Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Optymalizacja hodowli komórek nabłonka soczewek pierwotnych myszy: kompleksowy przewodnik po trypsynizacji

3.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65912

⸱

21 czerwca 2024

 ,  , 
1Pharmaceutical Sciences, College of Pharmacy, University of North Texas Health Science Center, 2North Texas Eye Research Institute, University of North Texas Health Science Center

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten manuskrypt przedstawia szczegółowy protokół wideo do hodowli komórek nabłonka soczewki pierwotnej (LEC), mający na celu poprawę odtwarzalności i pomoc w badaniach nad zaćmą i zmętnieniem torebki tylnej (PCO). Oferuje instrukcje krok po kroku dotyczące rozwarstwiania soczewek, izolacji LEC i walidacji, służąc jako cenny przewodnik, szczególnie dla nowicjuszy w tej dziedzinie.

Streszczenie

Komórki nabłonkowe soczewki (LEC) odgrywają wiele ważnych ról w utrzymaniu homeostazy i normalnej funkcji soczewki. LEC determinują wzrost, rozwój, rozmiar i przezroczystość obiektywu. I odwrotnie, dysfunkcyjne LEC mogą prowadzić do powstawania zaćmy i zmętnienia torebki tylnej (PCO). W związku z tym ustanowienie solidnego pierwotnego systemu hodowli LEC jest ważne dla naukowców zajmujących się opracowywaniem soczewek, biochemią, terapią zaćmy i profilaktyką PCO. Jednak uprawa pierwotnych LEC od dawna stanowi wyzwanie ze względu na ich ograniczoną dostępność, powolne tempo proliferacji i delikatną naturę.

To badanie rozwiązuje te problemy, prezentując kompleksowy protokół dla podstawowej kultury LEC. Protokół obejmuje podstawowe kroki, takie jak opracowanie zoptymalizowanej pożywki hodowlanej, precyzyjna izolacja kapsułek soczewek, techniki trypsynizacji, procedury subhodowli, protokoły zbioru oraz wytyczne dotyczące przechowywania i wysyłki. Przez cały proces hodowli morfologię komórek monitorowano za pomocą mikroskopii z kontrastem fazowym.

Aby potwierdzić autentyczność hodowanych LEC, przeprowadzono testy immunofluorescencyjne w celu wykrycia obecności i subkomórkowej dystrybucji krytycznych białek soczewki, a mianowicie αA- i γ-krystaliny. Ten szczegółowy protokół wyposaża naukowców w cenne zasoby do hodowli i charakterystyki pierwotnych LEC, umożliwiając postęp w naszym zrozumieniu biologii soczewek i rozwój strategii terapeutycznych dla zaburzeń związanych z soczewkami.

Wprowadzenie

Soczewka oka odgrywa kluczową rolę w widzeniu, skupiając światło wpadające na siatkówkę. Składa się z przezroczystej, beznaczyniowej struktury złożonej z wyspecjalizowanych komórek, wśród których kluczowymi graczami są komórki nabłonka soczewek (LEC). Soczewki LEC znajdują się na przedniej powierzchni soczewki i są odpowiedzialne za utrzymanie jej przezroczystości, regulację bilansu wodnego oraz udział we wzroście i rozwoju soczewki1,2. LEC to unikalny rodzaj komórek znajdujących się w przedniej części soczewki, odgrywających kluczową rolę w utrzymaniu przejrzystości i funkcji soczewki poprzez ciągłe wytwarzanie włókien soczewki przez całe życie.

Zaćma charakteryzuje się postępującym zmętnieniem soczewki, co skutkuje zniekształceniem i rozpraszaniem światła, co prowadzi do pogorszenia widzenia3,4. Dokładne mechanizmy leżące u podstaw powstawania zaćmy są złożone i wieloczynnikowe, obejmują różne procesy komórkowe i molekularne, takie jak promieniowanie UV, uszkodzenia oksydacyjne i glikacja5,6. Stwierdzono, że LEC znacząco przyczyniają się do rozwoju zaćmy, co czyni je istotnym przedmiotem badań1,2,7,8,9.

Ponadto, jednym z najbardziej palących problemów w okulistyce jest stosunkowo wysoka częstość występowania zmętnienia torebki tylnej (PCO), znanego również jako zaćma wtórna. PCO pozostaje najczęstszym powikłaniem po operacji zaćmy, dotykając do 20-40% dorosłych pacjentów i 100% dzieci w ciągu 5 lat po operacji10. PCO jest głównie spowodowane przez resztkowe LEC, które pozostają w torebce torebkowej po ekstrakcji zaćmy. Komórki te przechodzą wieloaspektową transformację patofizjologiczną, obejmującą nie tylko przejście nabłonkowo-mezenchymalne (EMT), ale także różnicowanie LEC do włókien soczewkowych, w wyniku czego powstaje populacja komórek, która jest mieszaniną LEC, włókien i miofibroblastów11,12,13. Przekształcone komórki namnażają się i migrują przez tylną torebkę soczewki, co prowadzi do upośledzenia widzenia. Zrozumienie mechanizmów zachowania i kontroli LEC w modelach hodowlanych może dostarczyć cennych informacji na temat zapobiegania i leczenia PCO. Dlatego ten protokół hodowli LEC stanowi istotne narzędzie dla badaczy okulistów, którzy chcą zbadać, zrozumieć i ostatecznie zwalczyć to powszechne powikłanie pooperacyjne.

Aby rozwikłać zawiłości biologii LEC i jej rolę w powstawaniu zaćmy i PCO, konieczne jest stworzenie solidnych i powtarzalnych systemów hodowli komórek pierwotnych in vitro. Pierwotna hodowla LEC zapewnia naukowcom kontrolowane środowisko do badania funkcji, sygnalizacji i charakterystyki molekularnej LEC. Ponadto pozwala na badanie procesów komórkowych i skutków różnych warunków eksperymentalnych, dostarczając cennych informacji na temat fizjologii i patologii soczewki.

Wcześniejsze badania wzbogaciły naszą wiedzę na temat technik kultury LEC14,15,16,17,18,19,20. Chociaż w badaniach tych zastosowano różne metodologie i przyniosły znaczące wyniki dotyczące zachowania i charakterystyki LEC, w obecnej literaturze brakuje kompleksowego i dostępnego protokołu nagrywania wideo do hodowli LEC. To ograniczenie może utrudniać początkującym badaczom dokładne odtworzenie technik i może prowadzić do niespójności i różnic w wynikach eksperymentalnych. Dostarczając protokół nagrywania wideo, niniejsza praca badawcza ma na celu wypełnienie tej luki i zapewnienie ustandaryzowanego zasobu, który może zwiększyć odtwarzalność i ułatwić transfer wiedzy w dziedzinie kultury LEC.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Stowarzyszenia Badań nad Wzrokiem i Okulistyką dotyczącą wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych. Zgoda proceduralna została udzielona przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Centrum Nauk o Zdrowiu Uniwersytetu Północnego Teksasu (numer protokołu: IACUC-2022-0008). W badaniach tych wykorzystano młode myszy C57BL/6J, zwykle w wieku poniżej 2 tygodni

.

1. Przygotowanie pożywki hodowlanej i rozwarstwienie soczewki

  1. Przygotować pożywkę hodowlaną, dodając 50 ml płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 0,1 ml 50 mg/ml gentamycyny do 450 ml DMEM.
  2. Humanitarna eutanazja myszy C57BL/6J w wieku poniżej 2 tygodni.
    UWAGA: Przeprowadziliśmy eutanazję metodą inhalacji CO2 . Optymalne natężenie przepływu dla systemów eutanazji CO2 powinno przemieszczać się od 30% do 70% objętości komory lub klatki/min.
  3. Delikatnie usuń powieki za pomocą nożyczek chirurgicznych i delikatnie dociśnij zakrzywioną pęsetą po przeciwnych stronach oczodołu, powodując wysunięcie oka na zewnątrz. Wykonaj ostrożne nacięcie na rogówce za pomocą noża do zaćmy i ostrożnie wyjmij soczewkę za pomocą zakrzywionej pęsety, upewniając się, że soczewka ani jej torebka nie są uszkodzone.
    UWAGA: Zachowaj ostrożność podczas wykonywania tych czynności, aby zachować integralność kapsułki obiektywu. Ze względu na delikatną naturę soczewki ważne jest, aby używać narzędzi preparacyjnych z zakrzywionymi i końcówkami, aby zminimalizować ryzyko uszkodzenia soczewki.
  4. Użyj zakrzywionej pęsety z końcówkami, aby przenieść soczewki do plastikowego naczynia do hodowli tkankowej o średnicy 60 mm wypełnionego 5 ml wstępnie podgrzanego i sterylnego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (DPBS) firmy Dulbecco zawierającego 10 μg/ml gentamycyny.
  5. Delikatnie przepłucz soczewki roztworem DPBS zawierającym 10 μg/ml gentamycyny, aby usunąć wszelkie potencjalne zanieczyszczenia lub zanieczyszczenia, przygotować soczewki do dalszej obróbki i utrzymać sterylne środowisko hodowli.
  6. Aby uzyskać odpowiednią liczbę LEC, należy połączyć cztery soczewki dla 24-dołkowej płytki hodowlanej i sześć soczewek dla 6-dołkowej płytki hodowlanej.

2. Izolacja LEC

  1. Po zakończeniu procesu płukania umieść soczewkę na kawałku bibuły filtracyjnej, pozwalając jej wyschnąć.
  2. Gdy soczewka odpowiednio wyschnie, przenieś ją ostrożnie na pokrywę szalki Petriego, przygotowując się do wyjęcia kapsułki z soczewką.
  3. Obróć soczewkę do góry, upewniając się, że przedni segment jest skierowany do góry. Używając pęsety do przytrzymania przedniej torebki, użyj kleszczyków capsulorhexis w dominującej ręce, aby utworzyć małe rozdarcie w torebce. Delikatnie pociągnij oba narzędzia w przeciwnych kierunkach, aby wyjąć kapsułkę i włóż ją do DPBS, aż wszystkie sekcje soczewek zostaną zakończone.
    UWAGA: Aby uniknąć jakichkolwiek rozbieżności, badacze powinni niezwłocznie przeanalizować każdą kapsułkę nabłonka soczewki i tymczasowo przechowywać je w DPBS. Dopiero po zakończeniu wszystkich sekcji kapsułki są zbiorczo przenoszone do trypsyny utrzymywanej w temperaturze 37 °C, zapewniając zsynchronizowaną i równomierną ekspozycję.
  4. Ostrożnie przenieś kapsułkę soczewki do płytki 6-dołkowej. Dodaj 1 ml 0,05% roztworu trypsyny do każdej studzienki, aby zainicjować proces trawienia enzymatycznego.
  5. Delikatnie wymieszaj roztwór trypsyny, aby zapewnić równomierne przenikanie. Umieścić płytkę w inkubatorze do hodowli komórkowych i pozostawić kapsułkę do trawienia przez 8-10 minut w temperaturze 37 °C.
    UWAGA: Ten krok ułatwia rozpad tkanki torebki soczewki, a następnie uwolnienie pojedynczych komórek nabłonka.
  6. Po inkubacji ostrożnie zmielić strawioną torebkę soczewki za pomocą nożyczek preparujących, aby rozbić wszelkie pozostałe grudki tkanek i przyspieszyć separację komórek.
    UWAGA: Kładzie się nacisk na dokładność mielenia tkanek, aby zapewnić skuteczne uwalnianie komórek z trawionych kapsułek soczewek.
  7. Dodać 0,5 ml pożywki hodowlanej zawierającej 10% FBS, aby ugasić trypsynę. Przenieść próbki tkanek do probówki wirówkowej i odwirować przy 1 000 × g przez 5 minut.
  8. Ostrożnie usunąć sklarowany osad, nie naruszając osadu komórkowego. Użyj 1 ml pożywki hodowlanej, aby ponownie zawiesić komórki i umieścić je w 24-dołkowej płytce.
  9. Zmieniaj pożywkę co 2-3 dni.

3. Subkultura LECs

  1. Gdy komórki osiągną zbieżność, usuń pożywkę z naczynia hodowlanego. Przystąp do przemywania komórek 2x 1 ml DPBS.
  2. Dodać 200 μl roztworu trypsyny-EDTA i umieścić komórki w inkubatorze na 5 minut.
  3. Po inkubacji wyjąć komórki z inkubatora i obejrzeć je pod mikroskopem, aby potwierdzić, że odłączyły się od naczynia hodowlanego i zaczęły unosić się na wodzie.
  4. Dodaj 1 ml pożywki hodowlanej i delikatnie pipetuj komórki 3-5 razy, aby odłączyć wszystkie komórki.
  5. Przenieść komórki do probówek wirowych i wirować przy 1 000 × g przez 5 minut.
  6. Ostrożnie usunąć supernatant i ponownie zawiesić komórki w kompletnym pożywce wzrostowej.
  7. W razie potrzeby policz liczbę komórek za pomocą hemocytometru.
  8. Podziel zawiesinę komórkową w stosunku 1:2 lub 1:3 w celu hodowli.
  9. Gdy kultura ponownie zacznie się zlewać, powtórz wyżej wymienione procedury.
    UWAGA: LEC rozwijają się w warunkach hodowli o dużej gęstości. Unikaj nadmiernego rozcieńczania komórek, ponieważ może to utrudnić ich wzrost.

4. Przechowywanie i wysyłka

UWAGA: Idealny numer komórki do przechowywania to ~1 × 106.

  1. Dokładnie umyj komórki 3x 1 ml DPBS. Po umyciu dodać 1 ml roztworu trypsyny-EDTA i umieścić komórki w inkubatorze na 5 minut.
  2. Dodać 2 ml kompletnej pożywki hodowlanej i przenieść zawiesinę komórek do probówki wirówkowej i wirować pod ciśnieniem 1 000 × g przez 5 minut.
  3. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki w pożywce zamrażającej składającej się w 90% z FBS i 10% DMSO, dążąc do uzyskania gęstości komórek 1 × 106 komórek/ml. Przenieś zawiesinę komórek do kriowialu.
  4. Natychmiast przenieś komórki do środowiska o temperaturze -20 °C na 1 godzinę, a następnie przez noc do -80 °C, przed trwałym przechowywaniem w ciekłym azocie.
    UWAGA: Jeśli ciekły azot jest niedostępny, ogniwa można przechowywać w temperaturze -80 °C po początkowej godzinie w temperaturze -20 °C.
  5. Jeśli wymagana jest przesyłka, wyślij komórki w kriowiale w opakowaniu z suchym lodem do dostawy z dnia na dzień.
  6. Po otrzymaniu komórek należy zapewnić szybki powrót do zdrowia i umieścić komórki w subkulturze. Jeśli natychmiastowa hodowla nie jest możliwa, przenieś komórki do ciekłego azotu w celu przedłużonego przechowywania.
    UWAGA: Jeśli ogniwa mają zostać wysłane, upewnij się, że próbki są głęboko zakopane w suchym lodzie, aby zapobiec potencjalnym uszkodzeniom spowodowanym wahaniami temperatury.

5. Walidacja LECs

  1. Umieść LEC w naczyniach hodowlanych o średnicy 35 mm ze szkłami nakrywkowymi i hoduj je przez około 48 godzin.
  2. Przemyć ogniwa 2x PBS i utrwalić komórki zimnym metanolem przez 10 minut w temperaturze -20 °C.
  3. Przemywać utrwalone komórki PBS przez 3 x 5 minut i inkubować utrwalone komórki z buforem blokującym przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej, aby zapobiec niespecyficznemu wiązaniu.
  4. Po zablokowaniu inkubować komórki przez noc w temperaturze 4 °C z pierwszorzędowymi przeciwciałami (αA-krystaliną, γ-krystaliną i przeciwciałami PROX1) indywidualnie rozcieńczonymi w stosunku 1:50 w buforze rozcieńczalnika.
  5. Przemywać komórki przez 3 x 5 minut PBS i inkubować komórki z przeciwciałem drugorzędowym rozcieńczonym w stosunku 1:100 w buforze rozcieńczalnika przez 1 godzinę.
  6. Myć komórki przez 3 x 5 minut PBS i barwić komórki 5 μg/ml Hoechst 33342 w PBS przez 10 minut w temperaturze pokojowej, aby uwidocznić jądra.
  7. Myj komórki przez 2 x 5 minut PBS, aby usunąć nadmiar roztworu barwiącego i uchwycić obrazy fluorescencyjne komórek za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego przy użyciu kanału DAPI dla jąder i kanału FITC dla αA-, γ-krystaliny i PROX1.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Jak pokazano na Ryc. 2, stosując ten protokół, pierwotne LEC z myszy C57BL/6J przylgnęły do naczyń w ciągu 4 h. Zauważalna była obecność pozostałości innych tkanek, takich jak fragmenty tylnej torebki oraz komórki włókien soczewki. Elementy te nie przytwierdziły się jednak do naczynia i mogły zostać usunięte poprzez wymianę medium hodowlanego. Następnie, między trzecim a piątym dniem, LEC weszły w fazę proliferacji. Szybki wzrost, charakterystyczny dla logarytmicznej fazy proliferacji, można...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół przedstawiony w tym dokumencie zawiera kompleksowy przewodnik krok po kroku dotyczący udanej izolacji, kultury i subkultury pierwotnych LEC, wraz z dołączoną dokumentacją wideo. Szczegółowy przewodnik wizualny wraz z pisemnymi instrukcjami zwiększa przejrzystość i dostępność protokołu, promując jego stosowanie i odtwarzalność wśród badaczy w tej dziedzinie. Ostatecznym celem jest przyczynienie się do poszerzenia wiedzy na temat roli LEC w powstawaniu zaćmy i PCO, powszechnym powikłaniu po operacji zaćmy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez NEI R21EY033941 (do Hongli Wu); Departament Obrony W81XWH2010896 (do Hongli Wu); R15GM123463-02 (do Kayli Green i Hongli Wu)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,05% Trypsyna-EDTAThermo Fisher#25300054Do dysocjacji LEC
Przeciwciało wtórne Alexa Fluor 488 Jackson ImmunoResearch#715-545-150Do walidacji komórek
Alexa Fluor 647 AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L)Jackson ImmunoResearch111-605-003Do walidacji komórek
Bufor do rozcieńczania przeciwciałLicor#927-60001Do walidacji komórek
Nóż bezpiecznyBeaver-Visitec International#3782235Do wypreparowania
soczewekBufor blokującyLicor#927-60001Do walidacji komórek
Kleszczyki do kapsułekTitan Medical InstrumentsTMF-124Do izolacji kapsułek soczewek
DMEMSigma AldrichD6429Do pożywki hodowlanej
LEC DMSOSigma Aldrich#D2650Do wytwarzania podłoża do zamrażania 
Sól fizjologiczna buforowana fosforanem Dulbecco Thermo Fisher#J67802Do preparowania soczewek
Pęseta DumontRoboz Instrument chirurgicznyRS-4976Do izolacji kapsułki
soczewki EpiCGS-a (opcjonalnie)ScienCell4182Do podłoża hodowlanego LEC
FBSIGMA AldrichF2442Do podłoża hodowlanego LEC
Gentamycyna (50  mg / mL)Sigma-AldrichG1397Do pożywki hodowlanej LEC
roztwór Hoechst 33342Thermo Fisher#62249Do walidacji komórek
Nożyczki do mikropreparacjiNarzędzie chirurgiczne Roboz RS-5983Do preparowania soczewek
Pęseta mikropreparcyjnaRoboz Surgical Instrument Złącze RS5137 Do wypreparowania soczewek
Przeciwciało PROX1Thermo Fisher11067-2-APDo walidacji komórek
Nożyczki sprężynowe do mikropreparowania VannasInstrument chirurgiczny RobozRS-5608Do izolacji kapsułki
soczewki i alfa; Przeciwciało A-krystalinoweSanta Cruzsc-28306Do walidacji komórek 
γ-krystaliczne przeciwciałoSanta Cruzsc-365256Do walidacji komórek

Bibliografia

  1. Bermbach, G., Mayer, U., Naumann, G. O. Human lens epithelial cells in tissue culture. Experimental Eye Research. 52 (2), 113-119 (1991).
  2. Reddy, V. N., Lin, L. R., Arita, T., Zigler, J. S. Jr, Huang, Q. L. Crystallins and their synthesis in human lens epithelial cells in tissue culture. Experimental Eye Research. 47 (3), 465-478 (1988).
  3. Lee, C. M., Afshari, N. A. The global state of cataract blindness. Current Opinion in Ophthalmology. 28 (1), 98-103 (2017).
  4. Khairallah, M., et al. Number of people blind or visually impaired by cataract worldwide and in world regions, 1990 to 2010. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (11), 6762-6769 (2015).
  5. Beebe, D. C., Holekamp, N. M., Shui, Y. B. Oxidative damage and the prevention of age-related cataracts. Ophthalmic Research. 44 (3), 155-165 (2010).
  6. Lou, M. F. Redox regulation in the lens. Progress in Retinal and Eye Research. 22 (5), 657-682 (2003).
  7. Charakidas, A., et al. Lens epithelial apoptosis and cell proliferation in human age-related cortical cataract. European Journal of Ophthalmology. 15 (2), 213-220 (2005).
  8. Lou, M. F. Glutathione and glutaredoxin in redox regulation and cell signaling of the lens. Antioxidants (Basel). 11 (10), 1973(2022).
  9. Wilhelm, J., Smistik, Z., Mahelkova, G., Vytasek, R. Redox regulation of proliferation of lens epithelial cells in culture. Cell Biochemistry & Function. 25 (3), 317-321 (2007).
  10. Zhang, Y., et al. Research progress concerning a novel intraocular lens for the prevention of posterior capsular opacification. Pharmaceutics. 14 (7), 1343(2022).
  11. Konopinska, J., Mlynarczyk, M., Dmuchowska, D. A., Obuchowska, I. Posterior capsule opacification: A review of experimental studies. Journal of Clinical Medicine. 10 (13), 2847(2021).
  12. Pandey, S. K., Apple, D. J., Werner, L., Maloof, A. J., Milverton, E. J. Posterior capsule opacification: A review of the aetiopathogenesis, experimental and clinical studies and factors for prevention. Indian Journal of Ophthalmology. 52 (2), 99-112 (2004).
  13. Wei, Z., et al. Aged lens epithelial cells suppress proliferation and epithelial-mesenchymal transition-relevance for posterior capsule opacification. Cells. 11 (13), 2001(2022).
  14. Creighton, M. O., Mousa, G. Y., Miller, G. G., Blair, D. G., Trevithick, J. R. Differentiation of rat lens epithelial cells in tissue culture--iv. Some characteristics of the process, including possible in vitro models for pathogenic processes in cataractogenesis. Vision Research. 21 (1), 25-35 (1981).
  15. Creighton, M. O., Mousa, G. Y., Trevithick, J. R. Differentiation of rat lens epithelial cells in tissue culture. (i) effects of cell density, medium and embryonic age of initial culture. Differentiation. 6 (3), 155-167 (1976).
  16. Ibaraki, N., Ohara, K., Shimizu, H. Explant culture of human lens epithelial cells from senile cataract patients. Japanese Journal of Ophthalmology. 37 (3), 310-317 (1993).
  17. Sundelin, K., Petersen, A., Soltanpour, Y., Zetterberg, M. In vitro growth of lens epithelial cells from cataract patients - association with possible risk factors for posterior capsule opacification. The Open Ophthalmology Journal. 8, 19-23 (2014).
  18. Parreno, J., et al. Methodologies to unlock the molecular expression and cellular structure of ocular lens epithelial cells. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 10, 983178(2022).
  19. Andjelic, S., et al. Morphological and proliferative studies on ex vivo cultured human anterior lens epithelial cells - relevance to capsular opacification. Acta Ophthalmologica. 93 (6), e499-e506 (2015).
  20. Andjelic, S., et al. A simple method for establishing adherent ex vivo explant cultures from human eye pathologies for use in subsequent calcium imaging and inflammatory studies. Journal of Immunology Research. 2014, 232659(2014).
  21. Andley, U. P., Rhim, J. S., Chylack, L. T. Jr, Fleming, T. P. Propagation and immortalization of human lens epithelial cells in culture. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 35 (7), 3094-3102 (1994).
  22. Zhou, M., Leiberman, J., Xu, J., Lavker, R. M. A hierarchy of proliferative cells exists in mouse lens epithelium: Implications for lens maintenance. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (7), 2997-3003 (2006).
  23. Wolffe, A. P., Glover, J. F., Tata, J. R. Culture shock. Synthesis of heat-shock-like proteins in fresh primary cell cultures. Experimental Cell Research. 154 (2), 581-590 (1984).
  24. Haykin, V., et al. Bioimage analysis of cell physiology of primary lens epithelial cells from diabetic and non-diabetic cataract patients. Biotechnology & Biotechnological Equipment. 35 (1), 170-178 (2021).
  25. Menko, A. S., Klukas, K. A., Johnson, R. G. Chicken embryo lens cultures mimic differentiation in the lens. Developmental Biology. 103 (1), 129-141 (1984).
  26. Zelenka, P. S., Gao, C. Y., Saravanamuthu, S. S. Preparation and culture of rat lens epithelial explants for studying terminal differentiation. Journal of Visualized Experiments. (31), 1591(2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Komórki nabłonka soczewkihodowla soczewki mysiejpierwotna hodowla komórekizolacja torebki soczewkitechnika trypsynizacjiformowanie się zaćmyzmętnienie tylnej torebkimikroskopia kontrastowatest immunofluorescencyjnyenzymy antyoksydacyjne
Optymalizacja hodowli komórek nabłonka soczewek pierwotnych myszy: kompleksowy przewodnik po trypsynizacji
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.