Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Skuteczność podskórnego igłowania Fu w bólu nerwu kulszowego: zmiany behawioralne i elektrofizjologiczne w modelu szczura z przewlekłym zwężeniem

3.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65406

⸱

30 czerwca 2023

 ,  ,  , 
1Department of Chinese Medicine, Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, 2Graduate Institute of Integrated Medicine, College of Chinese Medicine, China Medical University, 3Institute of Fu's Subcutaneous Needling, Beijing University of Chinese Medicine, 4Clinical Medical College of Acupuncture & Moxibustion and Rehabilitation, Guangzhou University of Chinese Medicine, 5Experimental Animal Center, Department of Molecular Biology and Cell Research, Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, 6Department of Pharmacy and Master Program, Tajen University, 7Department of Physical Medicine and Rehabilitation, China Medical University Hospital, 8Department of Physical Therapy and Graduate Institute of Rehabilitation Science, China Medical University, 9Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Asia University Hospital, Asia University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy protokół użycia podskórnego igłowania Fu w modelu przewlekłego uszkodzenia zwężonego w celu wywołania bólu nerwu kulszowego u szczurów.

Streszczenie

Podskórne igłowanie (FSN), technika akupunktury wynaleziona przez tradycyjną medycynę chińską, jest stosowana na całym świecie do uśmierzania bólu. Jednak mechanizmy działania wciąż nie są w pełni poznane. Podczas leczenia FSN igła FSN jest wprowadzana i utrzymywana w tkankach podskórnych przez długi czas ruchem kołyszącym. Jednak utrzymanie postawy podczas manipulowania FSN w modelach zwierzęcych (np. szczurach) wiąże się z wyzwaniami dla badaczy. Niewygodne leczenie może prowadzić do strachu i oporu przed igłami FSN, zwiększając ryzyko kontuzji, a nawet może wpłynąć na dane badawcze. Znieczulenie może również wpłynąć na wyniki badania. W związku z tym istnieje zapotrzebowanie na strategie w terapii FSN na zwierzętach, które minimalizują obrażenia podczas interwencji. W badaniu tym wykorzystano model przewlekłego uszkodzenia zwężonego u szczurów Sprague-Dawley w celu wywołania bólu neuropatycznego. Model ten replikuje ból wywołany uszkodzeniem nerwów obserwowanym u ludzi poprzez chirurgiczne zwężenie nerwu obwodowego, naśladując ucisk lub uwięzienie obserwowane w stanach takich jak zespoły ucisku nerwów i neuropatie obwodowe. Wprowadzamy odpowiednią manipulację w celu łatwego wprowadzenia igły FSN do podskórnej warstwy ciała zwierzęcia, w tym wprowadzanie i kierunek igły, utrzymywanie igły i ruch kołysania. Zminimalizowanie dyskomfortu szczura zapobiega napięciu szczura, co powoduje skurcz mięśnia i utrudnia wejście igły oraz poprawia efektywność badania.

Wprowadzenie

Szacuje się, że ból neuropatyczny, zdefiniowany jako ból spowodowany uszkodzeniem nerwów, dotyka 6,9%-10% światowej populacji, a podawana częstość występowania w ciągu życia wynosi 49%-70%1,2. Jest również uważany za jeden z najtrudniejszych do opanowania zespołów bólowych. Stosowanie środków farmakologicznych do radzenia sobie z bólem neuropatycznym przyniosło ograniczony sukces, ponieważ powszechnie przepisywane leki przeciwbólowe, takie jak niesteroidowe leki przeciwzapalne i opioidy, wykazały niewielką skuteczność w łagodzeniu tego rodzaju bólu3,4. W związku z tym istnieje ogromna potrzeba zbadania nowych możliwości leczenia, zwłaszcza leczenia niefarmakologicznego. Akupunktura, jako interwencja niefarmakologiczna, potencjalnie łagodzi ból neuropatyczny poprzez wywieranie działania przeciwbólowego na układ somatosensoryczny. Zarówno badania kliniczne, jak i przedkliniczne wykazały, że akupunktura jest skuteczna w łagodzeniu objawów bólu neuropatycznego bez znaczących skutków ubocznych5,6,7. Jednak główny mechanizm leczenia akupunkturą w celu złagodzenia bólu w bólu neuropatycznym wymaga dalszych badań.

W ostatnich latach igłowanie podskórne (FSN) Fu zyskało popularność w leczeniu zaburzeń neurologicznych związanych z bólem8. FSN wywodzi się z tradycyjnej chińskiej akupunktury i został po raz pierwszy opisany przez tradycyjnego chińskiego lekarza Zhonghua Fu w 1996 roku9,10. Chociaż wywodzi się z tradycyjnej akupunktury, FSN znacznie różni się swoimi technikami i teoriami od akupunktury opartej na meridianach, zasad yin i yang oraz koncepcji punktów akupunkturowych. FSN kładzie większy nacisk na podejścia neurofizjologiczne i anatomiczne, aby skutecznie radzić sobie z bólem mięśniowo-powięziowym11. Terapia FSN jest stosowana w praktyce klinicznej w leczeniu różnych bolesnych zaburzeń mięśniowych, ukierunkowanych na tkanki łączne ściśle związane z mięśniami, szczególnie koncentrując się na leczeniu napiętych mięśni (TM)12. Jako terapia uzupełniająca w łagodzeniu bólu, istnieją również dowody kliniczne, że FSN jest skuteczny w leczeniu urazów tkanek miękkich, a także zapewnia szybkie leczenie bólu i znaczną poprawę skurczów tkanek miękkich13,14. Terapia FSN obejmuje specyficzne techniki dostosowane do leżących u podstaw mięśniowo-powięziowych punktów spustowych (MTrP) związanych z chorobą. Pozycja wprowadzenia igły FSN jest starannie dobrana w oparciu o lokalizację tych punktów spustowych, co pozwala na precyzyjne celowanie w dotknięte obszary. Podczas zabiegu igła FSN jest wprowadzana do warstwy podskórnej, gdzie celowo zostaje zatrzymana w celu optymalizacji efektów terapeutycznych. Następnie stosuje się charakterystyczną technikę znaną jako ruch kołysania, polegającą na delikatnym ruchu oscylacyjnym igły w celu stymulacji tkanek i promowania reakcji terapeutycznych10. Rozwój MTrP wiąże się z teorią kryzysu energetycznego, która wyjaśnia, że czynniki takie jak przewlekłe przeciążenie mięśni, nadmierny wysiłek, niewłaściwa postawa wysiłkowa, zanik mięśni i zwyrodnienie mogą przyczyniać się do wystąpienia niedokrwienia i niedotlenienia tkanki mięśniowej. Uważa się, że ten niedobór tlenu i energii w tkance mięśniowej odgrywa kluczową rolę w tworzeniu MTrPs15,16. Wcześniejsze badania na zwierzętach wykazały, że leczenie przewlekłego bólu u szczurów FSN poprawia w pewnym stopniu strukturę morfologiczną i funkcję mitochondriów w TM, potwierdzając potencjał terapii FSN w promowaniu regeneracji uszkodzonych nerwów i mięśni17.

Rwa kulszowa została sklasyfikowana jako ból neuropatyczny18. Uważa się, że źródło bólu neuropatycznego leży w dowolnym miejscu między motoryczną płytką końcową a zewnętrzną włóknistą warstwą mięśnia, obejmującą układ mikronaczyniowy i neuroprzekaźniki na poziomie komórkowym. Utrata unerwienia mięśni i apoptoza unerwionych komórek nerwowych występuje, gdy dochodzi do uszkodzenia nerwów19, co prowadzi do chodu związanego z bólem w dotkniętej kończynie. Dodatkowo, przewlekły ucisk lub podrażnienie nerwu może prowadzić do różnych zmian w sposobie funkcjonowania nerwów, co może jeszcze bardziej zaostrzyć objawy rwy kulszowej20. Jednak złożoność układu nerwowego utrudnia jego odtworzenie in vitro, co wymaga wykorzystania modeli zwierzęcych do takich badań. W badaniach nad zaburzeniami bólu neuropatycznego powszechnie stosuje się organizmy modelowe, obejmujące różne metody bezpośredniego uszkodzenia nerwów obwodowych, takie jak podwiązanie nerwu kulszowego, przecięcie lub kompresja21,22. Model przewlekłego urazu zwężonego (CCI) u szczurów Sprague-Dawley został wykorzystany do wywołania bólu neuropatycznego. Model ten replikuje ból wywołany uszkodzeniem nerwów obserwowanym u ludzi poprzez chirurgiczne zwężenie nerwu obwodowego, naśladując ucisk lub uwięzienie obserwowane w stanach takich jak zespoły ucisku nerwów i neuropatie obwodowe.

W tym badaniu oceniliśmy przeciwbólowe efekty terapii FSN i elektroterapii o niskiej częstotliwości (przezskórny elektryczny stymulator nerwów, TENS) u szczurów z przewlekłym urazem zwężenia i bólem neuropatycznym. Ponieważ znieczulenie spowalnia lub blokuje impulsy nerwowe i wpływa na przekaźnictwo synaptyczne i funkcje neuronów23, zwierzęta nie mogą być znieczulone przy wszystkich procedurach igłowania i ruchach kołyszących. Dlatego wymagana jest odpowiednia technika igłowania, aby zmniejszyć dyskomfort u szczurów. Szczegółowo opisano etapy tworzenia modelu CCI szczura, sposób, w jaki szczury były traktowane FSN, łącząc ruch kołysania bez znieczulenia, wykonalne testy wzorców zachowań zwierząt i badania elektrofizjologiczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) w Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Changhua, Tajwan (111031) w październiku 2022 r. (Rycina 1).

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Należy zakupić 48 samców szczurów Sprague-Dawley (SD) (wiek: 8-10 tygodni, masa ciała: 250-300 g).
  2. Szczury należy utrzymywać indywidualnie w klatkach z wentylacją w temperaturze 24 ± 2 °C i 12-godzinnym cyklu światła i ciemności.
  3. Szczury należy karmić standardową karmą peletowaną, zapewniając dostęp do sterylnej wody pitnej oraz miękkiej ściółki.

2. Grupowanie zwierząt

  1. Losowo podziel 48 szczurów linii SD na sześć grup (n = 8 na grupę): grupę pozorowaną (sham), grupę CCI, grupę CCI+FSN, grupę CCI+TENS, grupę z samym FSN oraz grupę z samym TENS, zgodnie z poprzednim badaniem przeprowadzonym przez Chan i wsp.24.
    UWAGA: Szczegóły dotyczące sześciu grup: (1) Grupa pozorowana: brak operacji i brak leczenia; (2) Grupa CCI: przygotowana do operacji, bez leczenia; (3) Grupa leczenia CCI+FSN: leczenie FSN po skutecznym stworzeniu modelu CCI; (4) Grupa leczenia CCI+TENS: leczenie TENS po skutecznym stworzeniu modelu CCI; (5) Grupa z samym leczeniem FSN: tylko leczenie FSN bez operacji; (6) Grupa z samym leczeniem TENS: tylko leczenie TENS bez operacji.

3. Utworzenie szczurzego modelu CCI

UWAGA: Model chirurgiczny CCI u szczurów został zmodyfikowany zgodnie z metodą opracowaną przez Bennetta i Xie w 1988 roku25.

  1. Należy upewnić się, że operator nosi maseczkę chirurgiczną, jednorazową czepkę operacyjną oraz sterylne rękawiczki.
  2. Powierzchnię stołu operacyjnego należy zdezynfekować 70% etanolem. Instrumenty (np. nożyczki, pęsety i haki), gazę, zszywki oraz patyczki bawełniane należy wysterylizować w autoklawie.
    UWAGA: Przez cały czas trwania procedury chirurgicznej stosuje się techniki aseptyczne.
  3. Szczury należy zanestezjować 4% izofluranem po standardowym przygotowaniu skóry (goleniu) i utrzymywać anestezyję za pomocą 2% izofluranu (Rysunek 2A).
    1. Odpowiednią głębokość anestezji należy potwierdzić, obserwując brak reakcji po uciśnięciu tylnej łapy oraz monitorując zanestezjowane szczury przez cały czas trwania procedury.
    2. Na oczy należy nanieść odpowiednią ilość weterynaryjnej maści oftalmicznej w celu ochrony przed wysychaniem.
  4. Szczura należy ułożyć w pozycji brzusznej na stole operacyjnym i ogolić sierść z boku prawej tylnej łapy, a następnie trzykrotnie zdezynfekować skórę roztworem powidonu z jodem oraz 75% etanolem. Przez cały czas trwania procedury należy zapewnić wsparcie termiczne i użyć sterylnych pól operacyjnych do osłonięcia miejsca zabiegu.
    1. Należy wykonać równoległe nacięcie skóry o długości około 20-50 mm, 3-4 mm poniżej kości udowej.
    2. W pierwszej kolejności należy zidentyfikować położenie mięśnia pośladkowego wielkiego oraz mięśnia dwugłowego uda. Tłuszcz podskórny i powięź powierzchowną należy oddzielać warstwa po warstwie za pomocą nożyczek chirurgicznych, przecinając otaczającą tkankę łączną, aby odsłonić mięsień (Rysunek 2B).
      UWAGA: Aby odróżnić warstwę tłuszczu podskórnego od powięzi powierzchownej, należy zwrócić uwagę na teksturę i kolor. Warstwa tłuszczu podskórnego powinna być miękka i plastyczna, o żółtawym lub białym wyglądzie. Powięź powierzchowna jest cienką warstwą włóknistą znajdującą się bezpośrednio pod tłuszczem podskórnym. Warstwy można rozróżnić poprzez delikatną palpację lub sondowanie tępym instrumentem; tłuszcz podskórny stawia większy opór przy nacisku w porównaniu do powięzi powierzchownej.
  5. Za pomocą tępych nożyczek należy przeciąć tkankę łączną między mięśniem pośladkowym powierzchownym a mięśniem dwugłowym uda.
    1. Przerwa między tymi dwoma mięśniami powinna zostać poszerzona za pomocą haka, aby odsłonić nerw kulszowy (Rysunek 2C).
      UWAGA: Aby wizualnie zidentyfikować nerw kulszowy u szczura, należy skupić się na obszarze uda. Aby zwizualizować nerw kulszowy, należy zlokalizować punkt środkowy uda. Zazwyczaj nerw biegnie wzdłuż tylnej części uda, zaczynając od okolicy biodra i rozciągając się w stronę kolana.
    2. Bez zmiany morfologii nerwu, należy uchwycić nerw kulszowy mikroigłą przy dobrym oświetleniu. Nerw kulszowy należy podwiązać dwukrotnie za pomocą nici katgutu chromowanego 3-0, umieszczając punkty podwiązania w odległości około 1 mm od siebie pomiędzy dwoma szwami.
    3. Zaczynając od luźnej pętli dla każdego podwiązania, należy chwycić końce nici blisko pętli i zacisnąć, aż pętla będzie dopasowana, upewniając się, że podwiązanie nie przesuwa się wzdłuż nerwu. Czynność należy przerwać, gdy podczas podwiązywania zaobserwuje się lekkie drżenie kończyny (Rysunek 2D).
  6. Warstwę mięśniową i skórę należy zamknąć warstwa po warstwie szwami 4-0. Na koniec ranę należy zdezynfekować jodem (Rysunek 2E).
  7. Podczas anestezji należy ściśle monitorować funkcje życiowe szczurów i umieszczać je w indywidualnych klatkach rekonwalescencyjnych do momentu przebudzenia, przed przeniesieniem ich z powrotem do klatek głównych. Klatki należy wyścielić płaską ściółką papierową, aby zapobiec uduszeniu nieprzytomnych zwierząt. Krótkie drżenie kończyny pooperacyjnej wskazuje na udany zabieg (Rysunek 2F).
  8. Testy nadwrażliwości bólowej należy przeprowadzić kilka razy przed CCI (poziom bazowy) oraz w różnych punktach czasowych po CCI.
  9. W dniach 1, 3, 5 i 7 po stworzeniu modelu należy obserwować występowanie spontanicznego bólu i zmian behawioralnych.
    UWAGA: Należy obserwować chód i postawę prawej tylnej kończyny oraz występowanie lizania i gryzienia kończyny.
    1. Należy zidentyfikować obecność bólu neuropatycznego, aby potwierdzić prawidłowe ustanowienie modelu i wykluczyć szczury, u których model nie powiódł się.
      UWAGA: Sukces modelu należy ocenić, obserwując takie objawy jak osłabienie podczas chodzenia kończyną dolną, złączone palce prawej kończyny z lekkim koślawieniem, częste zwisanie kończyny oraz niechęć do opierania jej o podłoże. Należy zaobserwować, czy szczur stoi, opierając ciężar ciała na lewej tylnej kończynie, podczas gdy prawa tylna kończyna jest uniesiona i znajduje się blisko brzucha.

4. Podanie manipulacji FSN

  1. Ustabilizuj szczura z grupy zabiegowej FSN (w tym grupy CCI+FSN oraz grupy FSN) w ograniczniku dla gryzoni, tak aby dotknięta kończyna była wystawiona bocznie. Zapewnij wsparcie termiczne przez cały czas trwania procedury. W obu grupach zastosowano jednorazowe igły FSN (Rycina 3A).
  2. Bez znieczulenia stopniowo i powoli prostuj tylne kończyny szczura, aż zostaną w pełni rozciągnięte (Rycina 3B).
    UWAGA: Głowa szczura jest przykryta chustą chirurgiczną, aby zwierzę pozostało spokojne i stabilne. Nie rozciągaj kończyny nadmiernie, aby nie spowodować urazu u szczura. Uważnie obserwuj reakcję szczura pod kątem wszelkich oznak stresu lub dyskomfortu. Jeśli szczur wykaże oznaki bólu lub dyskomfortu, przerwij prostowanie i zrób przerwę przed kolejną próbą.
  3. Zdejmij osłonkę ochronną igły FSN.
    1. Wprowadź końcówkę igły FSN w kierunku TMs (mięśni z MTrPs), mniej więcej w pobliżu mięśnia pośladkowego wielkiego, znajdującego się w dolnej części pleców i tylnej części ciała.
  4. Ułóż igłę FSN płasko i wprowadź ją w skórę pod kątem około 15°.
    1. Wprowadź ją ostrożnie i szybko przez skórę do przestrzeni podskórnej, aby zapobiec stresowi u szczura aż do pełnego wprowadzenia. Upewnij się, że igła została wprowadzona wystarczająco głęboko, aby miękka rurka została całkowicie ukryta pod skórą.
    2. Podczas wprowadzania igły lekko unieś jej końcówkę, aby sprawdzić, czy wybrzuszenie skóry przemieszcza się wraz z końcówką igły (Rycina 3C).
  5. Wykonaj ruch kołyszący, płynnie i delikatnie wachlując końcówką igły FSN, używając kciuka jako punktu podparcia, podczas gdy palec wskazujący, środkowy i serdeczny pozostają ustawione w linii prostej.
    1. Trzymaj igłę FSN między palcem środkowym a kciukiem w pozycji naprzeciwległej i wykonuj naprzemienne ruchy w przód i w tył, używając palców wskazującego i serdecznego.
    2. Ustaw częstotliwość na 100 ruchów na minutę i wykonuj zabieg przez około 1 min (Rycina 3D).
  6. Po zakończeniu manipulacji szybko wyjmij igłę FSN.
    ​UWAGA: Zabieg wykonywano co 2 dni, łącznie przez cztery sesje (w dniach 1, 3, 5 i 7 po utworzeniu modelu CCI). Jednorazowe igły FSN muszą być użyte tylko raz. Wielokrotne użycie stępi igłę i spowoduje zwiększenie bólu u szczurów.

5. Podanie manipulacji TENS

  1. Ustabilizuj szczura z grupy traktowanej TENS (w tym grupy CCI+TENS oraz grupy TENS) w ograniczniku dla gryzoni, tak aby dotknięta kończyna była wystawiona bocznie. Przez cały czas trwania procedury zapewnij wsparcie termiczne. Przed przystąpieniem do zabiegu należy upewnić się, że sierść została zgolona.
    UWAGA: Elektrody zostały docięte do wymiarów 45 mm (długość) na 5 mm (szerokość) (Rysunek 4A).
  2. Jako miejsca aplikacji TENS wybierz punkt Zusanli (ST36) oraz punkt Sanyinjiao (SP6). Wybór ten oparto na teorii leczenia bólu neuropatycznego26,27.
    1. Zlokalizuj punkt Zusanli (ST36) około 5 mm bocznie od guzka przedniego kości piszczelowej, pomiędzy kością piszczelową a strzałkową, tuż poniżej kolana28.
    2. Zlokalizuj punkt Sanyinjiao (SP6) na tylnej krawędzi kości piszczelowej, 3 mm proksymalnie od kostki przyśrodkowej28.
      UWAGA: Oba te punkty akupunkturowe są lokalizowane poprzez badanie manualne, zgodnie z opisami Stuxa i Pomeranza oraz atlasem akupunktury zwierząt28,29 (Rysunek 4B).
  3. Podaj niskoczęstotliwościową stymulację elektryczną (ciągła fala sinusoidalna 2 Hz, 3 mA) przez 10 min przy użyciu urządzenia TENS z elektrodą przyłożoną do nogi wokół nerwu. Przykryj głowę szczura chustą chirurgiczną, aby utrzymać go w spokoju i stabilnej pozycji.
    ​UWAGA: Procedurę tę wykonuje się co 2 dni, łącznie w czterech sesjach (w dniach 1, 3, 5 i 7 po utworzeniu modelu CCI).

6. Pomiary fizjologiczne podczas przeprowadzania testu behawioralnego zwierząt

UWAGA: Wskaźnik funkcji nerwu kulszowego (SFI)30 jest szeroko stosowanym przez badaczy indeksiem w studiach nad patologią i potencjalnym leczeniem uszkodzeń nerwów, wyznaczanym poprzez porównanie geometrii objętej procesem chorobowym tylnej łapy u szczurów z uszkodzeniem z geometrią łapy przeciwległej.

  1. Zaprojektować ścieżki dla szczurów z przezroczystego pleksiglasu i luster pochylonych, aby rejestrować odciski łap i orientację ciała szczurów podczas chodzenia.
    UWAGA: Ścieżka jest platformą o długości 10 cm, szerokości 50 cm i wysokości 15 cm z białą papierową wyściółką na spodzie (Ryc. 5A).
  2. Delikatnie i swobodnie umieścić szczury w pudełku i pozwolić im na aklimatyzację w nowym środowisku przez co najmniej 5 min przed rozpoczęciem rejestracji.
    UWAGA: Należy zachować szczególną ostrożność, aby zminimalizować niepotrzebny stres zwierzęcia, by uniknąć jego ewentualnego wpływu na napięcie mięśni postawy.
  3. Zanurzyć łapy szczura w czerwonym tuszu i pozwolić mu przejść wzdłuż paska ścieżki, pozostawiając ślady na papierze podkładowym. Dla każdego testu zarejestrować co najmniej 2 s ciągłego chodzenia. Szczur powinien przejść co najmniej 3 razy w jednym kierunku (Ryc. 5B).
    UWAGA: Na obie tylne łapy należy nanieść szybko schnący, nietoksyczny, rozpuszczalny w wodzie czerwony tusz, aby odciski tylnych łap były wyraźnie widoczne.
  4. Po zakończeniu eksperymentu wysuszyć paski ścieżki w celu pomiaru parametrów. Zmierzyć odciski łap linijką i zaokrąglić wynik do najbliższych 0,5 mm.
    UWAGA: Z wielu odcisków wybrano trzy wyraźne odciski od każdego szczura i zmierzono trzy różne parametry. Czynniki dla SFI obejmują długość odcisku (PL), rozstaw palców (TS) i pośredni rozstaw palców (ITS).
    Wartości SFI oblicza się za pomocą następującego wzoru31:
    Wzór równowagi statycznej: równanie SFI, matematyka, obliczenia, zastosowanie w badaniach edukacyjnych.
    (EPL, eksperymentalna długość odcisku; NPL, normalna długość odcisku; ETS, eksperymentalny rozstaw palców; NTS, normalny rozstaw palców; EIT, eksperymentalny pośredni rozstaw palców; NIT, pośredni rozstaw palców.)
    Wartości SFI wynoszące 0 oraz -100 wskazują odpowiednio na prawidłową funkcję i całkowitą dysfunkcję. Szczury, które szurały palcami, otrzymały arbitralnie wartość -100. W przypadku prawidłowej funkcji neurologicznej SFI oscyluje wokół 0, natomiast SFI w okolicach -100 reprezentuje całkowitą dysfunkcję32.

7. Ocena neurofizjologiczna za pomocą pomiarów elektrofizjologicznych33

UWAGA: W niniejszym badaniu do rejestracji aktywności elektrofizjologicznej wykorzystano elektromiografię. Złożony potencjał czynnościowy mięśnia (CMAP) jest wynikiem aktywacji włókien mięśniowych w mięśniu docelowym unerwionym przez dany nerw. Badaniu poddano amplitudę oraz latencję CMAP. Amplitudę CMAP mierzy się od linii bazowej do szczytu ujemnego. Latencję CMAP określa się poprzez pomiar czasu między podaniem bodźca a początkiem złożonego potencjału czynnościowego, co jest zależne od odległości między miejscem stymulacji a miejscem rejestracji. Elektrofizjologia umożliwia obiektywną ocenę funkcji nerwów obwodowych u szczurów.

  1. Podaj Zoletil 50 (40 mg/kg, ip), aby znieczulić szczury. Przygotuj skórę zgodnie ze standardowymi protokołami (golenie).
  2. Umieść jednorazowe przylepne elektrody powierzchniowe (średnica zewnętrzna 20 mm) w wyznaczonych obszarach. Przymocuj elektrody rejestrujące do bocznej i grzbietowej powierzchni mięśnia brzuchatego łydki (Rysunek 6A).
  3. Zastosuj stymulację elektryczną (natężenie 1,2 mA) prawego proksymalnego pnia nerwu kulszowego. Zarejestruj złożony potencjał czynnościowy mięśnia (CMAP) z brzuśca mięśnia brzuchatego łydki (Rysunek 6B).
    UWAGA: Podczas wprowadzania elektrod należy zachować ostrożność, aby uniknąć uszkodzenia tkanki mięśniowej.
  4. Zarejestruj wyniki trzech powtórzonych pomiarów dla każdego szczura.
    UWAGA: CMAP wyrażono jako średnia ± SD dla każdej grupy. Sygnał został wzmocniony za pomocą wzmacniacza i przefiltrowany (0,3-3 kHz). Po całkowaniu (stała czasowa = 0,05 s) do systemu wprowadzono zarówno sygnał oryginalny, jak i sygnał całkowany. Sygnał oryginalny oraz sygnał całkowany zostały następnie zdigitalizowane w systemie PowerLab i zapisane na dysku twardym komputera.
  5. Po zakończeniu procedur elektrofizjologicznych przenieś szczura do innej klatki i monitoruj go, aż odzyska wystarczającą świadomość, by utrzymać pozycję leżącą na brzuchu. Gdy szczur całkowicie wybudzi się z narkozy, przenieś go z powrotem do oryginalnej klatki.

8. Statystyka:

  1. Ocenić różnice w SFI i CMAP między grupami, wykorzystując analizę wariancji z powtarzanymi pomiarami (ANOVA).
  2. Dokonać kwantyfikacji danych przez asystentów nieznających warunków eksperymentalnych. Przedstawić dane jako średnia ± odchylenie standardowe.
  3. Porównać dane, w zależności od potrzeby, stosując dwustronny test t Studenta dla prób parowanych i nieparowanych. Przyjąć poziom istotności statystycznej p < 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Odciski łap i wyznaczanie SFI
Zbadano rozwój SFI w grupach CCI, CCI+FSN oraz CCI+TENS (Rysunek 7). Po 4 sesjach zabiegów FSN i TENS w 7. dniu po operacji CCI, wskaźnik SFI w grupach CCI+FSN (-15,85 ± 3,46) oraz CCI+TENS (-29,58 ± 9,19) uległ znaczącej poprawie w porównaniu z grupą CCI (-87,40 ± 14,22). Poprawa była istotna w grupie CCI+FSN w porównaniu z grupą CCI+TENS (Rysunek 7A).

Zbadaliśmy również SFI w grupac...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W badaniu tym zaobserwowano wpływ leczenia FSN na ból neuropatyczny w szczurzych modelach CCI. W pracy przedstawiono protokół badań SFI i elektrofizjologicznych w celu oceny efektów terapeutycznych po leczeniu FSN lub TENS. Dodatkowo ilustruje, jak ocenić funkcjonalną regenerację uszkodzonego nerwu za pomocą nieinwazyjnych testów behawioralnych i pomiarów fizjologicznych. Wyniki wykazały, że leczenie FSN po bólu nerwu kulszowego wywołanym przez CCI wykazało istotnie lepszą poprawę wszystkich wskaźników prognostycznych ni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie występują konkurencyjne konflikty interesów.

Podziękowania

To badanie zostało wsparte grantem z centrum dla zwierząt Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Changhua, Tajwan. Autorzy pragną podziękować Show Chwan Memorial Hospital IRCAD TAJWAN za nieocenione wsparcie i pomoc w trakcie trwania tego projektu badawczego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
KleszczeWorld Precision Instruments14098
Fu' s igłowanie podskórneNanjing Paifu Medycyna Nauki i Technologie Co. Igły FSN przeznaczone są do jednorazowego użytku. Igła FSN składa się z trzech części: solidnego stalowego rdzenia igły (na dole), miękkiej rurki osłonowej (w środku) i osłonki ochronnej (na górze).
Elektromiografia Medelec SynergyOxford Instrument Medical Sp. z o.o.034W003 Elektromiogram (EMG) jest stosowany w diagnostyce i leczeniu zaburzeń, takich jak neuropatie. Zawiera przenośny dwukanałowy elektromiografia/system prędkości przewodnictwa nerwowego.
Sól fizjologiczna (0,9%) 20 mlTaiwan Biotech Co., Ltd.4711916010323Partia: 1TKB2022
POLYSORB 4-0 FIOLETOWY 30" CV-25STANY ZJEDNOCZONE CHIRURGICZNE, ODDZIAŁ TYCO HEALTHCGL-181
RetraktorCOOPERSURGICAL, INC. (USA)3311-8G
RompunElanco Animal Health Korea Co. Ltd.27668
NOŻYCZKI CVD 90MMBBRUANXG-LBB-BC101R
Przezskórna elektryczna stymulacja nerwówWell-Life Healthcare Co.Numer modelu 2205Jednostka cyfrowa, która oferuje TENS. Dostarczany w komplecie z przewodami pacjenta, samoprzylepnymi elektrodami, 3 bateriami AAA i instrukcją w miękkiej torbie transportowej. Interwał czasu włączenia 1– 30 sekund. Interwał czasu wyłączenia 1– 30 sekund.
Zoletil VIRRBAC8V8HA

Bibliografia

  1. van Hecke, O., Austin, S. K., Khan, R. A., Smith, B. H., Torrance, N. Neuropathic pain in the general population: a systematic review of epidemiological studies. Pain. 155 (4), 654-662 (2014).
  2. Younes, M., et al. Prevalence and risk factors of disk-related sciatica in an urban population in Tunisia. Joint Bone Spine. 73 (5), 538-542 (2006).
  3. Woolf, C. J., Mannion, R. J. Neuropathic pain: aetiology, symptoms, mechanisms, and management. Lancet. 353 (9168), 1959-1964 (1999).
  4. Baron, R., et al. Neuropathic low back pain in clinical practice. European Journal of Pain. 20 (6), 861-873 (2016).
  5. Ma, X., et al. Potential mechanisms of acupuncture for neuropathic pain based on somatosensory system. Frontiers in Neuroscience. 16, 940343(2022).
  6. Jang, J. H., et al. Acupuncture alleviates chronic pain and comorbid conditions in a mouse model of neuropathic pain: the involvement of DNA methylation in the prefrontal cortex. Pain. 162 (2), 514-530 (2021).
  7. He, K., et al. Effects of acupuncture on neuropathic pain induced by spinal cord injury: A systematic review and meta-analysis. Evidence Based Complement and Alternative Medicine. 2022, 6297484(2022).
  8. Fu, Z., Lu, D. Fu's Subcutaneous Needling: A Novel Therapeutic Proposal. Acupuncture - Resolving Old Controversies and Pointing New Pathways. IntechOpen. , (2019).
  9. Fu, Z. H. The Foundation of Fu's Subcutaneous Needling. , People's Medical Publishing House, Co, Ltd. China. (2016).
  10. Fu, Z. H., Chou, L. W. Fu's Subcutaneous Needling, Trigger Point Dry Needling: An Evidence and Clinical-Based Approach. 2nd Edition. , Elsevier Health Sciences. Chapter 16 255-274 (2018).
  11. Fu, Z., Shepher, R. Fu's Subcutaneous Needling, a Modern Style of Ancient Acupuncture? Acupuncture in Modern Medicine. IntechOpen. , (2013).
  12. Chiu, P. E., et al. Efficacy of Fu's subcutaneous needling in treating soft tissue pain of knee osteoarthritis: A randomized clinical trial. Journal of Clinical Medicine. 11 (23), 7184(2022).
  13. Huang, C. H., Lin, C. Y., Sun, M. F., Fu, Z., Chou, L. W. Efficacy of Fu's Subcutaneous Needling on Myofascial Trigger Points for Lateral Epicondylalgia: A randomized control trial. Evidence Based Complement and Alternative Medicine. 2022, 5951327(2022).
  14. Huang, C. H. Rapid improvement in neck disability, mobility, and sleep quality with chronic neck pain treated by Fu's subcutaneous needling: A randomized control study. Pain Research and Management. 2022, 7592873(2022).
  15. Chou, L. W., Hsieh, Y. L., Kuan, T. S., Hong, C. Z. Needling therapy for myofascial pain: recommended technique with multiple rapid needle insertion. Biomedicine (Taipei). 4 (2), 13(2014).
  16. Ye, L., et al. Depression of mitochondrial function in the rat skeletal muscle model of myofascial pain syndrome is through down-regulation of the AMPK-PGC-1α-SIRT3 axis. Journal of Pain Research. 13, 1747-1756 (2020).
  17. Li, Y., et al. Effects of Fu's subcutaneous needling on mitochondrial structure and function in rats with sciatica. Molecular Pain. 18, 17448069221108717(2022).
  18. Perreault, T., Fernández-de-Las-Peñas, C., Cummings, M., Gendron, B. C. Needling interventions for sciatica: Choosing methods based on neuropathic pain mechanisms-A scoping review. Journal of Clinical Medicine. 10 (10), 2189(2021).
  19. Weller, J. L., Comeau, D., Otis, J. A. D. Myofascial pain. Seminars in Neurology. 38 (6), 640-643 (2018).
  20. Grøvle, L., et al. The bothersomeness of sciatica: patients' self-report of paresthesia, weakness and leg pain. European Spine Journal. 19 (2), 263-269 (2010).
  21. Jaggi, A. S., Jain, V., Singh, N. Animal models of neuropathic pain. Fundament Clinical Pharmacology. 25 (1), 1-28 (2011).
  22. Burma, N. E., Leduc-Pessah, H., Fan, C. Y., Trang, T. Animal models of chronic pain: Advances and challenges for clinical translation. Journal of Neuroscience Research. 95 (6), 1242-1256 (2017).
  23. McCann, M. E., Soriano, S. G. Does general anesthesia affect neurodevelopment in infants and children. British Medical Journal. 367, 6459(2019).
  24. Chan, K. Y., et al. Ameliorative potential of hot compress on sciatic nerve pain in chronic constriction injury-induced rat model. Frontiers in Synaptic Neuroscience. 14, 859278(2022).
  25. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
  26. Somers, D. L., Clemente, F. R. Transcutaneous electrical nerve stimulation for the management of neuropathic pain: The effects of frequency and electrode position on prevention of allodynia in a rat model of complex regional pain syndrome type II. Physical Therapy. 86 (5), 698-709 (2006).
  27. Xing, G., Liu, F., Wan, Y., Yao, L., Han, J. Electroacupuncture of 2 Hz induces long-term depression of synaptic transmission in the spinal dorsal horn in rats with neuropathic pain. Beijing Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 35 (5), 453-457 (2003).
  28. Schone, A. M. Veterinary Acupuncture: Ancient Art to Modern Medicine. , American Veterinary Publication. (1999).
  29. Stux, G., Pomeranz, B. Acupuncture: Textbook and Atlas. , Springer-Verlag. Berlin. (1987).
  30. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  31. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  32. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  33. Wild, B. M., et al. In vivo electrophysiological measurement of the rat ulnar nerve with axonal excitability testing. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (132), e56102(2018).
  34. Wong, J. Y., Rapson, L. M. Acupuncture in the management of pain of musculoskeletal and neurologic origin. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 10 (3), 531-545 (1999).
  35. Qin, Z., Liu, X., Yao, Q., Zhai, Y., Liu, Z. Acupuncture for treating sciatica: A systematic review protocol. BMJ Open. 5 (4), 007498(2015).
  36. Zhi, M. J., et al. Application of the chronic constriction injury of the partial sciatic nerve model to assess acupuncture analgesia. Journal of Pain Research. 10, 2271-2280 (2017).
  37. Fu, Z. H., Xu, J. G. A brief introduction to Fu's subcutaneous needling. Pain Clinic. 17, 343-348 (2005).
  38. Peng, J., et al. The effect of Fu's subcutaneous needling combined with reperfusion approach on surface electromyography signals in patients with cervical spondylosis and neck pain: A clinical trial protocol. Biomed Research International. 2022, 1761434(2022).
  39. Fu, Z. H., Wang, J. H., Sun, J. H., Chen, X. Y., Xu, J. G. Fu's subcutaneous needling: possible clinical evidence of the subcutaneous connective tissue in acupuncture. Journal Alternative and Complementary Medicine. 13 (1), 47-51 (2007).
  40. Harrison, T. M., Churgin, S. M. Acupuncture and traditional Chinese veterinary medicine in zoological and exotic animal medicine: A review and introduction of methods. Veterinary Science. 9 (2), 74(2022).
  41. Gollub, R. L., Hui, K. K., Stefano, G. B. Acupuncture: pain management coupled to immune stimulation. Zhongguo Yao Li Xue Bao. 20 (9), 769-777 (1999).
  42. Simons, D. G., Travell, J., Simons, L. E. Myofascial Pain and Dysfunction: The Trigger Point Manual. 2nd ed. , Williams and Wilkins. Baltimore, MD. (1999).
  43. Gerwin, R. D., Dommerholt, J., Shah, J. P. An expansion of Simons' integrated hypothesis of trigger point formation. Current Pain and Headache Reports. 8 (6), 468-475 (2004).
  44. Hong, C. Z., Simons, D. G. Pathophysiologic and electrophysiologic mechanisms of myofascial trigger points. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 79 (7), 863-872 (1998).
  45. Fu, Z., et al. Remote subcutaneous needling to suppress the irritability of myofascial trigger spots: an experimental study in rabbits. Evidence Based Complement and Alternative Medicine. 2012, 353916(2012).
  46. Hsieh, Y. L., Yang, C. C., Liu, S. Y., Chou, L. W., Hong, C. Z. Remote dose-dependent effects of dry needling at distant myofascial trigger spots of rabbit skeletal muscles on reduction of substance P levels of proximal muscle and spinal cords. Biomed Research International. 2014, 982121(2014).
  47. Ma, K., et al. Peripheral nerve adjustment for postherpetic neuralgia: a randomized, controlled clinical study. Pain Medicine. 14 (12), 1944-1953 (2013).
  48. Gao, Y., Sun, J., Fu, Z., Chiu, P. E., Chou, L. W. Treatment of postsurgical trigeminal neuralgia with Fu's subcutaneous needling therapy resulted in prompt complete relief: Two case reports. Medicine. 102 (9), e33126(2023).
  49. Lucas, L. R., Wang, C. J., McCall, T. J., McEwen, B. S. Effects of immobilization stress on neurochemical markers in the motivational system of the male rat. Brain Research. 1155, 108-115 (2007).
  50. Yang, C. H., et al. Effect of electroacupuncture on response to immobilization stress. Pharmacology, Biochemistry, and Behavior. 72 (4), 847-855 (2002).
  51. Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse anesthesia and analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
  52. Cantwell, S. L. Traditional Chinese veterinary medicine: the mechanism and management of acupuncture for chronic pain. Topics in Companion Animal Medicine. 25 (1), 53-58 (2010).
  53. Liebano, R. E., Rakel, B., Vance, C. G. T., Walsh, D. M., Sluka, K. A. An investigation of the development of analgesic tolerance to TENS in humans. Pain. 152 (2), 335-342 (2011).
  54. Khalil, Z., Merhi, M. Effects of aging on neurogenic vasodilator responses evoked by transcutaneous electrical nerve stimulation: relevance to wound healing. The Journals of Gerontology. Series A, Biological Sciences and Medical Sciences. 55 (6), B257-B263 (2000).
  55. Sato, K. L., Sanada, L. S., Silva, M. D. D., Okubo, R., Sluka, K. A. Transcutaneous electrical nerve stimulation, acupuncture, and spinal cord stimulation on neuropathic, inflammatory and, non-inflammatory pain in rat models. The Korean Journal of Pain. 33 (2), 121-130 (2020).
  56. Maeda, Y., Lisi, T. L., Vance, C. G., Sluka, K. A. Release of GABA and activation of GABA(A) in the spinal cord mediates the effects of TENS in rats. Brain Research. 1136 (1), 43-50 (2007).
  57. Degrugillier, L., et al. A new model of chronic peripheral nerve compression for basic research and pharmaceutical drug testing. Regenerative Medicine. 16 (10), 931-947 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model bólu neuropatycznegobadania elektrofizjologiczneocena behawioralnaszczurzy model bóluprzezskórna elektryczna stymulacja nerwówwskaźnik funkcji nerwu kulszowegoucisk nerwu
Skuteczność podskórnego igłowania Fu w bólu nerwu kulszowego: zmiany behawioralne i elektrofizjologiczne w modelu szczura z przewlekłym zwężeniem
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.