Method Article

Wykrywanie w czasie rzeczywistym dynamicznego powinowactwa między biomolekułami przy użyciu technologii powierzchniowego rezonansu plazmonowego (SPR)

DOI:

10.3791/65946

⸱

September 29th, 2023

 ,  ,  ,  , 
1School of Basic Medical Sciences, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2Innovative Institute of Chinese Medicine and Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 3Research Institute of Integrated Traditional Chinese Medicine and Western Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejsze badanie ma na celu wyjaśnienie zasady i metodologii technologii powierzchniowego rezonansu plazmonowego (SPR), która znajduje wszechstronne zastosowanie w wielu dziedzinach. Niniejszy artykuł opisuje technologię SPR, jej prostotę obsługi i niezwykłą skuteczność, mając na celu promowanie szerszej świadomości i przyjęcia tej technologii wśród czytelników.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Technologia powierzchniowego rezonansu plazmonowego (SPR) to czuła, precyzyjna metoda wykrywania wirusów, patogennych białek molekularnych i receptorów, określania grup krwi i wykrywania zafałszowań żywności, wśród innych detekcji biomolekularnych. Technologia ta pozwala na szybką identyfikację potencjalnych wiązań między biomolekułami, ułatwiając szybkie i przyjazne dla użytkownika, nieinwazyjne badania przesiewowe różnych wskaźników bez konieczności znakowania. Ponadto technologia SPR ułatwia wykrywanie w czasie rzeczywistym w celu przeprowadzenia wysokoprzepustowych badań przesiewowych leków. W tym programie pokrótce przedstawiono obszar zastosowań i podstawowe zasady technologii SPR. Proces operacyjny jest szczegółowo opisany, począwszy od kalibracji przyrządu i podstawowej obsługi systemu, a następnie wychwytywania ligandów i wielocyklowej analizy analitu. Opracowano krzywą w czasie rzeczywistym i eksperymentalne wyniki wiązania kwercetyny i kalikozyny z białkiem KCNJ2. Ogólnie rzecz biorąc, technologia SPR zapewnia wysoce specyficzną, prostą, czułą i szybką metodę badań przesiewowych leków, wykrywania w czasie rzeczywistym powiązanej farmakokinetyki, wykrywania wirusów oraz identyfikacji środowiska i bezpieczeństwa żywności.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Technologia powierzchniowego rezonansu plazmonowego (SPR) to technika optycznego wykrywania, która eliminuje potrzebę znakowania analitu. Umożliwia dynamiczne monitorowanie w czasie rzeczywistym ilościowego powinowactwa wiązań, kinetyki i termodynamiki. Ta wysoka przepustowość jest bardzo czuła i powtarzalna, co pozwala na pomiar różnych współczynników otwarć, współczynników wyłączenia i powinowactwa. Dodatkowo, wymagana niewielka ilość próbki dodatkowo zwiększa użyteczność tej metody1,2. Metoda wykrywania biomolekularnego o szybkiej reakcji3, która monitoruje powinowactwo wiązania między biomolekułami, stała się ważnym obszarem badawczym.

Technologia SPR ma rozmaite zastosowania w dziedzinie badań i rozwoju leków4. Jednym z jego zastosowań jest odkrywanie podstaw strukturalnych określonych celów leków. Może być również stosowany do identyfikacji aktywnych składników chińskich ziół, które mają znaczące działanie farmakologiczne i badania ich mechanizmów badania przesiewowego i weryfikacji leków. Gassner i wsp. ustalili liniową krzywą dawka-odpowiedź dla przeciwciał bispecyficznych poprzez oznaczanie SPR, co pozwala na analizę stężenia i kontrolę jakości5. Dodatkowo, SPR może być wykorzystany do przeprowadzania klinicznych testów immunogenności w farmakopei i opracowywania szczepionek6.

Jednym z obszarów, w którym można go wykorzystać, jest wykrywanie pozostałości pestycydów, pozostałości leków weterynaryjnych, nielegalnych dodatków, bakterii chorobotwórczych i metali ciężkich7,8,9,10 w testach produktów rolnych i bezpieczeństwa żywności. Dzięki zastosowaniu technologii SPR można poprawić dokładność i wydajność tych testów.

Innym obszarem, w którym technologia SPR może być zastosowana, jest szybkie wykrywanie toksyn i antybiotyków. Technologia ta pozwala na przyłączanie przeciwciał wirusowych, związków drobnocząsteczkowych i aptamerów do chipa biosensora SPR. Chip biosensora SPR wykrywa następnie różne stężenia wirusowego RNA jako analit11. Metoda ta została z powodzeniem zastosowana w szybkim wykrywaniu wirusów, takich jak H5N1, wirus ptasiej grypy H7N9 i nowy koronawirus12,13,14. Oprócz tych zastosowań, technologia SPR jest również przydatna w proteomice, badaniach przesiewowych leków, wykrywaniu w czasie rzeczywistym powiązanej farmakokinetyki oraz badaniu białek i receptorów wirusowych i chorobotwórczych15,16,17,18. Nadaje się szczególnie do badań naukowych i eksperymentów dydaktycznych na uniwersytetach i w instytutach badawczych oraz jest cennym narzędziem w różnych środowiskach naukowych i badawczych.

Zasada działania SPR to kolektywny ruch oscylacyjny wolnych elektronów na styku warstwy metalowej i dielektryka, spowodowany przez padające fale świetlne19. Zasadniczo jest to rezonans między falą ulotną a falą plazmową na powierzchni metalu20. Kiedy światło przechodzi z ośrodka fotogęstego do ośrodka fotofobicznego, w pewnych warunkach następuje całkowite odbicie. Z punktu widzenia optyki falowej, gdy padające światło dociera do granicy faz, nie generuje od razu światła odbitego. Zamiast tego najpierw przechodzi przez optycznie fobowy ośrodek na głębokości około jednej długości fali. Następnie przepływa wzdłuż granicy faz przez około pół długości fali, po czym wraca do optycznie gęstego ośrodka. Fala ta przechodząca przez ośrodek optycznie fobowy jest określana jako fala unikająca, o ile całkowita energia światła pozostaje stała. Ponieważ metal zawiera wolny gaz elektronowy, można go uznać za plazmę. Padające światło wzbudza podłużne drgania gazu elektronowego, co prowadzi do wytworzenia fali gęstości ładunku wzdłuż granicy faz metal-dielektryk, znanej jako powierzchniowa fala plazmowa. Rezonans ten rozchodzi się w postaci tłumienia wykładniczego w obu ośrodkach. W konsekwencji energia odbitego światła jest znacznie zmniejszona. Odpowiedni kąt padania, przy którym odbite światło całkowicie zanika, jest znany jako kąt rezonansowy21. SPR jest bardzo wrażliwy na współczynnik załamania światła medium przylegającego do powierzchni folii metalowej20. Kąt SPR zmienia się wraz ze współczynnikiem załamania światła powierzchni folii metalowej, przy czym zmiana współczynnika załamania światła jest przede wszystkim proporcjonalna do masy cząsteczkowej powierzchni folii metalowej22. Wszelkie zmiany właściwości ośrodka powierzchniowego lub stopnia przyczepności będą skutkowały różnymi kątami rezonansu. W ten sposób oddziaływanie molekularne można analizować, badając zmiany kąta rezonansowego.

Ta nieniszcząca, wolna od znaczników, optyczna analiza SPR w czasie rzeczywistym, oparta na powyższych zasadach, jest odpowiednia do badań w różnych dziedzinach. Dlatego wykazaliśmy przemieszczenie kątowe krzywej SPR i wyniki eksperymentalne za pomocą analizy wielocyklowej, biorąc za przykład połączenie kwercetyny i kalikozyny z rekombinowanym białkiem KCNJ2.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Pełna krzywa wykrywania eksperymentalnego wskazuje, że proces eksperymentalny można podzielić na osiem odrębnych etapów.

1. Przygotowanie próbki i buforu

  1. Przygotuj chipy czujników przed eksperymentem.
    1. Traktować frytki roztworem piranii (30% H2O2: H2SO4 = 1:3; v/v) przez 2 minuty. Następnie dokładnie wyczyść chip dużą ilością wody dejonizowanej, a następnie namocz go w bezwodnym etanolu, pozwalając mu naturalnie wyschnąć.
    2. Następnie namocz chip przez noc w roztworze 11-merkapto-l-undekanolu (MUOH) o stężeniu 50 M. Następnie umieść chip w roztworze epichlorohydryny i pozwól mu reagować w temperaturze 25 °C przez 4 godziny.
    3. Wyjmij wiór z roztworu i dokładnie umyj go wodą destylowaną i bezwodnym etanolem. Na koniec upuść zasadowy roztwór dekstranu na powierzchnię złotej warstwy chipa i pozwól mu reagować w temperaturze 25°C przez 20 godzin. Oczyść chip wodą dejonizowaną, a następnie zanurz go w roztworze kwasu bromooctowego, aby uzyskać modyfikację hydroksymetylacji dekstranu. Używaj kwercetyny i kalykozyny o czystości odpowiednio ≥98,5% i ≥99%.
  2. Przygotować wszystkie zawierające bufor bieżący, aktywator, bufor immobilizacyjny (10 mM octan sodu) i roztwór regeneracyjny 10 mM glicyny-HCl, pH 1,5. Aktywator zawiera 115 mg N-hydroksysukcynimidu (NHS), 750 mg chlorowodorku 1-etylo-3-(3-dimetyloaminopropylo)karbodimidu (EDC) i 10,5 ml 1 M chlorowodorku etanoloaminy-NaOH o pH 8,5. Rozpuścić EDC i NHS, dodając 10 ml przefiltrowanej wody dejonizowanej do każdej fiolki (patrz Tabela Materiałów).
    UWAGA: Podwielokrotności EDC i NHS należy przechowywać w temperaturze -18 °C lub niższej, zużyć podwielokrotności w ciągu 2 miesięcy. Wszystkie roztwory należy odgazować przed użyciem.

2. Kalibracja przyrządu

  1. Narysuj standardową krzywą stężenia alkoholu i wartości szczytowej wstrzykiwania alkoholu w różnych stężeniach (2%, 1%, 0,5%, 0,2% i 0,1% stosunku objętościowego) na gołym złocie i porównaj maksymalną wartość szczytową alkoholu.
    UWAGA: Wstrzykując przy natężeniu przepływu 50 μl/min, oprogramowanie do analizy danych pochodzenia uzyskało krzywą standardową.
  2. Zgodnie z instrukcją techniczną oblicz współczynnik korygujący przyrządu, reprezentowany przez K, według wzoru:
    K=Δθ/Δ[(A-B)/(A+B)]
    W tym wzorze A i B reprezentują wartości sygnału odpowiednich detektorów. Teoretyczna wartość nachylenia, jak wskazano w instrukcji, wynosi 0,06. W związku z tym współczynnik korygujący K można obliczyć jako K = 0,06 / R, (gdzie R jest nachyleniem równania regresji liniowej uzyskanego z krzywej standardowej).
  3. Pomnóż zmierzoną wartość Δ[(A-B)/(A+B)] przez współczynnik korygujący, aby uzyskać rzeczywistą wartość Δθ.

3. Podstawowa obsługa systemu

  1. Aby uruchomić system, włącz wyłącznik zasilania i poczekaj, aż jednostka detekcyjna osiągnie ustawioną temperaturę (zwykle 25 °C).
  2. Otwórz oprogramowanie sterujące, klikając Start > Program > OpenSPRTM Control Software, a program automatycznie połączy się z systemem hosta po uruchomieniu.
  3. Postępuj zgodnie ze standardową procedurą operacyjną przyrządu SPR, aby zainstalować chip COOH (chip na bazie glukanu). Po pierwsze, umieść kroplę olejku cedrowego na odwrocie biochipa SPR. Następnie przymocuj chip COOH do powierzchni pryzmatu czujnika, upewniając się, że między chipem a pryzmatem nie ma pęcherzyków powietrza. Na koniec zainstaluj basen przepływowy i dokręć go do punktu świetlnego.
    UWAGA: Umieść basen przepływowy w wyznaczonym gnieździe i bezpiecznie przymocuj go za pomocą mocujących. Wymiary kanału to 10 mm x 1 mm x 1 mm.
  4. Rozmieszczenie wiórów
    1. Aby otworzyć kreskowanie chipów, wybierz opcję Wstaw chip z menu Narzędzia. Jeśli we wnęce na chipy znajduje się już chip, kliknij opcję Eject Chip (Wysuń chip) w menu Tools (Narzędzia).
    2. Wybierz odpowiedni typ chipa z menu rozwijanego typu chipa, jeśli używasz nowego chipa, i wypełnij identyfikator chipa informacjami eksperymentalnymi związanymi z chipem. Można wpisać numer partii żetonów (opcjonalnie). Jeśli jest to używany chip, wybierz opcję Reuse Chip (Użyj ponownie chipa) i znajdź odpowiednie informacje o chipie w menu rozwijanym identyfikatora chipa.
    3. Przytrzymaj chip stroną z napisem skierowaną do góry, delikatnie wepchnij chip do gniazda karty zgodnie z kierunkiem strzałki na chipie, a na koniec zamknij drzwi komory na chipy.
    4. Kliknij przycisk Dock Chip. System automatycznie przełączy się w stan czuwania po umieszczeniu chipa.
    5. Aby przepłukać cały wewnętrzny system przepływu z dużym natężeniem przepływu, wybierz Narzędzia > polecenie Prime > Start. Cały proces trwa 6-7 minut. Kliknij przycisk Zamknij, aby automatycznie przełączyć system w stan gotowości.
  5. Naciśnij i przytrzymaj przycisk po prawej stronie uchwytu probówki i otwórz metalową pokrywę w lewo. Po umieszczeniu odpowiedniej probówki delikatnie zamknij metalową pokrywkę. Jeśli usłyszysz kliknięcie, metalowa pokrywa jest zablokowana.
  6. Delikatnie wepchnij uchwyt probówki wzdłuż szczeliny karty do komory na sample i usłysz dźwięk kliknięcia, wskazujący, że uchwyt probówki jest we właściwej pozycji i zablokowany.
  7. Kliknij przycisk OK w oknie dialogowym Wysuwanie tacki na stelaż, aby automatycznie wprowadzić kosz do komory na próbki i zamknąć drzwiczki.
    UWAGA: Istnieje limit czasowy, w którym drzwi kabiny próbki są otwarte. Drzwi zamkną się automatycznie po 60 s od otwarcia. W ciągu ostatnich 15 sekund odliczanie w oknie dialogowym pojawia się czerwoną czcionką i. Poczekaj, aż drzwi się zamkną, zanim otworzysz je ponownie, aby uniknąć przytrzaśnięcia dłoni.
  8. Normalizacja sygnałów odpowiedzi
    1. Wybierz Narzędzie > Więcej narzędzi, wybierz pozycję Normalizuj w katalogu Narzędzia do konserwacji, a następnie kliknij przycisk Start > Next.
    2. Dodać 120 μl 70% roztworu normalizującego BIA do probówki o średnicy 7 mm. Umieść probówkę w określonej pozycji pokazanej w programie (R2F6). Po upewnieniu się, że pokrywa uchwytu probówki jest prawidłowo zamknięta, umieść uchwyt probówki w sample przedziale i zamknij drzwi kabiny, a następnie kliknij przycisk Start, aby uruchomić program.

4. Przechwytywanie ligandów

  1. Pomiar pH
    1. Przed utrwaleniem ligandów na chipie należy przesiać odpowiednie pH buforu liganda, aby wzbogacić ligandy w pobliżu powierzchni chipa poprzez adsorpcję elektrostatyczną, aby uzyskać lepszy efekt sprzężenia. Ogólne stężenie liganda wynosi 10-100 μg/ml, a w pierwszym eksperymencie spróbuj użyć 20 μg/ml.
    2. Przesiać ligand z 10 mM octanu sodu o wartościach pH 5,5, 5,0, 4,5 i 4. Aby ustawić parametry procesu, wybierz Run-Wizard, Surface Preparation-Immobilization pH Scouting i kliknij przycisk Nowy.
    3. Wybierz kanał chipa, który można wybrać spośród kanałów 1, 2, 3 lub 4. Bufor ma cztery wstępnie ustawione warunki: 10 mM octanu sodu, pH 5,5, 5,0, 4,5 i 4. Następnie wprowadź nazwę liganda, czas kontaktu (180 s) i natężenie przepływu (5 μL/min).
    4. Po zregenerowaniu powierzchni za pomocą 50 mM NaOH należy ustawić temperaturę powierzchni wióra i temperaturę komory próbki. Następnie wybierz stojak na próbki i odczynniki1 po lewej stronie i umieść roztwór zgodnie z odpowiednią pozycją w stojaku na próbki. Zapisz metodę eksperymentalną i rozpocznij eksperyment, klikając przycisk Dalej.
  2. Unieruchomienie liganda
    1. Wybierz Uruchom-Kreator, Przygotowanie powierzchni-Unieruchomienie i kliknij Nowy. Ustaw zdolność mobilizacji na cztery kanały: FC1, FC2, FC3 i FC4. Ogólnie rzecz biorąc, kanał 1 jest używany jako odniesienie podczas parowania kanałów 1 i 2, a kanał 3 jest odniesieniem podczas mobilizacji wszystkich czterech kanałów.
    2. Użyj kanałów referencyjnych do ślepego kontrastu lub fiksacji bez ligandu zamkniętego aktywacją, używając kanałów 1 i 2 do sprzężenia ligandów na kanale 2.
      UWAGA: Dostępne są dwa tryby sprzęgania: dążenie do unieruchomienia poziomu i określenie czasu kontaktu. W trybie dążenia do unieruchomionego poziomu wprowadź docelowy poziom sprzężenia, a oprogramowanie automatycznie osiągnie odpowiedni poziom. Tryb czasu kontaktu wymaga wprowadzenia czasu wtrysku i natężenia przepływu i jest zwykle używany w oparciu o eksperymenty wstępne.

5. Metoda analitu wielocyklowego

  1. Uruchom Prime i napełnij strzykawkę i komorę stałym buforem. Wybierz opcję Uruchom ręcznie, wybierz pozycję Kanały 1-2 w serii na ścieżce przepływu i kliknij przycisk Uruchom.
  2. Rozpocznij pracę z maksymalnym natężeniem przepływu (150 μl/min) i wykryj bufor, którym jest HEPES (pH 7,4). Po osiągnięciu stabilnej linii podstawowej przepłukać pierścień próbki buforem i opróżnić pierścień próbki.
    UWAGA: Jeśli linia podstawowa (linia równowagi utworzona na krzywej wykrywania podczas uruchamiania buforu) nie zostanie osiągnięta w ciągu 10 minut, spróbuj wstrzyknąć 10 mM wodorotlenku sodu przez 30 s.
  3. Aktywuj chip za pomocą roztworu EDC/NHS (1:1, 50 μl każdy).
  4. Uruchomić 200 μl liganda rozcieńczonego aktywowanym buforem na próbce przez 4 minuty. Po ustabilizowaniu wiązania przemyć pierścień próbki buforem.
  5. Pobrać próbkę z 200 μl roztworu blokującego, przepłukać pierścień próbki buforem i opróżnić go powietrzem. Obserwuj linię bazową przez 5 minut, aby zapewnić stabilność.
  6. Rozcieńczyć anality roztworem buforowym, a następnie pobrać 3,9 μM, 7,8 μM, 15,625 μM i 31,25 μM kwercetyny oraz 15,625 μM, 31,25 μM, 62,5 μM, 125 μM i 250 μM kalikozyny jako próbki w tempie 20 μl/min.
  7. Czas wiązania białka (10 μg/mL-50 μg/mL) i liganda wynosi 240 s, przy naturalnym czasie dysocjacji 360 s. Zwiększ natężenie przepływu do 150 μL/min i wstrzyknij odpowiedni bufor regeneracyjny w celu usunięcia analitu.

6. Regeneracja

  1. Do regeneracji użyj 10 mM glicyny-HCl, roztworów o wysokiej zawartości soli lub kwasowo-zasadowych o różnych poziomach pH (np. 2,5, 4,5, 5,0, 5,5 itd.).
  2. Aby przefiltrować warunki regeneracji, użyj funkcji run-wizard-assay development-regeneration scouting i kliknij przycisk Nowy. Wybierz 1-2 kanały połączone szeregowo na ścieżce przepływu, wybierz chip i kliknij przycisk Dalej.
  3. Aby rozgrzać chip należy kliknąć na Startup, co należy wykonać więcej niż 3x. Wprowadź nazwę analitu i ustaw natężenie przepływu regenerowanego roztworu na 150 μL/min.

7. Analiza danych

  1. Analizuj wyniki eksperymentu za pomocą oprogramowania do analizy danych SPR, korzystając z modelu analizy jeden do jednego.
    UWAGA: Cały proces odbywa się w uruchomionym buforze. Pozostałe stosowane w procesie oznaczania SPR są takie same jak bufor do wstrzykiwań.

8. Konserwacja systemu

  1. Po zakończeniu eksperymentu wyjmij chip detekcyjny i zastąp go chipem konserwacyjnym. Zastąp działający bufor wystarczającą ilością świeżej, czystej wody i przepłucz system zalewem. Po zalaniu system automatycznie przełączy się w tryb czuwania, aby wyczyścić butelkę ze zużytym płynem i wymienić wodę z igłą.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby określić, czy białko jest unieruchomione na powierzchni chipa, używana jest rzędna (sygnał odpowiedzi) mapy czujnika SPR (Rysunek 1), podczas gdy uzyskuje się przemieszczenie kątowe krzywej SPR. Rysunek 2 i Rysunek 3 przedstawia krzywą SPR interakcji między kwercetyną i kalikozyną z rekombinowanym białkiem KCNJ2 na unieruchomionej powierzchni rekombinowanego białka KCNJ2 po kontrolnej redukcji w stężeniach od 3,9 μM do 250 μM. Aby zminimalizować ni...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cykl analizy SPR podzielony jest na cztery etapy. Pierwszy etap, czyli linia bazowa, polega na wstrzyknięciu buforu. Następnie następuje drugi etap, wychwytywanie ligandów. Chip czujnika COOH jest aktywowany za pomocą EDC/NHS (1:1) przy natężeniu przepływu 20 μl/min. Chip jest następnie dezaktywowany za pomocą 1 M chlorowodorku etanoloaminy-NaOH przy natężeniu przepływu 20 μl/min. Przechodząc do trzeciego etapu, czyli metody analitu wielocyklowego. Analit jest wstrzykiwany do kanału z natężeniem przepływu 20 μl/min przez...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Główny Projekt Badawczo-Rozwojowy Prowincji Sichuan (2022YFS043), Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Ningxia (2023BEG02012) oraz Projekt Promocji Badań Xinglin Scholar Uniwersytetu Chengdu TCM (XKTD2022013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Chlorowodorek 1-etylo-3-(3-dimetyloaminopropylo)karbodimidu (EDC)Odczynnik Nan Jing, Nanjing, ChinyC08296594
Bezwodny etanolMerck Chemical Technologies Ltd., Szanghaj, Chiny459836
Roztwór normalizujący BIAnormalizującyMerck Chemical Technologies Ltd., Szanghaj, Chiny49781
Roztwór blokującyBosheng Biotechnology Co., Ltd., Szanghaj, Chiny110050
Kwas bromooctowyMerck Chemical Technologies Ltd., Szanghaj, Chiny17000
CalycosinPush Bio-technology Co., Ltd., Chengdu, ChinyPU0124-0025
DextranCanspec Scientific Instruments Co., Ltd., Szanghaj, ChinyPM10036
EpichlorohydrinMerck Chemical Technologies Ltd., Szanghaj, Chiny
Chlorowodorek etanoloaminyYuanye Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyS44235
Glycine-HClMerck Chemical Technologies Ltd., Szanghaj, ChinyG2879
H2O2Merck Chemical Technologies Ltd., Szanghaj, Chiny3587191
H2SO4Nantong high-tech Industrial Development Zone, Chiny2020001150C
HEPESXiya Reagent Co., Ltd., Shandong, ChinyS3872
KCNJ2 (ludzkie) rekombinowane białkoAbnova, West Meijie Technology Co., Ltd., Pekin, ChinyH00003759-Q01
MUOHJizhi Biochemical Technology Co., Ltd., Szanghaj, ChinyM40590
NaOHMerck Chemical Technologies Ltd., Szanghaj, ChinySX0603
N-hydroksysukcynimid (NHS)Yuanye Biotech Co., Ltd., Szanghaj, ChinyS13005
OpenSPRTMNicoya Quercetin
PushBio-technology Co., Ltd., Chengdu, ChinyPU0041-0025
Chip czujnika COOHOctan sodu Nicoya
Merck Chemical Technologies Ltd., Szanghaj, Chiny229873
492515

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jebelli, A., Oroojalian, F., Fathi, F., Mokhtarzadeh, A., Guardia, M. Recent advances in surface plasmon resonance biosensors for microRNAs detection. Biosens Bioelectron. 169, 112599(2020).
  2. Sun, B., Xu, J., Liu, S., Li, Q. X. Characterization of small molecule-protein interactions using SPR method. Methods Mol Biol. 2690, 149-159 (2023).
  3. Mousavi, S. M., et al. Biomedical applications of an ultra-sensitive surface plasmon resonance biosensor based on smart MXene quantum dots (SMQDs). Biosensors (Basel). 12 (9), 743(2022).
  4. Olaru, A., Bala, C., Jaffrezic-Renault, N., Aboul-Enein, H. Y. Surface plasmon resonance (SPR) biosensors in pharmaceutical analysis. Crit Rev Anal Chem. 45 (2), 97-105 (2015).
  5. Meschendoerfer, W., Gassner, C., Lipsmeier, F., Regula, J. T., Moelleken, J. SPR-based assays enable the full functional analysis of bispecific molecules. J Pharm Biomed Anal. 132, 141-147 (2017).
  6. Djaileb, A., et al. Cross-validation of ELISA and a portable surface plasmon resonance instrument for IgG antibody serology with SARS-CoV-2 positive individuals. Analyst. 146 (15), 4905-4917 (2021).
  7. Miyake, S., et al. Simultaneous detection of six different types of pesticides by an immunosensor based on surface plasmon resonance. Anal Sci. 36 (3), 335-340 (2020).
  8. Ravindran, N., et al. Recent advances in surface plasmon resonance (SPR) biosensors for food analysis: a review. Crit Rev Food Sci Nutr. 63 (8), 1055-1077 (2023).
  9. Bhandari, D., Chen, F. C., Bridgman, R. C. Magnetic nanoparticles enhanced surface plasmon resonance biosensor for rapid detection of Salmonella typhimurium in Romaine lettuce. Sensors (Basel). 22 (2), 475(2022).
  10. Amirjani, A., Kamani, P., Hosseini, H. R. M., Sadrnezhaad, S. K. SPR-based assay kit for rapid determination of Pb2. Anal Chim Acta. 1220, 340030(2022).
  11. Shrivastav, A. M., Cvelbar, U., Abdulhalim, I. A comprehensive review on plasmonic-based biosensors used in viral diagnostics. Commun Biol. 4 (1), 70(2021).
  12. Nguyen, V. T., et al. Highly sensitive sandwich-type SPR based detection of whole H5Nx viruses using a pair of aptamers. Biosens Bioelectron. 86, 293-300 (2016).
  13. Chang, Y. F., et al. Simple strategy for rapid and sensitive detection of avian influenza A H7N9 virus based on intensity-modulated SPR biosensor and new generated antibody. Anal Chem. 90 (3), 1861-1869 (2018).
  14. Das, C. M., Guo, Y., Kang, L., Ho, H. P., Yong, K. T. Investigation of plasmonic detection of human respiratory virus. Adv Theory Simul. 3 (7), 2000074(2020).
  15. Lakayan, D., Haselberg, R., Niessen, W. M., Somsen, G. W., Kool, J. On-line coupling of surface plasmon resonance optical sensing to size-exclusion chromatography for affinity assessment of antibody samples. J Chromatogr. A. 1452, 81-88 (2016).
  16. Loo, J. F., et al. An aptamer bio-barcode (ABC) assay using SPR, RNase H, and probes with RNA and gold-nanorods for anti-cancer drug screening. Analyst. 142 (19), 3579-3587 (2017).
  17. Fabini, E., Danielson, U. H. Monitoring drug-serum protein interactions for early ADME prediction through surface plasmon resonance technology. J Pharm Biomed Anal. 144, 188-194 (2017).
  18. Khalenkov, A. M., Norton, M. G., Scoot, D. E. Method for screening influenza neutralizing antibodies in crude human plasma and its derivatives using SPR. Heliyon. 9 (5), 15651(2023).
  19. Locatelli-Hoops, S., Yeliseev, A. A., Gawrisch, K., Gorshkova, I. Surface plasmon resonance applied to G protein-coupled receptors. Biomed Spectrosc Imaging. 2 (3), 155-181 (2013).
  20. Singh, S., et al. 2D nanomaterial-based surface plasmon resonance sensors for biosensing applications. Micromachines (Basel). 11 (8), 779(2020).
  21. Pourmadadi, M., et al. Properties and applications of graphene and its derivatives in biosensors for cancer detection: A comprehensive review. Biosensors. 12 (5), 269(2022).
  22. Singh, T. I., Singh, P., Karki, B. Early detection of chikungunya virus utilizing the surface plasmon resonance comprising a silver-silicon-PtSe 2 multilayer structure. Plasmonics. 18 (3), 1173-1180 (2023).
  23. Das, S., Devireddy, R., Gartia, M. R. Surface plasmon resonance (SPR) sensor for cancer biomarker detection. Biosensors (Basel. 13 (3), 396(2023).
  24. Liu, R., Ye, X., Cui, T. Recent progress of biomarker detection sensors. Research (Wash D C). 2020, 7949037(2020).
  25. Bolognesi, M., et al. A fully integrated miniaturized optical biosensor for fast and multiplexing plasmonic detection of high- and low-molecular-weight analytes. Adv Mater. 35 (26), 2208719(2023).
  26. Inoue, S., Fukada, K., Hayashi, K., Seyama, M. Data processing of SPR curve data to maximize the extraction of changes in electrochemical SPR measurements. Biosensors (Basel). 12 (8), 615(2022).
  27. Topor, C. V., Puiu, M., Bala, C. Strategies for surface design in surface plasmon resonance (SPR) sensing. Biosensors (Basel). 13 (4), 465(2023).
  28. Bonnet, H., et al. Negative SPR signals during low molecular weight analyte recognition). Anal Chem. 93 (8), 4134-4140 (2021).
  29. He, P., et al. Cholesterol chip for the study of cholesterol-protein interactions using SPR. Biosensors (Basel). 12 (10), 788(2022).
  30. Kausaite-Minkstimiene, A., et al. An ultra-sensitive SPR immunosensor for quantitative determination of human cartilage oligomeric matrix protein biomarker. Biosens Bioelectron. 234, 115370(2023).
  31. Pandey, P. S., et al. SPR based biosensing chip for COVID-19 diagnosis-A review. IEEE Sens J. 22 (14), 13800-13810 (2022).
  32. Mei, Y., et al. Single-layer graphene-coated gold chip for electrochemical surface plasmon resonance study. Anal Bioanal Chem. 411, 4577-4585 (2019).
  33. Zhou, L., Arugula, M. A., Chin, B. A., Simonian, A. L. Simultaneous surface plasmon resonance/fluorescence spectroelectrochemical in situ monitoring of dynamic changes on functional interfaces: A study of the electrochemical proximity assay model system. ACS Appl Mater Interfaces. 10 (48), 41763-41772 (2018).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Surface Plasmon ResonanceSPR TechnologyReal Time DetectionBiomolecular InteractionDrug ScreeningLigand CaptureMulti Cycle AnalysisVirus DetectionProtein BindingFood Safety
Video Coming Soon

Related Articles