To badanie przedstawia chirurgiczny model przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego spowodowanego postępującym zwężeniem tętnicy wieńcowej, skutkującym upośledzeniem funkcji serca bez zawału. Po niedokrwieniu zwierzęta przechodzą pomostowanie tętnic wieńcowych poza pompą z nasierdziowym umieszczeniem plastra kolagenowego obciążonego egzosomami pochodzącymi z komórek macierzystych. Ta terapia wspomagająca poprawia funkcję mięśnia sercowego i powrót do zdrowia.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Chirurgiczny model przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego u świń leczony egzosomem z plastrem kolagenowym i pomostowaniem aortalno-wieńcowym poza pompą
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Przewlekłe niedokrwienie mięśnia sercowego wynikające z postępującego zwężenia tętnicy wieńcowej prowadzi do hibernacji mięśnia sercowego (HIB), zdefiniowanego jako mięsień sercowy, który dostosowuje się do zmniejszonej dostępności tlenu poprzez zmniejszenie aktywności metabolicznej, zapobiegając w ten sposób nieodwracalnemu uszkodzeniu kardiomiocytów i zawałowi. Różni się to od zawału mięśnia sercowego, ponieważ HIB ma potencjał do wyzdrowienia dzięki rewaskularyzacji. Pacjenci z poważną chorobą wieńcową (CAD) doświadczają przewlekłego niedokrwienia, co naraża ich na ryzyko niewydolności serca i nagłej śmierci. Standardową interwencją chirurgiczną w przypadku ciężkiej choroby wieńcowej jest operacja pomostowania aortalno-wieńcowego (CABG), ale wykazano, że jest to terapia niedoskonała, ale nie istnieją terapie wspomagające w celu odzyskania miocytów przystosowanych do przewlekłego niedokrwienia. Aby wypełnić tę lukę, wykorzystano chirurgiczny model HIB z wykorzystaniem świni, który jest podatny na CABG i naśladuje scenariusz kliniczny. Model obejmuje dwie operacje. Pierwsza operacja polega na wszczepieniu sztywnego zwężacza o średnicy 1,5 mm na lewej tętnicy zstępującej przedniej (LAD). W miarę wzrostu zwierzęcia zwężacz stopniowo powoduje znaczne zwężenie, co skutkuje zmniejszeniem regionalnej funkcji skurczowej. Gdy zwężenie osiągnie 80%, przepływ i funkcja mięśnia sercowego są upośledzone, tworząc HIB. Następnie wykonuje się CABG poza pompą z lewą tętnicą piersiową wewnętrzną () w celu rewaskularyzacji obszaru niedokrwiennego. Zwierzę wraca do zdrowia przez jeden miesiąc, aby umożliwić optymalną poprawę mięśnia sercowego przed uśmierceniem. Pozwala to na prowadzenie badań fizjologicznych i tkankowych różnych grup badanych. Ten model zwierzęcy pokazuje, że funkcja serca pozostaje upośledzona pomimo CABG, co sugeruje potrzebę nowatorskich interwencji wspomagających. W tym badaniu opracowano plaster kolagenowy osadzony w egzosomach pochodzących z mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC), który można chirurgicznie nałożyć na powierzchnię nasierdzia dystalnie do zespolenia. Materiał dopasowuje się do nasierdzia, jest wchłanialny i stanowi rusztowanie dla długotrwałego uwalniania czynników sygnałowych. Ta terapia regeneracyjna może stymulować regenerację mięśnia sercowego, który nie reaguje na samą rewaskularyzację. Model ten przekłada się na arenę kliniczną, dostarczając środków fizjologicznych i mechanistycznych badań dotyczących powrotu do zdrowia w HIB.
Wprowadzenie
Globalnie, ciężka choroba wieńcowa dotyka ponad sto milionów pacjentów, i chociaż śmiertelność spadła, pozostaje jedną z głównych przyczyn zgonów1,2. CAD ma szerokie spektrum kliniczne od zawału mięśnia sercowego (MI) do niedokrwienia z zachowaną żywotnością. Większość badań przedklinicznych koncentruje się na zawale serca, charakteryzującym się obecnością tkanki zawałowej, ponieważ możliwe jest badanie na małych i dużych modelach zwierzęcych. Model ten nie jest jednak przeznaczony dla pacjentów z zachowaną żywotnością i podatnych na rewaskularyzację. Większość pacjentów poddawanych CABG ma zmniejszone ukrwienie i ograniczoną funkcję, przy jednoczesnym zachowaniu zmienności rezerwy skurczowej i żywotności3. Bez leczenia pacjenci ci mogą przejść do zaawansowanej niewydolności serca i nagłej śmierci, zwłaszcza podczas zwiększonego obciążenia pracą4. Wśród tych pacjentów pomostowanie aortalno-wieńcowe (CABG) jest skuteczną terapią, ale może nie prowadzić do całkowitego przywrócenia sprawności5. Co ważne, dysfunkcja rozkurczowa, która jest markerem gorszych wyników klinicznych, nie ustępuje po rewaskularyzacji, co sugeruje potrzebę nowych terapii adjuwantowych podczas CABG6,7. Obecnie nie ma klinicznie dostępnych interwencji adjuwantowych stosowanych z CABG w celu przywrócenia kardiomiocytów do pełnej sprawności funkcjonalnej. Jest to poważna luka terapeutyczna, biorąc pod uwagę, że u wielu pacjentów dochodzi do zaawansowanej niewydolności serca pomimo odpowiedniej rewaskularyzacji8.
Stworzono innowacyjny model przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego u świń, który jest podatny na CABG, aby naśladować kliniczne doświadczenie CAD9. Świnie stanowią dobry model choroby serca w porównaniu z innymi dużymi zwierzętami, ponieważ nie mają pobocznych pobocznych mostków nasierdziowych, więc samo zwężenie LAD powoduje regionalne niedokrwienie10. W tym badaniu wykorzystano 16-tygodniowe samice świń rasy Yorkshire-Landrace. W tym modelu LAD został rewaskularyzowany za pomocą CABG poza pompą przy użyciu przeszczepu lewej tętnicy sutkowej wewnętrznej () (Tabela uzupełniająca 1). Przezskórna interwencja wieńcowa (PCI) nie jest możliwa do otwarcia zwężenia, ponieważ zwężacz jest sztywnym urządzeniem. Rezonans magnetyczny serca (MRI) służy do oceny funkcji globalnej i regionalnej, anatomii wieńcowej i żywotności tkanek. Analiza MRI serca wykazała, że funkcja rozkurczowa, charakteryzująca się szczytowym wskaźnikiem wypełnienia (PFR), pozostaje upośledzona pomimo CABG6. Mechanizm dysfunkcji rozkurczowej prawdopodobnie wiąże się z upośledzoną bioenergetyką mitochondriów i tworzeniem kolagenu w HIB, które utrzymują się po CABG11.
Mezenchymalne komórki macierzyste (MSC) dostarczają sygnalizacji terapeutycznej przez egzosomy, aby poprawić regenerację mięśnia sercowego, gdy są stosowane podczas CABG. W tym modelu świń i równoległych badaniach in vitro wykazano, że umieszczenie nasierdziowego plastra wikrylowego MSC podczas CABG przywraca funkcję skurczową wraz ze wzrostem kluczowych białek mitochondrialnych, a mianowicie PGC-1α12, ważnego regulatora metabolizmu energii mitochondrialnej13. Model in vitro pozwolił nam na zbadanie mechanizmu sygnalizacji MSCs na upośledzoną funkcję mitochondriów. Egzosomy to wydzielane stabilne mikropęcherzyki (50-150 nm), które zawierają białka lub kwasy nukleinowe, w tym mikroRNA (miRNA)14. Najnowsze dane in vitro sugerują, że egzosomy pochodzące z MSC są ważnym mechanizmem sygnalizacyjnym niezbędnym do przywrócenia oddychania mitochondrialnego.
Egzosomy pochodzące z komórek macierzystych są obiecującymi terapiami wspomagającymi, ponieważ są łatwo dostępne, mogą być produkowane komercyjnie i nie mają konfliktów etycznych. Biorąc pod uwagę translację kliniczną, stworzono plaster kolagenowy osadzony w egzosomach pochodzących z MSC, który można chirurgicznie przyszyć do hibernującego obszaru mięśnia sercowego. Wykazano, że za pomocą tego plastra następuje trwałe dostarczanie egzosomów i zapewnia on bezkomórkową terapię regeneracyjną z parakrynnym mechanizmem sygnalizacji, który ma na celu regenerację mitochondriów i zwiększa biogenezę mitochondriów15. Procedura ta stanowi model przedkliniczny do badania wpływu terapii pochodzących z MSC na poprawę funkcji serca poprzez poprawę funkcji mitochondriów i zmniejszenie stanu zapalnego w czasie rewaskularyzacji oraz odwrócenie adaptacji miocytów do przewlekłego niedokrwienia.
W tym badaniu pokazano chirurgiczną metodę CABG poza pompą przy użyciu zespolenia do LAD w celu ominięcia obszaru proksymalnego zwężenia LAD, naśladując standardowe leczenie pacjentów z CAD. Jako terapię wspomagającą CABG wykazano chirurgiczne zastosowanie plastra kolagenowego osadzonego w egzosomie pochodzącym z MSC w obszarze niedokrwiennym mięśnia sercowego. Ten model chirurgiczny może być wykorzystany do badania fizjologicznych reakcji na efekt parakrynny obserwowany przy użyciu plastra egzosomowego, a także molekularnych mechanizmów regeneracji.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Instytucjonalne Komitety ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania (IACUC) Centrum Medycznego VA w Minneapolis oraz Uniwersytetu Minnesoty zatwierdziły wszystkie badania na zwierzętach. Przestrzegano aktualnych wytycznych National Institutes of Health (NIH) dotyczących użytkowania i opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi.
1. Izolacja mezenchymalnych komórek macierzystych oraz przygotowanie i charakterystyka egzosomów
- Izolacja mezenchymalnych komórek macierzystych pochodzących ze szpiku kostnego (MSC)
- Uzyskaj 30-50 ml sterylnego szpiku kostnego z mostka lub kości piszczelowej 20-tygodniowej samicy świni rasy Yorkshire-Landrace. W tym celu należy wprowadzić igłę międzykostną o średnicy 25 mm 15 G do mostka lub kości piszczelowej i pobrać próbkę do strzykawki o pojemności 60 ml z 10 ml heparyny.
UWAGA: Aby uzyskać więcej informacji na temat pobierania szpiku kostnego, zapoznaj się z Pittenger et al. i Hocum-Stone et al.12,16. - Krótko mówiąc, przepuścić próbkę szpiku kostnego przez rurkę Vacutainer CPT z heparyną przez 30 minut w temperaturze 1800 x g.
- Usuń kożuchową powłokę zawierającą komórki jednojądrzaste i przemyj zbilansowanym roztworem soli Hanka. Osadzanie komórek jednojądrzastych przez odwirowanie i ponowne zawieszenie w pożywce wzrostowej (10% płodowej surowicy bydlęcej [FBS]).
- Przenieść komórki jednojądrzaste do kolb hodowli komórkowych w celu przylegającego wzrostu. Wyizolować MSCs z frakcji jednojądrowej ze względu na ich przylegający charakter.
- W ciągu 24 godzin przemyć wszystkie substancje niezawierające MSC, pozostawiając monowarstwę MSC w kolbie do hodowli tkankowej. Potwierdź fenotyp MSC za pomocą cytometrii przepływowej, zapewniając ujemność dla CD45, markera hematopoetycznego, oraz dodatniość dla CD90 i CD105, markerów MSC.
- Uzyskaj 30-50 ml sterylnego szpiku kostnego z mostka lub kości piszczelowej 20-tygodniowej samicy świni rasy Yorkshire-Landrace. W tym celu należy wprowadzić igłę międzykostną o średnicy 25 mm 15 G do mostka lub kości piszczelowej i pobrać próbkę do strzykawki o pojemności 60 ml z 10 ml heparyny.
- Przygotowanie i charakterystyka egzosomów z mezenchymalnych komórek macierzystych świń
- Wysiew 1 x 104 Kardiomiocyty szczura H9C2 i kultura w 1x DMEM + 10% FBS i 1x Pen / paciorkowiec. Wysiew 2 x 104 MSC wieprzowiny w zaawansowanym DMEM + 5% FBS i 1x Pen/paciorkowiec.
- Gdy obie linie komórkowe zlewają się w co najmniej 80%, zmień pożywkę na pożywkę H9C2 i MSC zubożoną w egzosomy.
- Wystawić kardiomiocyty H9C2 na łagodne niedotlenienie (1%O2 przez 24 godziny). Po 24 godzinach wyjąć kolby z hipoksji i odpipetować pożywkę H9C2.
- Wyjmij i wyrzuć pożywkę MSC z kolby MSC. Dodać oczyszczoną pożywkę H9C2 do kolby MSC. Inkubować kolbę przez 6 godzin w warunkach normoksyjnych (5% CO2 , 20 % O2 i 37 °C).
- Wyekstrahuj egzosomy z kondycjonowanych pożywki z kokulturą przy użyciu całkowitego odczynnika do izolacji egzosomów zgodnie z instrukcjami producenta.
- Weryfikacja identyfikacji egzosomów przez wykrywanie western blot powszechnych białek egzosomalnych z przeciwciałami przeciwko CD-63 (1:1000)17.
- Wykonaj analizę śledzenia nanocząstek (NTA) w celu ilościowego określenia egzosomów oraz oceny wielkości nanocząstek i ich rozmieszczenia. W tym celu rozpuść całkowite białko (50 μg) egzosomów w 500 μl PBS, aby określić stężenie i rozkład wielkości egzosomów za pomocą analizatora śledzenia nanocząstek.
- Analizuj dane za pomocą oprogramowania do śledzenia nanocząstek.
2. Operacja pomostowania aortalno-wieńcowego poza pompą
- Przygotowanie zwierząt
- Zważ zwierzę (16-tygodniową samicę świni Yorkshire-Landrace) 3 dni przed planowaną operacją. Pościć zwierzę przez 12 godzin przed zabiegiem, mając dostęp do wody podczas postu.
- Buprenorfinę należy podawać domięśniowo w dawce 0,18 mg/kg domięśniowo na 2-4 godziny przed zabiegiem.
- Indukcja zwierzęcia
- Uspokoić zwierzę, podając domięśniowo wstrzyknięcie 6,6 mg/kg tiletaminy-zolazepamu/ksylazyny.
- Odczekaj 15 minut, aby zapewnić odpowiednią sedację, oceniając tonację szczęki, a następnie umieszczając cewnik 22G w centralnej żyle ucha.
UWAGA: Można rozważyć inną żyłę obwodową (tj. żyłę głowową), jeśli żyła uszna jest nieodpowiednia. - Maść okulistyczną należy podawać miejscowo do każdego oka. Podawać 1-2 mg/kg propofolu drogą dożylną w celu wywołania znieczulenia ogólnego. Ton szczęki najbardziej wiarygodnie odzwierciedla głębokość znieczulenia i powinien być oceniany przez cały czas trwania zabiegu.
- Zaintubuj zwierzę rurką dotchawiczą o odpowiedniej wielkości.
- chirurgia
- Ogol mostek i pachwinę zwierzęcia w ramach przygotowań do zabiegu chirurgicznego.
- Ustaw wentylację mechaniczną na 10-15 oddechów na minutę, tlen 1-4 l/min i izofluran 1,0-3,0% w zależności od potrzeb, aby utrzymać głębokie znieczulenie do operacji. Sprawdź, czy nie ma nieobecnego oka lub odruchu szczękowego, aby potwierdzić głębokie znieczulenie.
- Sprzęt do monitorowania położenia (elektrokardiogram, końcowy CO2 pływowy, tętno, saturacja tlenem, ciśnienie krwi i temperatura) na zwierzęciu.
- Podłącz cewnik dożylny do worka z roztworem soli fizjologicznej lub mleczanu, aby w sposób ciągły podawać płyny konserwacyjne.
- Przygotować skórę techniką aseptyczną z powidonem, peelingiem i roztworem jodu 3x, aby uzyskać odpowiednią sterylność i zminimalizować ryzyko zakażenia miejsca operowanego.
- Podawać lidokainę drogą donaczyniową (dawka nasycająca 2 mg/kg lub ciągły wlew w dawce 50 μg/kg/min), aby zapobiec arytmii.
- Ułóż zwierzę grzbietowo i ułóż je sterylnymi ręcznikami.
- Wykonaj przecięcie lewej lub prawej tętnicy udowej w celu umieszczenia linii tętniczej techniką Seldingera, a następnie podłączenie cewnika do przetwornika w celu ciągłego monitorowania ciśnienia krwi w czasie operacji.
- Za pomocą monopolarnej elektrokoagulacji należy wykonać 20-centymetrowe nacięcie rozciągające się od wcięcia mostka proksymalnie w dół do wyrostka ksyloidalnego dystalnie oraz naciąć warstwy mięśni, podskórnej tkanki tłuszczowej i tkanki łącznej aż do mostka.
- Wykonać sternotomię środkową za pomocą piły oscylacyjnej.
UWAGA: W przypadku powtórnej sternotomii unika się standardowej piły, ponieważ niesie ona ze sobą większe ryzyko uszkodzenia mięśnia sercowego z powodu wcześniejszych zrostów osierdzia po zabiegu torakotomii lewej wykonanej w celu umieszczenia zwężacza LAD. - Podziel tylną płytkę mostka za pomocą nożyczek. Użyj specjalistycznego retraktora klatki piersiowej, aby odpowiednio uwidocznić śródpiersie.
- Wypreparuj zrosty za pomocą monopolarnej elektrokoagulacji lub nożyczek Metzenbauma. Ostrożnie wypreparuj mięsień okołomostkowy i tłuszcz, aby odsłonić lewą tętnicę sutkową wewnętrzną ().
- Gdy zostanie odsłonięta bocznie do krawędzi mostka, delikatnie oddziel ją od ściany klatki piersiowej za pomocą sekcji z końcówką do elektrokoagulacji. Użyj jako przeszczepu szkieletowego.
- Rozpocznij sekcję na poziomie 3przestrzeni międzyżebrowej. Delikatnie unieś lewą granicę mostka, aby uzyskać optymalną wizualizację.
- Użyj delikatnego nacisku na przydankę, aby odsłonić gałęzie tętnicze i żylne. Przytnij stronę gałęzi za pomocą hemoklipsów i kauteryzuj stronę ściany klatki piersiowej gałęzi.
UWAGA: Należy uważać, aby nie kauteryzować klipsa na, ponieważ może to spowodować zwężenie przewodu. - Po zmobilizowaniu początkowego odcinka kontynuuj rozwarstwienie proksymalnie w kierunku poziomu żyły podobojczykowej i dystalnie, aż do rozwidlenia.
- Po zakończeniu sekcji należy podać heparynę drogą dożylną w dawce 100-300 U/kg. Po podaniu heparyny należy odczekać 3 minuty.
- Po 3 minutach przytnij dystalny koniec, tuż przed poziomem rozwidlenia i podziel przewód. Zszyj dystalny koniec za pomocą bezpłatnego jedwabnego szwu 2-0.
- Przygotuj bliższy koniec do szczepienia. Sprawdź wizualnie jakość przepływu, pozwalając przeszczepowi krwawić przez kilka sekund.
- Delikatnie zaciśnij dystalny koniec przewodu za pomocą atraumatycznego zacisku buldoga, aby uniknąć krwawienia. Otwórz osierdzia za pomocą odwróconej litery T, wykonując nacięcie o długości około 5-6 cm. Umieść szwy o rozmiarze 3-0 na osierdziu, aby uzyskać trakcję po obu stronach szczeliny.
- Ustabilizuj LAD za pomocą silikonowych taśm retrakcyjnych i stabilizatora tkankowego, który jest przymocowany do zwijacza mostka. Wykonaj arteriotomię w tętnicy LAD dystalnie do zwężenia (spowodowanego pasmem zwężającym) za pomocą 11 ostrzy i przedłuż nożyczkami do tęczówki.
- Umieścić zastawkę wieńcową o odpowiedniej wielkości w LAD. Wykonać zespolenie z LAD z biegnącym szwem niewchłanialnym 7-0 przy użyciu techniki obejścia poza pompą. Zwolnij okluder buldoga na i potwierdź hemostazę.
- Przygotowanie plastra egzosomu pochodzącego z mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC)
- Po udanej izolacji egzosomów z MSC, zawieś około 3 x 108 egzosomów w 3 ml normalnej soli fizjologicznej i dodaj do gąbki kolagenowej.
- Doprowadź 3 ml zawiesiny egzosomów do temperatury pokojowej około 22 °C przez 10 minut. Umieść 2 wchłanialne gąbki do kolażu (każda o wymiarach 1,27 cm x 2,54 cm) na średniej szalce Petriego.
- Użyj strzykawki o pojemności 5 ml z igłą 18G, aby delikatnie wymieszać zawiesinę egzosomu. Powoli pipetuj 1,5 ml zawiesiny na każdą gąbkę kolagenową i odczekaj 5 minut do pełnego wchłonięcia.
- Umieszczenie plastra egzosomu
- Umieść gąbkę obciążoną egzosomem do góry nogami na hibernacyjnym obszarze serca, który jest nasierdziem przedniego obszaru przegrody w dystrybucji LAD.
- Delikatnie umieść dwie gąbki, aby przykryć hibernujący obszar serca. Użyj jednej siatki poliglaktynowej o wymiarach 3,5 cm x 1,0 cm, aby pokryć każdą gąbkę kolagenową.
- Przyszyj siatkę do nasierdzia za pomocą cienkich szwów przerywanych 7-0.
- Umieszczenie rurki w klatce piersiowej
- Umieść rurkę w klatce piersiowej przez oddzielne nacięcie kłute, w pobliżu dolnej części nacięcia sternotomii. Umieść rurkę w klatce piersiowej ostrożnie nad przednią częścią serca.
- Po umieszczeniu rurki na miejscu umieść szew sznurkowy torebki ze szwem 3-0 za pomocą poziomego ściegu materacowego, aby umożliwić zamknięcie rany po wyjęciu rurki.
- Rurka klatki piersiowej jest utrzymywana aż do całkowitego zamknięcia klatki piersiowej.
- Zapięcie na klatce piersiowej
- Przybliż mostek za pomocą niewchłanialnych szwów, używając wzoru ósemki. Podawać 1 mg/kg bupiwakainy drogą domięśniową na całej długości nacięcia.
UWAGA: Szew jest używany zamiast drutów, aby uniknąć zakłóceń w obrazowaniu MRI. - Zamknij warstwy mięśni i skóry w standardowy sposób, używając odpowiednio wchłanialnego szwu 2-0 i 3-0.
- Wykonaj wstrzymanie oddechu i ssanie, aby usunąć całe powietrze z jamy klatki piersiowej. Uważnie monitoruj ciśnienie w drogach oddechowych w respiratorze i utrzymuj ciśnienie w zakresie 15-22 mmHg i uwolnij po zakończeniu.
- Po odprowadzeniu całego powietrza wyjmij rurkę w klatce piersiowej, jednocześnie zamykając ranę za pomocą szwu ze sznurka do torebki. Nałóż klej klejowy miejscowo, aby zakryć nacięcie mostka.
- Przybliż mostek za pomocą niewchłanialnych szwów, używając wzoru ósemki. Podawać 1 mg/kg bupiwakainy drogą domięśniową na całej długości nacięcia.
- Opieka pooperacyjna po zabiegu
- Stopniowo odzwyczajaj zwierzę od respiratora, gdy nacięcie skóry jest zamykane. Upewnij się, że zwierzę jest w stanie spontanicznie oddychać i chronić odruchy przed odłączeniem zwierzęcia od sprzętu anestezjologicznego.
- Usuń rurkę dotchawiczą po upewnieniu się, że zwierzę jest w stanie chronić swoje drogi oddechowe. Zakryj nacięcie skóry sterylnym i nieprzylegającym opatrunkiem zatopionym w maści z antybiotykiem, aby zminimalizować zakażenie miejsca operowanego.
- Kontynuuj monitorowanie parametrów życiowych, w tym tętna, częstości oddechów, temperatury ciała co 15 minut, aż zwierzę będzie w stanie utrzymać swoją pozycję bez pomocy.
- Upewnij się, że zwierzę nie jest pozostawione bez opieki, dopóki nie będzie w stanie podnieść i utrzymać głowy w górze oraz nie będzie mogło stać bez pomocy. Meloksykam należy podawać w dawce 0,2 mg/kg mc. drogą podskórną przed transportem zwierzęcia na jednostkę rekonwalescencji.
- Przetransportować zwierzę do jednostki odzysku, gdy stan zwierzęcia jest stabilny. Opatrunek pola operacyjnego należy utrzymywać na nacięciu do 3. dnia po operacji. Wymień opatrunek, jeśli się zabrudzi.
- Kontynuuj monitorowanie poziomu bólu, nacięcia skóry i ogólnego samopoczucia zwierzęcia przez pierwsze 5 dni po zabiegu. W razie potrzeby należy podawać połowę dawki meloksykamu (0,1 mg/kg) raz na dobę w przypadku bólu przebijającego.
- Zwierzę należy trzymać w jednym pomieszczeniu przez pierwsze 5 dni po operacji, podczas gdy nacięcia goją się, aby zmniejszyć ryzyko zakażenia miejsca operowanego przez inne zwierzę. Po 5 dniach zwierzę należy zwrócić do pomieszczenia grupowego.
- Wszelkie komplikacje lub zmiany w stanie zwierzęcia (gorączka, wodobrzusze, utrata masy ciała, brak apetytu itp.) należy zgłaszać lekarzowi weterynarii lub odpowiedniemu personelowi.
3. Koronarografia z wykorzystaniem dostępu udowego
- Zabezpiecz zwierzę na stole operacyjnym w pozycji leżącej grzbietowej. Wentylację mechaniczną należy uruchomić przy 10-15 oddechach na minutę. Ustaw tlen na 2-4 l/min, izofluran na 1% i 4%, w zależności od potrzeb, aby utrzymać głęboką płaszczyznę znieczulenia.
- Umieść przewody EKG na kończynie zwierzęcia, aby monitorować rytm serca. Oceń zwierzę pod kątem głębokości znieczulenia. Rozważ, że zwierzę jest głęboko znieczulone, gdy odruch oka lub szczęki jest nieobecny.
- Oczyść klatkę piersiową i szyję peelingiem jodowym powidonu, a następnie ułóż zwierzę ręcznikami.
- Uzyskaj dostęp do tętnicy udowej poprzez chirurgiczne przecięcie i odsłoń tętnicę i żyłę udową. Wykonać 1-2 mm podłużne nacięcie ostrzem nr 11 w tętnicy udowej i kaniulować tętnicę za pomocą osłonki wprowadzającej 11 Fr w świetle naczynia.
- Po uzyskaniu dostępu należy przesunąć cewnik do wykonania koronarografii w celu oceny drożności anatomicznej przeszczepu-LAD.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Po rewaskularyzacji wykonuje się angiografię wieńcową w celu oceny stopnia zwężenia LAD (powyżej 80%) oraz drożności przeszczepu LIMA-LAD (Rysunek 1). Cztery tygodnie po zabiegu rewaskularyzacji i umieszczeniu kolagenowego płata obciążonego egzosomami wykonuje się rezonans magnetyczny serca w celu oceny funkcji skurczowej i rozkurczowej serca w spoczynku oraz pod obciążeniem przy użyciu niskiej dawki infuzji dobutaminy w ilości 5µg/kg/min. Funkcję skurczową analizuje się poprzez pomiar proce...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W badaniu przedstawiono pierwszy świński model przewlekle niedokrwiennego mięśnia sercowego, w którym wykazano, że leczenie plastrem kolagenowym z egzosomem pochodzącym z MSC podczas rewaskularyzacji chirurgicznej przywraca funkcję rozkurczową i skurczową po stymulacji inotropowej, potencjalnie poprzez ukierunkowanie na regenerację mitochondriów. Wcześniej wykazano, że w dużym modelu zwierzęcym HIB funkcja rozkurczowa i skurczowa, mierzona za pomocą rezonansu magnetycznego serca, pozostaje upośledzona i tylko nieznacznie...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez VA Merit Review #I01 BX000760 (RFK) ze Stanów Zjednoczonych (USA) Departament ds. Weteranów BLR&D i Departament ds. Weteranów Stanów Zjednoczonych przyznają #I01 BX004146 (TAB). Wyrażamy również wdzięczność za wsparcie ze strony University of Minnesota Lillehei Heart Institute. Treść tej pracy nie reprezentuje poglądów Departamentu ds. Weteranów Stanów Zjednoczonych Rządu Stanów Zjednoczonych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Ethibond | Ethicon | MG46G | # |
| 40 | Oster | 078919-016-701 | Usuń włosy z miejsc operacji |
| 0 Vicryl | Ethicon | J208H | Szew |
| 1 mL Strzykawka | Medtronic/Covidien | 1188100777 | Podawać środki do wstrzykiwań |
| 1" taśma medyczna | Medline | MMM15271Z | Zabezpiecz ranę opatrunek i cewniki dożylne |
| 1000 ml 0,9% Chlorek sodu | Baxter | 2B1324X | IV płyn zastępczy |
| 12 ml Strzykawka | Medtronic/Covidien | 8881512878 | Podawać środki iniekcyjne |
| 18 ga igły | BD | 305185 | Podawanie środków iniekcyjnych |
| 20 ga | igły BD | 305175 | Podawanie środków iniekcyjnych |
| 20 ml Strzykawka | Medtronic/Covidien | 8881520657 | Podawać środki iniekcyjne |
| 2-0 Vicryl | Ethicon | J317H | Szew |
| 250 ml 0,9% sól fizjologiczna | Baxter | UE1322D | Zamiennik płynu dożylnego |
| 3 ml Syinge | Medtronic/Covidien | 1180300555 | Podawać środki do wstrzykiwań |
| 3-0 Vicryl | Ethicon | VCP824G | Szew |
| 36" Przewody do monitorowania ciśnienia Smith' | s Medyczny | MX563 | Connect art. Linia do przetwornika |
| 4,0 mm ID rurka dotchawicza | Medline | DYND43040 | Ułóż drogi oddechowe do hibernacji |
| 4-0 Tevdek II Strands | Deknatel | 7-922 | Szew do zabezpieczenia zwężacza wokół LAD |
| 48 " Przewody do monitorowania ciśnienia Smith' | s Medyczny | MX564 | Connect art. Linia do przetwornika |
| 500 ml 0,9% chlorku sodu | Baxter | 2B1323Q | Dostarczanie leków, Zapewnij mgiełkę do Blower Mister |
| 6 mL Strzykawka | Medtronic/Covidien | 1180600777 | Podawać środki do wstrzykiwań |
| Rurka dotchawicza 6,0 mm ID | Mallinckrodt | 86049 | Ułóż drogi oddechowe dla Revasc, MRI i Terminacji |
| Rurka dotchawicza 6,5 mm ID | Medline | DYND43065 | Ustal drogi oddechowe dla Revasc, MRI i zakończenia |
| 6-calowy przewód ciśnieniowy | Smith' s Medical | MX560 | Zbieranie szpiku kostnego |
| 60 ml Strzykawka | Medtronic/Covidien | 8881560125 | Podawać środki do wstrzykiwań |
| Rurka dotchawicza o średnicy wewnętrznej 7,0 mm ID | Medline | DYND43070 | Udrożnienie dróg oddechowych dla Revasc, MRI i terminacji |
| 7-0 Prolene | Ethicon M8702 | ||
| Szew Zaawansowany DMEM (1X) | ThermoFisher Scientific | 12491023 | |
| Wkładki alkoholowe | MedSource | MS-17402 | Środek do dezynfekcji skóry |
| Amicon Ultra-15 Filtr odśrodkowy | Millipore Sigma | UFC910024 | |
| Maszyna anestezjologiczna | Dräger | Fabious Trio | utrzymuje znieczulenie ogólne |
| Maszyna anestezjologiczna + respirator | DRE Drager- Fabius Tiro | DRE0603FT | Dostarcz pacjentowi |
| Monitor anestezjologiczny | Phillips Intellivue | MP70 | Wieloparametrowy dla bezpieczeństwa pacjenta |
| Zestaw linii tętniczej | Strzała | ASK-04510-HF | Cewnik udowy do monitorowania ciśnienia krwi |
| Sztuczne łzy | Rugby | 0536-1086-91 | Smaruj oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki |
| Bair Hugger | 3M | Model 505 | System ogrzewania pacjenta |
| Pakiet podstawowy | Medline | DYNJP1000 | Sterylne serwety i obrusy |
| Probówki do pobierania krwi - zielony top | Fisher Scientific | 02-689-7 | Pobieranie próbek krwi mikrosferycznej |
| Zestaw dmuchawy | Medtronic/Covidien | 22120 | Oczyszcza pole operacyjne pod kątem zespolenia naczynia |
| BODIPY TR Ceramid | ThermoFisher Scientific | D7540 | |
| Igła do szpiku kostnego - 25mm 15 ga IO igła | Vidacare | 9001- VC-005 | Zbieraj szpik kostny |
| Wosk kostny | Medline | ETHW31G | Hemostaza ciętej kości |
| Rękojeść Bovie Cautery | Covidien | E2516 | Hemostaza |
| Bupivicaine | Pfizer | 00409-1161-01 | Znieczulenie miejscowe |
| Buprenorfina 0,3 mg / ml | Sigma Aldrich | B9275 | Przedoperacyjny środek przeciwbólowy do zabiegów przy życiu |
| Komórka Skrobaki | Corning | 353085 | |
| Cephazolin 1 gr | Pfizer | 00409-0805-01 | Antybiotykowa |
| rurka do klatki piersiowej | Covidien | 8888561043 | Odprowadza powietrze z jamy klatki piersiowej |
| Cloroprep | Becton Dickenson | 260815 | Chirurgiczne przygotowanie skóry |
| rurka CPT | BD | 362753 | Izolacja MSC ze szpiku |
| kostnego Delrin Constrictor | U of MN | Wykonane na zamówienie | Tworzy zwężenie LAD |
| Dermabond | Ethicon | DNX12 | Klej do skóry |
| DMEM (1X) Dulbecco's Modified Eagle Medium, HEPES | ThermoFisher Scientific | 12430062 | |
| Dobutamina 12,5 mg / ml | Pfizer | 00409-2344-01 | Zwiększa ciśnienie krwi i tętno podczas drugiego mikrosferycznego pobierania krwi |
| Podkładki EKG | DRE | 1496 | Monitor rytmu serca |
| Zubożony w egzosomy FBS | ThermoFisher Scientific | A2720801 | |
| Falcon Jednorazowe polistyrenowe pipety serologiczne, sterylne, 10 ml | Fisher Scientific | 13-675-20 | |
| Wprowadzacz kości udowej i szyjnej | Cordis- J& J | 504606P | Kaniule udowe i szyjne |
| Płodowa surowica bydlęca, inaktywowana termicznie, Gibco FBS | Scientific | 16140089 | |
| Flo-thru 1.0 | Baxter | FT-12100 | służy do zespolenia do L |
| Flo-thru 1.25 | Baxter | FT-12125 | FT-12125 |
| Flo-thru 1.5 | Baxter | FT-12150 | FT-12150 |
| Flo-thru 2.0 | Baxter | FT-12200 | FT-12200 |
| GlutaMAX Suplement | ThermoFisher Scientific | 35050061 | |
| Maszynka do strzyżenia włosów | Oster | 078566-011-002 | Usuń włosy z miejsc operacji |
| Gąbka kolagenowa Helistat | McKesson | 570973 1690ZZ | Gąbka do zatapiania egzosomów |
| Heparyna | Pfizer | 0409-2720-03 | antykoagulant |
| Histologia Słoiki | Fisher Scientific | 316-154 | Formalina do próbek tkanek |
| HyClone Charakterystyka płodowej surowicy bydlęcej (FBS) | Cytiva | SH30071.03 | |
| Hypafix | BSN Medical | 4210 | Bezpieczny opatrunek na rany i cewniki dożylne |
| Isoflurane | Sigma Aldrich | CDS019936 | Znieczulenie ogólne - wziewne |
| Rurka dożylna do dmuchawy Mister | Carefusion | 42493E | dostosowuje się do płynów dożylnych do cewnika dmuchaw/Mister |
| Jelco 18 ga IV | Smiths medical | 4054 | Dostęp dożylny w Revasc, MRI i term |
| Lidokaina 2% | Pfizer | 00409-4277-01 | Znieczulenie miejscowe / przeciwarytmiczne |
| Ligaclips | Ethicon | MSC20 | Zszywki chirurgiczne do zdejmowania |
| Długie ostrze do laryngoskop | DRE | 12521 | Pozwala na wizualizację tchawicy do intubacji |
| Meloksykam 5 mg/ml | Boehringer Ingelheim | 141-219 | Pooperacyjna |
| pompa | przeciwbólowa Pobieranie próbek krwi od wprowadzacza kości udowej | ||
| Monopolar Cautery | Covidien | Valleylab™ FT10 | Hemostasis |
| Nanosight NS 300 | Malvern Panalytical | MAN0541-03-PL | |
| NTA 3.1.54 oprogramowanie | Malvern Panalytical | MAN0520-01-PL-00 | |
| OPVAC Synergy II | Terumo Cardiovascular System | 401-230 | Pozycjoner i stabilizator serca |
| Butla tlenowa E różne | różne | Używany do dmuchawy Zamgłuszacza, jeśli anestezjometr nie ma pomocniczego przepływomierza | |
| PBS, pH 7,2 | ThermoFisher Scientific | 20012050 | |
| Mieszanina antybiotyków penicylina-streptomycyna-neomycyna (PSN) | ThermoFisher Scientific | 15640055 | |
| Pigtail 145 cewnik 6 francuski | Boston Scientific | 08641-41 | Pomiar ciśnienia niskiego napięcia |
| Przetwornik ciśnienia | różne | Musi dostosować się do monitora znieczulenia | Monitoruj bezpośrednie ciśnienie tętnicze |
| Propofol | Diprivan | 269-29 | Środek indukcyjny |
| Roncuronium | Mylan | 67457-228-05 | Środek blokujący przewodnictwo nerwowo-mięśniowe |
| SR Buprenorfina 10 mg / ml | Abbott Labs | NADA 141-434 | fizjologicznej przeciwbólowej |
| 20 ml | Fisher Scientific | 20T700220 | Płukanie cewników dożylnych |
| Piła mostkowa / piła do sekcji zwłok | Thermo Fisher | 812822 | Służy do otwierania jamy klatki piersiowej |
| Zatrzymaj kurki | Smith Medical | MX5311L | 2 do połączenia ze świńskim ogonem |
| Sukcynylocholina 20 mg / ml | Pfizer | 00409-6629-02 | Środek blokujący nerwowo-mięśniowy |
| Ssanie rurka | Medline | DYND50223 | |
| Pojemnik ssący | Medline | ||
| Pakiet chirurgiczny z retraktorem klatki piersiowej | różne | Zobacz listę pakietów Cięcie | kości udowej i sternotomia środkowa |
| Narzędzia chirurgiczne | różne | Zobacz listę | pakietów Wycięcia kości udowej i szyjnej oraz sternotomia |
| Chirurgiczny klips sprężynowy | Zastosowany medyczny | A1801 | po zdjęciu |
| Pompa strzykawkowa | Harvard | dostarcza IV Napar dobutaminy | |
| SYTO RNASelect Zielony fluorescencyjny barwnik komórkowy - 5 mM roztwór w DMSO | Millipore Sigma | S32703 | |
| Telazol 100 mg / ml | Fort Dodge | 01L60030 | Przedoperacyjny środek uspokajający |
| Telpha pad | Covidien | 2132 | Sterylny opatrunek na rany |
| Timer | Czas pobierania próbek krwi | ||
| Całkowity odczynnik do izolacji egzosomów ( z pożywki do hodowli komórkowych) | TermoFisher Scientific | 4478359 | |
| Kolba do hodowli tkankowych TPP, T75, nasadka filtrująca z 0,22uM PTFE | ThermoFisher Scientific | TP90076 | |
| Maść z potrójnym antybiotykiem | Johnson & Johnson | 23734 | Miejscowo na ranę |
| Vicryl mesh | Ethicon | VKML | Plaster do aplikacji komórek nasierdzia |
| Mikrosfery | Vortex | ||
| Ksylazyna 100 mg / ml | Vedco | 468RX | Przedoperacyjny Uspokajający / przeciwbólowy |
Bibliografia
- Dai, H., et al. Global, regional, and burden of ischaemic heart disease and its attributable risk factors, 1990-2017: results from the Global Burden of Disease Study 2017. European heart journal. Quality of care & clinical outcomes. 8 (1), 50-60 (2022).
- Tsao, C. W., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2022 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 145 (8), e153-e639 (2022).
- Rahimtoola, S. H. The hibernating myocardium. American Heart Journal. 117 (1), 211-221 (1989).
- Canty, J. M. Jr, Fallavollita, J. A. Hibernating myocardium. Journal of Nuclear Cardiology. 12 (1), 104-119 (2005).
- Page, B. J., et al. Revascularization of chronic hibernating myocardium stimulates myocyte proliferation and partially reverses chronic adaptations to ischemia. Journal of the American College of Cardiology. 65 (7), 684-697 (2015).
- Aggarwal, R., et al. Persistent diastolic dysfunction in chronically ischemic hearts following coronary artery bypass graft. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 165 (6), e269-e279 (2023).
- Olsen, F. J., et al. Prognostic Value and Interplay Between Myocardial Tissue Velocities in Patients Undergoing Coronary Artery Bypass Grafting. The American Journal of Cardiology. 144, 37-45 (2021).
- Virani, S. S. Heart Disease and Stroke Statistics-2021 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 143 (8), e254-e743 (2021).
- Hocum Stone, L., et al. Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery. Journal of Visualized Experiments:JoVE. (133), e57229(2018).
- White, F. C., Carroll, S. M., Magnet, A., Bloor, C. M. Coronary collateral development in swine after coronary artery occlusion. Circulation Research. 71 (6), 1490-1500 (1992).
- Righetti, A., et al. Interventricular septal motion and left ventricular function after coronary bypass surgery: evaluation with echocardiography and radionuclide angiography. The American Journal of Cardiology. 39 (3), 372-377 (1977).
- Hocum Stone, L. L., et al. Recovery of hibernating myocardium using stem cell patch with coronary bypass surgery. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (1), e3-e16 (2021).
- Puigserver, P., Spiegelman, B. M. Peroxisome proliferator-activated receptor-gamma coactivator 1 alpha (PGC-1 alpha): transcriptional coactivator and metabolic regulator. Endocrine Reviews. 24 (1), 78-90 (2003).
- Henning, R. J. Cardiovascular Exosomes and MicroRNAs in Cardiovascular Physiology and Pathophysiology. Journal of Cardiovascular Translational Research. 14 (2), 195-212 (2021).
- Chen, Y., Liu, Y., Dorn, G. W. 2nd. Mitochondrial fusion is essential for organelle function and cardiac homeostasis. Circulation Research. 109 (12), 1327-1331 (2011).
- Pittenger, M. F., Martin, B. J. Mesenchymal stem cells and their potential as cardiac therapeutics. Circulation Research. 95 (1), 9-20 (2004).
- Campos-Silva, C., et al. High sensitivity detection of extracellular vesicles immune-captured from urine by conventional flow cytometry. Scientific Reports. 9 (1), 2042(2019).
- Hocum Stone, L. L., et al. Magnetic resonance imaging assessment of cardiac function in a swine model of hibernating myocardium 3 months following bypass surgery. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 153 (3), 582-590 (2017).
- Stone, L. L. H., et al. Mitochondrial Respiratory Capacity is Restored in Hibernating Cardiomyocytes Following Co-Culture with Mesenchymal Stem Cells. Cell Medicine. 11, 2155179019834938(2019).
- Lamy, A., et al. Skeletonized vs Pedicled Internal Mammary Artery Graft Harvesting in Coronary Artery Bypass Surgery: A Post Hoc Analysis From the COMPASS Trial. JAMA Cardiology. 6 (9), 1042-1049 (2021).
- Shim, J. K., Choi, Y. S., Yoo, K. J., Kwak, Y. L. Carbon dioxide embolism induced right coronary artery ischaemia during off-pump obtuse marginalis artery grafting. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 36 (3), 598-599 (2009).
- Aklog, L. Future technology for off-pump coronary artery bypass (OPCAB). Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 15 (1), 92-102 (2003).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112 (9 Suppl), I150-I156 (2005).
- Gallet, R., et al. Exosomes secreted by cardiosphere-derived cells reduce scarring, attenuate adverse remodelling, and improve function in acute and chronic porcine myocardial infarction. European Heart Journal. 38 (3), 201-211 (2017).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
