Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Charakterystyka morfologii naczyniowej neowaskularnego zwyrodnienia plamki żółtej związanego z wiekiem za pomocą angiografii zieleni indocyjaninowej

1.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65682

⸱

11 sierpnia 2023

 ,  ,  ,  , 
1Cullen Eye Institute, Baylor College of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Obecnie, angiografia fluoresceinowa (FA) jest preferowaną metodą identyfikacji wzorców przecieków w zwierzęcych modelach neowaskularyzacji naczyniówkowej (CNV). Jednak FA nie dostarcza informacji na temat morfologii naczyń krwionośnych. Protokół ten przedstawia zastosowanie angiografii zieleni indocyjaninowej (ICGA) do scharakteryzowania różnych typów zmian CNV indukowanych laserem w modelach mysich.

Streszczenie

Zwyrodnienie plamki żółtej związane z wiekiem (AMD) jest główną przyczyną ślepoty wśród osób starszych, a jego częstość występowania gwałtownie wzrasta ze względu na starzenie się populacji. Neowaskularyzacja naczyniówkowa (CNV) lub wysiękowe AMD, które stanowi 10%-20% wszystkich przypadków AMD, jest odpowiedzialne za alarmujące 80%-90% ślepoty związanej z AMD. Obecne terapie anty-VEGF wykazują nieoptymalną odpowiedź u około 50% pacjentów. Oporność na leczenie anty-VEGF u pacjentów z CNV jest często związana z CNV tętniczków, podczas gdy osoby reagujące na leczenie mają zwykle naczyń włosowate CNV. Chociaż angiografia fluoresceinowa (FA) jest powszechnie stosowana do oceny wzorców przecieków u pacjentów z wysiękową postacią AMD i modelach zwierzęcych, nie dostarcza informacji na temat morfologii naczyń CNV (CNV tętniczek w porównaniu z CNV naczyń włosowatych). Protokół ten wprowadza zastosowanie zielonej angiografii indocyjaninowej (ICGA) do scharakteryzowania typów zmian w mysich modelach CNV indukowanych laserem. Metoda ta ma kluczowe znaczenie dla zbadania mechanizmów i strategii leczenia oporności na anty-VEGF w wysiękowym AMD. Zaleca się włączenie ICGA wraz z FA w celu kompleksowej oceny zarówno nieszczelności, jak i cech naczyniowych CNV w badaniach mechanistycznych i terapeutycznych.

Wprowadzenie

Zwyrodnienie plamki żółtej związane z wiekiem (AMD) jest powszechnym schorzeniem, które prowadzi do poważnej utraty wzroku u osób starszych1. Przewiduje się, że w samych Stanach Zjednoczonych liczba pacjentów z AMD podwoi się, osiągając prawie 22 miliony do 2050 roku, w porównaniu z obecnymi 11 milionami. Oczekuje się, że do 2040 r. na całym świecie szacowana liczba przypadków AMD osiągnie oszałamiającą liczbę 288 milionów2.

Neowaskularyzacja naczyniówkowa (CNV), znana również jako "mokre" lub neowaskularne AMD, może mieć niszczący wpływ na widzenie z powodu tworzenia się nieprawidłowych naczyń krwionośnych pod centralną siatkówką. Prowadzi to do krwotoku, wysięku siatkówki i znacznej utraty wzroku. Wprowadzenie terapii przeciwnaczyniowego śródbłonkowego czynnika wzrostu (VEGF), które są ukierunkowane na zewnątrzkomórkowy VEGF, zrewolucjonizowało leczenie CNV. Jednak pomimo tych postępów, do 50% pacjentów wykazuje nieoptymalne odpowiedzi na te terapie, z ciągłą aktywnością choroby, taką jak gromadzenie się płynów i nierozwiązane lub nowe krwotoki3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14.

Badania kliniczne wykazały, że oporność na anty-VEGF u pacjentów z CNV często odpowiada obecności tętniczki tętniczkowej, charakteryzującej się rozgałęzionymi tętniczkami dużego kalibru, pętlami naczyniowymi i połączeniami zespoleniowymi9. Powtarzające się leczenie anty-VEGF może przyczyniać się do nieprawidłowości naczyń krwionośnych, rozwoju CNV tętniczek, a ostatecznie do oporności na terapie anty-VEGF14,15. W przypadku CNV tętniczego uporczywy wyciek płynu jest prawdopodobnie spowodowany zwiększonym wysiękiem spowodowanym nieodpowiednio uformowanymi ścisłymi połączeniami w pętlach zespolenia tętniczo-żylnego, szczególnie w warunkach wysokiego przepływu krwi9. I odwrotnie, osoby, które dobrze reagują na leczenie anty-VEGF, mają tendencję do wykazywania naczyń włosowatych CNV.

W naszych badaniach z wykorzystaniem modeli zwierzęcych wykazaliśmy, że indukowany laserem CNV u starszych myszy rozwija tętnicze CNV i wykazuje odporność na leczenie anty-VEGF16,17. I odwrotnie, indukowany laserem CNV u młodszych myszy prowadzi do rozwoju naczyń włosowatych CNV i wysokiej odpowiedzi na leczenie anty-VEGF. W związku z tym kluczowe znaczenie ma rozróżnienie między typami naczyniowymi CNV zarówno w badaniach mechanistycznych, jak i terapeutycznych.

W warunkach klinicznych, CNV jest powszechnie klasyfikowane na podstawie wzorców przecieku angiografii fluoresceinowej (FA) (np. Typ 1, Typ 2), które wykorzystują barwnik fluoresceinowy do śledzenia wysięku i identyfikacji obszarów patologicznego przecieku. W badaniach nad AMD CNV jest badany głównie przy użyciu FA w modelach zwierzęcych. Jednak FA nie ujawnia morfologii naczyniowej CNV. Co więcej, FA rejestruje obrazy tylko w widmie światła widzialnego i nie może wizualizować naczyniówki pod nabłonkiem barwnikowym siatkówki (RPE). Z kolei zieleń indocyjaninowa (ICG), która wykazuje silne powinowactwo do białek osocza, ułatwia dominującą retencję wewnątrznaczyniową i umożliwia wizualizację struktury naczyń krwionośnych i przepływu krwi9. Wykorzystując właściwość fluorescencji ICG w bliskiej podczerwieni, możliwe staje się obrazowanie pigmentu siatkówki i naczyniówki za pomocą angiografii ICG (ICGA). W tym kontekście przedstawiono protokół, który łączy FA i ICGA w celu zbadania przecieku i morfologii naczyniowej indukowanej laserem neowaskularyzacji naczyniówkowej (CNV) u młodych i starych myszy, u których obserwuje się CNV naczyń włosowatych i tętniczych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty na zwierzętach przeprowadzone w tym badaniu otrzymały zgodę Instytucjonalnych Komitetów ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w Baylor College of Medicine. Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi określonymi w Oświadczeniu Stowarzyszenia Badań nad Wzrokiem i Okulistyką (ARVO) dotyczącym wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych. Do niniejszego badania wykorzystano młode (7-9 tygodni) i stare (12-16 miesięcy) samce i samice myszy C57BL/6J. Zwierzęta zostały pozyskane ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów).

1. Przygotowanie systemu obrazowania

  1. Umieść poduszkę grzewczą na platformie obrazowania (patrz Tabela materiałów), aby upewnić się, że temperatura ciała myszy jest utrzymywana podczas obrazowania. Aktywuj poduszkę grzewczą i ustaw temperaturę na 35 °C.
  2. Zdejmij osłonę przeciwpyłową i włącz laserowy oftalmoskop skanujący. Umieść soczewkę 55° na maszynie.
  3. Skonfiguruj oprogramowanie do obrazowania (patrz Spis materiałów) i wprowadź niezbędne informacje, w tym genotyp, płeć, wiek itp. Po rozpoczęciu sesji obrazowania wybierz IR (kanał podczerwieni) do przechwytywania obrazów ICGA.

2. Przygotowanie zwierząt przed ICGA i FA

  1. Zważ mysz, aby określić ilość znieczulenia (ketamina/ksylazyna 70-100/2,5-10 mg/kg, patrz tabela materiałów) potrzebna.
    UWAGA: Optymalizacja dawki ma kluczowe znaczenie, ponieważ profil metaboliczny różni się w zależności od różnych szczepów myszy. Konieczne jest ustalenie odpowiedniej dawki, aby uniknąć obudzenia się myszy przed zakończeniem obrazowania lub ryzyka przedawkowania i potencjalnej śmiertelności zwierząt.
  2. Użyj sterylnej strzykawki o pojemności 1 ml z igłą 30-32 G, aby podać znieczulenie we wstrzyknięciu dootrzewnowym. Delikatnie uszczypnij jedną z łapek myszy, aby sprawdzić, czy mysz jest odpowiednio znieczulona. Jeśli zwierzę wykazuje jakąkolwiek reakcję lub ruch, zaleca się odczekanie dodatkowego czasu przed przejściem do następnego kroku. Pozwala to zwierzęciu na osiedlenie się i zapewnia optymalne warunki do kolejnych zabiegów.
  3. Podawać 1% krople z tropikamidowym roztworem okulistycznym, aby rozszerzyć oba oczy myszy. Odczekaj co najmniej 30 sekund przed użyciem 0,5% kropli chlorowodorku proparakainy (patrz tabela materiałów) na oba oczy, aby zmniejszyć ruchy gałek ocznych i mruganie. Następnie zastosuj nawilżające krople żelowe do oczu.
    UWAGA: Przez cały czas trwania znieczulenia ważne jest, aby zająć się kwestią ekstremalnej suchości oczu myszy, która może prowadzić do zmętnienia rogówki. To zmętnienie sprawia, że późniejsze obrazowanie jest trudne ze względu na ograniczoną widoczność. Aby temu zapobiec, ważne jest, aby stale nakładać nawilżające krople żelu pod oczy, aby oczy myszy były nawilżone.
  4. Umieść mysz na poduszce grzewczej.
    UWAGA: Myszy mają wysoki stosunek powierzchni do objętości, co powoduje zwiększoną utratę ciepła do otoczenia. W połączeniu ze spadkiem temperatury wywołanym znieczuleniem może to stanowić znaczne zagrożenie dla myszy, potencjalnie prowadząc do śmierci z powodu hipotermii. Bardzo ważne jest podjęcie niezbędnych środków ostrożności, aby zapobiec hipotermii i zapewnić dobre samopoczucie myszy podczas zabiegu.
  5. Przygotować mieszaninę w proporcji 1:1 zawierającą 2 mg/ml ICG i 20 mg/ml barwnika fluoresceinowego (patrz tabela materiałów). Podawać 250 μl mieszaniny we wstrzyknięciu dootrzewnowym za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml i igły 32 G.
    1. Wbij igłę w lewy dolny kwadrant odwłoka myszy w pobliżu tylnych nóg pod kątem równoległym do skóry myszy, aby uniknąć perforacji jakichkolwiek narządów.
    2. Ostrożnie wyjąć tłok i sprawdzić, czy do nasadki strzykawki nie dostała się krew. Przystępuj do wstrzykiwania barwnika powoli i równomiernie, utrzymując stałe tempo.
      UWAGA: Przed użyciem barwnik ICG należy przefiltrować filtrem strzykawkowym 0,22 μm.

3. ICGA i FA

  1. Umieść mysz na poduszce grzewczej platformy obrazowania, aby rozpocząć obrazowanie.
  2. Ustaw korpus myszy pod kątem 45 stopni do kamery i obróć jego głowę lekko w dół. Dzięki temu nerw wzrokowy znajduje się w centrum ostrości aparatu.
  3. Za pomocą bawełnianego wacika delikatnie przetrzyj oko, aby usunąć warstwę nawilżających kropli lub żeli do oczu z pierwszego obrazowanego oka. Upewnij się, że krople żelu smarującego zostały nałożone natychmiast po zakończeniu procedury obrazowania.
    UWAGA: Nie zaleca się pozostawiania oka bez smarowania przez ponad 1 minutę w znieczuleniu.
  4. Przesuń kamerę w kierunku oka myszy. Wybierz kanał FA z modułu akwizycji. Luminescencja emitowana przez kanał FA może być wykorzystana do umieszczenia w środku rogówki myszy w celu szybszego umieszczenia.
  5. Ustaw głowę myszy w taki sposób, aby nerw wzrokowy był wyśrodkowany na ekranie, unikając konieczności przechylania laserowego oftalmoskopu skanującego pod kątem. Dokonaj drobnych zmian w pozycji głowy myszy, aby uzyskać pożądane wyrównanie.
  6. W module akwizycji wybierz kanał ICGA. Upewnij się, że intensywność lasera jest ustawiona na 100% i wybierz opcję 55°, aby dopasować odpowiednią soczewkę. Zapewnia to optymalne ustawienia dla laserowego oftalmoskopu skaningowego.
    UWAGA: Aby zapobiec przesyceniu, może być konieczne użycie niższej intensywności lasera, zwykle około 25%-50%, podczas obrazowania we wczesnym etapie. Regulacja intensywności lasera w tym zakresie może pomóc w uchwyceniu wyraźnych i dokładnych obrazów bez powodowania przesycenia.
  7. Gdy oko zajmuje cały ekran w oprogramowaniu do obrazowania, dokonaj regulacji ustawień czułości i ostrości, aby uzyskać jak najwyraźniejszy obraz błony CNV.
    1. Obróć okrągły przycisk na module akwizycji, aby dostosować czułość obrazu.
    2. Obróć pokrętło na oftalmoskopie, aby wyregulować ostrość. Optymalna ostrość do wizualizacji naczyń krwionośnych siatkówki za pomocą FA mieści się zwykle w zakresie 35-45 D (dioptrii). Z drugiej strony, idealna ostrość do wizualizacji naczyniówki za pomocą ICGA wynosi zwykle między 10-15 D.
      UWAGA: Ze względu na różne rozmiary błony CNV może być konieczne dostosowanie ostrości w zakresie 10-30 D, aby uzyskać optymalne obrazowanie morfologii naczyń.
  8. Po wyregulowaniu ostrości i czułości w celu uzyskania najlepszego możliwego obrazu, naciśnij okrągły przycisk na module akwizycji, aby znormalizować obraz. Po zakończeniu normalizacji (przechwyceniu wszystkich klatek) kliknij przycisk pobierania na panelu ekranu dotykowego, aby zapisać obraz. Może być konieczne przesuwanie kamery w celu uzyskania obrazu CNV pod różnymi kątami. Mysz można również ustawić w różnych pozycjach, aby zapewnić najlepszy obraz zmiany CNV.
    UWAGA: Może być konieczne ponowne ustawienie ostrości lub położenia laserowego oftalmoskopu skaningowego podczas oglądania naczyń krwionośnych dalej od nerwu wzrokowego.
  9. Przełącz się z powrotem na kanał FA za pomocą modułu akwizycji. Wykonaj te same czynności, które wymieniono w krokach 3.6-3.7, aby dostosować czułość i ostrość każdego obrazu w celu uchwycenia wycieku uszkodzenia CNV.
    UWAGA: Upewnij się, że wybrano odpowiednią czułość, aby uniknąć przesycenia wycieku CNV i sztucznie zwiększyć obszar wycieku.
  10. Obraz "wczesnej fazy" ICGA i FA 3-4 minuty po wstrzyknięciu.
    UWAGA: "Faza wczesna" to czas, w którym naczyniówka jest wyraźnie i wyraźnie widoczna. W środkowej fazie, która zwykle występuje między 4-8 minutami, naczynia siatkówki i naczyniówki są znacznie bardziej wyblakłe i rozproszone. W późnej fazie (>8-10 min) zarówno naczynia naczyniówkowe, jak i siatkówkowe stają się niedostrzegalne. Hiperfluorescencyjne zmiany CNV wykazują jednak maksymalny kontrast na zmniejszonym tle. Wspomniane czasy są zmienne i zależą od stężenia i ilości wstrzykniętego barwnika ICG. Większa ilość barwnika ICG ma tendencję do wydłużania czasu każdej fazy i zapewnia bardziej wyraźne naczynia. Faza powinna być zdefiniowana w oparciu o kluczowe cechy wymienione powyżej, a nie czas bezwzględny.
  11. Po uzyskaniu wszystkich obrazów nałóż żel lub maść na oko myszy i uważnie monitoruj mysz na poduszce grzewczej w celu odzyskania sprawności. Pełna regeneracja myszy zajmuje zwykle 1,5 godziny.
  12. Umieść myszy z powrotem w klatkach i wyznaczonym obszarze przetrzymywania, gdy w pełni wyzdrowieją ze znieczulenia i obudzą się.
  13. Przed wyłączeniem systemu obrazowania i lasera należy wyeksportować obrazy jako pliki TIFF lub JPEG w celu późniejszej analizy.

4. RPE/naczyniówka do montażu płaskiego i barwienia

  1. Utrwal oczy w 4% paraformaldehydzie na noc. Przemyj oczy trzykrotnie PBS. Zdejmij soczewkę i rogówkę.
  2. Inkubować oczy w roztworze blokującym (10% albuminy surowicy bydlęcej, 0,6% Triton X-100 w PBS) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Powtórz pranie PBS trzy razy.
  3. Inkubować oczy z izopektyną GS-IB4, koniugatem z mąki Alexa 568 i przeciwciałem przeciw aktynie przeciwko α mięśniom gładkim (patrz tabela materiałów) przez noc w roztworze blokującym.
  4. Umyj trzy razy PBS. Próbki inkubować z kozim przeciwciałem drugorzędowym przeciwko królikowi Alexa Fluor 488 (patrz tabela materiałów) przez 2 godziny w temperaturze pokojowej.
  5. Wykonaj 4 cięcia promieniowe od krawędzi do równika. Ostrożnie usuń siatkówkę17.
    UWAGA: Należy zachować ostrożność, aby błona neowaskularna nie została przypadkowo oderwana.
  6. Zamontuj płasko zamontowany choroid na szklanym szkiełku. Wizualizacja CNV za pomocą mikroskopii konfokalnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zgodnie z protokołem, przeprowadzono ICGA i FA w przypadku CNV indukowanej laserowo u młodych (7-9 tygodni) i starych (12-16 miesięcy) myszy C57BL/6J. FA dostarcza informacji o lokalizacji i przecieku zmian CNV (Rycina 1, panele lewe), podczas gdy ICGA ujawnia morfologię naczyniową zmian CNV (Rycina 1, panele prawe). U młodych myszy w zmianach CNV dominuje CNV kapilarna. W przeciwieństwie do nich, u starych myszy występuje CNV tętniczkowa, charakteryzująca się n...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Badanie to wykazało zastosowanie zielonej angiografii indocyjaninowej (ICGA) do identyfikacji morfologii naczyniowej tętniczki i naczynia włosowatego naczyniówki (CNV) w modelach mysich z CNV indukowanym laserem. Właściwości barwnika zieleni indocyjaninowej (ICG) związane z hemoglobiną i światłem podczerwonym umożliwiły wykrycie morfologii CNV, co jest trudne do osiągnięcia przy użyciu angiografii fluoresceinowej (FA), obecnej metody stosowanej przez społeczność naukową.

Pierwszym krytycznym k...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty z BrightFocus Foundation, Retina Research Foundation, Mullen Foundation i Sarah Campbell Blaffer Endowment in Ophthalmology dla YF, główny grant NIH 2P30EY002520 dla Baylor College of Medicine, oraz nieograniczony grant dla Wydziału Okulistyki w Baylor College of Medicine z Research to Prevent Blindness.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka insulinowa 32-GMHC Produkty medyczneNDC 08496-3015-01
Alexa Fluor 488 kozie przeciwciało wtórne przeciwko królikowiInvitrogen  A11008
Przeciwciało anty-&alfa przeciwko aktynie mięśni gładkichAbcamab5694
Albumina surowicy bydlęcejSanta Cruz Biotechnology, Inc.SC-2323 
Myszy C57BL/6J (7-9 tygodni)Szczep laboratoryjny Jackson#:000664
Sól sodowa fluoresceinySigma-AldrichMFCD00167039
System terapii cieplnej z pompą Gaymar TGaymarTP-500Pompa ciepła z obiegiem wody do odzyskiwania myszy po obrazowaniu
GenTeal GelGentealNDC 58768-791-15Przezroczysty nawilżający żel
pod oczyGS-IB4 Alexa-Mąka 568 sprzężonaz invitrogenem  I21412
Heidelberg Eye ExplorererHeidelberg Engineering, NiemcyHEYEX2
Indocyanine GreenPfaultz & BauerI01250
KetaminaVedco Inc.NDC 50989-996-06
ParaformaldehydAcros Organics 
Roztwór okulistyczny chlorowodorku proparakainy (0,5%)SandozNDC 61314-016-01
Multimodalny system obrazowania SpectralisHeidelberg Engineering, NiemcySPECTRALIS HRA+OCT
Triton X-100 Sigma-AldrichX100-1L
Tropicamide roztwór okulistyczny (1%)Bausch & LombNDC 24208-585-64Do rozszerzania źrenic
XylazineLloyd LaboratoriesNADA 139-236
416785000

Bibliografia

  1. Fleckenstein, M., et al. Age-related macular degeneration. Nature Reviews Disease Primers. 7 (1), 1-25 (2021).
  2. Wong, W. L., et al. Global prevalence of age-related macular degeneration and disease burden projection for 2020 and 2040: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Global Health. 2 (2), e106-e116 (2014).
  3. Maguire, M. G., et al. Five-Year outcomes with anti-vascular endothelial growth factor treatment of neovascular age-related macular degeneration: the comparison of age-related macular degeneration treatments trials. Ophthalmology. 123 (8), 1751-1761 (2016).
  4. Yang, S., Zhao, J., Sun, X. Resistance to anti-VEGF therapy in neovascular age-related macular degeneration: a comprehensive review. Drug Design, Development and Therapy. 10, 1857-1867 (2016).
  5. Ehlken, C., Jungmann, S., Böhringer, D., Agostini, H. T., Junker, B., Pielen, A. Switch of anti-VEGF agents is an option for nonresponders in the treatment of AMD. Eye. 28 (5), London, England. 538-545 (2014).
  6. Heier, J. S., et al. Intravitreal aflibercept (VEGF trap-eye) in wet age-related macular degeneration. Ophthalmology. 119 (12), 2537-2548 (2012).
  7. Rofagha, S., Bhisitkul, R. B., Boyer, D. S., Sadda, S. R., Zhang, K. SEVEN-UP Study Group Seven-year outcomes in ranibizumab-treated patients in ANCHOR, MARINA, and HORIZON: a multicenter cohort study (SEVEN-UP). Ophthalmology. 120 (11), 2292-2299 (2013).
  8. Krebs, I., Glittenberg, C., Ansari-Shahrezaei, S., Hagen, S., Steiner, I., Binder, S. Non-responders to treatment with antagonists of vascular endothelial growth factor in age-related macular degeneration. British Journal of Ophthalmology. 97 (11), 1443-1446 (2013).
  9. Mettu, P. S., Allingham, M. J., Cousins, S. W. Incomplete response to Anti-VEGF therapy in neovascular AMD: Exploring disease mechanisms and therapeutic opportunities. Progress in Retinal and Eye Research. 82, 100906(2021).
  10. Otsuji, T., et al. Initial non-responders to ranibizumab in the treatment of age-related macular degeneration (AMD). Clinical Ophthalmology (Auckland, N.Z). 7, 1487-1490 (2013).
  11. Cobos, E., et al. Association between CFH, CFB, ARMS2, SERPINF1, VEGFR1 and VEGF polymorphisms and anatomical and functional response to ranibizumab treatment in neovascular age-related macular degeneration. Acta Ophthalmologica. 96 (2), e201-e212 (2018).
  12. Kitchens, J. W., et al. A pharmacogenetics study to predict outcome in patients receiving anti-VEGF therapy in age related macular degeneration. Clinical Ophthalmology (Auckland, N.Z.). 7, 1987-1993 (2013).
  13. Rosenfeld, P. J., Shapiro, H., Tuomi, L., Webster, M., Elledge, J., Blodi, B. Characteristics of patients losing vision after 2 Years of monthly dosing in the phase III Ranibizumab clinical trials. Ophthalmology. 118 (3), 523-530 (2011).
  14. Spaide, R. F. Optical coherence tomography angiography signs of vascular abnormalization with antiangiogenic therapy for choroidal neovascularization. American Journal of Ophthalmology. 160 (1), 6-16 (2015).
  15. Lumbroso, B., Rispoli, M., Savastano, M. C., Jia, Y., Tan, O., Huang, D. Optical coherence tomography angiography study of choroidal neovascularization early response after treatment. Developments in Ophthalmology. 56, 77-85 (2016).
  16. Zhu, L., et al. Combination of apolipoprotein-A-I/apolipoprotein-A-I binding protein and anti-VEGF treatment overcomes anti-VEGF resistance in choroidal neovascularization in mice. Communications Biology. 3 (1), 386(2020).
  17. Zhang, Z., Shen, M. M., Fu, Y. Combination of AIBP, apoA-I, and Aflibercept overcomes anti-VEGF resistance in neovascular AMD by inhibiting arteriolar choroidal neovascularization. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 63 (12), 2(2022).
  18. Koehn, D., Meyer, K. J., Syed, N. A., Anderson, M. G. Ketamine/Xylazine-induced corneal damage in mice. PloS One. 10 (7), e0132804(2015).
  19. Li, X. -T., Qin, Y., Zhao, J. -Y., Zhang, J. -S. Acute lens opacity induced by different kinds of anesthetic drugs in mice. International Journal of Ophthalmology. 12 (6), 904-908 (2019).
  20. Zhou, T. E., et al. Preventing corneal calcification associated with xylazine for longitudinal optical coherence tomography in young rodents. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (1), 461-469 (2017).
  21. Ikeda, W., Nakatani, T., Uemura, A. Cataract-preventing contact lens for in vivo imaging of mouse retina. BioTechniques. 65 (2), 101-104 (2018).
  22. Kumar, S., Berriochoa, Z., Jones, A. D., Fu, Y. Detecting abnormalities in choroidal vasculature in a mouse model of age-related macular degeneration by time-course indocyanine green angiography. Journal of Visualized Experiments. 84, e51061(2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

neowaskularyzacja naczyni wkiangiografia z fluoresceinoporno na leki anty VEGFkapilarna NVNt tniczka NVNNVN indukowana laseremmysi model NVN
Charakterystyka morfologii naczyniowej neowaskularnego zwyrodnienia plamki żółtej związanego z wiekiem za pomocą angiografii zieleni indocyjaninowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.