje się, że ból neuropatyczny, zdefiniowany jako ból spowodowany uszkodzeniem nerwów, dotyka 6,9%-10% światowej populacji, a podawana częstość występowania w ciągu życia wynosi 49%-70%1,2. Jest również uważany za jeden z najtrudniejszych do opanowania zespołów bólowych. Stosowanie środków farmakologicznych do radzenia sobie z bólem neuropatycznym przyniosło ograniczony sukces, ponieważ powszechnie przepisywane leki przeciwbólowe, takie jak niesteroidowe leki przeciwzapalne i opioidy, wykazały niewielką skuteczność w łagodzeniu tego rodzaju bólu3,4. W związku z tym istnieje ogromna potrzeba zbadania nowych możliwości leczenia, zwłaszcza leczenia niefarmakologicznego. Akupunktura, jako interwencja niefarmakologiczna, potencjalnie łagodzi ból neuropatyczny poprzez wywieranie działania przeciwbólowego na układ somatosensoryczny. Zarówno badania kliniczne, jak i przedkliniczne wykazały, że akupunktura jest skuteczna w łagodzeniu objawów bólu neuropatycznego bez znaczących skutków ubocznych5,6,7. Jednak główny mechanizm leczenia akupunkturą w celu złagodzenia bólu w bólu neuropatycznym wymaga dalszych badań.

W ostatnich latach igłowanie podskórne (FSN) Fu zyskało popularność w leczeniu zaburzeń neurologicznych związanych z bólem8. FSN wywodzi się z tradycyjnej chińskiej akupunktury i został po raz pierwszy opisany przez tradycyjnego chińskiego lekarza Zhonghua Fu w 1996 roku9,10. Chociaż wywodzi się z tradycyjnej akupunktury, FSN znacznie różni się swoimi technikami i teoriami od akupunktury opartej na meridianach, zasad yin i yang oraz koncepcji punktów akupunkturowych. FSN kładzie większy nacisk na podejścia neurofizjologiczne i anatomiczne, aby skutecznie radzić sobie z bólem mięśniowo-powięziowym11. Terapia FSN jest stosowana w praktyce klinicznej w leczeniu różnych bolesnych zaburzeń mięśniowych, ukierunkowanych na tkanki łączne ściśle związane z mięśniami, szczególnie koncentrując się na leczeniu napiętych mięśni (TM)12. Jako terapia uzupełniająca w łagodzeniu bólu, istnieją również dowody kliniczne, że FSN jest skuteczny w leczeniu urazów tkanek miękkich, a także zapewnia szybkie leczenie bólu i znaczną poprawę skurczów tkanek miękkich13,14. Terapia FSN obejmuje specyficzne techniki dostosowane do leżących u podstaw mięśniowo-powięziowych punktów spustowych (MTrP) związanych z chorobą. Pozycja wprowadzenia igły FSN jest starannie dobrana w oparciu o lokalizację tych punktów spustowych, co pozwala na precyzyjne celowanie w dotknięte obszary. Podczas zabiegu igła FSN jest wprowadzana do warstwy podskórnej, gdzie celowo zostaje zatrzymana w celu optymalizacji efektów terapeutycznych. Następnie stosuje się charakterystyczną technikę znaną jako ruch kołysania, polegającą na delikatnym ruchu oscylacyjnym igły w celu stymulacji tkanek i promowania reakcji terapeutycznych10. Rozwój MTrP wiąże się z teorią kryzysu energetycznego, która wyjaśnia, że czynniki takie jak przewlekłe przeciążenie mięśni, nadmierny wysiłek, niewłaściwa postawa wysiłkowa, zanik mięśni i zwyrodnienie mogą przyczyniać się do wystąpienia niedokrwienia i niedotlenienia tkanki mięśniowej. Uważa się, że ten niedobór tlenu i energii w tkance mięśniowej odgrywa kluczową rolę w tworzeniu MTrPs15,16. Wcześniejsze badania na zwierzętach wykazały, że leczenie przewlekłego bólu u szczurów FSN poprawia w pewnym stopniu strukturę morfologiczną i funkcję mitochondriów w TM, potwierdzając potencjał terapii FSN w promowaniu regeneracji uszkodzonych nerwów i mięśni17.

Rwa kulszowa została sklasyfikowana jako ból neuropatyczny18. Uważa się, że źródło bólu neuropatycznego leży w dowolnym miejscu między motoryczną płytką końcową a zewnętrzną włóknistą warstwą mięśnia, obejmującą układ mikronaczyniowy i neuroprzekaźniki na poziomie komórkowym. Utrata unerwienia mięśni i apoptoza unerwionych komórek nerwowych występuje, gdy dochodzi do uszkodzenia nerwów19, co prowadzi do chodu związanego z bólem w dotkniętej kończynie. Dodatkowo, przewlekły ucisk lub podrażnienie nerwu może prowadzić do różnych zmian w sposobie funkcjonowania nerwów, co może jeszcze bardziej zaostrzyć objawy rwy kulszowej20. Jednak złożoność układu nerwowego utrudnia jego odtworzenie in vitro, co wymaga wykorzystania modeli zwierzęcych do takich badań. W badaniach nad zaburzeniami bólu neuropatycznego powszechnie stosuje się organizmy modelowe, obejmujące różne metody bezpośredniego uszkodzenia nerwów obwodowych, takie jak podwiązanie nerwu kulszowego, przecięcie lub kompresja21,22. Model przewlekłego urazu zwężonego (CCI) u szczurów Sprague-Dawley został wykorzystany do wywołania bólu neuropatycznego. Model ten replikuje ból wywołany uszkodzeniem nerwów obserwowanym u ludzi poprzez chirurgiczne zwężenie nerwu obwodowego, naśladując ucisk lub uwięzienie obserwowane w stanach takich jak zespoły ucisku nerwów i neuropatie obwodowe.

W tym badaniu oceniliśmy przeciwbólowe efekty terapii FSN i elektroterapii o niskiej częstotliwości (przezskórny elektryczny stymulator nerwów, TENS) u szczurów z przewlekłym urazem zwężenia i bólem neuropatycznym. Ponieważ znieczulenie spowalnia lub blokuje impulsy nerwowe i wpływa na przekaźnictwo synaptyczne i funkcje neuronów23, zwierzęta nie mogą być znieczulone przy wszystkich procedurach igłowania i ruchach kołyszących. Dlatego wymagana jest odpowiednia technika igłowania, aby zmniejszyć dyskomfort u szczurów. Szczegółowo opisano etapy tworzenia modelu CCI szczura, sposób, w jaki szczury były traktowane FSN, łącząc ruch kołysania bez znieczulenia, wykonalne testy wzorców zachowań zwierząt i badania elektrofizjologiczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Changhua, Tajwan (111031) w październiku 2022 r. (Rysunek 1).

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Zakup 48 samców szczurów Sprague-Dawley (SD) (wiek: 8-10 tygodni, waga: 250-300 g).
  2. Szczury domowe trzymane pojedynczo w wentylowanych klatkach w temperaturze 24 ± 2 °C i 12-godzinnym cyklu ciemności i światła.
  3. Karm szczury standardową dietą granulowaną ze sterylną wodą pitną gotową do użycia i zapewnij miękką ściółkę.

2. Grupowanie zwierząt

  1. Losowo podziel 48 szczurów SD na sześć grup (n = 8 na grupę): grupa pozorowana, grupa CCI, grupa CCI+FSN, grupa CCI+TENS, grupa sama FSN i grupa sama TENS, jak w poprzednim badaniu przeprowadzonym przez Chan i wsp.24.
    UWAGA: Szczegóły dotyczące sześciu grup: (1) Grupa pozorowana: brak operacji i leczenia; (2) Grupa CCI: przygotowana do operacji bez leczenia; (3) Grupa leczona CCI+FSN: leczenie FSN po udanym modelowaniu CCI; (4) Grupa leczenia CCI+TENS: leczenie TENS po udanym modelowaniu CCI; (5) Grupa leczona samym FSN: tylko leczenie FSN bez operacji; (6) Grupa samego leczenia TENS: tylko leczenie TENS bez operacji.

3. Ustanowienie modelu szczura CCI

UWAGA: Model operacji CCI u szczurów został zmodyfikowany zgodnie z Bennettem i Xie przeprowadzonym w 1988 roku25.

  1. Upewnij się, że operator nosi maskę chirurgiczną, jednorazową czepek operacyjny i sterylne rękawice.
  2. Zdezynfekuj powierzchnię stołu operacyjnego 70% etanolem. Sterylizuj narzędzia (np. nożyczki, kleszcze i zwijacze), gazę, zszywki i waciki bawełniane przez autoklawowanie.
    UWAGA: Podczas całego zabiegu chirurgicznego stosowane są techniki aseptyki.
  3. Znieczulić szczury 4% izofluranem po standardowym przygotowaniu skóry (golenie) i utrzymywać za pomocą 2% izofluranu (Rysunek 2A).
    1. Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, obserwując brak reakcji po uszczypnięciu tylnej łapy i monitorując znieczulone szczury przez cały czas trwania zabiegu.
    2. Nałóż wystarczającą ilość weterynaryjnej maści okulistycznej na oczy, aby chronić je przed wysuszeniem.
  4. Połóż szczura w pozycji leżącej na stole operacyjnym i ogol włosy z boku prawej tylnej nogi, a następnie trzykrotnie zdezynfekuj skórę roztworem jodu powidonu i 75% etanolem. Zapewnij wsparcie termiczne przez cały czas trwania zabiegu i użyj sterylnych obłożeń, aby zakryć pole operacyjne.
    1. Wykonaj równoległe nacięcie w skórze 3-4 mm poniżej kości udowej około 20-50 mm.
    2. Nadaj priorytet identyfikacji pozycji pośladka wielkiego i bicepsa uda. Oddziel podskórną tkankę tłuszczową i powierzchowną powięź warstwa po warstwie za pomocą nożyczek chirurgicznych, przecinając otaczającą tkankę łączną, aby odsłonić mięsień (Rysunek 2B).
      UWAGA: Aby odróżnić podskórne warstwy tłuszczu i powierzchowne warstwy powięzi, obserwuj teksturę i kolor. Podskórna warstwa tłuszczu powinna wydawać się miękka i giętka o żółtawym lub białawym wyglądzie. Powięź powierzchowna to cienka włóknista warstwa znajdująca się bezpośrednio pod podskórną tkanką tłuszczową. Rozróżnij warstwy, delikatnie dotykając lub sondując narzędziem, zauważając, że podskórna tkanka tłuszczowa stawia większy opór ucisku w porównaniu z powięzią powierzchowną.
  5. Za pomocą nożyczek przetnij tkankę łączną między powierzchownymi mięśniami pośladkowymi i dwugłowymi uda.
    1. Poszerz szczelinę między tymi dwoma mięśniami za pomocą retraktora, aby odsłonić nerw kulszowy (Rysunek 2C).
      UWAGA: Aby wizualnie zidentyfikować nerw kulszowy u szczura, skup się na okolicy uda. Zlokalizuj środkowy punkt okolicy uda, aby uwidocznić nerw kulszowy. Zazwyczaj nerw biegnie wzdłuż tylnej części uda, zaczynając od okolicy bioder i rozciągając się w kierunku kolana.
    2. Nie zmieniając morfologii nerwu, przetrzyj nerw kulszowy mikroigłą przez dobre źródło światła. Dwukrotnie podwiązać nerw kulszowy za pomocą chromowych ligatur jelitowych 3-0, umieszczając punkty ligatury w odległości około 1 mm od siebie między dwoma szwami.
    3. Zaczynając od luźnej pętli dla każdej ligatury, chwyć końce ligatury blisko pętli i dokręć, aż pętla będzie dobrze dopasowana, upewniając się, że ligatura nie ślizga się wzdłuż nerwu. Zatrzymaj się, gdy podczas podwiązania zaobserwuje się lekkie drganie kończyny (Rysunek 2D).
  6. Zamknij mięśnie i skórę warstwa po warstwie za pomocą linii szwów 4-0. Na koniec zdezynfekuj ranę jodem (Rysunek 2E).
  7. Ściśle monitoruj parametry życiowe szczurów podczas znieczulenia i umieść je w indywidualnych klatkach rekonwalescencji, dopóki się nie obudzą, zanim umieścisz je z powrotem w klatkach. Wyłóż klatki płaską papierową ściółką, aby zapobiec uduszeniu u nieprzytomnych zwierząt. Krótkie drgnięcie kończyny pooperacyjnej wskazuje na udaną operację (Ryc. 2F).
  8. Wykonaj test nadwrażliwości na ból kilka razy przed CCI (punkt wyjściowy) i w różnych punktach czasowych po CCI.
  9. Obserwuj spontaniczny ból i zmiany w zachowaniu w dniach 1, 3, 5 i 7 po skonstruowaniu modelu.
    UWAGA: Obserwuj chód i postawę prawej kończyny tylnej oraz obecność lizania i gryzienia kończyny.
    1. Zidentyfikuj obecność bólu neuropatycznego, aby określić pomyślne ustanowienie modelu i wykluczyć szczury, którym się nie powiodło.
      UWAGA: Oceń sukces modelu, obserwując takie objawy, jak osłabienie chodu kończyn dolnych, palce prawej kończyny trzymane razem z łagodną koślawością, częste zwisanie i niechęć do lądowania. Obserwuj szczura stojącego z lewą tylną kończyną podtrzymującą ciężar, podczas gdy prawa tylna kończyna jest uniesiona i blisko brzucha.

4. Administrowanie manipulacją FSN

  1. Zamocować szczura z grupy leczonej FSN (w tym grupy CCI+FSN i samej FSN) w unieruchomieniu gryzoni z chorą kończyną odsłoniętą z boku. Zapewnij wsparcie termiczne przez cały czas trwania zabiegu. Obie grupy były leczone jednorazowymi igłami FSN (Ryc. 3A).
  2. Bez znieczulenia stopniowo i powoli rozciągaj tylne kończyny szczura, aż zostaną mocno rozciągnięte (Rysunek 3B).
    UWAGA: Głowa szczura jest pokryta serwetą chirurgiczną, aby zwierzę było spokojne i stabilne. Nie przesadzaj z wyciąganiem nogi, aby spowodować obrażenia szczura. Uważnie obserwuj reakcję szczura pod kątem oznak niepokoju lub dyskomfortu. Jeśli szczur wykazuje oznaki bólu lub dyskomfortu, przerwij przedłużanie i zrób sobie przerwę przed ponowną próbą.
  3. Zdjąć osłonkę ochronną igły FSN.
    1. Włóż końcówkę igły FSN w kierunku TM (mięśni z MTrP), mniej więcej blisko mięśnia pośladkowego maksymalnego, znajdującego się w dolnej części pleców i z tyłu.
  4. Umieścić igłę FSN płasko i wprowadzić ją w skórę pod kątem około 15°.
    1. Przepchnij go ostrożnie i szybko przez skórę do przestrzeni podskórnej, aby zapobiec stresowi u szczura, aż do całkowitego włożenia. Upewnij się, że igła jest włożona na tyle, aby całkowicie zanurzyć miękką rurkę pod skórą.
    2. Przesuwając do przodu, lekko podnieś końcówkę igły, aby zaobserwować, czy wybrzuszenie skóry przesuwa się wzdłuż końcówki igły (Rysunek 3C).
  5. Wykonuj ruch kołysania, płynnie i miękko wachlując końcówkę igły FSN kciukiem jako punktem podparcia, trzymając palec wskazujący, środkowy i serdeczny w linii prostej.
    1. Trzymaj igłę FSN między środkowym palcem a kciukiem w pozycji twarzą do twarzy i naprzemiennie poruszaj się w przód iw tył za pomocą palca wskazującego i serdecznego.
    2. Ustaw częstotliwość na 100 uderzeń na minutę i wykonuj operację przez około 1 minutę (Rysunek 3D).
  6. Po zakończeniu manipulacji szybko wyjmij igłę FSN.
    UWAGA: Operacja była wykonywana co 2 dni przez łącznie cztery sesje (dni 1, 3, 5 i 7 po utworzeniu modelu CCI). Jednorazowe igły FSN muszą być użyte raz. Wielokrotne użycie stępi igłę i spowoduje zwiększony ból u szczurów.

5. Administrowanie manipulacją TENS

  1. Zamocuj szczura z grupy leczonej TENS (w tym grupy CCI+TENS i samej grupy TENS) w unieruchomieniu gryzoni z chorą kończyną odsłoniętą z boku. Zapewnij wsparcie termiczne przez cały czas trwania zabiegu. Upewnij się, że sierść jest ogolona przed zabiegiem.
    UWAGA: Elektrody zostały przycięte do 45 mm (długość) na 5 mm (szerokość) (Rysunek 4A).
  2. Wybierz punkt Zusanli (ST36) i punkt Sanyinjiao (SP6) jako lokalizacje dla TENS. Jest to oparte na teorii leczenia bólu neuropatycznego26,27.
    1. Zlokalizuj punkt Zusanli (ST36) około 5 mm w bok od przedniego guzka kości piszczelowej między kością piszczelową a strzałkową tuż poniżej kolana28.
    2. Zlokalizuj punkt Sanyinjiao (SP6) na tylnej granicy kości piszczelowej, 3 mm proksymalnie do kostki przyśrodkowej28.
      UWAGA: Oba te dwa punkty akupunktury są zlokalizowane poprzez ręczną inspekcję, jak opisali Stux i Pomeranz oraz w atlasie akupunktury zwierząt28,29 (Rysunek 4B).
  3. Zapewnij stymulację elektryczną o niskiej częstotliwości (ciągła fala sinusoidalna 2 Hz, 3 mA) przez 10 minut za pomocą urządzenia TENS z elektrodą umieszczoną na nodze wokół nerwu. Przykryj głowę głowy szczura serwetą chirurgiczną, aby była spokojna i stabilna.
    UWAGA: Ta procedura jest wykonywana co 2 dni, w sumie przez cztery sesje (dni 1, 3, 5 i 7 po utworzeniu modelu CCI).

6. Pomiary fizjologiczne przeprowadzające test behawioralny zwierząt

UWAGA: Wskaźnik funkcji kulszowej (SFI)30 jest powszechnie używanym indeksem przez badaczy zajmujących się patologią i potencjalnym leczeniem urazów nerwów, określanym przez porównanie geometrii uszkodzonej tylnej łapy u rannych szczurów z geometrią przeciwległej łapy i porównanie jej z przeciwległą łapą.

  1. Zaprojektuj chodniki dla szczurów z przezroczystą pleksi i uchylnymi lustrami, aby uchwycić ślady stóp i orientację ciała szczurów podczas spaceru.
    UWAGA: Chodnik to platforma o długości 10 cm, szerokości 50 cm i wysokości 15 cm z białą papierową wyściółką na dole (Rysunek 5A).
  2. Delikatnie i swobodnie umieść szczury w pudełku i pozwól im zaaklimatyzować się w nowym środowisku przez co najmniej 5 minut przed nagraniem.
    UWAGA: Szczególną uwagę zwraca się na zminimalizowanie niepotrzebnego stresu u zwierzęcia, aby uniknąć jego ewentualnego wpływu na napięcie mięśni posturalnych.
  3. Zanurz łapy szczura w czerwonym tuszu i pozwól szczurowi chodzić po pasie chodnika, pozostawiając ślady na papierze podkładowym. Rejestruj co najmniej 2 s ciągłego chodzenia dla każdego testu. Spraw, aby szczur przeszedł co najmniej 3 razy w jednym kierunku (Rysunek 5B).
    UWAGA: Nałóż szybkoschnący, nietoksyczny, rozpuszczalny w wodzie czerwony atrament na obie tylne łapy, aby ślady tylnych były wyraźnie widoczne.
  4. Pod koniec eksperymentu wysusz paski chodnika, aby zmierzyć parametry. Zmierz ich ślady za pomocą linijki i zaokrąglij z dokładnością do 0,5 mm.
    UWAGA: Trzy wyraźne ślady stóp każdego szczura zostały wybrane z kilku śladów stóp i zmierzono trzy różne parametry. Czynniki dla SFI obejmują długość druku (PL), rozpiętość palców (TS) i pośrednią rozpiętość palców (ITS).
    Wartości SFI są obliczane przy użyciu następującego wzoru31:
    figure-protocol-1
    (EPL, eksperymentalna długość druku; NPL, normalna długość druku; ETS, eksperymentalny rozstaw palców u nóg; NTS, normalny rozstaw palców; EIT, eksperymentalny pośredni rozpiętość palców u nóg; NIT, pośredni rozstaw palców.)
    SFI = 0 i - 100 oznacza normalną i całkowitą dysfunkcję. Szczurom, które ciągnęły się palcami, arbitralnie przypisywano wartość -100. Dla normalnych funkcji neurologicznych SFI oscyluje wokół 0, podczas gdy około -100 SFI oznacza całkowitą dysfunkcję32.

7. Ocena neurofizjologiczna za pomocą pomiaru elektrofizjologicznego33

UWAGA: Elektromiografia została użyta do zarejestrowania aktywności elektrofizjologicznej w tym badaniu. Złożony potencjał czynnościowy mięśni (CMAP) jest spowodowany aktywacją włókien mięśniowych w mięśniu docelowym zaopatrywanych przez nerw. Badane są amplitudy i opóźnień CMAP. Amplituda CMAP jest mierzona od linii podstawowej do ujemnego szczytu. Opóźnienie CMAP określa się poprzez pomiar czasu między zastosowaniem bodźca a wystąpieniem złożonego potencjału czynnościowego, na który ma wpływ odległość między miejscem stymulacji a miejscem zapisu. Elektrofizjologia zapewnia obiektywną ocenę funkcji nerwów obwodowych u szczurów.

  1. Podać Zoletil 50 (40 mg/kg, ip) w celu znieczulenia szczurów. Przygotuj skórę zgodnie ze standardowymi protokołami (golenie).
  2. Umieść jednorazowe samoprzylepne elektrody powierzchniowe (średnica zewnętrzna 20 mm) w wyznaczonych miejscach. Przymocuj elektrody rejestrujące do bocznych i grzbietowych powierzchni mięśnia brzuchatego łydki (Rysunek 6A).
  3. Zastosuj stymulację elektryczną (intensywność 1,2 mA) do prawego bliższego pnia nerwu kulszowego. Zapisz złożony potencjał czynnościowy mięśnia (CMAP) na brzuchu mięśnia brzuchatego łydki (Rysunek 6B).
    UWAGA: Zachowaj ostrożność podczas wkładania elektrod, aby uniknąć tkanki mięśniowej.
  4. Zapisać efekt trzech powtórzonych pomiarów dla każdego szczura.
    UWAGA: CMAP jest wyrażony jako średnia ± SD każdej grupy. Sygnał był wzmacniany przez wzmacniacz, filtrowany (0,3-3 kHz). Po całkowaniu (stała czasowa = 0,05 s) wprowadzany jest zarówno sygnał oryginalny, jak i sygnał zintegrowany. Sygnał oryginalny i sygnał zintegrowany są następnie digitalizowane w systemie PowerLab i przechowywane na dysku twardym komputera.
  5. Po zakończeniu procedur elektrofizjologicznych przenieś szczura do innej klatki i monitoruj go, aż odzyska wystarczającą przytomność, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Gdy szczur w pełni wyzdrowieje po znieczuleniu, przenieś go z powrotem do pierwotnej klatki.

8. Statystyki:

  1. Oceń różnice w SFI i CMAP między grupami za pomocą analizy wariancji powtarzanych pomiarów (ANOVA).
  2. Określ ilościowo dane przez asystentów, którzy są ślepi na warunki eksperymentalne. Wyrazić dane jako średnią ± odchylenie standardowe.
  3. W razie potrzeby porównaj dane, korzystając z dwustronnego testu t sparowanego i niesparowanego Studenta. Ustal istotność statystyczną jako p < 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ślady stóp i wyznaczanie SFI
Zbadaliśmy rozwój SFI w samych grupach CCI, CCI+FSN i CCI+TENS (Rysunek 7). Po 4 sesjach zabiegów FSN i TENS w 7 dniu operacji CCI, SFI w grupach CCI+FSN (-15,85 ± 3,46) i CCI+TENS (-29,58 ± 9,19) uległo znacznej poprawie w porównaniu z grupą z samym CCI (-87,40 ± 14,22). Poprawa była istotna w grupie CCI+FSN w porównaniu z grupą CCI+TENS (Rysunek 7A).

Zbadaliśmy również SFI w grupach pozo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W badaniu tym zaobserwowano wpływ leczenia FSN na ból neuropatyczny w szczurzych modelach CCI. W pracy przedstawiono protokół badań SFI i elektrofizjologicznych w celu oceny efektów terapeutycznych po leczeniu FSN lub TENS. Dodatkowo ilustruje, jak ocenić funkcjonalną regenerację uszkodzonego nerwu za pomocą nieinwazyjnych testów behawioralnych i pomiarów fizjologicznych. Wyniki wykazały, że leczenie FSN po bólu nerwu kulszowego wywołanym przez CCI wykazało istotnie lepszą poprawę wszystkich wskaźników prognostycznych ni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie występują konkurencyjne konflikty interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało wsparte grantem z centrum dla zwierząt Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Changhua, Tajwan. Autorzy pragną podziękować Show Chwan Memorial Hospital IRCAD TAJWAN za nieocenione wsparcie i pomoc w trakcie trwania tego projektu badawczego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
KleszczeWorld Precision Instruments14098
Fu' s igłowanie podskórneNanjing Paifu Medycyna Nauki i Technologie Co. Igły FSN przeznaczone są do jednorazowego użytku. Igła FSN składa się z trzech części: solidnego stalowego rdzenia igły (na dole), miękkiej rurki osłonowej (w środku) i osłonki ochronnej (na górze).
Elektromiografia Medelec SynergyOxford Instrument Medical Sp. z o.o.034W003 Elektromiogram (EMG) jest stosowany w diagnostyce i leczeniu zaburzeń, takich jak neuropatie. Zawiera przenośny dwukanałowy elektromiografia/system prędkości przewodnictwa nerwowego.
Sól fizjologiczna (0,9%) 20 mlTaiwan Biotech Co., Ltd.4711916010323Partia: 1TKB2022
POLYSORB 4-0 FIOLETOWY 30" CV-25STANY ZJEDNOCZONE CHIRURGICZNE, ODDZIAŁ TYCO HEALTHCGL-181
RetraktorCOOPERSURGICAL, INC. (USA)3311-8G
RompunElanco Animal Health Korea Co. Ltd.27668
NOŻYCZKI CVD 90MMBBRUANXG-LBB-BC101R
Przezskórna elektryczna stymulacja nerwówWell-Life Healthcare Co.Numer modelu 2205Jednostka cyfrowa, która oferuje TENS. Dostarczany w komplecie z przewodami pacjenta, samoprzylepnymi elektrodami, 3 bateriami AAA i instrukcją w miękkiej torbie transportowej. Interwał czasu włączenia 1– 30 sekund. Interwał czasu wyłączenia 1– 30 sekund.
Zoletil VIRRBAC8V8HA

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. van Hecke, O., Austin, S. K., Khan, R. A., Smith, B. H., Torrance, N. Neuropathic pain in the general population: a systematic review of epidemiological studies. Pain. 155 (4), 654-662 (2014).
  2. Younes, M., et al. Prevalence and risk factors of disk-related sciatica in an urban population in Tunisia. Joint Bone Spine. 73 (5), 538-542 (2006).
  3. Woolf, C. J., Mannion, R. J. Neuropathic pain: aetiology, symptoms, mechanisms, and management. Lancet. 353 (9168), 1959-1964 (1999).
  4. Baron, R., et al. Neuropathic low back pain in clinical practice. European Journal of Pain. 20 (6), 861-873 (2016).
  5. Ma, X., et al. Potential mechanisms of acupuncture for neuropathic pain based on somatosensory system. Frontiers in Neuroscience. 16, 940343(2022).
  6. Jang, J. H., et al. Acupuncture alleviates chronic pain and comorbid conditions in a mouse model of neuropathic pain: the involvement of DNA methylation in the prefrontal cortex. Pain. 162 (2), 514-530 (2021).
  7. He, K., et al. Effects of acupuncture on neuropathic pain induced by spinal cord injury: A systematic review and meta-analysis. Evidence Based Complement and Alternative Medicine. 2022, 6297484(2022).
  8. Fu, Z., Lu, D. Fu's Subcutaneous Needling: A Novel Therapeutic Proposal. Acupuncture - Resolving Old Controversies and Pointing New Pathways. IntechOpen. , (2019).
  9. Fu, Z. H. The Foundation of Fu's Subcutaneous Needling. , People's Medical Publishing House, Co, Ltd. China. (2016).
  10. Fu, Z. H., Chou, L. W. Fu's Subcutaneous Needling, Trigger Point Dry Needling: An Evidence and Clinical-Based Approach. 2nd Edition. , Elsevier Health Sciences. Chapter 16 255-274 (2018).
  11. Fu, Z., Shepher, R. Fu's Subcutaneous Needling, a Modern Style of Ancient Acupuncture? Acupuncture in Modern Medicine. IntechOpen. , (2013).
  12. Chiu, P. E., et al. Efficacy of Fu's subcutaneous needling in treating soft tissue pain of knee osteoarthritis: A randomized clinical trial. Journal of Clinical Medicine. 11 (23), 7184(2022).
  13. Huang, C. H., Lin, C. Y., Sun, M. F., Fu, Z., Chou, L. W. Efficacy of Fu's Subcutaneous Needling on Myofascial Trigger Points for Lateral Epicondylalgia: A randomized control trial. Evidence Based Complement and Alternative Medicine. 2022, 5951327(2022).
  14. Huang, C. H. Rapid improvement in neck disability, mobility, and sleep quality with chronic neck pain treated by Fu's subcutaneous needling: A randomized control study. Pain Research and Management. 2022, 7592873(2022).
  15. Chou, L. W., Hsieh, Y. L., Kuan, T. S., Hong, C. Z. Needling therapy for myofascial pain: recommended technique with multiple rapid needle insertion. Biomedicine (Taipei). 4 (2), 13(2014).
  16. Ye, L., et al. Depression of mitochondrial function in the rat skeletal muscle model of myofascial pain syndrome is through down-regulation of the AMPK-PGC-1α-SIRT3 axis. Journal of Pain Research. 13, 1747-1756 (2020).
  17. Li, Y., et al. Effects of Fu's subcutaneous needling on mitochondrial structure and function in rats with sciatica. Molecular Pain. 18, 17448069221108717(2022).
  18. Perreault, T., Fernández-de-Las-Peñas, C., Cummings, M., Gendron, B. C. Needling interventions for sciatica: Choosing methods based on neuropathic pain mechanisms-A scoping review. Journal of Clinical Medicine. 10 (10), 2189(2021).
  19. Weller, J. L., Comeau, D., Otis, J. A. D. Myofascial pain. Seminars in Neurology. 38 (6), 640-643 (2018).
  20. Grøvle, L., et al. The bothersomeness of sciatica: patients' self-report of paresthesia, weakness and leg pain. European Spine Journal. 19 (2), 263-269 (2010).
  21. Jaggi, A. S., Jain, V., Singh, N. Animal models of neuropathic pain. Fundament Clinical Pharmacology. 25 (1), 1-28 (2011).
  22. Burma, N. E., Leduc-Pessah, H., Fan, C. Y., Trang, T. Animal models of chronic pain: Advances and challenges for clinical translation. Journal of Neuroscience Research. 95 (6), 1242-1256 (2017).
  23. McCann, M. E., Soriano, S. G. Does general anesthesia affect neurodevelopment in infants and children. British Medical Journal. 367, 6459(2019).
  24. Chan, K. Y., et al. Ameliorative potential of hot compress on sciatic nerve pain in chronic constriction injury-induced rat model. Frontiers in Synaptic Neuroscience. 14, 859278(2022).
  25. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
  26. Somers, D. L., Clemente, F. R. Transcutaneous electrical nerve stimulation for the management of neuropathic pain: The effects of frequency and electrode position on prevention of allodynia in a rat model of complex regional pain syndrome type II. Physical Therapy. 86 (5), 698-709 (2006).
  27. Xing, G., Liu, F., Wan, Y., Yao, L., Han, J. Electroacupuncture of 2 Hz induces long-term depression of synaptic transmission in the spinal dorsal horn in rats with neuropathic pain. Beijing Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 35 (5), 453-457 (2003).
  28. Schone, A. M. Veterinary Acupuncture: Ancient Art to Modern Medicine. , American Veterinary Publication. (1999).
  29. Stux, G., Pomeranz, B. Acupuncture: Textbook and Atlas. , Springer-Verlag. Berlin. (1987).
  30. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  31. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  32. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  33. Wild, B. M., et al. In vivo electrophysiological measurement of the rat ulnar nerve with axonal excitability testing. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (132), e56102(2018).
  34. Wong, J. Y., Rapson, L. M. Acupuncture in the management of pain of musculoskeletal and neurologic origin. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 10 (3), 531-545 (1999).
  35. Qin, Z., Liu, X., Yao, Q., Zhai, Y., Liu, Z. Acupuncture for treating sciatica: A systematic review protocol. BMJ Open. 5 (4), 007498(2015).
  36. Zhi, M. J., et al. Application of the chronic constriction injury of the partial sciatic nerve model to assess acupuncture analgesia. Journal of Pain Research. 10, 2271-2280 (2017).
  37. Fu, Z. H., Xu, J. G. A brief introduction to Fu's subcutaneous needling. Pain Clinic. 17, 343-348 (2005).
  38. Peng, J., et al. The effect of Fu's subcutaneous needling combined with reperfusion approach on surface electromyography signals in patients with cervical spondylosis and neck pain: A clinical trial protocol. Biomed Research International. 2022, 1761434(2022).
  39. Fu, Z. H., Wang, J. H., Sun, J. H., Chen, X. Y., Xu, J. G. Fu's subcutaneous needling: possible clinical evidence of the subcutaneous connective tissue in acupuncture. Journal Alternative and Complementary Medicine. 13 (1), 47-51 (2007).
  40. Harrison, T. M., Churgin, S. M. Acupuncture and traditional Chinese veterinary medicine in zoological and exotic animal medicine: A review and introduction of methods. Veterinary Science. 9 (2), 74(2022).
  41. Gollub, R. L., Hui, K. K., Stefano, G. B. Acupuncture: pain management coupled to immune stimulation. Zhongguo Yao Li Xue Bao. 20 (9), 769-777 (1999).
  42. Simons, D. G., Travell, J., Simons, L. E. Myofascial Pain and Dysfunction: The Trigger Point Manual. 2nd ed. , Williams and Wilkins. Baltimore, MD. (1999).
  43. Gerwin, R. D., Dommerholt, J., Shah, J. P. An expansion of Simons' integrated hypothesis of trigger point formation. Current Pain and Headache Reports. 8 (6), 468-475 (2004).
  44. Hong, C. Z., Simons, D. G. Pathophysiologic and electrophysiologic mechanisms of myofascial trigger points. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 79 (7), 863-872 (1998).
  45. Fu, Z., et al. Remote subcutaneous needling to suppress the irritability of myofascial trigger spots: an experimental study in rabbits. Evidence Based Complement and Alternative Medicine. 2012, 353916(2012).
  46. Hsieh, Y. L., Yang, C. C., Liu, S. Y., Chou, L. W., Hong, C. Z. Remote dose-dependent effects of dry needling at distant myofascial trigger spots of rabbit skeletal muscles on reduction of substance P levels of proximal muscle and spinal cords. Biomed Research International. 2014, 982121(2014).
  47. Ma, K., et al. Peripheral nerve adjustment for postherpetic neuralgia: a randomized, controlled clinical study. Pain Medicine. 14 (12), 1944-1953 (2013).
  48. Gao, Y., Sun, J., Fu, Z., Chiu, P. E., Chou, L. W. Treatment of postsurgical trigeminal neuralgia with Fu's subcutaneous needling therapy resulted in prompt complete relief: Two case reports. Medicine. 102 (9), e33126(2023).
  49. Lucas, L. R., Wang, C. J., McCall, T. J., McEwen, B. S. Effects of immobilization stress on neurochemical markers in the motivational system of the male rat. Brain Research. 1155, 108-115 (2007).
  50. Yang, C. H., et al. Effect of electroacupuncture on response to immobilization stress. Pharmacology, Biochemistry, and Behavior. 72 (4), 847-855 (2002).
  51. Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse anesthesia and analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
  52. Cantwell, S. L. Traditional Chinese veterinary medicine: the mechanism and management of acupuncture for chronic pain. Topics in Companion Animal Medicine. 25 (1), 53-58 (2010).
  53. Liebano, R. E., Rakel, B., Vance, C. G. T., Walsh, D. M., Sluka, K. A. An investigation of the development of analgesic tolerance to TENS in humans. Pain. 152 (2), 335-342 (2011).
  54. Khalil, Z., Merhi, M. Effects of aging on neurogenic vasodilator responses evoked by transcutaneous electrical nerve stimulation: relevance to wound healing. The Journals of Gerontology. Series A, Biological Sciences and Medical Sciences. 55 (6), B257-B263 (2000).
  55. Sato, K. L., Sanada, L. S., Silva, M. D. D., Okubo, R., Sluka, K. A. Transcutaneous electrical nerve stimulation, acupuncture, and spinal cord stimulation on neuropathic, inflammatory and, non-inflammatory pain in rat models. The Korean Journal of Pain. 33 (2), 121-130 (2020).
  56. Maeda, Y., Lisi, T. L., Vance, C. G., Sluka, K. A. Release of GABA and activation of GABA(A) in the spinal cord mediates the effects of TENS in rats. Brain Research. 1136 (1), 43-50 (2007).
  57. Degrugillier, L., et al. A new model of chronic peripheral nerve compression for basic research and pharmaceutical drug testing. Regenerative Medicine. 16 (10), 931-947 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model b lu neuropatycznegobadania elektrofizjologiczneocena behawioralnaszczurzy model b luprzezsk rna elektryczna stymulacja nerw wwska nik funkcji nerwu kulszowegoucisk nerwu

Powiązane artykuły