Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Test zakrzepicy żylnej w mysim modelu raka

3.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65518

⸱

5 stycznia 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Renal Section, Department of Medicine, Chobanian and Avedisian School of Medicine, Boston University, 2Vascular Biology Section, Department of Medicine, Chobanian and Avedisian School of Medicine, Boston University, 3Division of Interventional Radiology, Department of Radiology, Chobanian and Avedisian School of Medicine, Boston University, 4Department of Medicine, Whitaker Cardiovascular Institute, Chobanian and Avedisian School of Medicine, Boston University, 5Department of Biochemistry and Cell Biology, Chobanian and Avedisian School of Medicine, Boston University, 6Veterans Affairs Boston Healthcare System, 7Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology, 8Center of Cross-Organ Vascular Pathology, Department of Medicine, Chobanian and Avedisian School of Medicine, Boston University

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł ma na celu przedstawienie zoptymalizowanej metody oceny zakrzepicy żylnej w modelu raka myszy, przy użyciu klipsów naczyniowych do uzyskania podwiązania żylnego. Optymalizacja minimalizuje zmienność pomiarów związanych z zakrzepicą i zwiększa znaczenie dla zakrzepicy żylnej związanej z rakiem u ludzi.

Streszczenie

Ten artykuł metodologiczny podkreśla niuanse chirurgiczne modelu zakrzepicy żylnej u gryzoni, szczególnie w kontekście zakrzepicy związanej z rakiem (CAT). Zakrzepica żył głębokich jest częstym powikłaniem u osób, które przeżyły raka i może być potencjalnie śmiertelna. Obecne modele zakrzepicy żył mysich zazwyczaj obejmują całkowite lub częściowe mechaniczne zamknięcie żyły głównej dolnej (IVC) za pomocą szwu. Procedura ta indukuje całkowity lub częściowy zastój krwi i uszkodzenie śródbłonka, wywołując trombogenezę. Obecne modele mają ograniczenia, takie jak większa zmienność masy skrzepów, znaczna śmiertelność i wydłużona krzywa uczenia się. W niniejszym raporcie przedstawiono udoskonalenia chirurgiczne za pomocą klipsów naczyniowych, aby wyeliminować niektóre z tych ograniczeń. Korzystając z mysiego modelu ksenoprzeszczepu syngenicznego raka jelita grubego, zastosowaliśmy niestandardowe klipsy naczyniowe do podwiązania żyły głównej podnerkowej. Klipsy te zapewniają pozostałą przestrzeń wargową podobną do szwu polipropylenowego 5-0 po podwiązaniach IVC. Myszy z metodą szwów służyły jako kontrole. Metoda klipsa naczyniowego skutkowała spójną, powtarzalną częściową niedrożnością naczyń i większą masą skrzepów przy mniejszej zmienności niż metoda szwowa. Spodziewano się większej masy skrzepu, większej masy skrzepu i skrzepu w obszarze światła IVC ze względu na wyższy profil ciśnienia klipsów naczyniowych w porównaniu ze szwem polipropylenowym 6-0. Podejście to zostało zweryfikowane za pomocą ultrasonografii w skali szarości, która wykazała konsekwentnie większą masę skrzepu w żyle głównej podnerkowej z klipsami naczyniowymi w porównaniu z metodą szwów. Obserwacje te zostały dodatkowo potwierdzone barwieniem immunofluorescencyjnym. Badanie to oferuje ulepszoną metodę generowania modelu zakrzepicy żylnej u myszy, który można wykorzystać do pogłębienia mechanistycznego zrozumienia CAT oraz w badaniach translacyjnych, takich jak odkrywanie leków.

Wprowadzenie

Żylna choroba zakrzepowo-zatorowa (ŻChZZ) związana z rakiem<br /> Ryzyko żylnej choroby zakrzepowo-zatorowej (ŻChZZ) jest od 4 do 7 razy wyższe u osób, które przeżyły raka w porównaniu z populacją ogólną1,2,3. Ten stan okazuje się śmiertelny u jednego na siedmiu pacjentów z rakiem. Częstość występowania ŻChZZ różni się w zależności od rodzaju nowotworu i obciążenia guzem i jest najwyższa wśród pacjentów z rakiem trzustki i żołądka4.

Choroba zakrzepowo-zakrzepowa związana z rakiem u pacjentów z rakiem ma znaczenie prognostyczne . Wiąże się to z niekorzystnym całkowitym przeżyciem w pierwszym roku po rozpoznaniu raka, nawet po uwzględnieniu wieku, rasy i stadium podstawowego raka5. Odkrycia te podkreślają znaczenie badania choroby zakrzepowo-zatorowej związanej z rakiem oraz potrzebę zbadania jej mechanizmu przy użyciu modelu zwierzęcego. Translacyjne znaczenie tego obszaru jest dodatkowo podkreślone przez fakt, że ŻChZZ u pacjentów z rakiem można zapobiec i leczyć za pomocą profilaktyki zakrzepowej i terapii przeciwzakrzepowej6.

Zwierzęce modele raka i zakrzepicy żylnej
Modele raka są konwencjonalnie nazywane ksenoprzeszczepami, które polegają na wstrzyknięciu komórek rakowych myszom. Wstrzyknięcie komórek rakowych w miejscu takim jak jego pochodzenie jest określane jako model ortotopowy, podczas gdy w innym miejscu (płaszczyzna podskórna nad bokiem) jest znane jako model heterotopowy. Gatunek pochodzenia komórek nowotworowych determinuje je jako model allogeniczny, taki jak linia komórkowa HT-29 (ludzki rak jelita grubego)7,8,9. Wręcz przeciwnie, modele syngeniczne wykorzystują mysie linie komórkowe raka, w tym linie komórkowe RenCa i MC-383,10.

Literatura opisuje modele zakrzepicy tętniczej, żylnej i kapilarnej u gryzoni. Zakrzepica żylna jest wywoływana w żyle głównej dolnej (IVC) przez uraz mechaniczny (drut prowadnikowy) lub całkowite podwiązanie IVC, chemiczne (chlorek żelaza) lub uraz elektrolityczny. Zakrzepica indukowana chlorkiem żelaza lub ligacja IVC reprezentuje kompletne modele okluzji. To ostatnie powoduje zastój krwi i nacieki zapalne w żyłach11,12,13. Kompletny model ligacji powoduje wysoki wskaźnik powstawania zakrzepicy u 95% do 100% myszy. Model częściowej ligacji IVC może obejmować przerwanie bocznych gałęzi biodrowo-lędźwiowych, a powrót żylny jest zniesiony przez zastosowanie podwiązania szwów w dystalnych punktach docelowych IVC12. Czasami do częściowego przerwania powrotu żylnego stosuje się uchwyt na przestrzeń. Jednak masa skrzepliny jest niespójna w obecnym modelu częściowej okluzji, co skutkuje dużą zmiennością masy i wysokości skrzepów12,14.

Oba te modele mechaniczne dużych żył (częściowy i kompletny) mają ograniczenia. Po pierwsze, podwiązanie IVC (model zastoju) często powoduje niedociśnienie. Krew jest przetaczana przez żyły kręgowe. Chociaż w doświadczonych rękach, śmiertelność w tym modelu waha się od 5% do 30%, przy czym oczekuje się, że wskaźnik ten będzie wyższy podczas krzywej uczenia się. Co ważne, kompletny model okluzji nie odtwarza zakrzepicy żył głębokich (DVT) u ludzi, gdzie skrzeplina zwykle jest nieoklepna. Całkowita okluzja prawdopodobnie zmieni czynniki hemoreologiczne i parametry farmakodynamiczne, zmieniając biodostępność związków w miejscu lokalnym. Ze względu na te ograniczenia, kompletne modele okluzji mogą nie być optymalne do testowania nowych związków chemicznych do celów terapeutycznych i odkrywania leków12.

Należy zauważyć, że aby zapewnić bardziej klinicznie istotny mysi model zakrzepicy żylnej ze zmniejszonym przepływem z uszkodzeniem śródbłonka, wprowadzono model zakrzepicy żylnej, gdzie DVT jest wywoływane przez ograniczenie przepływu krwi przy braku zaburzenia śródbłonka. Model został zweryfikowany za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej15. Preferowanym klinicznie istotnym modelem zakrzepicy jest model z prawie całkowitą zakrzepicą, który umożliwia odkrywanie leków. Tworzenie skrzepów w obecnych modelach częściowej okluzji jest niespójne, co skutkuje dużą zmiennością masy i wysokości skrzepu12,16. Co więcej, masa skrzepu jest zmienna w przypadku konwencjonalnych metod, co wymaga większej liczby myszy na badanie12.

Poprzednie modele zakrzepicy związanej z rakiem koncentrowały się na raku okrężnicy, trzustki i płuc i wszystkie były kompletnymi modelami okluzji17,18,19. Ten manuskrypt modyfikuje model częściowej zakrzepicy okluzji, aby zapewnić skrzepy o mniejszej zmienności i śmiertelności myszy (Rysunek 1)". W poprzednich badaniach wykorzystano allogeniczne linie komórkowe raka na myszach z obniżoną odpornością atymicznych background19,20,21. W tym manuskrypcie wykorzystano ksenoprzeszczep syngeniczny komórek MC-38 u myszy C57Bl6 / J, co pozwala na wykorzystanie myszy immunokompetentnych i badanie składników odpornościowych trombogenezy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Do tego badania wykorzystano 16 samic myszy C57Bl6/J w wieku 8-12 tygodni i masie ciała od 20 do 25 g. Myszy trzymano w standardowych warunkach i karmiono karmą i wodą ad libitum. Badanie to zostało przeprowadzone za zgodą Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) na Uniwersytecie Bostońskim. Opisane tu procedury otwarte zostały przeprowadzone w stanie sterylnym.

1. Model ksenoprzeszczepu

  1. Hodowla komórkowa
    1. Przed heterotopową implantacją podskórną należy wyhodować komórki MC-38 jako monowarstwę do 80% zgrywania.
    2. Po trypsynizacji i ponownym zawieszeniu w 10% pożywce zawierającej FBS, odwirować komórki w temperaturze 277 x g, 4 °C przez 5 min. Następnie ponownie zawiesić komórki w pożywce bez surowicy do stężenia 1 x 104 komórek MC-38/μL pożywki bez surowicy.
      1. W celu trypsynizacji należy hodować komórki MC-38, aż osiągną pożądane zbieganie (zwykle około 70%-80%), a następnie odessać pożywkę hodowlaną z szalki Petriego.
      2. Dodać 1 ml roztworu trypsyny-EDTA i inkubować komórki z trypsyną przez 1 minutę w temperaturze 37 °C, aby umożliwić oderwanie. Delikatnie postukaj lub potrząśnij szalką Petriego, aby zapewnić równomierne oderwanie.
      3. Dodaj pożywkę hodowlaną zawierającą surowicę lub inhibitor trypsyny, aby zneutralizować aktywność i zapobiec dalszej dysocjacji komórek. Zbierz oderwane komórki wraz ze zneutralizowanym roztworem trypsyny.
      4. Do ponownego zawieszenia, po odłączeniu komórek przez trypsynizację, przygotuj je do przeszczepu lub dalszych eksperymentów. Odwirować zebraną zawiesinę komórek o stężeniu 277 x g, aby uzyskać granulki komórek.
      5. Ostrożnie usunąć supernatant (ciecz znajdująca się nad osadem komórkowym). Dodaj 9 ml pożywki hodowlanej, buforu lub roztworu do osadu komórkowego, aby osiągnąć pożądane stężenie komórek do przeszczepu lub eksperymentów.
      6. Delikatnie zawiesić komórki, pipetując w górę i w dół lub używając wytrząsarki do kolby hodowlanej. Należy unikać intensywnego pipetowania, które mogłoby uszkodzić komórki.
        UWAGA: W zależności od użytego wariantu lub linii komórkowej, komórki mogą być ponownie zawieszone w stosunku 1:1 rozpuszczonej macierzy błony podstawnej i pożywki wolnej od surowicy, aby spowolnić bardzo agresywny wzrost i rozprzestrzenianie się komórek myszy po implantacji. Wszystkie etapy hodowli komórkowej powinny być przeprowadzane w całkowicie aseptycznym kapturze w specjalnie przeznaczonej przestrzeni do hodowli komórkowej i regularnie badane na obecność mykoplazmy.
    3. Policz komórki za pomocą automatycznego licznika komórek zgodnie z dostarczonym protokołem ręcznym.
  2. Implantacja komórek
    1. Losowo przypisz osiem myszy do grupy eksperymentalnej i osiem myszy do grupy kontrolnej w następujący sposób. W grupie kontrolnej należy użyć myszy z ksenoprzeszczepem MC38 i wykonać podwiązanie IVC za pomocą szwu polipropylenowego 5-0. W grupie eksperymentalnej użyj myszy z ksenoprzeszczepem MC38 i wykonaj podwiązanie IVC za pomocą dostosowanego klipsa naczyniowego.
    2. Umieść mysz w lewej pozycji bocznej i ogol prawą stronę między kończynami przednimi i tylnymi. Alkohol i jod należy nanieść wzdłuż grzbietowej części lędźwiowej, aby w asepcie przygotować miejsce do wstrzyknięcia.
    3. Wstrzyknąć 2 x 106 komórek MC-38 przygotowanych w 200 μl pożywki podskórnie w bok, w połowie odległości między najbardziej dystalnym żebrem zwierzęcia a wyniosłością miednicy, używając igły 27G, delikatnie trzymając zwierzę w niedominującej ręce.
    4. Po wstrzyknięciu należy dokładnie obejrzeć zwierzęta i umieścić je z powrotem w klatce. Zwierzęta powinny zostać skontrolowane pod kątem następujących elementów: 1. Zmiany w zachowaniu, poziomie aktywności i ogólnej mobilności myszy. Wszelkie znaczące zmiany mogą wskazywać na dyskomfort lub problemy zdrowotne. 2. Ogólny stan fizyczny myszy, w tym jakość sierści, nawyki pielęgnacyjne oraz wszelkie widoczne oznaki niepokoju lub nieprawidłowości 3. Wróć do spożywania pokarmów i przyjmowania wody 4. Wszelkie zmiany w ich poziomie aktywności, postawie lub interakcjach z kolegami z klatki. Letarg lub zwiększona agresja mogą być oznakami niepokoju.

2. Obserwacja wzrostu guza

  1. Monitoruj zwierzęta co dwa tygodnie pod kątem trendów wzrostu guza przez 3-4 tygodnie. Zmierz guzy suwmiarką i zapisz wymiary guza.
    1. Zmierz guzy wzdłuż ich najdłuższej osi (L) i osi prostopadłej do długiej osi (W). Oblicz objętość guza (V) za pomocą równania L x (W2) = V. Jeśli rozmiar guza przekracza 20 mm w każdym wymiarze i/lub guz ma dowody na owrzodzenie, należy poddać zwierzęta eutanazji przed zakończeniem eksperymentu.
  2. Gdy objętość guza osiągnie 400 mm3, zaplanuj użycie myszy do podwiązania IVC.

3. Znieczulenie i przygotowanie

  1. Znieczulić mysz w komorze izofluranu i wstrzyknąć środek przeciwbólowy podskórnie: Trzymaj zwierzę od nasady ogona. Trzymaj zwierzę na grzbietowej powierzchni ręki niedominującej.
  2. Przenieść zwierzę do komory indukcyjnej do ciągłego znieczulania wypełnionej 3%-4% izofluranem. Potwierdź odpowiednie znieczulenie ogólne przy braku odruchu szczypania palców u stóp. Stosować dawkę podtrzymującą 1%-3% izofluranu. Nałóż maść weterynaryjną na oba oczy.
  3. Wstrzyknięcie podskórne z buprenorfiną (opioid łagodzący ból): Rozpuścić zapas buprenorfiny w stężeniu 0,3 mg/ml w 0,9% chlorku sodu (NaCl), aby osiągnąć stężenie 0,03 mg/ml.
  4. Dawkę 0,05-0,1 mg/kg 0,03 mg/ml buprenorfiny należy wstrzyknąć wraz z 500 μl jałowego 0,9% NaCl podskórnie przed zabiegiem. W przypadku 20 g myszy wymagana jest ilość 2 μg lub 66 μl 0,03 mg/ml buprenorfiny.
  5. Przygotowanie skóry: Umieść w pełni znieczuloną mysz w pozycji leżącej na kocu grzewczym. Zdezynfekuj przednią część brzucha 0,5% nalewką z chlorheksydyny, 2x. Często sprawdzaj temperaturę koca grzewczego podczas zabiegu i upewnij się, że temperatura nie spada.

4. Podwiązanie IVC

  1. Laparotomia w linii środkowej
    1. Naciąć skórę brzucha cienkimi nożyczkami, zaczynając od wyniosłości mieczykowatej do pęcherza moczowego. Ściśnij otrzewną w połowie długości nacięcia skóry za pomocą atraumatycznych kleszczy. Zapewnij odpowiednią przestrzeń między nacięciem a leżącymi nad nim jelitami (Rysunek 2A).
    2. Otwórz otrzewną w sposób podłużny wraz z jałową linią białką.
  2. Zewnętrzizowanie jelit na prawą stronę brzucha
    1. Pociągnij jelita mokrymi bawełnianymi końcówkami. Przykryj jelita całkowicie wilgotną, sterylną gazą. Upewnij się, że zakryte jelita są w kierunku wolnym od trakcji, bez nadmiernego nacisku na naczynia krezkowe.
  3. Pełna ekspozycja IVC i gałęzi, w tym zbieg lewej żyły nerkowej z IVC (Rysunek 2B).
    1. Upuść 200-300 μl soli fizjologicznej. Zapoznaj się z kursem moczowodów, IVC, aorty i żył nerkowych (Rysunek 2).
  4. Płaszczyzna beznaczynkowa w punkcie zbiegu IVC podnerkowego i zbiegu lewej żyły nerkowej.
    1. Przełóż szew polipropylenowy 6-0 delikatnie przez płaszczyznę beznaczynkową 2x-3x ruchami ogonowymi do głowowych za pomocą atraumatycznych kleszczy z zamkniętą końcówką.
    2. Upewnij się, że minimalne sączenie jest kontrolowane za pomocą delikatnego nacisku wyposażonego w tamponadę z bawełnianą końcówką. Poszerz przewidzianą płaszczyznę, przechodząc przez szew polipropylenowy 6-0 delikatnymi ruchami ogonowymi do czaszki.
  5. Kauteryzacja gałęzi gonadalnych i lędźwiowych (Rysunek 2D)
    1. Mogą być obecne do 4 gałęzi tylnych lub lędźwiowych. Aby uniknąć potencjalnych powikłań niedokrwienia i chromania kręgosłupa, w obecnym protokole należy pozostawić gałęzie lędźwiowe nienaruszone.
    2. Sprawdź, czy obecne są 2 do 3 bocznych gałęzi, w tym obustronne zaopatrzenie tętnicy rogu macicy i naczynia podbrzuszne. Zapewnienie konsekwentnego zakłócania pierwszych oddziałów obecnych dwustronnie. Kauteryzuj obustronne gałęzie tuż dystalnie do zbiegu lewej żyły nerkowej i IVC (IVC podnerkowego). Upewnij się, że naczynia drenujące żyły rogu macicy nie są naruszone.
      UWAGA: Kauteryzacja gałęzi bocznych jest wybierana, ponieważ ta metoda zapewnia gładką i nieprzerwaną powierzchnię, zmniejszając ryzyko niekontrolowanego krwawienia. Co więcej, kauteryzacja jest szybsza i bardziej wykonalna niż podwiązanie szwów z szwami 10-0. W związku z tym zwierzęta będą narażone na krótszą i bezpieczniejszą procedurę.
  6. Dokładnie sprawdź przebieg moczowodów i unaczynienie, aby upewnić się, że nie ma wyciekającego lub niezamierzonego kauteryzacji (Rysunek 2C).
  7. Podwiązanie IVC z klipsami naczyniowymi w grupie eksperymentalnej
    1. Dostosuj klipsy naczyniowe o szerokości nylonowego szwu 2-0 za pomocą atraumatycznych kleszczy. Zastosuj niestandardowe klipsy naczyniowe w grupie eksperymentalnej obwodowo wokół IVC podnerkowego.
    2. Nałóż klipsy naczyniowe na szew. Główny kanał szwu zapewnia wystarczającą płaszczyznę beznaczyniową z dwoma do trzech skrupulatnych ruchów od ogona do czaszki (Rysunek 2E-F).
    3. Następnie przełóż klipsy naczyniowe przez przygotowaną płaszczyznę. Przygotuj płaszczyznę u zbiegu lewej żyły nerkowej i IVC na tyle szeroko, aby umożliwić bezproblemowe przejście klipsa (Rysunek 2E).
    4. Umieść dostosowany klips naczyniowy poziomo, prostopadle do przebiegu IVC, przez przygotowaną płaszczyznę. Umieść klipsy naczyniowe na szwie polipropylenowym 5-0, aby zapewnić odpowiednią pozostałą przestrzeń (Rysunek 2G).
    5. Upewnij się, że powyższe kroki są wykonywane delikatnie, aby zapobiec uszkodzeniu naczynia lub krwawieniu w miejscu klipsów naczyniowych. Obserwuj pole operacyjne pod kątem potencjalnego sączenia. Delikatnie dociśnij bawełnianą końcówką do pola operacyjnego w przypadku sączenia.
  8. Podwiązanie IVC ze szwem w grupie kontrolnej
    1. Podwiązanie szwów szwem polipropylenowym 6-0. Wykonać chirurgiczny szew węzła kwadratowego wokół IVC podnerkowego w przygotowanej płaszczyźnie na jedwabnym szwie 5-0.
    2. Po zakończeniu szwu delikatnie zdejmij szew jedwabny, aby zapewnić odpowiednią pozostałość miejsca.
  9. Wykonać podskórne wstrzyknięcie 200 μl soli fizjologicznej.
    UWAGA: Aby zapewnić porównywalną technikę częściowej okluzji IVC z zastosowaniem zacisku, klips naczyniowy jest dostosowywany w obecnym badaniu, aby zapewnić przestrzeń między wargami. Klips naczyniowy jest następnie umieszczany w przygotowanej płaszczyźnie jałowej u zbiegu lewej żyły nerkowej i IVC.
  10. Zamknij laparotomię za pomocą ciągłego trwającego szwu vicryl 4-0.

5. Obserwacja po operacji indeksu

  1. Po operacji należy stale monitorować zwierzę przez 1 godzinę lub do momentu przywrócenia równowagi i zdolności prostowania, w zależności od tego, co nastąpi wcześniej, w izolowanej czystej klatce, aż do całkowitego wyzdrowienia.
  2. Monitoruj zwierzę codziennie przez 2 dni. Jeśli zwierzę wygląda na przygnębione, monitoruj je dwa razy dziennie przez 2 dni. Podawaj pooperacyjne środki przeciwbólowe i płyny zgodnie z protokołem.
    1. Rozpuścić zapas buprenorfiny o stężeniu 0,3 mg/ml w 0,9% chlorku sodu (NaCl) do uzyskania stężenia 0,03 mg/ml.
    2. Wstrzykiwać dawkę 0,05-0,1 mg/kg 0,03 mg/ml buprenorfiny podskórnie wraz z 500 μl sterylnego 0,9% NaCl, co 8 do 12 godzin przez pierwsze 48 godzin po operacji wskaźnikowej. W przypadku myszy o masie 20 g wymagane jest 2 μg lub 66 μl 0,03 mg/ml buprenorfiny.

6. Eutanazja i pobieranie IVC zawierającego skrzep

  1. Znieczul mysz w komorze izofluranowej, przytrzymaj zwierzę od nasady ogona i trzymaj zwierzę na grzbietowej powierzchni dłoni.
  2. Przenieść zwierzę do komory indukcyjnej do ciągłego znieczulania wypełnionej 3%-4% izofluranem. Ułóż zwierzę w pozycji leżącej.
  3. Wykonaj długą laparotomię w linii środkowej, zaczynając od mieczykowatej części ciała do pęcherza moczowego, jak opisano.
  4. Zewnętrznie przesunąć jelito na prawą stronę brzucha i pobrać zaciśnięty IVC dystalnie do rozwidlenia biodrowego do stopnia IVC podnerkowego (Rysunek 2G).
  5. Po pobraniu skrzepu i guza należy poddać zwierzę eutanazji ze zwichnięciem szyjki macicy.

7. Analiza statystyczna

  1. Analizę statystyczną należy przedstawić jako średnią, medianę i odchylenie standardowe (SD) lub błąd standardowy średniej (SEM), 25. lub 75. percentyla lub cały zakres wartości, w tym wartości minimalne i maksymalne, w zależności od przypadku. Wykonaj test t-Studenta i test F, jeśli to konieczne. Oceń istotność statystyczną na poziomie p <0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Grupa samic myszy C57Bl6/J w wieku 8–12 tygodni otrzymała wstrzyknięcie komórek MC-38 w logarytmicznej fazie wzrostu. Ksenoprzeszczepy rosły szybko między trzecim a czwartym tygodniem po wstrzyknięciu18. Gdy guzy osiągnęły średnią objętość 400 mm3, myszy rozprzydelono losowo do grupy kontrolnej i eksperymentalnej. W grupie kontrolnej wykonano podwiązanie IVC za pomocą szwu, natomiast myszy w grupie eksperymentalnej poddano podwiązaniu IVC poprzez zastosowanie klipsa naczyniowego. Objęto...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W syngenicznym modelu ksenoprzeszczepu raka jelita grubego obserwujemy wyższą trombogenność i ekspresję markerów krzepnięcia w grupie eksperymentalnej w porównaniu z grupą kontrolną. Co ważne, wariancja wszystkich tych parametrów była niższa w grupie eksperymentalnej w porównaniu z grupą kontrolną. Modyfikacja polegała na wprowadzeniu klipsa naczyniowego o określonym profilu ucisku w miejscu zbiegu IVC i lewej żyły nerkowej. Klips został umieszczony na przekładce, którą był szew polipropylenowy 5-0. Modyfikacja ta zmniej...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez AHA Cardio-oncology SFRN CAT-HD Center grant 857078 (KR, VCC, XY i SL) oraz R01HL166608 (KR i VCC).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Buprenorfina 0,3 mg/mlPAR Farmaceutyczny  NDC 42023-179-05
Myszy C57BL/6JLaboratorium Jacksona IMSR_JAX:000664
CaliperVWR International, Radnor, PA12777-830
CD31AbcamAb9498
Licznik komórekMOXIEMXZ000
Clamp  Narzędzia naukowe    13002-10
Klipsy ASSI. Pojedynczy zacisk B2V, ogólnego przeznaczenia,dokładny chirurgiczny i Instrumenty naukowePR 2 144.50 289.00
Kleszcze Dumont #5SFNarzędzia do naukiprecyzyjnej 11252-00
FibrynaMilliporeMABS2155-100UG
Cienkie nożyczki - duże pętleNarzędzia do nauki o naprawie14040-10
Kleszcze  Fine Science Tools11002-12
Hill HemostatFine Science Tools13111-12
Isoflurane, USP  CovetrusNDC 11695-6777-2
MC-38 komórkaSigma AldrichSCC172
Mikroskopodwrócony Nikon EclipseTE2000
  Fine Science Tools  14079-10
Szew- VicrylAD-Chirurgiczny#L-G330R24
Szew-Nylon 2-0Ethilon664H
Szew-Prolene 5-0Ethicon8661G
Szew-Prolene 6-0EthiconPDP127
VEV03100VisualSonicsFujiFilm
Vitrogel Matrigel MatrixThe Well BioscienceVHM01 
Nożyczki

Bibliografia

  1. Blom, J. W., et al. Incidence of venous thrombosis in a large cohort of 66,329 cancer patients: results of a record linkage study. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 4 (3), 529-535 (2006).
  2. Gabre, J., et al. Activated protein C accelerates venous thrombus resolution through heme oxygenase-1 induction. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 12 (1), 93-102 (2014).
  3. Chang, Y. S., et al. Sorafenib (BAY 43-9006) inhibits tumor growth and vascularization and induces tumor apoptosis and hypoxia in RCC xenograft models. Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 59 (5), 561-574 (2007).
  4. Khorana, A. A., Kuderer, N. M., Culakova, E., Lyman, G. H., Francis, C. W. Development and validation of a predictive model for chemotherapy-associated thrombosis. Blood. 111 (10), 4902-4907 (2008).
  5. Chew, H. K., Wun, T., Harvey, D., Zhou, H., White, R. H. Incidence of venous thromboembolism and its effect on survival among patients with common cancers. Archives of Internal Medicine. 166 (4), 458-464 (2006).
  6. Leiva, O., Newcomb, R., Connors, J. M., Al-Samkari, H. Cancer and thrombosis: new insights to an old problem. Journal de Medecine Vasculaire. 45 (6S), 6S8-6S16 (2020).
  7. Chen, N., et al. Bevacizumab promotes venous thromboembolism through the induction of PAI-1 in a mouse xenograft model of human lung carcinoma. Molecular Cancer. 14, 140(2015).
  8. Goto, H., et al. Activity of a new vascular targeting agent, ZD6126, in pulmonary metastases by human lung adenocarcinoma in nude mice. Cancer Research. 62 (13), 3711-3715 (2002).
  9. Jiang, Y., et al. Inhibition of anchorage-independent growth and lung metastasis of A549 lung carcinoma cells by IkappaBbeta. Oncogene. 20 (18), 2254-2263 (2001).
  10. Salup, R. R., Wiltrout, R. H. Adjuvant immunotherapy of established murine renal cancer by interleukin 2-stimulated cytotoxic lymphocytes. Cancer Research. 46 (7), 3358-3363 (1986).
  11. Deatrick, K. B., et al. The effect of matrix metalloproteinase 2 and matrix metalloproteinase 2/9 deletion in experimental post-thrombotic vein wall remodeling. Journal of Vascular Surgery. 58 (5), 1375.e2-1384.e2 (2013).
  12. Diaz, J. A., et al. Choosing a mouse model of venous thrombosis: a consensus assessment of utility and application. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 17 (4), 699-707 (2019).
  13. Henke, P. K., et al. Toll-like receptor 9 signaling is critical for early experimental deep vein thrombosis resolution. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 31 (1), 43-49 (2011).
  14. Liu, H., et al. Inferior vena cava stenosis-induced deep vein thrombosis is influenced by multiple factors in rats. Biomedicine & Pharmacotherapy. 128, 110270(2020).
  15. von Brühl, M. L., et al. Monocytes, neutrophils, and platelets cooperate to initiate and propagate venous thrombosis in mice in vivo. The Journal of Experimental Medicine. 209 (4), 819-835 (2012).
  16. Brill, A., et al. von Willebrand factor-mediated platelet adhesion is critical for deep vein thrombosis in mouse models. Blood. 117 (4), 1400-1407 (2011).
  17. Stark, K., et al. Distinct Pathogenesis of Pancreatic Cancer Microvesicle-Associated Venous Thrombosis Identifies New Antithrombotic Targets In Vivo. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (4), 772-786 (2018).
  18. Belghasem, M., et al. Metabolites in a mouse cancer model enhance venous thrombogenicity through the aryl hydrocarbon receptor-tissue factor axis. Blood. 134 (26), 2399-2413 (2019).
  19. Tracz, A., Mastri, M., Lee, C. R., Pili, R., Ebos, J. M. Modeling spontaneous metastatic renal cell carcinoma (mRCC) in mice following nephrectomy. Journal of Visualized Experiments. (86), e51485(2014).
  20. Lertkiatmongkol, P., Liao, D., Mei, H., Hu, Y., Newman, P. J. Endothelial functions of platelet/endothelial cell adhesion molecule-1 (CD31). Current Opinion in Hematology. 23 (3), 253-259 (2016).
  21. Payne, H., Brill, A. Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis. Journal of Visualized Experiments. (130), e56697(2017).
  22. Yabit, F., Hughes, L., Sylvester, B., Tiesenga, F. Hypersensitivity Reaction Post Laparoscopic Cholecystectomy Due to Retained Titanium Clips. Cureus. 14 (6), e26167(2022).
  23. Nagorni, E. A., et al. Post-laparoscopic cholecystectomy Mirizzi syndrome induced by polymeric surgical clips: a case report and review of the literature. Journal of Medical Case Reports. 10, 135(2016).
  24. Zemelka-Wiacek, M. Metal Allergy: State-of-the-Art Mechanisms, Biomarkers, Hypersensitivity to Implants. Journal of Clinical Medicine. 11 (23), 6971(2022).
  25. Poyyamoli, S., et al. May-Thurner syndrome. Cardiovascular Diagnosis and Therapy. 11 (5), 1104-1111 (2021).
  26. Streiff, M. B., et al. NCCN Guidelines Insights: Cancer-Associated Venous Thromboembolic Disease, Version 2.2018. Journal of the National Comprehensive Cancer Network. 16 (11), 1289-1303 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Zakrzepica powiązana z nowotworamiklipsy naczynioweżyła główna dolnamodel ksenoprzeszczeputworzenie skrzepubarwienie immunofluorescencyjneultrasonografiaekspresja fibryny
Test zakrzepicy żylnej w mysim modelu raka
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.