Artykuł metodologiczny

Tuina w modelu zamrożonego szczura barkowego: wydajny i powtarzalny protokół

3.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65440

⸱

21 lipca 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1College of Acupuncture and Tuina, Shandong University of Traditional Chinese Medicine, 2Department of Tuina, Jinan Massage Hospital, 3Department of Tuina, Shandong University of Traditional Chinese Medicine Affiliated Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie rozwija skuteczny i powtarzalny protokół Tuina do leczenia zamrożonego barku, opracowany na modelu szczurzym. Takie podejście pomoże w zbadaniu metody leczenia zamrożonych ramion terapią Tuina.

Streszczenie

Zamrożony bark (FS) jest częstym schorzeniem, w przypadku którego nie określono optymalnej terapii. Terapia Tuina, tradycyjna technika medycyny chińskiej (TCM) stosowana w leczeniu pacjentów z FS w chińskich szpitalach, wykazała doskonałe wyniki, ale jej mechanizmy nie są w pełni poznane. Opierając się na wcześniejszych badaniach, prace te miały na celu opracowanie protokołu Tuina dla modelu szczura FS. Losowo podzieliliśmy 20 szczurów SD na grupy kontrolne (C; n = 5), model FS (M; n = 5), model FS Tuina leczenie (MT; n = 5) i model FS leczenie doustne (MO; n = 5). W badaniu tym wykorzystano metodę unieruchomienia odlewu w celu ustalenia modelu szczura FS. Oceniono wpływ produktu leczniczego Tuina i deksametazonu podawanego doustnie na zakres ruchomości kości ramiennej (ROM) oraz oceniono wyniki histologiczne. Nasze badanie wykazało, że Tuina i doustny deksametazon były w stanie poprawić aktywny ROM barku i zachować strukturę kapsułki, przy czym terapia Tuina okazała się bardziej skuteczna niż doustny deksametazon. Podsumowując, protokół Tuina ustalony w tym badaniu był wysoce skuteczny w przypadku FS.

Wprowadzenie

Zamrożony bark (FS), znany również jako adhezyjne zapalenie torebki stawowej barku, jest samoograniczającą się chorobą charakteryzującą się bólem barku i deficytami ruchomości. Zazwyczaj dotyka ludzi w wieku od 30 do 70 lat, ze średnią wieku 50 lat, a częstość występowania wynosi około 5% w populacji chińskiej1. U kobiet występuje 1,6 razy większa częstość występowania FS w porównaniu do mężczyzn2. Częstość występowania FS jest wyższa u osób z cukrzycą, zaburzeniami metabolizmu glukozy i lipidów lub innymi powiązanymi chorobami i wynosi od 10% do 36%2,3. Obecne metody leczenia klinicznego FS obejmują fizjoterapię, leki steroidowe i zabiegi chirurgiczne4.

Wykazano, że

5,6. Jednak mechanizmy leżące u podstaw tego leczenia nie są dobrze poznane. Dlatego kluczowe znaczenie ma wykorzystanie modeli zwierzęcych do badania efektów i mechanizmów stosowania leku Tuina w leczeniu FS.

Staw barkowy szczura ma złożoną strukturę podobną do ludzkiej barku i jest często używany w badaniach mechanistycznych FS7. Model szczura FS charakteryzuje się spadkiem ROM ramienno-ramiennego i zwłóknieniem torebki8. Co więcej, model ten pozwala na obserwację torebki barkowej i umożliwia badania patologiczne podczas naprawy urazu9. Co więcej, doustne kortykosteroidy są często stosowane jako grupa kontrolna w badaniach nad leczeniem FS10. Badanie to ma na celu opracowanie protokołu Tuina dla modelu szczura FS i pokazanie wykonalności przeprowadzenia eksperymentów na zwierzętach w badaniach Tuina poprzez porównanie skuteczności terapii Tuina i doustnego deksametazonu.

Protokół

To badanie zostało zatwierdzone przez Komisję Etyki Szpitala Stowarzyszonego Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Shandong (Numer: AWE-2022-023).

1. Zwierzęta doświadczalne

  1. Dwadzieścia samców szczurów rasy Sprague-Dawley (SD) (7 tygodni, 250-280 g) trzymano w standardowych warunkach (temperatura pokojowa [RT] 20-24 °C, wilgotność 40%-60% i cykl 12 h/12 h światło/ciemność).

2. Metoda grupowania

  1. Podziel szczury SD na grupę kontrolną (C), grupę kontrolną modelu FS (M), grupę leczoną modelem FS Tuina (MT) i grupę leczenia doustnego modelu FS (MO), z których każda składa się z 5 szczurów. Trzymaj 5 szczurów w klatce (ta sama grupa).
  2. Po 7 dniach aklimatyzacji unieruchomij jedno ramię szczurów w grupach M, MT i MO za pomocą unieruchomienia gipsowego na 3 tygodnie, aby naśladować FS, jak opisano w następnej sekcji.
  3. Podawać terapię Tuina szczurom w grupie MT przez 2 tygodnie, jak opisano w punkcie 4 (Rycina 1).
  4. Obliczyć wymaganą dawkę deksametazonu na każdy kilogram szczurów (0,0675 mg / dzień) na podstawie dawki dla dorosłych (0,75 mg / dzień) i stosunku powierzchni ciała szczura do człowieka (0,018).
  5. Podawać codziennie dożołądkowy roztwór deksametazonu szczurom w grupie MO w dawce 0,067 mg/kg/dobę o godzinie 7:00 przez 2 tygodnie.
    UWAGA: Użyj tej metody grupowania, aby potwierdzić wpływ protokołu Tuina w tym badaniu. Wykonaj metodę grupowania zgodnie z celami eksperymentalnymi w różnych badaniach.

3. Rozwój modelu FS

  1. Znieczulenie szczurów za pomocą tribromoetanolu (250 mg/kg, we wstrzyknięciu dootrzewnowym)11.
    UWAGA: Zgodnie z wymogami komisji bioetycznej instytucji, roztwór podstawowy złożony z trybomoetanolu (10 g) i alkoholu tert-amylowego (10 ml) przechowywano w temperaturze 4 °C. Przed użyciem rozcieńczano go do 2% wodą destylowaną.
  2. Nałóż nasączone gipsem bandaże na prawe ramię i klatkę piersiową szczurów, utrzymując prawą kończynę przednią pod kątem 90° wewnętrznej rotacji stawu barkowego przez 3 tygodnie (Rysunek 2)12.
    UWAGA: Monitoruj szczury, aby upewnić się, że mogą wykonywać normalne czynności fizjologiczne, takie jak chodzenie, jedzenie i picie. Zamocuj bandaż gipsowy, jeśli szczury nie mogą wykonywać normalnych czynności fizjologicznych.
  3. Potwierdź pomyślne ustanowienie modelu FS, obserwując rozwój objawów, takich jak sztywność prawego stawu barkowego, skurcz prawej kończyny górnej, zanik mięśni i utykanie u szczurów13.

4. Metoda Tuina

UWAGA: Podczas całej procedury badacz musi nosić środki ochrony osobistej. Tylko jeden zawodowy lekarz Tuina musi wykonywać wszystkie manipulacje (Rysunek 3, Rysunek 4, oraz Rysunek 5).

  1. Trenuj za pomocą systemu określania parametrów techniki inteligentnego masażu, który obejmuje mechanoreceptor i komputer (Rysunek 3A).
    1. Wykonuj manipulacje na parametrach mechanoreceptora i siły w trzech kierunkach wyświetlanych przez oprogramowanie (Rysunek 3B).
    2. Palcem kciuka wykonaj metodę rotacyjno-ugniatającą ruchem obrotowym z siłą 0,5 kg i częstotliwością 100-120 razy/min (Rysunek 3C).
    3. Opuszkiem palca kciuka wykonaj metodę wyciskania punktowego z siłą 0,5 kg (Rysunek 3D).
    4. Wykonaj Tuinę na szczurach, utrzymując mechaniczny wyświetlacz wymieniony w krokach 4.1.2 i 4.1.3 przez 1 minutę.
  2. Przytrzymaj szczura, aż się uspokoi (~2 min). Następnie wykonaj manipulację. Umieść szczura w bocznej pozycji leżącej, ale pozycja może się zmienić w zależności od różnych metod manipulacji.
  3. Użyj prawego palca wskazującego i środkowego palca, aby zacisnąć prawą przednią kończynę szczura i zegnij ją i wyprostuj kilka razy, aby określić pozycje stawu barkowego, stawu łokciowego i kości ramiennej szczura.
  4. Ugniataj prawe ramię, kończynę przednią i tył szczura, obracając się zgodnie z ruchem wskazówek zegara z miazgą kciuka z siłą 0,5 kg i częstotliwością 100-120 razy/min przez 3 minuty (Rysunek 4A-C).
    1. Manipuluj mięśniami kończyn przednich w bocznej pozycji leżącej.
    2. Manipuluj mięśniami ramion i pleców w pozycji leżącej.
  5. Naciśnij punkt akupunkturowy LI15 (Jianyu), SI11 (Tianzong), HT01 (Jiquan) i LI11 (Quchi) pionowo opuszkiem palca kciuka 30 razy na punkt akupunkturowy z siłą 0,5 kg (Rysunek 4D-G).
    1. Użyj atlasu akupunktów szczura, aby zdefiniować lokalizację każdego punktu akupunkturowego (Rysunek 5)14,15.
    2. Naciśnij LI15, znajdujący się w zagłębieniu przednim dolnym do końca barkowego, w pozycji leżącej.
    3. Naciśnij SI11, znajdujący się w zagłębieniu do dołu podgrzebieniowego w środku kręgosłupa łopatkowego, w pozycji leżącej.
    4. Naciśnij HT01, znajdujący się pośrodku pachy, w pozycji leżącej.
    5. Naciśnij LI11 znajdujący się w zagłębieniu przyśrodkowym do prostownika nadgarstka promieniowego na bocznym końcu zgięcia łokciowego w pozycji bocznej leżącej.
  6. Przytrzymaj staw barkowy lewym kciukiem i środkowym palcem i rozciągnij kończynę przednią w pozycji przywodzenia, odwodzenia, wyprostu przedniego i tylnego przez 10 s (Rysunek 4H-K).
    UWAGA: Ta metoda rozciągania musi być przeprowadzana bez oporu u szczurów.
  7. Wstrzymaj procedurę Tuina, jeśli szczur stanie się wzburzony. Głaskaj szczura przez 10 sekund, aby go uspokoić, a następnie kontynuuj próbę.
  8. Zabieg wykonuj codziennie przez 2 tygodnie.

5. Pomiar ROM ramiennika ramiennego

UWAGA: Ważne jest, aby zakończyć proces pomiaru tak szybko, jak to możliwe, aby zapobiec zwyrodnieniu tkanki torebki stawowej.

  1. Usunąć łopatkę i proksymalne dwie trzecie kości ramiennej en bloc po poświęceniu szczura nadmierną dawką tribromoetanolu (3x dawka początkowa, przez wstrzyknięcie dootrzewnowe), odsłaniając dolną krawędź łopatki.
  2. Wprowadzić igłę do wstrzykiwań (1,2 cm x 0,45 mm) wzdłuż trzonu kości ramiennej do głowy kości ramiennej.
  3. Wprowadzić dwie igły iniekcyjne pionowo w górny i dolny róg łopatki na plastikowej piance owiniętej sterylnym arkuszem chirurgicznym.
  4. Przymocować cienką nitkę do igły iniekcyjnej na trzonie kości ramiennej i pociągnąć ją na drugim końcu z siłą 5 g, aby ustawić ją równolegle do trzonu kości ramiennej. Zmierz kąt między dolną krawędzią łopatki a trzonem kości ramiennej (Rysunek 6).
    UWAGA: Aby zapewnić wiarygodne wyniki, pomiary należy zlecić oddzielnemu badaczowi.
  5. Raportowanie danych jako średniej ±odchylenie standardowe (SD) za pomocą aplikacji do analizy statystycznej.
    UWAGA: W tym przypadku użyto oprogramowania SPSS (SPSS, wersja 25.0).
  6. Analizuj różnice między grupami za pomocą jednokierunkowej analizy wariancji (ANOVA).
  7. Uzyskaj grafikę pręta za pomocą odpowiedniego oprogramowania.
    UWAGA: Użyto tutaj GraphPad Prism 8.
  8. Oceń patologię torebki za pomocą barwienia H&E i Massona po pomiarze.

6. Przygotowanie sekcji

  1. Po ocenie ROM ramienno-ramiennej utrwal całe próbki w 4% PFA przez 3 dni, a następnie odwapnienie w roztworze EDTA (pH 7,2) przez dodatkowe 2 miesiące.
  2. Po odwodnieniu pokrój osadzone bloki tkanek zawierające próbki na plastry o wielkości 5 μm16.
  3. Suszyć plasterek w temperaturze 65 °C przez 60 minut.
  4. Odwoskuj plasterek.
  5. Namocz plaster w ksylenie I, ksylenie II i ksylenie III przez 7 minut, a następnie w malejącej serii etanolu (etanol bezwodny, 5 min; 95% etanolu, 2 min; 80% etanolu, 2 minuty i 70% etanolu, 2 minuty), a na koniec w ultraczystej wodzie przez 2 minuty.

7. Barwienie H&E

  1. Skrawki barwić hematoksyliną przez 5 min, płukać 1% etanolem kwasu solnego przez 3 s i myć bieżącą wodą przez 5 min.
  2. Zabarwić fragment eozyną przez 3 minuty i umyć wodą z kranu.
  3. Namocz sekcję w serii etanolowej (95% etanol I, 3 s; 95% etanol II, 3 s; bezwodny etanol I, 3 s i bezwodny etanol II, 1 min), a następnie zanurz w serii ksylenowej (ksylen I, 1 min; ksylen II, 1 min).
  4. Umieść kroplę neutralnego uszczelniacza gumowego na każdej próbce. Zapieczętować każdą próbkę szkłem nakrywkowym.
  5. Zbieraj obrazy za pomocą odwróconego mikroskopu fluorescencyjnego (podziałka = 100 μm).

8. Barwienie Massona

  1. Za pomocą pisaka immunohistochemicznego narysuj okrąg wokół skrawków, a następnie inkubuj skrawki w roztworze Bouina przez 2 godziny w temperaturze 37 °C do zaprawy. Następnie umyj sekcje wodą, aż zniknie żółty kolor.
  2. Potraktuj próbki niebieskim barwnikiem lapis lazuli przez 3 minuty, a następnie umyj je wodą destylowaną.
  3. Po barwieniu skrawków hematoksyliną (Mayer) przez 2 minuty, należy traktować skrawki przez 3 s w kwaśnym roztworze do różnicowania etanolu. Następnie umyj sekcje pod bieżącą wodą przez 10 minut.
  4. Zabarwić skrawki roztworem barwnika pęsek magenta przez 10 minut, a następnie umyć je wodą.
  5. Zanurzyć skrawki w roztworze kwasu fosfomolibdenowego na 10 minut.
  6. Dodaj roztwór barwienia aniliny na niebiesko do skrawków na 5 minut, a następnie myj je słabym kwasowym roztworem roboczym przez 2 minuty.
  7. Odwodnić i ustawić przezroczystość sekcji zgodnie z opisem w kroku 7.3.
  8. Umieść kroplę neutralnego środka uszczelniającego do dziąseł na każdej sekcji i przykryj ją szkłem nakrywkowym. Pozostaw sekcje w dygestorium do wyschnięcia.
  9. Zbierz obrazy zgodnie z opisem w kroku 7.5.

Wyniki

Aktywność fizyczną szczurów obserwowano w celu oceny powodzenia lub niepowodzenia modelu FS. Poprzednie badanie wykazało, że unieruchomienie gipsowe znacząco zmniejszyło dystans i prędkość poruszania się w porównaniu do szczurów prawidłowych17. Inne badanie sugerowało, że FS nie wpłynęło na przebyty dystans, a najczęstszym objawem był utykanie13. Niniejsze badanie wykazało sztywność prawego stawu barkowego, przykurcz prawej kończyny górnej, zanik mięśni oraz utykanie u szczurów po modelowaniu. Zmiany te w grupach MT i MO zostały całkowicie cofnięte po 2 tygodniach interwencji. W grupie M nie odnotowano jednak istotnych zmian.

Głównym kryterium oceny skuteczności metody Tuina w przypadku FS jest pomiar zakresu ruchomości (ROM) stawu ramiennego18. Zaobserwowaliśmy, że średnie wartości ROM stawu ramiennego wynosiły 149,3° ± 5,9° w grupie C, 111,1° ± 3,9° w grupie M, 128,5° ± 2,8° w grupie MT oraz 119,56° ± 2,9° w grupie MO. Jak przedstawiono na Rysunku 7, ROM stawu ramiennego u szczurów w grupie M był znacząco niższy niż w grupie C (P < 0,0001). Ponadto ROM w grupie MT i grupie MO był znacząco wyższy niż w grupie M (P < 0,05, P < 0,0001). Jednakże ROM w grupie MO był znacząco niższy niż w grupie MT (P < 0,0001). Wynik ten sugeruje, że metoda Tuina może znacząco poprawić funkcję stawu ramiennego u szczurów z FS.

Dodatkowo, barwienie H&E oraz barwienie Massona mogą dodatkowo wykazać wpływ metody Tuina na zachowanie struktury i redukcję włóknienia torebki. W celu ułatwienia obserwacji, do badań histologicznych wykorzystano torebkę stawu ramiennego. Torebka stawu ramiennego składa się z warstwy maziowej i włóknistej19. Barwienie H&E w grupie M ujawniło proliferację synowiocytów, spłaszczenie fałdów błony maziowej, zastój erytrocytów oraz proliferację naczyń, co stanowi typowe cechy FS (Rycina 8A,B). Cechy te uległy w pewnym stopniu zmniejszeniu po terapii metodą Tuina i doustnym podaniu deksametazonu (Rycina 8C,D). W porównaniu z grupą MT, w grupie MO również stwierdzono liczne komórki błony maziowej. Barwienie Massona ukazało układ pęczków włókien w każdej z grup (żółte strzałki). Torebka składa się z luźnej sieci włókien siateczkowych z pęczkami włókien ułożonymi w uporządkowanym kierunku (Rycina 8E). W grupie M pęczki włókien były ułożone nieuporządkowanie, co wskazywało na włóknienie torebki (Rycina 8F). Torebki szczurów w grupie MT wykazały, że pęczki włókien są uporządkowane i wyraźnie warstwowe, natomiast w grupie MO pozostawały one lekko nieuporządkowane (Rycina 8G,H).

Harmonogram eksperymentu na myszach, od adaptacyjnego karmienia do interwencji Tuina; schemat badawczy modelu FS.
Rycina 1: Protokół tworzenia modelu FS i interwencji Tuina. Szczury poddawano adaptacyjnemu karmieniu przez 7 dni, tworzeniu modelu FS przez 21 dni, a terapię Tuina przeprowadzano codziennie przez 14 dni. W 36. dniu wszystkie szczury zostały uśpione. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Proces rekonwalescencji szczura laboratoryjnego po operacji; badanie na modelu zwierzęcym; zabandażowany szczur na niebieskiej powierzchni.
Rysunek 2: Unieruchomienie gipsowe w celu stworzenia szczurzego modelu FS. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Stabilność dynamiczna; system pomiaru rozkładu obciążenia; interfejs komputerowy; analiza wyników na wykresach; zasady testowania ASTM.
Rysunek 3: Ilościowa kontrola manipulacji. (A) System wyznaczania parametrów inteligentnej techniki masażu. (B) Pomiar trzech sił: siły równoległej w kierunku X, siły podłużnej w kierunku Y oraz siły pionowej w kierunku Z. (C) Intensywność metody rotacyjno-ugniatającej. Krzywa czerwona przedstawia ustabilizowaną siłę pionową (0.5 kg). Krzywa pomarańczowa przedstawia regularną siłę równoległą. Krzywa biała przedstawia regularną siłę podłużną. (D) Intensywność metody punktowego nacisku. Krzywa czerwona przedstawia siłę pionową (0.5 kg). Krzywe pomarańczowa i biała przedstawiają siły nierównoległe i podłużne. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Procedura obchodzenia się z gryzoniami krok po kroku; schemat techniki laboratoryjnej; obchodzenie się ze zwierzętami w badaniach.
Rycina 4: Manipulacje stosowane w terapii Tuina. (A-C) Ugniatanie mięśni prawego barku, przedniej kończyny i grzbietu. (D-G) Ucisk punktowy LI15, SI11, HT01 oraz LI11. (H-K) Rozciąganie przedniej kończyny w pozycjach przywodzenia, odwodzenia, wyprostu przedniego i wyprostu tylnego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat punktów akupunktu u szczura, wyróżniający SI11, HT01, LI15, LI11 dla badań biomedycznych.
Rycina 5: Pozycje anatomiczne LI15, SI11, HT01 oraz LI11 u szczurów. ● Powierzchnia boczna, ○ Powierzchnia przyśmiękowa. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Ważenie w eksperymencie z mięśniami na wadze; waga pomiarowa mierzy siłę w ustawieniu naukowym.
Rycina 6: Pomiar zakresu ruchu (ROM) stawu ramiennego. Cienka nitka jest przymocowana do igły wstrzykiwacza wprowadzonej do trzonu kości ramiennej i przeciągnięta z drugiej strony siłą 5 g, aby była równoległa do trzonu kości ramiennej. Kąt między dolną krawędzią łopatki a trzonem kości ramiennej jest mierzony jako ROM stawu ramiennego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wykres słupkowy zakresu ruchu (ROM) porównujący grupy C, M, MT i MO wraz z analizą statystyczną.
Rysunek 7: ROM stawu ramiennego w trzech grupach szczurów. Wartości przedstawiono jako średnie ± S.D., n = 5. Istotne różnice wyznaczono za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji ANOVA (aP < 0.001 oraz bP < 0.0001). Aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

Porównanie preparatów histologicznych; techniki barwienia tkanek; wizualizacja włókien kolagenowych, badanie naukowe.
Rycina 8: Wyniki histologiczne torebki stawowej barku. (A,E) Grupa kontrolna wykazuje prawidłową strukturę torebki (barwienie H&E i Massona). (B,F) Grupa modelu FS obrazuje zmiany w strukturze torebki w postaci: spłaszczonych fałdów błony maziowej, włóknienia torebki oraz zaburzonych pęczków włókien (barwienie H&E i Massona). (C,G). Grupa modelu FS w połączeniu z Tuina wykazuje strukturę torebki zbliżoną do prawidłowej, a włóknienie nie jest wyraźne (barwienie H&E i Massona). (D,H) Model FS w połączeniu z doustnym podawaniem deksametazonu wykazuje strukturę torebki zbliżoną do prawidłowej, przy czym włóknienie jest wyraźne (barwienie H&E i Massona). Pasek skali = 100 µm. HH: głowa kości ramiennej; czarna strzałka: fałdy błony maziowej; czerwona strzałka: zastój erytrocytów i proliferacja naczyń; żółta strzałka: pęczki włókien. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Pierwszym krytycznym krokiem jest wybór modelu. Ze względu na trudności we wdrożeniu pierwotnego modelu FS, unieruchomienie gipsu i chirurgiczne stabilizacja wewnętrzna są często stosowane do ustalenia modeli szczurów FS 9,12. Najpoważniejsze ograniczenie ruchomości barku i zwłóknienie torebki zaobserwowano w modelu FS ustalonym przez unieruchomienie w gipsie na 3 tygodnie12,20. W tym badaniu wskaźniki sukcesu modelu FS były doskonałe, ze 100% sukcesem.

Drugim krytycznym krokiem są manipulacje stosowane w tym protokole. W tym badaniu zastosowano trzy manipulacje (ugniatanie, wyciskanie i rozciąganie). Manipulacja ugniataniem tkanek miękkich została zastosowana na barku, łopatce i ramieniu w celu rozluźnienia mięśni. Manipulację wyciskaniem przeprowadzono poprzez wywieranie nacisku na punkty akupunkturowe, takie jak LI15, SI11, HT01 i LI11, które są najczęściej stosowane w praktyce klinicznej dla FS 5,21. LI15, SI11 i HT01 znajdują się w pozycjach wokół torebki barkowej i mogą być skuteczne w poprawie funkcji ROM i barku22. LI11 jest często stosowany w przypadku upośledzenia motorycznego kończyn górnych i znajduje się w tym samym meridianie co LI15. Ta metoda dopasowania punktów akupunkturowych pomaga poprawić skuteczność LI1523. Po pełnym relaksie zastosowano techniki rozciągania w celu przywrócenia czynności funkcjonalnych.

Możliwym problemem w tym protokole jest to, że szczury wykazują intensywną odporność podczas Tuina, co może być spowodowane strachem, a nie przekraczaniem tolerancji szczurów. W tym momencie manipulacje należy przerwać, dopóki szczury się nie uspokoją (głaskanie przez 10 sekund uspokaja szczury). Ponadto zakres rozciągania należy dostosować do objawów szczurów. Początkowo ograniczenie stawu barkowego było oczywiste, a amplituda rozciągania niewielka. Wraz z interwencją funkcja stawu barkowego szczurów stopniowo się poprawiała, a amplituda rozciągania stopniowo rosła. Standardem jest to, że szczury mogą zaakceptować metodę rozciągania bez oporu. Wreszcie, szczury mają pewien stopień agresji, a Tuina wymaga długotrwałego kontaktu ze szczurami, dlatego ważne jest noszenie środków ochrony osobistej.

Ilościowa kontrola manipulacji jest najtrudniejsza w eksperymentach Tuina. Podczas gdy symulator manipulacji masażem może być używany do kontrolowania siły i częstotliwości pojedynczej manipulacji, metoda ta jest ograniczona, gdy zaangażowanych jest wiele manipulacji i miejsc leczenia24,25. W praktyce klinicznej Tuina jest zazwyczaj wykonywana bezpośrednio przez praktyków, a w tym badaniu trudno było interweniować przy użyciu sprzętu medycznego. Aby kontrolować stymulację, inteligentny system określania parametrów techniki masażu może być wykorzystany do standaryzacji treningu Tuina. Po treningu badacz może do pewnego stopnia przyłożyć tę samą siłę do każdego szczura. Głównym ograniczeniem tego protokołu jest to, że manipulacji nie można całkowicie kontrolować.

Terapia TCM Tuina ma bogatą historię stosowania w Chinach, a różni lekarze w szpitalach stosują różne kombinacje manipulacji i miejsc leczenia. Dlatego ważne jest, aby ustanowić powtarzalne i skuteczne protokoły zarówno dla eksperymentów na zwierzętach, jak i badań klinicznych. W tym badaniu zastosowane manipulacje i punkty akupunkturowe były oparte na poprzednim badaniu przeprowadzonym przez nasz zespół, łącząc nasze doświadczenie kliniczne z charakterystyką modelu zwierzęcego FS21. Badanie to wykazało skuteczność opracowanego protokołu Tuina w poprawie funkcji stawu barkowego i zmniejszeniu zwłóknienia torebki piersiowej u szczurów FS. Odkrycia te stanowią podstawę do dalszych badań nad mechanizmami leżącymi u podstaw leczenia Tuiny. Co więcej, protokół może być przydatny dla badaczy zainteresowanych badaniem skuteczności alternatywnych metod leczenia FS.

Poprzednie badanie wykazało, że mechanizm interwencji Tuina w przypadku zwłóknienia może być związany z regulacją w dół TGF-β i CTGF przy jednoczesnej regulacji równowagi MMP-1 / TIMP-1, zmniejszając w ten sposób produkcję macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM)26. Wpływ Tuiny na zwłóknienie torebki barkowej można osiągnąć poprzez regulację różnych mechanizmów. Potrzebne są jednak dalsze badania, aby w pełni zrozumieć mechanizmy związane z tą poprawą.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Plan Rozwoju Nauki i Technologii 2020 w mieście Jinan (numer grantu 202019059), Projekt Nauki i Technologii Tradycyjnej Medycyny Chińskiej prowincji Shandong (numer grantu 2021Q080) oraz Projekt Dziedziczenia Szkoły Tradycyjnej Medycyny Chińskiej Qilu (numer grantu [2022]93).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4% paraformaldehydSolarbioP1110
Maszyna do zatapianiaChangzhou Paisijie Medical Equipment Co., LtdBM450A
Kwas etylenodiaminotetraoctowy (EDTA)SolarbioE1171
Zestaw do barwienia eozyny hematoksyliny (HE)SparkjadeEE0012
System określania parametrów inteligentnej techniki masażuShanghai Dukang Intrument Equipment Co. LtdZTC-figure-materials-1
MicrotomeLeica531CM-Y43

Zmodyfikowany roztwór do barwienia trichromu Masson		Shanghai yuanye Bio-Technology Co., LtdR20381-8Bouin 50 mL;
lapis lazuli niebieski barwnik 50 ml;
Hematoksylina (Mayer) 50 ml;
kwaśny roztwór do różnicowania etanolu 50 ml;
ponceau/ roztwór barwnika magenta 50 ml;
roztwór kwasu fosfomolibdenowego 50 ml;
roztwór do barwienia na niebiesko aniliny 50 ml;
  słaby kwas 50 ml
TribromoetanolMacklinT903147-5

Bibliografia

  1. Li, W., LU, N. Z., Xu, H. L., Wang, H. F., Huang, J. Case control study of risk factors for frozen shoulder in China. International Journal of Rheumatic Diseases. 18 (5), 508-513 (2015).
  2. Degreef, I., Steeno, P., De Smet, L. A survey of clinical manifestations and risk factors in women with Dupuytren's disease. Acta Orthopaedica Belgica. 74 (4), 456-460 (2008).
  3. Tighe, C. B., Oakley, W. S. Jr. The prevalence of a diabetic condition and adhesive capsulitis of the shoulder. Southern Medical Journal. 101 (6), 591-595 (2008).
  4. Cho, C. H., Bae, K. C., Kim, D. H. Treatment strategy for frozen shoulder. Clinics in Orthopedic Surgery. 11 (3), 249-257 (2019).
  5. Liu, M., et al. Effects of massage and acupuncture on the range of motion and daily living ability of patients with frozen shoulder complicated with cervical spondylosis. American Journal of Translational Research. 13 (4), 2804-2812 (2021).
  6. Ai, J., Dong, Y. K., Tian, Q. D., Wang, C. L., Fang, M. Tuina for periarthritis of shoulder: A systematic review protocol. Medicine. 99 (11), e19332(2020).
  7. Norlin, R., Hoe-Hansen, C., Oquist, G., Hildebrand, C. Shoulder region of the rat: anatomy and fiber composition of some suprascapular nerve branches. The Anatomical Record. 239 (3), 332-342 (1994).
  8. Okajima, S. M., et al. Rat model of adhesive capsulitis of the shoulder. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (139), 58335(2018).
  9. Zhao, H. K., et al. Tetrandrine inhibits the occurrence and development of frozen shoulder by inhibiting inflammation, angiogenesis, and fibrosis. Biomedicine & Pharmacotherapy. 140, 111700(2021).
  10. nar, B. M., Battal, V. E., Bal, N., Güler, ÜÖ, Beyaz, S. Comparison of efficacy of oral versus intra-articular corticosteroid application in the treatment of frozen shoulder: An experimental study in rats. Acta Orthopaedica et Traumatologica Turcica. 56 (1), 64-70 (2022).
  11. Dias, Q. M., Rossaneis, A. C., Fais, R. S., Prado, W. A. An improved experimental model for peripheral neuropathy in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 46 (3), 253-256 (2013).
  12. Kim, D. H., et al. Characterization of a frozen shoulder model using immobilization in rats. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 11 (1), 160(2016).
  13. Feusi, O., et al. Platelet-rich plasma as a potential prophylactic measure against frozen shoulder in an in vivo shoulder contracture model. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 142 (3), 363-372 (2022).
  14. Yin, C. S., et al. A proposed transpositional acupoint system in a mouse and rat model. Research in Veterinary Science. 84 (2), 159-165 (2008).
  15. Guo, X. R., et al. Study on the regulatory mechanism of electroacupuncture based on thyroid pathway for mammary gland hyperplasia rats. Zhongguo Zhen Jiu. 38 (8), 857-863 (2018).
  16. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods in Molecular Biology. 1180, 31-43 (2014).
  17. Taguchi, H., et al. A rat model of frozen shoulder demonstrating the effect of transcatheter arterial embolization on angiography, histopathology, and physical activity. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 32 (3), 376-383 (2021).
  18. Oki, S., et al. Generation and characterization of a novel shoulder contracture mouse model. Journal of Orthopaedic Research. 33 (11), 1732-1738 (2015).
  19. Kubo, H., et al. Histologic examination of the shoulder capsule shows new layer of elastic fibres between synovial and fibrous membrane. Journal of Orthopaedics. 22, 251-255 (2020).
  20. Cho, C. H., Lho, Y. M., Hwang, I., Kim, D. H. Role of matrix metalloproteinases 2 and 9 in the development of frozen shoulder: human data and experimental analysis in a rat contracture model. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 28 (7), 1265-1272 (2019).
  21. Wang, J. M., et al. Efficacy and safety of Tuina and intermediate frequency electrotherapy for frozen shoulder: MRI-based observation evidence. American Journal of Translation Research. 15 (3), 1766-1778 (2023).
  22. Ben-Arie, E., et al. The effectiveness of acupuncture in the treatment of frozen shoulder: A systematic review and meta-analysis. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine: eCAM. 2020, 9790470(2020).
  23. Zou, F., et al. The impact of electroacupuncture at hegu, shousanli, and quchi based on the theory "Treating flaccid paralysis by Yangming alone" on stroke patients' EEG: A pilot study. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine: eCAM. 2020, 8839491(2020).
  24. Lv, T. T., et al. Using RNA-Seq to explore the repair mechanism of the three methods and three-acupoint technique on DRGs in sciatic nerve injured rats. Pain research & Management. 2020, 7531409(2020).
  25. Niu, F., et al. Spinal tuina improves cognitive impairment in cerebral palsy rats through inhibiting pyroptosis induced by NLRP3 and Caspase-1. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine: eCAM. 2021, 1028909(2021).
  26. Na, Z., et al. The combination of electroacupuncture and massage therapy alleviates myofibroblast transdifferentiation and extracellular matrix production in blunt trauma-induced skeletal muscle fibrosis. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine: eCAM. 2021, 5543468(2021).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Terapia Tuinawłóknienie torebki stawowejzakres ruchutradycyjna medycyna chińskaunieruchomienie gipsowefunkcja stawu ramiennegoleczenie dekzametazonemtechnika proteomiczna
Tuina w modelu zamrożonego szczura barkowego: wydajny i powtarzalny protokół
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.