Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zachowanie wątroby od dawców świń po śmierci krążeniowej (DCD) metodą perfuzji i ortotopowego przeszczepu wątroby

1.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65879

⸱

14 czerwca 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Hepatobiliary Surgery and Liver Transplant Center, PLA General Hospital of Southern Theatre Command: People's Liberation Army General Hospital of Southern Theatre Command, 2Second Department of Oncology, Guangdong Second Provincial General Hospital, 3Guangdong Shunde Industry Design Institute (Guangdong Shunde Innovative Design Institute), 4Department of Hepatopancreas Surgery, Foshan First People's Hospital

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół przedstawia metodologię tworzenia modelu świń wykorzystującego zmienną perfuzję maszynową (MP) w celu zachowania wątroby dawcy, a następnie ortotopowego przeszczepu wątroby (OLTx). Ma on na celu zwiększenie wskaźnika powodzenia OLTx przy użyciu dawstwa wątroby po śmierci krążeniowej (DCD) i ustanowienie stabilnego modelu.

Streszczenie

Konwencjonalne statyczne przechowywanie w chłodni (SCS) pogłębia uszkodzenie niedokrwienne wątroby DCD, prowadząc do poważnych komplikacji u biorców przeszczepów. Aby rozwiązać ten problem, trwają prace nad klinicznym zastosowaniem technologii MP do konserwacji wątroby dawcy. Równolegle prowadzone są prace nad opracowaniem różnych instrumentów MP, które zostaną zweryfikowane za pomocą odpowiednich eksperymentów na modelach zwierzęcych. Skuteczne badania na dużych zwierzętach odgrywają kluczową rolę w zastosowaniach klinicznych. Nadal jednak istnieją wyzwania związane z konserwacją ex vivo wątroby z DCD i procedurą przeszczepiania u świń. Przeszkody te obejmują zajęcie się przedłużonym przechowywaniem wątroby dawcy, przeprowadzanie testów żywotności, łagodzenie urazów niedokrwiennych i skracanie fazy bezwątrobowej. Zastosowanie urządzenia MP o zmiennej temperaturze ułatwia przedłużone zachowanie wątroby DCD dzięki sekwencyjnym trybom podwójnej hipotermicznej perfuzji utlenionej maszyny (DHOPE) i perfuzji maszyny Normothermicznej (NMP). Protokół ten ulepsza model OLTx świni poprzez poprawę jakości wątroby DCD, optymalizację techniki zespolenia i skrócenie czasu trwania fazy zniewatającej.

Wprowadzenie

Przeszczep wątroby pozostaje jedynym sposobem leczenia schyłkowej choroby wątroby i wybranych nowotworów wątroby. Pomimo znacznego postępu w pobieraniu, konserwacji, technikach operacyjnych i immunosupresji po przeszczepie, wśród pacjentów znajdujących się na liście oczekujących utrzymuje się znacząca śmiertelność z powodu niedoboru odpowiednich narządów od dawców. Podstawowym wyzwaniem jest zachowanie wątroby pozyskanej z DCD, ponieważ narządy te wymagają specjalistycznej opieki w celu złagodzenia urazów niedokrwiennych1. Perfuzja wątroby ex vivo oferuje unikalną metodę zarówno zachowania, jak i oceny przeszczepów wątroby DCD przed przeszczepem2. Badania kliniczne podkreśliły wykonalność i bezpieczeństwo perfuzji ex vivo wątroby zarówno dla dawców standardowych, jak i rozszerzonych, z zastosowaniem warunków hipotermicznych lub normotermicznych3. Co ważne, interwencje terapeutyczne podczas perfuzji ex vivo na maszynie wątrobowej okazały się obiecujące w zmniejszaniu uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego (IRI)4.

W celu przedłużenia okresu konserwacji i poprawy jakości przeszczepów wątroby DCD, trwające eksperymenty na zwierzętach mają na celu optymalizację wydajności urządzeń MP i udoskonalenie metody konserwacji wątroby ex vivo5. Świński OLTx służy jako optymalny model dla badań klinicznych, potwierdzając jakość konserwantów MP. Jednak niedokrwienne uszkodzenie dawcy, niestabilność hemodynamiczna i przekrwienie jelit podczas fazy bezwątrobowej OLTx świni łącznie wpływają na wskaźnik przeżycia modelu świni6,7.

Urządzenie MP o zmiennej temperaturze, które integruje zarówno tryby NMP, jak i DHOPE, zostało wykorzystane do zachowania wątroby DCD świń w następującym protokole. Urządzenie to ułatwia przedłużone przechowywanie ex vivo wątroby DCD i łagodzi uszkodzenie niedokrwienne wątroby dawcy w porównaniu z tradycyjnym SCS. Aparatura zapewnia regulację temperatury, obsługuje transport na duże odległości i zapewnia bioniczną perfuzję wraz z dynamiczną i dokładną oceną jakości dawcy. Protokół zawiera wszystkie informacje potrzebne do stabilnego modelu zachowania wątroby DCD z wykorzystaniem sekwencyjnego trybu DHOPE-NMP, po którym następuje OLTx u świń, w tym przejście ustawień perfuzji, optymalizacja techniki zespolenia i procedura fazy bezwątrobowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Rozporządzeniem o Zarządzaniu Zwierzętami Doświadczalnymi (Ministerstwo Nauki i Technologii Chińskiej Republiki Ludowej, 2017). Użyto samic świń miniaturowych Bama (40-45 kg). Protokół badania został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Szpitala Ogólnego Dowództwa Południowego Teatru Działań ChALW w Chinach. Świnie były trzymane w ośrodku badawczym przez 1 tydzień przed przeszczepem, a następnie na czczo, ale ze swobodnym dostępem do wody przez 12 godzin przed eksperymentem. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Pozyskanie dawcy

  1. Indukcja znieczulenia i analgezja: Atropinę podawać domięśniowo w dawce 0,02 mg/kg. Następnie należy podać Zoletil 50 domięśniowo w zakresie 2-3,5 mg/kg w celu wywołania sedacji. W przypadku analgezji chlorowodorek tramadolu należy podawać dożylnie w dawce 2 mg/kg.
  2. Wywołać znieczulenie ogólne przez dożylny wlew propofolu w ilości 2-3 mg/kg/h, za pomocą kaniuli motylkowej 24 G wprowadzonej do zewnętrznej żyły ucha brzeżnego.
  3. Ułóż świnię na wznak na stole operacyjnym. Wykonaj intubację dotchawiczą i wentylację mechaniczną. Ciągłe monitorowanie tętna i saturacji tlenem odbywa się za pomocą pulsoksymetrii umieszczonej na ogonie. Ustaw stężenie izofluranu w parowniku na 2%.
  4. Zastosuj 3% roztwór jodu, aby zdezynfekować skórę w okolicy. Po pozostawieniu roztworu jodu do naturalnego wyschnięcia na powietrzu, zetrzyj go 70% alkoholem. Powtórz proces dezynfekcji trzy razy.
  5. Wykonano laparotomię w linii środkowej, rozciągniętą bocznie w prawo. Uwolnij wątrobę z przyczepów więzadłowych, odizoluj przewód żółciowy i odetnij w pobliżu dwunastnicy po podwiązaniu.
  6. Ostrożnie wypreparuj tętnicę wątrobową (HA) i żyłę wrotną (PV) z otaczającej tkanki. Zmobilizuj oś trzewnej i śledź do aorty brzusznej.
  7. Rozwiń aortę brzuszną (AA) i żyłę główną dolną (IVC), aby ułatwić pobieranie krwi. Podawać dożylnie bolus heparyny sodowej (25 000 j.) w celu leczenia przeciwzakrzepowego.
  8. Kankaniuj kolejno AA i IVC i zbieraj krew do worków dekstrozy z cytrynianem kwasu w celu późniejszego użycia dla NMP (około 1800-2000 ml). Dopasuj PV do specjalnego cewnika. Pobraną krew należy przechowywać w temperaturze 4 °C.
  9. Wywołać zatrzymanie krążenia poprzez dosercową infuzję chlorku potasu (20 mEq).
    UWAGA: Przedział czasu rozpoczynający się od zatrzymania krążenia jest rejestrowany jako ciepły czas niedokrwienia (WIT). Wątroba przechodzi 30-minutowy WIT bez żadnej manipulacji, a następnie przepłukuje in situ przez aortę brzuszną (AA) i żyłę wrotną (PV) 2 litrami zimnego hipertonicznego roztworu cytrynianu adeniny.
  10. Wytnij wątrobę, upewniając się, że wszystkie pozostałe naczynia są długie. Zachowaj fragment tkanki aorty brzusznej do kanneulacji tętnic. Dopasuj PV do specjalnego cewnika.
  11. Umieść wątrobę w sterylnym worku na narządy na lodzie. Podwiązywać wszystkie dystalne gałęzie tętnicze wątroby i kanniulować wspólny przewód żółciowy.

2. Inicjacja w trybie DHOPE

  1. Podłącz cewnik żyły wrotnej i aortę brzuszną do urządzenia MP. Perfuzję wątroby za pomocą 1,5 l roztworu perfuzyjnego maszynowego Uniwersytetu Wisconsin (UW-MPS, patrz tabela materiałów), wzbogaconego heparyną sodową (6250 U) i cefoksytyną sodową (1 g).
  2. Ustaw parametry perfuzji, w których kwas hialuronowy jest utrzymywany pod kontrolą ciśnienia na poziomie 25 mmHg, podczas gdy PV jest pod kontrolą przepływu na poziomie 200 ml/min. Zapewnij nasycenie tlenem, stale pompując 100% tlenu do perfuzatu z szybkością 1 l/min.
    UWAGA: System autonomicznie monitoruje i rejestruje kluczowe parametry, takie jak temperatura perfuzacji, ciśnienie HA i PV oraz natężenia przepływu w całym procesie perfuzji.
  3. Ustaw tryb perfuzji na temperaturę 4° C. Perfuj przeszczep wątroby przez 8 godzin (Rysunek 1).

3. Perfuzja w trybie NMP

  1. Przełóż urządzenie perfuzyjne maszyny w tryb NMP. Podnieś temperaturę systemu do 37 °C. Zalać maszynę 2 litrami mieszaniny składającej się z krwi pełnej i perfuzatu perfuzji maszynowej.
  2. Przepłukać dawcę 1,5 l roztworu soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C i umieścić w misce z lodem. Zmień płyn perfuzyjny i zalej tę samą maszynę w trybie NMP. Przenieś wątrobę do urządzenia po zakończeniu fazy rozgrzewania przez 10 minut (Rysunek 1).
  3. Ustal stały przepływ tlenu zarówno do żyły wrotnej, jak i tętnicy wątrobowej przed umieszczeniem wątroby. Utrzymuj frakcję wdychanego tlenu (FiO2) na poziomie 60%.
  4. Ustaw ciśnienie perfuzji tętniczej na 80/60 mmHg (ciśnienie skurczowe/rozkurczowe). Ustawić perfuzję żyły wrotnej na stały przepływ 0,5 ml/min/g (masa wątroby), a następnie zwiększyć go do 0,75 ml/min/g (masa wątroby) po pierwszej godzinie.
  5. Przez 6 godzin NMP konsekwentnie monitoruj parametry, takie jak ciśnienie, natężenie przepływu i temperatura. Wykonaj test żywotności poprzez ocenę biochemiczną perfuzatu w odstępach 1 godziny, w tym analizę gazometrii, kwasu mlekowego, glukozy we krwi i czynności wątroby.

4. Hepatektomia biorcy

  1. Wstrzyknąć domięśniowo świni biorcy Zoletil 50 (2-3,5 mg/kg) i atropinę (0,02 mg/kg). Podawać dożylnie dawkę chlorowodorku tramadolu (2 mg/kg) w celu leczenia bólu.
  2. Wywołać znieczulenie ogólne za pomocą dożylnego wlewu propofolu (2-3 mg/kg/h). Świnia jest następnie ustawiana w pozycji leżącej na stole operacyjnym wyposażonym w matę grzewczą. Waporyzator izofluranu jest ustawiony na 2%.
  3. Wykonaj laparotomię w linii środkowej, rozciągniętą bocznie w prawo. Przykryj jelito grube i cienkie sterylnym ręcznikiem. Ułatw umieszczenie retraktora brzusznego, aby uzyskać pełną widoczność.
  4. Uwolnij wątrobę od przyczepów więzadłowych. Odizoluj przewód żółciowy, podwiąż i odetnij. Wyciąć tętnicę wątrobową wstecz aż do podziału tętnicy żołądkowo-dwunastniczej. Zacisnąć wspólną tętnicę wątrobową proksymalnie do tętnicy żołądkowo-dwunastniczej za pomocą zacisku buldoga. Uwolnij żyłę wrotną (PV) z przylegającej tkanki i zaciśnij ją po stronie dystalnej.
  5. Zacisnąć górną stronę żyły głównej, a następnie rozwarstwić górną część żyły głównej po stronie przepony, zachowując część tkanki żyły głównej wewnątrz wątroby do późniejszego szycia. Dolna część żyły głównej jest traktowana podobnie, zachowując część tkanki wątroby na żyle głównej. Usuń wątrobę.
  6. Wykonaj immunosupresję, wstrzykując dożylnie dawkę 500 mg metyloprednizolonu.

5. Umieszczenie przeszczepu ortotopowego i zespolenie naczyniowe

  1. Usuń wątrobę dawcy z urządzenia do perfuzji maszynowej. Wyposażyć PV w specjalny cewnik, a następnie przelać zimną solą fizjologiczną w temperaturze 4 °C z cewnika PV. Perfuzja z 5% albuminą w połączeniu z zimną solą fizjologiczną w temperaturze 4 °C z cewnika PV. Proces ten ma kluczowe znaczenie dla eliminacji krwi i schładzania wątroby.
  2. Wprowadzić specjalistyczny cewnik do żyły wrotnej i zabezpieczyć go przez podwiązanie przed usunięciem oryginalnej wątroby biorcy, umożliwiając połączenie z pasującym cewnikiem na PV dawcy. Jednocześnie zaciśnij żyłę główną dolną przeszczepu dawcy (Ryc. 2B).
  3. Wykonać zespolenie end-to-end zatoki nadwątrobowej za pomocą dwuramiennych nici polipropylenowych 4-0 monofilamentowych.
  4. Połącz oba końce żyły wrotnej za pomocą pasujących kaniul, aby przywrócić przepływ krwi. Sól fizjologiczna heparyny jest spłukiwana do kaniuli przed wprowadzeniem. Okresowe otwieranie żyły wrotnej i czasowe odblokowanie żyły głównej dolnej ułatwia wypłukiwanie resztek płynu perfuzyjnego.
  5. Zdjąć zacisk z osłony nadwątrobowej i wykonać zespolenie od końca do końca żyły głównej dolnej za pomocą monofilamentowych szwów polipropylenowych 4-0.
  6. Przepłucz tętnicę wątrobową dawcy 10 ml heparynizowanego soli fizjologicznej i umieść dodatkowy zacisk buldoga dystalnie, aby zapobiec krwawieniu z pleców. Wykonaj zespolenie end-to-end za pomocą nici polipropylenowej 7-0.
  7. Wprowadzić cewnik do dróg żółciowych zarówno po stronie dawcy, jak i biorcy, przy czym cewniki są bezpiecznie zszyte, aby zapewnić stabilność pozycji.
  8. Usuń cewnik do żyły wrotnej. Wykonać zespolenie end-to-end żyły wrotnej za pomocą nici polipropylenowej 4-0
    9. .

6. Opieka i monitorowanie po przeszczepie

  1. Utrzymuj wentylację świni biorcy przez kolejne 2 godziny.
  2. Włącz klimatyzację na oddziale intensywnej terapii, aby podnieść temperaturę w pomieszczeniu. Poduszka grzewcza służy do utrzymywania świni w cieple.
  3. Regularnie pobieraj próbki krwi w celu zbadania gazometrii krwi oraz czynności wątroby i nerek w odstępie 24 godzin.
  4. Uszczelnić igłę znajdującą się na miejscu solą fizjologiczną z heparyny. Igła wkłuwająca żyłę uszną świni musi być odpowiednio urządzona, aby uniknąć odpadnięcia po przemieszczeniu świni.
  5. Zakończ wentylację, gdy świnia będzie w stanie w pełni oddychać.
  6. Zwróć świnię biorcę do chlewni i umieść ją w drewnianym łóżku o wysokości około 10 cm, aż obudzi się ze znieczulenia. Dno drewnianego legowiska wyściełane jest ręcznikiem, aby zapobiec gromadzeniu się moczu wokół ciała zwierzęcia, a temperaturę utrzymuje 24-godzinna grzałka w chlewie.
  7. Wstrzyknąć metyloprednizolon w początkowej dawce 250 mg z POD 1, a następnie stopniowo zmniejszać dawkę w celu immunosupresji.
  8. Podawać dożylnie leki przeciwbólowe na POD 1 (buprenorfina 0,01-0,05 mg/kg). Podawać domięśniowo tramadol na POD2-POD5 (100 mg/kg co 12 godzin). Podawaj doustną dawkę cefalosporyny (2 mg/kg) dwa razy dziennie z POD 2 i dodaj płyny odżywcze. Pobór wody nie jest ograniczony.
  9. Usunąć kanał żylny około 5 dni po zabiegu.
  10. Obserwuj objętość i kolor moczu. Obserwuj zmianę koloru stolca po operacji.
  11. Świnie należy złożyć w ofierze, jeśli cierpią na uporczywą kwasicę, hipoglikemię, objawy krwotoku lub niewydolność wątroby.
  12. Przeprowadzić eutanazję 5 dni po OLTx przez wykrwawienie w głębokim znieczuleniu izofluranem (5%, >2,5 MAC).

7. Technika kontroli SCS na modelu świni

  1. Zastosuj identyczne procedury znieczulenia jak powyżej. Rozwarstwić aortę brzuszną (AA) i żyłę główną dolną (IVC), aby wspomóc drenaż krwi, stosując tę samą metodę heparynizacji. Sekwencyjnie kaniuluj AA i IVC. Szybkie wywołanie zatrzymania krążenia poprzez dosercową infuzję chlorku potasu (20 mEq).
  2. Wątrobę dawcy należy pobrać niezwłocznie po 30 minutach WIT, zachowując odpowiednią tkankę z bliższej żyły głównej dolnej wątroby.
  3. Umieścić przeszczep wątroby w woreczku konserwującym i zanurzyć go w zimnym roztworze Uniwersytetu Wisconsin (UW) w celu konserwacji w temperaturze 4 °C przez 8 godzin.
  4. Utrzymuj wątrobę w NMP w temperaturze 37 °C przez 6 godzin, podczas gdy OLTx wykonuj bezpośrednio z drugim froupem (Rysunek 1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wątroby DCD poddano procedurze DHOPE-NMP jako środkowi ochronnemu przed przeszczepieniem do świń biorców. Procedura DHOPE-NMP przebiegała następująco: wątroby DCD (n = 8) z 30 min WIT były przechowywane w DHOPE przez 8 h w pierwszym etapie, a następnie przeniesione w tryb NMP na kolejne 6 h. Następnie przeszczepy te wykorzystano do LT u świń biorców. Schemat przedstawiający grupy oraz protokół ukazano na Rysunku 1. Schematyczna reprezentacja głównych etapów procedury transplantacji przedstaw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wątroba MP jest obecnie szeroko wykorzystywana w badaniach klinicznych, ale konieczne są dalsze badania przedkliniczne z wykorzystaniem dużych modeli zwierzęcych 5,6. Hodowla świń OLTx stanowi poważne wyzwanie, które skutkuje niskimi wskaźnikami sukcesu. Wyzwania te obejmują ciepłe niedokrwienie dawcy, różnice anatomiczne i nietolerancję długotrwałego zaciskania żyły głównej i żyły wrotnej 7,8. Faza impla...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Badanie było wspierane przez Kluczowy Program Badań Naukowych dla rozwoju systemu perfuzji wątroby ex vivo w Foshan City, Chiny[(2020)A007]; Fundacja Podstawowych i Stosowanych Badań Podstawowych i Stosowanych Guang Dong (2020B1515120031); Fundacja Badań Naukowych Guang Zhou (202002030201).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Respirator anestezjologicznyMindray,ShenzhenWATO EX-20 
Automatyczny analizator biochemiczny  MNCHIP, Chiny  Celercare V5
Bama samice świnek miniaturowych Pearl Lab Animal Sci & Tech Co,Ltd (Guangdong, Chiny). 40-45 kg 
Analizator parametrów krytycznych krwi   Monitor EKG firmy AbbottSTAT300
Shenzhen Ericon Medical Equipment Co., LTD ChinyM-9000S
W pełni automatyczny lód z płatków śnieguChangshu Shenghai Electric Co., Ltd. Chiny
Perfuzacja w NMP5% Albumina surowicy ludzkiej 100-150 ml,
Krew pełna 1,2-1,5 l,
2,5% NaHCO3 21 mL,
10% CaCL2 7 ml ,
Heparyna 5000 U ,
Cefoxltin 1 g,
Metronidazol 500 mg,
Taurocholan sodu 5 g,
Insulina krótkodziałająca 72 U,
Całkowity roztwór do żywienia pozajelitowego 250-500 ml.
Cewnik potalnyTechnologia Jinxin, Shunde, ChinyCewnik do żył portalowych do niestandardowej kaniuli o różnej średnicy wewnętrznej (6-8,5 mm)
Wirówka chłodnicza hermo Fisher Scientific - CN
Karta do badania gazometrii CG8/CG4 
Karta testowa CHEM 8 
Urządzenie do perfujonacji wątroby ex vivoDevocean Medical Instrument Co., Ltd, Guangdong, ChinyDEVOCEAN-LIVER 2000Jest to wielomodowe, kontrolowane temperaturą, biomimetyczne urządzenie do perfuzji wątroby ex vivo, zdolne do zachowania wątroby na zewnątrz organizmu przez 24 godziny
Roztwór do przechowywania w chłodni UW   Bridge to Life, Ltd., USABelzer UWWątroba w grupie SCS została zachowana w roztworze UW Cold Storage 
UW Rozwiązanie do perfuzji maszynowejBridge to Life, Ltd., Stany ZjednoczoneBelzer MPS  Adenina (wolna zasada) 0,68 g,
Chlorek wapnia (dwuwodny) 0,068 g,
Dekstroza (+) 1,80 g,
Glutation (zredukowany) 0,92 g,
HEPES (wolny kwas) 2,38 g,
Skrobia hydroksyetylowa 50,0 g,
Glukonian magnezu 1,13 g,
Mannitol 5,4 g,
Fosforan potasu (jednozasadowy) 3,4 g,
Ryboza, D(-) 0,75 g,
Glukonian sodu 17,45 g,
Wodorotlenek sodu 0,70 g,
Sterylna woda do wstrzykiwań do 1000 ml objętości
OdkurzaczSMAFDYX-2A
AbbottAbbott

Bibliografia

  1. de Goeij, F., Schlegel, A., Muiesan, P., Guarrera, J. V., Dutkowski, P. Hypothermic oxygenated machine perfusion protects from cholangiopathy in donation after circulatory death liver transplantation. Hepatology. 74 (6), 3525-3528 (2021).
  2. Dutkowski, P., et al. Evolving trends in machine perfusion for liver transplantation. Gastroenterology. 156 (6), 1542-1547 (2019).
  3. Parente, A., et al. Machine perfusion techniques for liver transplantation: A meta-analysis of the first seven randomized-controlled trials. J Hepatol. 79 (5), 1201-1213 (2023).
  4. Schlegel, A., et al. Outcomes of DCD liver transplantation using organs treated by hypothermic oxygenated perfusion before implantation. J Hepatol. 70 (1), 50-57 (2019).
  5. Zhang, Z. B., et al. Normothermic machine perfusion protects against liver ischemia-reperfusion injury during reduced-size liver transplantation in pigs. Ann Transplant. 24, 9-17 (2019).
  6. Minor, T., et al. Hypothermic reconditioning by gaseous oxygen improves survival after liver transplantation in the pig. Am J Transplant. 11 (12), 2627-2634 (2011).
  7. Linares-Cervantes, I., et al. Predictor parameters of liver viability during porcine normothermic ex situ liver perfusion in a model of liver transplantation with marginal grafts. Am J Transplant. 19 (11), 2991-3005 (2019).
  8. Fu, Y., et al. Porcine partial liver transplantation without veno-venous bypass: an effective model for small-for-size liver graft injury. Transplant Proc. 43 (5), 1953-1961 (2011).
  9. Brockmann, J. G., et al. Sequence of reperfusion influences ischemia/reperfusion injury and primary graft function following porcine liver transplantation. Liver Transpl. 11 (10), 1214-1222 (2005).
  10. Spetzler, V. N., et al. Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt. J Vis Exp. (99), e52055(2015).
  11. Ceresa, C., Nasralla, D., Pollok, J. M., Friend, P. J. Machine perfusion of the liver: applications in transplantation and beyond. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 19 (3), 199-209 (2022).
  12. Martins, P. N., Buchwald, J. E., Mergental, H., Vargas, L., Quintini, C. The role of normothermic machine perfusion in liver transplantation. Int J Surg. 82, 52-60 (2020).
  13. Brüggenwirth, I., et al. Prolonged dual hypothermic oxygenated machine preservation (DHOPE-PRO) in liver transplantation: Study protocol for a stage 2, prospective, dual-arm, safety and feasibility clinical trial. BMJ Open Gastroenterol. 9 (1), 000842(2022).
  14. Mergental, H., et al. Transplantation of discarded livers following viability testing with normothermic machine perfusion. Nat Commun. 11 (1), 2939(2020).
  15. Nasralla, D., et al. A randomized trial of normothermic preservation in liver transplantation. Nature. 557 (7703), 50-56 (2018).
  16. Melandro, F., et al. Viability criteria during liver ex-situ normothermic and hypothermic perfusion. Medicina (Kaunas). 58 (10), 1434(2022).
  17. Warmuzińska, N., Łuczykowski, K., Bojko, B. A. Review of current and emerging trends in donor graft-quality assessment techniques. J Clin Med. 11 (3), 487(2022).
  18. OuYang, Q., et al. Evaluation of the ex vivo liver viability using a nuclear magnetic resonance relaxation time-based assay in a porcine machine perfusion model. Sci Rep. 11 (1), 4117(2021).
  19. Sampaziotis, F., et al. Cholangiocyte organoids can repair bile ducts after transplantation in the human liver. Science. 371 (6531), 839-846 (2021).
  20. van Leeuwen, O. B., et al. Transplantation of high-risk donor livers after ex situ resuscitation and assessment using combined hypo- and normothermic machine perfusion: A prospective clinical trial. Ann Surg. 270 (5), 906-914 (2019).
  21. van Leeuwen, O. B., et al. Sequential hypothermic and normothermic machine perfusion enables safe transplantation of high-risk donor livers. Am J Transplant. 22 (6), 1658-1670 (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Przeszczep wątroby świniperfuzja maszynowakonserwacja wątroby po DCDperfuzja normotermicznaperfuzja hipotermicznaortotopowy przeszczep wątrobyuszkodzenie niedokrwiennefaza anhepatycznakaniulacja żyły wrotnejanastomoza koniec-koniec
Zachowanie wątroby od dawców świń po śmierci krążeniowej (DCD) metodą perfuzji i ortotopowego przeszczepu wątroby
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.