Artykuł metodologiczny

Mysi przeszczep wewnątrzpłucnej tchawicy: model do badania choroby zarostowej dróg oddechowych po przeszczepie płuc

DOI:

10.3791/65953

⸱

10 listopada 2023

 ,  ,  , 
1Latner Thoracic Research Laboratories, Toronto General Hospital Research Institute, University Health Network, 2Temerty Faculty of Medicine, University of Toronto

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Model mysiego przeszczepu wewnątrzpłucnego tchawicy (IPTT) jest cenny do badania choroby zarostowej dróg oddechowych (OAD) po przeszczepie płuc. Oferuje wgląd w specyficzne dla płuc zachowania immunologiczne i angiogenne w znoszeniu dróg oddechowych po allotransplantacji z wysoką odtwarzalnością. W tym miejscu opisujemy procedurę IPTT i jej oczekiwane efekty.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mysi dopłucny przeszczep tchawicy (IPTT) jest używany jako model zarostowej choroby dróg oddechowych (OAD) po przeszczepie płuc. Model ten, początkowo zgłoszony przez nasz zespół, zyskał zastosowanie w badaniu OAD ze względu na jego wysoką powtarzalność techniczną i przydatność do badania zachowań immunologicznych i interwencji terapeutycznych.

W modelu IPTT przeszczep tchawicy gryzonia jest wprowadzany bezpośrednio do płuca biorcy przez opłucną. Model ten różni się od modelu heterotopowego przeszczepu tchawicy (HTT), w którym przeszczepy są przeszczepiane do miejsc podskórnych lub omentalnych, oraz od modelu ortotopowego przeszczepu tchawicy (OTT), w którym tchawica dawcy zastępuje tchawicę biorcy.

Pomyślne wdrożenie modelu IPTT wymaga zaawansowanych umiejętności anestezjologicznych i chirurgicznych. Umiejętności anestezjologiczne obejmują intubację dotchawiczą biorcy, ustawienie odpowiednich parametrów wentylacji oraz odpowiednio czasową ekstubację po wyzdrowieniu ze znieczulenia. Umiejętności chirurgiczne są niezbędne do precyzyjnego umieszczenia przeszczepu w płucu i zapewnienia skutecznego uszczelnienia opłucnej trzewnej, aby zapobiec wyciekowi powietrza i krwawieniu. Ogólnie rzecz biorąc, proces uczenia się trwa około 2 miesięcy.

W przeciwieństwie do modeli HTT i OTT, w modelu IPTT, w procesie allogenicznego drogi oddechowe rozwijają zatarcie dróg oddechowych w odpowiednim mikrośrodowisku płuc. Dzięki temu badacze mogą badać specyficzne dla płuc procesy immunologiczne i angiogenne związane z obliteracją dróg oddechowych po przeszczepie płuc. Co więcej, model ten jest również wyjątkowy, ponieważ wykazuje trzeciorzędowe narządy limfatyczne (TLO), które są również widoczne w ludzkich alloprzeszczepach płuc. TLO składają się z populacji komórek T i B i charakteryzują się obecnością wysokich żyłek śródbłonka, które kierują rekrutacją komórek odpornościowych; W związku z tym prawdopodobnie będą odgrywać kluczową rolę w akceptacji i odrzuceniu przeszczepu. Wnioskujemy, że model IPTT jest użytecznym narzędziem do badania wewnątrzpłucnych szlaków immunologicznych i profibrotycznych zaangażowanych w rozwój obliteracji dróg oddechowych w alloprzeszczepie płuc.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transplantacja płuc została uznana za skuteczną metodę leczenia pacjentów ze schyłkowymi chorobami układu oddechowego. Jednak mediana przeżywalności u biorców przeszczepu płuc wynosi tylko około 6 lat, przy czym rozwój obliteracyjnego zapalenia oskrzelików (OB), rodzaju choroby obturacyjnych dróg oddechowych (OAD), jest główną przyczyną zgonów po pierwszym roku po przeszczepie1.

Kilka modeli zwierzęcych zostało wykorzystanych do zbadania mechanizmu leżącego u podstaw OAD. Jednym z takich modeli jest heterotopowy przeszczep tchawicy (HTT) model2. W tym modelu przeszczepy tchawicy są wszczepiane do tkanki podskórnej lub sieci biorcy. Dochodzi do indukowanej niedokrwieniem utraty komórek nabłonka tchawicy przeszczepu, a następnie infiltracji alloreaktywnych limfocytów i apoptozy komórek nabłonka dawcy. Fibroblasty i miofibroblasty migrują wokół tchawicy, wytwarzając macierz zewnątrzkomórkową. Wreszcie dochodzi do całkowitego włóknistego zaniku światła dróg oddechowych. Model HTT jest technicznie prosty, zapewnia środowisko in vivo i oferuje wysoką powtarzalność.

Innym modelem do badania OAD jest model orttopowego przeszczepu tchawicy (OTT) u szczurów, w którym przeszczepy tchawicy są wprowadzane do tchawicy biorcy w celu utrzymania wentylacji fizjologicznej3. W tym modelu wywołane niedokrwieniem zubożenie komórek nabłonka dawcy powoduje ich zastąpienie komórkami nabłonkowymi biorcy w tchawicy, tworząc niedrożne drogi oddechowe, którym towarzyszy umiarkowane zwłóknienie. Chociaż modele te przyczyniły się do zrozumienia obliteracji dróg oddechowych po przeszczepieniu płuc, mają ograniczenia w zakresie rekapitulacji mikrośrodowiska miąższu płuc.

Nasza grupa badawcza wprowadziła model dopłucnego przeszczepu tchawicy szczura (IPTT), w którym przeszczepy tchawicy są wszczepiane do płuca biorcy4 (Rysunek 1). Model IPTT wykazuje włókniste zacieranie światła dróg oddechowych zachodzące w mikrośrodowisku płuc. Co więcej, został z powodzeniem zastosowany do myszy, które są technicznie trudniejsze niż szczur IPTT5,6,7,8,9,10. Ta adaptacja mysiego modelu IPTT pozwoliła nam zagłębić się w zawiłe szczegóły środowiska immunologicznego płuc OAD po przeszczepie płuc przy użyciu myszy transgenicznych.

Model IPTT posiada kilka unikalnych cech. Jednym z nich jest neoangiogeneza, która jest ułatwiana przez krążenie płucne i odgrywa kluczową rolę w niszczeniu dróg oddechowych4,10. Ponadto model IPTT wykazuje agregaty limfoidalne, z których niektóre mają wysokie żyłki śródbłonka wyrażające adresinę węzłów obwodowych, co wskazuje, że są to trzeciorzędowe narządy limfatyczne (TLO)7,8. TLO przypominają węzły chłonne i składają się z limfocytów T, limfocytów B i często centrum rozrodczego, któremu towarzyszą pęcherzykowe komórki dendrytyczne11,12. TLO zostały zgłoszone w różnych przewlekłych chorobach zapalnych, w tym w obliteracji dróg oddechowych, co sprawia, że model IPTT jest odpowiedni do badania roli TLO w zacieraniu dróg oddechowych7,8,11,12,13. W artykule przedstawiono metodologię mysiego modelu IPTT, którego celem jest zapoznanie badaczy z tym modelem i ułatwienie dalszych badań nad obliteracją dróg oddechowych po przeszczepieniu płuc.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie zwierzęta były traktowane zgodnie z wytycznymi określonymi przez Kanadyjską Radę ds. Opieki nad Zwierzętami w Przewodniku po Opiece i Użytkowaniu Zwierząt Doświadczalnych. Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Instytutu Badawczego Szpitala Ogólnego w Toronto, Uniwersyteckiej Sieci Zdrowia.

1. Chirurgia dawcy

UWAGA: Myszy BALB/c są używane jako przykład dawców w eksperymencie. Wszystkie zabiegi muszą być wykonywane przy użyciu sterylnej techniki.

  1. Przed zabiegiem należy zanotować wagę każdej myszy.
  2. Poddaj mysz eutanazji za pomocą komory CO2
    3. .
  3. Gdy śmierć zostanie potwierdzona, ustaw mysz w pozycji leżącej na plecach i zabezpiecz kończyny taśmą.
  4. Przygotuj obszar operacyjny, sterylizując go 70% alkoholem izopropylowym.
    UWAGA: W razie potrzeby i zgodnie z zaleceniami lokalnej komisji etyki zwierząt, przytnij futro z miejsca nacięcia.
  5. Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry, zaczynając od połowy brzucha i rozciągając się do przedniej części szyjki macicy.
  6. Uzyskaj dostęp do tchawicy, ostrożnie cofając poduszeczki tłuszczowe, przesuwając bocznie mięśnie paska i oddzielając tchawicę od otaczającej tkanki łącznej. Użyj kleszczy, aby stworzyć przestrzeń między tchawicą a przełykiem.
  7. Podnieś mieczyk mieczykowaty i przetnij membranę.
  8. Podnieś mostek, zapewniając wolną drogę od mostka do okolicy szyi, wkładając hemostat. Zaciśnij klatkę piersiową po obu stronach i przetnij mostek, rozciągając się w górę przez mięśnie szyi.
  9. Usuń grasicę i tłuszcz lub mięśnie blokujące tchawicę, aby odsłonić rozwidlenie tchawicy.
  10. Przetnij oba główne oskrzela i ostrożnie oddziel drogi oddechowe od przełyku.
  11. Przetnij krtań i usuń ją.
  12. Spryskaj wypreparowaną tchawicę sterylnym roztworem soli fizjologicznej lub roztworem konserwującym sterylną gazą nasączoną sterylną solą fizjologiczną lub roztworem konserwującym i umieść ją na lodzie, aby zachować jej żywotność.

2. Operacja biorcy

UWAGA: myszy C57BL/6 są używane jako przykład odbiorców w eksperymencie.

  1. Buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu należy podawać podskórnie w dawce 1 mg/kg mc. rano w dniu zabiegu.
  2. Wywołać znieczulenie w komorze indukcyjnej przy użyciu 5% izofluranu.
  3. Gdy mysz zostanie lekko znieczulona, wstrzyknij dootrzewnowo koktajl składający się z (0,1 mg/g) ksylazyny i (0,01 mg/g) ketaminy.
  4. Umieść mysz z powrotem w komorze indukcyjnej z 2-3% izofluranem.
  5. Ogolić sierść w miejscu operacji. Bupiwakainę należy również podawać podskórnie wzdłuż planowanego miejsca indukcji w dawce 7 mg/kg mc. w postaci bloku linii.
  6. Potwierdź brak odruchowej reakcji na uszczypnięcie palca u nogi przed intubacją jamy ustnej i tchawicy. Zaintubuj mysz ustno-tchawiczo za pomocą cewnika dożylnego 20 G i podłącz ją do respiratora o objętości oddechowej 500 μl, częstości oddechów 120 uderzeń na minutę, 100% tlenu i 2% izofluranu. Aby ułatwić tę procedurę, użyj stojaka z zaciskiem przyłożonym do języka, trzymając zwierzę w pozycji pionowej z wyciągniętą szyją.
  7. Aktywuj poduszkę grzewczą i ustaw mysz w prawej pozycji bocznej na górze podkładki, z głową odwróconą od chirurga i ogonem skierowanym w stronę chirurga (Rysunek 2). Zabezpiecz kończyny taśmą. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
  8. Wyszoruj obszar operacyjny 7,5% jodowidonu, wysterylizuj 70% alkoholem izopropylowym i ponownie wyszoruj 10% jodowidonu. Zastosuj sterylne obłożenia chirurgiczne, aby zakryć obszar operacyjny.
  9. W tym czasie załaduj tchawicę dawcy do cewnika dożylnego 16 G (Rysunek 3C,D).
  10. Za pomocą skalpela należy wykonać nacięcie w skórze biorcy i kauteryzować mięśnie oraz tkankę łączną.
  11. Otwórz piątą lub szóstą przestrzeń międzyżebrową i przytrzymaj klatkę piersiową otwartą za pomocą dwóch zwijaczy.
  12. Wypreparuj dolne więzadło płucne za pomocą wacików i nożyczek.
  13. Symuluj tworzenie ścieżki dla tchawicy dawcy (Rysunek 3G, H).
  14. Zabezpiecz rurkę odpływową respiratora, częściowo zasłaniając ją trójdrożnym kurkiem, aby ułatwić napompowanie lewego płuca.
  15. Stwórz ścieżkę, nakłuwając lewe płuco igłą o sile 20 G. Upewnienie się, że głębokość nakłucia jest w przybliżeniu równa długości alloprzeszczepu tchawicy. Wybierz miejsce nakłucia na krawędzi płuca (jak wskazano w Rysunek 3I), upewniając się, że ścieżka biegnie równolegle do blatu (zgodnie z niebieskim kółkiem w Rysunek 3J).
    UWAGA: Kąt wprowadzenia w górę spowoduje penetrację warstwy opłucnej, podczas gdy głębszy kąt może prowadzić do krwawienia z głównych naczyń (oznaczonych czerwonymi krzyżykami w Rysunek 3J).
  16. Wprowadzić cewnik dożylny 16 G do lewego płuca i wyciągnąć tchawicę dawcy do lewego płuca. Po wprowadzeniu alloprzeszczepu tchawicy należy zwolnić trójdrogowy kran odcinający, aby umożliwić niezakłócony przepływ wydechowy przez rurkę odpływową.
  17. Zamknij miejsce wstrzyknięcia opłucnej klipsem (Rysunek 3K, L). Umieść klips dokładnie w miejscu nakłucia, tak aby jego krawędź była wyrównana tak, aby pasowała do konturu krawędzi płuca (oznaczonej niebieskim kółkiem w Rysunek 3L).
    UWAGA: Niewłaściwe umiejscowienie miejsca klipsowania może skutkować nieskutecznym uszczelnieniem i wyciekiem powietrza, podczas gdy niewystarczająca głębokość klipsa może prowadzić do odłączenia klipsa po operacji (jak pokazano na czerwonych krzyżykach w Rysunek 3L).
  18. Wypełnij klatkę piersiową roztworem soli fizjologicznej i wchłonij sól fizjologiczną gazą.
  19. Ponownie napompuj lewe płuco i zamknij żebra za pomocą techniki szwu biegowego.
  20. Zamknij mięsień i skórę przerwanymi szwami.
  21. Meloksykam przeciwbólowy należy podawać podskórnie w dawce 5 mg/kg mc. pod koniec zabiegu.
  22. Obserwuj mysz odbiorcy, dopóki się nie obudzi. Następnie wyjmij rurkę dotchawiczą i umieść mysz biorcę w klatce.
    UWAGA: Myszy biorcy powinny być trzymane pojedynczo.
  23. Meloksykam (5 mg/kg) należy podawać raz na dobę we wstrzyknięciu podskórnym, rozpoczynając 24 godziny po zabiegu i kontynuując przez 3 dni po operacji.

3. Pobieranie próbek od myszy biorców

  1. Wywołać znieczulenie w komorze indukcyjnej przy użyciu 5% izofluranu.
  2. Potwierdź brak odruchowej reakcji na uszczypnięcie palca u nogi przed intubacją ustno-tchawiczą. Metoda intubacji i ustawienie respiratora są takie same jak w chirurgii biorcy.
  3. Ustaw mysz w pozycji leżącej na plecach i zabezpiecz kończyny.
  4. Przygotuj obszar operacyjny, sterylizując go 70% alkoholem izopropylowym.
  5. Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry, zaczynając od połowy brzucha i rozciągając się do przedniej części szyjki macicy.
  6. Wykrwawić mysz przez żyłę główną dolną za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml podłączonej do igły 25 G, co skutkuje eutanazją.
  7. Otwórz klatkę piersiową i uzyskaj dostęp do tchawicy w taki sam sposób, jak mysz dawcy. Owiń tchawicę wokół rurki intubacyjnej jedwabiem 7-0.
  8. Usuń grasicę, tłuszcz i mięśnie, aby odsłonić serce.
  9. Przetnij lewe przedsionek, prawe przedsionek i żyłę główną dolną. Wykonać fuzję płuc za pomocą 3 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej przez prawą komorę.
  10. W celu analizy histologicznej napompuj płuca 10% formaliną przez rurkę intubacyjną.
  11. Ekstubować rurkę wentylacyjną i związać tchawicę jedwabiem 7-0.
  12. Podziel krtań i przełyk. Pociągnij je w dół kierunku, a następnie wyjmij blok serca i płuc, umieszczając go w 10% formalinie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Na podstawie naszego doświadczenia, biegłość w tym modelu zazwyczaj wymaga około 2 miesięcy szkolenia. Po osiągnięciu biegłości procedury dawstwa trwają zazwyczaj 15 minut, podczas gdy procedury biorcy wymagają około 30 minut. Przewidywana śmiertelność dla przeszkolonego operatora wynosi 0%.

W Rysunek 4A, alloprzeszczep tchawicy wykazuje całkowitą niedrożność tkanki fibroblastycznej i komórki nabłonkowe są widocznie zniszczone. I odwrotnie, w Rysunek 4...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mysia procedura IPTT obejmuje krytyczne etapy. Jeśli chodzi o znieczulenie, pierwszym kluczowym krokiem jest intubacja dotchawicza. Konieczne jest trzymanie myszy na odpowiedniej wysokości z nogami na stole, aby uwidocznić struny głosowe i ułatwić natychmiastową intubację. Dodatkowo konieczna jest ostrożna regulacja objętości oddechowej i dodatniego ciśnienia wydechowego (PEEP). Zazwyczaj objętość oddechowa 500 μL i PEEP 2 cmH2O są wystarczające dla myszy o wadze 25-30 g. Jednak większe myszy biorcy mogą doświ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy tego manuskryptu nie mają do ujawnienia konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować Jerome'owi Valero za redakcję tego manuskryptu. Rysunek 1 i rysunek 3I,J,L zostały utworzone za pomocą BioRender.com.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
BALB/cJLaboratorium Jacksona8-10 tygodni 25-30 gMężczyzna, dawca
BD 1 mL StrzykawkaBecton Dickinson309659
Igła PrecisionGlide Aiguile BD
PrecisionGlide		Becton Dickinson305122
Bovie Change-A-Tip Deluxe High-TempertureBovieDEL1
C57BL/6JLaboratorium Jacksona8-10 tygodni 25-30 gPies, Biorca
Dumont #5/45 KleszczeF· S· T11251-35
Ethicon Ligaclip Wielokrotne aplikatory do klipsów-EthiconLX107
Ekstra cienkie kleszcze GraefeF· S· T11150-10
Zacisk Glover BulldogIntegra320-127
Hemostatyki Halsted-MosquitoF· S· T13009-12
Tytanowe klipsy podwiązywalne HorizonTeleflex001201
Leica M651 Ręczny mikroskop chirurgiczny do zabiegów mikrochirurgicznychLeica
Magnetix Fixator z zamkiem sprężynowymCD+ LABSACD-001
Nożyczki mikrochirurgiczneJarit277-051
Respirator dla myszy i szczurów okołoporodowych Model 687Harvard55-0001
Perfadex PlusXVIVO19850
Końcówka zwijacza - 2,5 mmCD+ LABSACD-011
stolik dla małych zwierzątCD+ LABSACD-003
Surgipro Blue 24" CV-1 stożek, dwuramiennyCovidienVP702X
Systane maśćAlconn1444062
System ElastomerCD+ LABSACD-007
Cewnik Terumo Surflo IV, 20 G x 1 calTerumo Medical CorporationSR-OX2025CA
VMT stołowyBlat benson91803300

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
  2. Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
  3. Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857(2000).
  4. Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
  5. Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
  6. Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
  7. Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467(2021).
  8. Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
  9. Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
  10. Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
  11. Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
  12. Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
  13. Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
  14. Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
  15. Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
  16. Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
  17. Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Allograft tchawicyobliteracja dr g oddechowychprzewlek e odrzucenie przeszczepu p ucatrzeciorz dowe organy limfatycznezachowania immunologiczneobliteracja w knistamysi model transplantacyjny

Powiązane artykuły