Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Świński model ostrej niewydolności oddechowej z ciągłym wlewem kwasu oleinowego

2.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65963

⸱

8 marca 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, Vanderbilt University Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Vanderbilt University, 3Department of Surgery, Vanderbilt University Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Ciągłe wprowadzanie kwasu oleinowego do tętnicy płucnej znieczulonej dorosłej świni wywołuje ostrą niewydolność oddechową, umożliwiając kontrolowane eksperymenty podczas ostrej dekompensacji oddechowej.

Streszczenie

Ten protokół przedstawia model ostrej niewydolności oddechowej wykorzystujący centralnie podawany napar kwasu oleinowego u świń rasy Yorkshire. Przed eksperymentami każda świnia została poddana znieczuleniu ogólnemu, intubacji dotchawiczej i wentylacji mechanicznej oraz została wyposażona w obustronne cewniki dostępu do żyły szyjnej w centralnym dostępie naczyniowym. Kwas oleinowy podawano przez dedykowany cewnik do tętnicy płucnej w ilości 0,2 ml/kg/h. Napar trwał 60-120 minut, wywołując niewydolność oddechową. W trakcie eksperymentu monitorowano różne parametry, w tym częstość akcji serca, częstość oddechów, ciśnienie tętnicze krwi, ciśnienie w żyłach centralnych, ciśnienie w tętnicy płucnej, ciśnienie klina w kapilarnach płucnych, dwutlenek węgla w końcówce pływowej, szczytowe ciśnienie w drogach oddechowych i ciśnienie plateau. Około 60 minut zaobserwowano spadek częściowego ciśnienia tętniczego tlenu (PaO2) i frakcji hemoglobiny nasyconej tlenem (SpO2). Podczas infuzji występowała okresowa niestabilność hemodynamiczna, której towarzyszył ostry wzrost ciśnienia w tętnicy płucnej. Poinfuzyjna analiza histologiczna miąższu płuc ujawniła zmiany wskazujące na uszkodzenie miąższu i ostre procesy chorobowe, potwierdzając skuteczność modelu w symulacji ostrej dekompensacji oddechowej.

Wprowadzenie

Wykorzystanie modeli świńskich w badaniach translacyjnych ma ogromne znaczenie dla naszego zrozumienia medycyny ludzkiej1. Modele świń, ze względu na ich fizjologiczne i anatomiczne podobieństwa do ludzi, stanowią cenną platformę do badania złożonych chorób i interwencji terapeutycznych1. W kontekście ostrej niewydolności oddechowej modele świń oferują wyjątkową okazję do zbadania mechanizmów patofizjologicznych, oceny strategii leczenia i oceny potencjalnych interwencji1,2,3. Zdolność do odtworzenia kluczowych aspektów fizjologii układu oddechowego człowieka i reakcji na różne bodźce w modelach świńskich pozwala na kompleksową ocenę modalności terapeutycznych przed przejściem do badań klinicznych na ludziach1,2,3. Ten paradygmat badawczy umożliwia naukowcom wypełnienie luki między badaniami przedklinicznymi a zastosowaniem klinicznym, ułatwiając opracowywanie nowatorskich terapii i poprawiając wyniki leczenia pacjentów1. W związku z tym ustanowienie wydajnego, skutecznego i powtarzalnego modelu ostrej niewydolności oddechowej świń służy jako kluczowe narzędzie w pogłębianiu wiedzy na temat chorób układu oddechowego i kierowaniu rozwojem skutecznych interwencji w medycynie ludzkiej1.

Niewydolność oddechowa, stan krytyczny, doświadczyła ograniczonego postępu w diagnozowaniu i leczeniu w ciągu ostatnich trzech dekad4. Obecnie stosowane wskaźniki oceny i klasyfikacji, które obejmują objawy subiektywne, wyniki badania fizykalnego, SpO2 i częstość oddechów, często wykazują ograniczenia w wykrywaniu ostrych chorób płuc na wczesnym etapie5,6,7. Ta nieadekwatność nie tylko utrudnia efektywną selekcję i alokację zasobów, ale także nie zapewnia skutecznego, ilościowego monitorowania postępu choroby i odpowiedzi na leczenie u pacjentów z przewlekłymi chorobami płuc. Pojawiający się krajobraz przewlekłych chorób układu oddechowego, takich jak długi COVID, wraz z obciążeniem zasobów szpitalnych ostrymi niewydolnościami oddechowymi podkreśla pilną potrzebę rozszerzenia badań translacyjnych i wspierania innowacji w leczeniu chorób układu oddechowego.

Bezpośredni wlew kwasu oleinowego do krwiobiegu świni został uznany za skuteczną metodę wywoływania ostrej niewydolności oddechowej8. Kwas oleinowy, jednonienasycony kwas tłuszczowy, wykazał zdolność do wywoływania znacznego uszkodzenia płuc i upośledzenia funkcji oddechowych po wprowadzeniu do krążenia płucnego8. Po infuzji kwas oleinowy wywołuje zwężenie naczyń krwionośnych, co skutkuje zwiększonym ciśnieniem i oporem tętnic płucnych, co prowadzi do upośledzenia wymiany gazowej i natlenienia9. Ponadto kwas oleinowy wspomaga aktywację szlaków zapalnych, w tym uwalnianie mediatorów prozapalnych i rekrutację komórek odpornościowych, które przyczyniają się do rozwoju uszkodzenia płuc i niewydolności oddechowej10. Wszystko to powoduje ciężką hipoksemię, wzrost ciśnienia w tętnicach płucnych i gromadzenie się pozanaczyniowej wody w płucach11. Ocena histologiczna miąższu płuc wykazała uszkodzenie, które jest nie do odróżnienia od ostrej niewydolności oddechowej u ludzi9.

Ten artykuł opisuje metodę polegającą na bezpośrednim podawaniu kwasu oleinowego do tętnicy płucnej w celu wywołania ostrej niewydolności oddechowej, unikając nieuleczalnych, poważnych zaburzeń hemodynamicznych. Oczekuje się, że opisana metoda będzie cennym narzędziem dla przyszłych badaczy badających mechanizmy patofizjologiczne leżące u podstaw ostrej niewydolności oddechowej oraz oceniających potencjalne interwencje terapeutyczne i innowacje.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Vanderbilt (protokół M1800176-00) i ściśle przestrzegał wytycznych Narodowego Instytutu Zdrowia dotyczących opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. W tym eksperymencie wykorzystano samce i samice świń Yorkshire o wadze około 40-45 kg. Zwierzęta zostały pozyskane ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów). Obecna praktyka nie obejmuje badań przesiewowych pod kątem jakichkolwiek wcześniej istniejących schorzeń u nabytych świń. Chociaż uznaje się, że praktyka ta może potencjalnie zakłócać lub maskować zamierzone wyniki, jest uważana za mało prawdopodobną według sprzedawcy i to ograniczenie jest akceptowane.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Znieczulenie i wentylacja
    1. Znieczulić świnię domięśniowym wstrzyknięciem ketaminy (2,2 mg/kg) / ksylazyny (2,2 mg/kg) / telazolu (4,4 mg/kg) i ułożyć zwierzę w pozycji leżącej na stole operacyjnym.
    2. Utrzymuj znieczulenie ogólne, inicjując wziewny środek znieczulający, 1% izofluranu.
    3. Odsłoń struny głosowe przez usta za pomocą laryngoskopu i zaintubuj12 za pomocą rurki dotchawiczej 6,5 mm (patrz Tabela materiałów). Napompuj mankiet rurki 3-5 ml powietrza za pomocą strzykawki bez dołączonej igły.
      UWAGA: Natychmiast wykonaj kapnografię dwutlenku węgla (CO2 ) po kaniulacji tchawicy, aby zapewnić prawidłowe umieszczenie rurki i zmierz CO2 z wentylacją wskazującą odpowiednią wentylację.
    4. Użyj cewnika dożylnego (IV) o sile od 18 G do 24 G umieszczonego w środkowej lub brzeżnej żyle usznej po tylnej stronie małżowiny usznej, aby podać świni leki śródoperacyjne (w razie potrzeby) i eutanazyjne. Zabezpiecz cewnik dożylny 1-calową taśmą klejącą.
    5. Ustaw wentylację mechaniczną na ustawienia wentylacji sterowanej objętościowo z objętością oddechową 8 ml/kg.
      UWAGA: Monitorowanie znieczulenia jest prowadzone przez cały czas trwania eksperymentu. Parametry życiowe, reakcja na bodziec, obecność/brak ruchu, wiotkość tonu szczęki, zmiany częstości akcji serca, CO2 i zmienność częstości oddechów są monitorowane przez niezależnego technika laboratoryjnego na zwierzętach. Na podstawie tych ocen dokonuje się dostosowania dawki wziewnego środka znieczulającego. Stosuje się przeciwbólowe podawanie buprenorfiny w bolusie. Dostosuj częstość oddechów w respiratorze mechanicznym, aby utrzymać CO2 na końcu oddechu na poziomie 35-40 mmHg przez cały czas trwania eksperymentu.
  2. Kaniulacja i monitorowanie
    1. Zdezynfekuj całą przednią część szyi 2% roztworem do peelingu chlorheksydyny, a następnie spryskaj 5% roztworem jodu prowidonu.
    2. Chirurgicznie odsłonić zarówno prawą, jak i lewą żyłę szyjną wewnętrzną i zewnętrzną (IJ i EJ) oraz tętnice szyjne (CA) z pionowym nacięciem, około 7-8 cm, bezpośrednio po stronie tchawicy po obu stronach, używając ostrza nr 23 do mostka13.
      UWAGA: Do dostępu naczyniowego wybrano chirurgiczne podejście polegające na ograniczeniu dostępu naczyniowego ze względu na wyzwania związane z przezskórną, kontrolowaną ultrasonografią techniką Seldingera14 u świń. Twarda skóra i rozmiar naczyń krwionośnych sprawiają, że podejście okrojone jest bardziej wykonalne. Naczynia szyjne są preferowane w przypadku obustronnych cewników do tętnic płucnych (PAC), chociaż dostęp udowy jest opcją. Wybór żyły szyjnej (IJ lub EJ) leży w gestii procedury list. Który ma większą średnicę, może być kaniulowany i używany do cewnikowania serca.
    3. W razie potrzeby wypreparuj mięśnie i przewód taśmy za pomocą nożyczek do tkanek Kelly i retraktorów Lahey13 (patrz Tabela materiałów).
    4. Po naświetleniu umieść dwie kaniule 8,5 Fr i dwie PAC za pomocą techniki Seldingera14.
      UWAGA: Cewnik do żyły szyjnej prawej i PAC są przeznaczone do podawania objętości i monitorowania hemodynamicznego. Cewnik do lewej żyły szyjnej i odpowiadający mu PAC służą do podawania kwasu oleinowego. Umieszczenie Dual-PAC potwierdza się za pomocą fluoroskopii.
    5. Korzystając z techniki Seldingera, umieść linię tętniczą w odpowiednim CA w celu inwazyjnego monitorowania ciśnienia krwi przez cały czas trwania eksperymentu.
    6. Podłącz wszystkie żądane urządzenia monitorujące. Monitoruj tętno (HR) za pomocą przewodów telemetrycznych. Monitoruj skurczowe ciśnienie krwi (SBP), rozkurczowe ciśnienie krwi (DBP) i średnie ciśnienie tętnicze (MAP), podłączając przetwornik ciśnienia do cewnika CA. Monitoruj średnie ciśnienie w tętnicy płucnej (MPAP) i centralne ciśnienie żylne (CVP) za pomocą niezależnej konfiguracji systemu przetwornika ciśnienia/wzmacniacza.
      UWAGA: Oblicz ciśnienie tętna jako różnicę między SBP i DBP, a zmienność ciśnienia tętna (PPV), obliczając różnicę między szczytowym ciśnieniem tętna przy wdechu i wydechu podczas cyklu oddechowego. Wykonaj termorozcieńczanie rzutu serca (CO) przy użyciu kalibracji temperatury/objętości specyficznej dla urządzenia. Aby uzyskać ciśnienie klina włośniczkowego w kapilarze płucnym (PCWP), napompuj balon PAC 1,5 ml powietrza, przesuń cewnik do momentu wizualizacji fal "v" i "a", reprezentujących ograniczony przepływ krwi od prawej do lewej, i zapisz PCWP jako wartość ciśnienia fali "a" na końcu wydechu16.
    7. Aby monitorować wydalanie moczu, umieść cewnik Foleya (patrz Tabela materiałów) w cewce moczowej świni. W przypadku samców świń wymagane jest chirurgiczne cewnikowanie nadłonowe17.
    8. Podawać krystaloidy (PlasmaLyte, patrz Tabela Materiałów) w ilości 100 ml przez 10 minut, aby osiągnąć PCWP 8-12 mmHg (euwolemia) przed rozpoczęciem podawania kwasu oleinowego. Sprawdzaj PCWP co 100 ml, aż do osiągnięcia 10 mmHg.

2. Napar kwasu oleinowego

  1. Preparat kwasu oleinowego
    1. Przygotować roztwór kwasu oleinowego (16%), łącząc 16 ml kwasu oleinowego z 84 ml soli fizjologicznej.
      UWAGA: Z kwasem oleinowym należy obchodzić się ostrożnie, upewniając się, że personel nosi rękawice ochronne, okulary ochronne i maski, aby zapobiec bezpośredniemu kontaktowi ze skórą, wdychaniu lub narażeniu oczu. Częste mieszanie jest konieczne, aby zapobiec separacji, a w przypadku oddzielenia można dodać dimetylosulfotlenek.
    2. Wlać roztwór kwasu oleinowego do przewodu płynu dożylnego i podłączyć go do dystalnego portu cewnika do lewej tętnicy szyjnej płucnej (patrz tabela materiałów).
  2. Inicjacja kwasu oleinowego
    1. Rozpocznij napar kwasu oleinowego z szybkością 0,2 ml/kg/h, oznaczając oficjalny czas rozpoczęcia18,19,20(Rysunek 1).
      UWAGA: Potwierdź monitorowanie hemodynamiczne i umieszczenie cewnika przed rozpoczęciem infuzji kwasu oleinowego. Techniki takie jak fluoroskopia lub echokardiografia przezklatkowa mogą zapewnić prawidłowe umieszczenie21,22.
    2. Natychmiast po uruchomieniu kwasu oleinowego należy ustawić nawiewnik tak, aby naśladował warunki powietrza w pomieszczeniu (FiO2 = 21%, PEEP = 0 cm H2O).
  3. Monitorowanie hemodynamiki i oddechu podczas infuzji kwasu oleinowego
    1. Stale monitoruj tętno (HR), frakcję hemoglobiny nasyconej tlenem (SpO2), częstość oddechów (RR), końcowy tlenek węgla (ETCO2), centralne ciśnienie żylne (CVP), skurczowe ciśnienie krwi (SBP), rozkurczowe ciśnienie krwi (DBP), średnie ciśnienie tętnicze (MAP), zmienność ciśnienia tętna (PPV) i średnie ciśnienie w tętnicy płucnej (MPAP).
      1. Mierz częściowe ciśnienie tlenu tętniczego (PaO2), pH, mleczan, nadmiar zasad, pojemność minutową serca (CO) i ciśnienie klina kapilarnego w płucach (PCWP) co 30 minut przez pierwsze 60-90 minut, a następnie co 15 minut, aż do uśmiercenia (Rysunek 1). Rejestruj szczytowe ciśnienie w drogach oddechowych i ciśnienie plateau w tym samym czasie, gdy mierzone jest PaO2.
        UWAGA: Typowe wartości początkowe dla stale monitorowanych zmiennych to odpowiednio 95%-100%, 15-20 oddechów na minutę, 25-35 mmHg, 70-80 mmHg, 40-50 mmHg, 55-65 mmHg, 1%-4% i 10-20 mmHg. Wartości początkowe dla zmiennych przerywanych wynoszą odpowiednio 10 mmHg, 7,4, 0-2 mg/dl, -2 +2 mEq/L, >5 l/min i 8-10 mmHg.
    2. Rozważmy, że eksperyment jest zakończony, gdy tętniczy PaO2/frakcja wdychanego O2 (P/F) jest mniejsza niż <10023.
      UWAGA: W tym momencie zwierzę może zostać poddane eutanazji (patrz poniżej), a w razie potrzeby można pobrać próbki patologii płuc (Rysunek 2).

3. Analiza przebiegu żylnego i procedura zarządzania respiratorem

  1. Nieinwazyjna analiza kształtu fali żylnej układu oddechowego
    - Indeks oddechowy (RIVA-RI)
    UWAGA: Nasz zespół badawczy wykorzystuje ten model do badania zmian w kształtach fal żylnych podczas niewydolności oddechowej. Obwodowe przebiegi żylne są nieinwazyjnie wychwytywane w górnej części ramienia świni za pomocą czujnika piezoelektrycznego (patrz tabela materiałów). Przetwarzanie i wzmacnianie sygnału są wymagane do analizy tych przebiegów o niskiej amplitudzie. Transformacja Fouriera jest następnie stosowana do przedstawienia danych w dziedzinie częstotliwości, ujawniając przebieg o niskiej amplitudzie przy około 0,2 Hz (określany jako "fR0") odpowiadający oddychaniu. Hipoteza ta sugeruje, że fala ta wynika z wstecznej propagacji ujemnego ciśnienia w klatce piersiowej podczas wdechu z prawego przedsionka/żyły głównej w całym układzie żylnym. Ważone udziały amplitud sygnału oddechowego (fR0) można znormalizować ratiometrycznie w celu porównania danych we wspólnej skali i poprawy wydajności, a także do amplitudy częstotliwości częstości tętna (f0) w celu uzyskania RIVA-RI7.
    1. Umieść piezoelektrodę na splocie żylnym kończyny górnej przedniej bezpośrednio proksymalnie do łokcia.
      UWAGA: Upewnij się, że można nagrywać i przesyłać za pomocą urządzenia piezoelektrodowego. Przykłady wcześniejszych prototypów nagrań można znaleźć w literaturze źródłowej7,24,25,26,27.
    2. Rozpocznij rejestrację przebiegów żylnych za pomocą oprogramowania LabChart (patrz Tabela materiałów) zawsze, gdy przebiegi żylne są pożądane podczas eksperymentów.
  2. eutanazja
    1. Potwierdzić utrzymanie izofluranu w stężeniu 1%.
    2. Wywołać zatrzymanie akcji serca przez dożylne wstrzyknięcie pentobarbitalu sodu (125 mg/kg) (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).
    3. Potwierdź brak funkcji życiowych po wstrzyknięciu, aby potwierdzić zgon.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wstępne dane pilotażowe uzyskane z pojedynczej świni wykazują wzrost RIVA-RI przed wystąpieniem zmian w innych parametrach monitorowania oddechowego (RR i SpO2), co jest zgodne ze zmianami PaO2 (Rysunek 3). Spadek PaO2 jest „pozytywnym” wynikiem, który ma zostać osiągnięty w tym modelu. Wstępne dane pokazują również, że wraz z progresją choroby, rozpoczynającą się w 30. minucie, następuje wzrost RIVA-RI oraz spadek PaO2 (Rysune...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Kluczowym elementem tego protokołu jest ścisłe monitorowanie stanu hemodynamicznego świni podczas podawania kwasu oleinowego w celu wywołania niewydolności oddechowej15. Niezwykle ważne jest, aby naukowcy poświęcili niezbędny czas na odpowiednie ustawienie urządzeń do monitorowania hemodynamicznego. Specyficzną wadą tego modelu jest potencjalna niestabilność hemodynamiczna, która może powstać w wyniku zapalenia i uszkodzenia układu oddechowego 8...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Tymczasowy patent na własność intelektualną związaną z nieinwazyjną analizą przebiegów żylnych układu oddechowego został złożony przez autorów (BA, CB i KH).

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Dr. José A. Diazowi, Jamiemu Adcockowi, Mary Susan Fultz i S.R. Light Laboratory w Vanderbilt University Medical Center za ich pomoc i wsparcie. Prace te zostały wsparte grantem z Narodowego Instytutu Serca, Płuc i Krwi Narodowych Instytutów Zdrowia (BA; R01HL148244). Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i niekoniecznie reprezentują one oficjalne poglądy National Institutes of Health.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1% IsofluranPrimal, Boston, MA, USA26675-46-7https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/792632?gclid=Cj0KCQjw9fqnBhDSARIsAHl
cQYS_W-q6tS2s6LQw2Qn7Roa3T
GIpTLPf52351vrhgp44foEcRozPqt
YaAtvfEALw_wcB
Cewnik tętniczyMerit Medical, Jordania Południowa, UT, USAMAK401MAK Mini Access Kit 4F
Wzmacniacz ciśnienia krwiAD Instrumenty, Colorado Springs, CO, USAFE117https://www.adinstruments.com/products/bp-blood-pressure-amp
Centralny cewnik żylnyArrow International, Cleveland, OH, USAAK-098008,5 Fr. x 4" (10 cm)
Jednorazowe przetworniki ciśnieniaArrow-Flex AD Instruments, Colorado Springs, CO, USAMLT0670https://www.adinstruments.com/products/disposable-bp-transducers
Trzystopniowe kaniule żylne Edwards Lifesciences, Irvine, CATF293702https://www.graylinemedical.com/products/edwards-lifesciences-triple-stage-venous-cannulas-venous-dual-stage-cannula-tf293702?variant=31851942576185&=1&
gclid=Cj0KCQiAr8eqBhD3ARIsAIe
-buNdmkzavUBaIx-1be7boWn2kW
hbUR6QCjaobB08uuK9qJW66JvY
TM4aAufGEALw_wcB
Kelly ScissorsMPM Medical Supply, Freehold, NJ 07728104-5516https://www.mpmmedicalsupply.com/products/kelly-scissors
Kendall 930 FoamElectrodesCovidien, Mansfield, MA, USA22935https://www.cardinalhealth.com/en/product-solutions/medical/patient-monitoring/electrocardiography/monitoring-ecg-electrodes/radiolucent-electrodes/kendall-930-series-radiolucent-foam-electrodes.html
Chlorowodorek ketaminy 100 mg / ml, roztwór do wstrzykiwań, 10 mlPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-894-8462https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078948462?omni=ketamine
LabChart 8 oprogramowanieAD Instruments, Colorado Springs, CO, USANie dotyczy
Zwijacz LaheyBOSS Instruments LTD, Gordonsville, VA 2294218-1210https://bossinstruments.com/product/7-3-4-lahey-thyroid-retractor-6mmx28mm/
Kwas oleinowySigma-Aldrich, Merck, Darmstadt, NiemcyO1008https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sial/o1008?gclid=CjwKCAjwzJmlBhBBEiwAEJy
Lu2047wRpXqF_Z2BegUyhgZJ
_WygsWfErhgrGCIyMp8PxwNH
sTZ8qARoCl1QQAvD_BwE& gcl
src=aw.ds
Obwodowy cewnik dożylny Angiocath 18-24 G 1,16 calaMcKesson, Irving, TX, USA329830https://mms.mckesson.com/product/329830/Becton-Dickinson-381144
PiezoelektrodaMuRata Manuractoring Co, Ltd., Nagaokakyo, Kioto, Japonia7BB-12-9https://www.murata.com/en-us/products/productdetail?partno=7BB-12-9
PlasmaLyteBaxter International, Deerfield, IL, USA2B2544Xhttps://www.ciamedical.com/baxter-2b2544x-each-solution-plasma-lyte-a-inj-ph-7-4-1000ml
Cewnik do tętnic płucnychEdwards Life Sciences, Irvine, CA131F7Swan Ganz 7F x 110cm 
Standardowe rurki dotchawiczeTeleflex, Morrisville, NC 275605-10313https://www.teleflex.com/usa/en/product-areas/anesthesia/airway-management/endotracheal-tubes/standard-tubes/index.html
Cewnik Foleya SurgiVet Clearview, 8 Fr, 55 cm SilikonPenn Veterinary Supply, Inc, West Rendering, PN 13971SVCFC1030https://www.pennvet.com/customer/portal/catalog/home?urile=wcm:path%3APennVet+Catalog/Super+Sku+Catalog/SS0672/Surgivet+Clearview+Silicone+Foley+Catheters
Telazol (chlorowodorek tyletaminy i chlorowodorek zolazepamu), roztwór do wstrzykiwań, 5 mlPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-801-4969https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078014969?omni=telazol
Standardowe ostrze laryngoskopowe Welch Allyn E-MacIntoshMFIMedical, San Diego, CA 92131WLA-69242https://mfimedical.com/products/welch-allyn-e-macintosh-standard-laryngoscope-blade?variant=12965771870285¤cy
=USD& utm_medium=product_sync
& utm_source=Google& utm_content
=sag_organic& utm_campaign=sag
_organic& gclid=Cj0KCQiAr8eqBhD
3ARIsAIe-buMhpgM96qRXkCUKA
6Mhmdat0p93JbecCGTaLStexhV
pkUVa9VkWUzgaAr-iEALw_wcB
Ksylazyna HCl 100 mg/ml, roztwór do wstrzykiwań, 50 mlPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-894-5244https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078945244
Yorkshire PigsOak Hill Genetics, Ewing, IL, USA138274Samica/samiec świni - Yorkshire/Landrace 81-100 funtów
https://www.adinstruments.com/products/labchart

Bibliografia

  1. Judge, E. P., et al. Anatomy and bronchoscopy of the porcine lung. A model for translational respiratory medicine. Am J Respir Cell Mol Biol. 51 (3), 334-343 (2014).
  2. Anna Bassols, C. P., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clin. Appl. 8, 715-731 (2014).
  3. Hughes, G. C., Post, M. J., Simons, M., Annex, B. H. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for preclinical trials of therapeutic angiogenesis. J Appl Physiol. 94 (5), 1689-1701 (2003).
  4. Tobin, M. J. Respiratory monitoring. JAMA. 264 (2), 244-251 (1990).
  5. Magnusdottir, S. O., et al. Hyperoxia affects the lung tissue: A porcine histopathological and metabolite study using five hours of apneic oxygenation. Metabol Open. 4, 100018(2019).
  6. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295 (3), 379-399 (2008).
  7. Alvis, B., et al. Respiratory non-invasive venous waveform analysis for assessment of respiratory distress in coronavirus disease 2019 patients: an observational study. Crit Care Explor. 3 (10), 0539(2021).
  8. Hultkvist-Bengtsson, U., Martensson, L. Oleic acid-induced injuries in the guinea-pig. Effects of allopurinol on cell dynamics, erythrocyte-catalase and uric acid plasma levels. Clin Exp Pharmacol Physiol. 18 (3), 127-130 (1991).
  9. Jacobs, B. R., Brilli, R. J., Ballard, E. T., Passerini, D. J., Smith, D. J. Aerosolized soluble nitric oxide donor improves oxygenation and pulmonary hypertension in acute lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 158 (5 Pt 1), 1536-1542 (1998).
  10. Lee, S. M., et al. microRNAs mediate oleic acid-induced acute lung injury in rats using an alternative injury mechanism. Mol Med Rep. 10 (1), 292-300 (2014).
  11. Rissel, R., et al. Bronchoalveolar lavage and oleic acid-injection in pigs as a double-hit model for acute respiratory distress syndrome (ARDS). J Vis Exp. 159, 61358(2020).
  12. Helen Chum, C. P. Endotracheal intubation in swine. Lab Animal. 41, 309(2012).
  13. Alessa, M. A., et al. Porcine as a training module for head and neck microvascular reconstruction. J Vis Exp. 139, 58104(2018).
  14. Higgs, Z. C., Macafee, D. A., Braithwaite, B. D., Maxwell-Armstrong, C. A. The Seldinger technique: 50 years on. Lancet. 366 (9494), 1407-1409 (2005).
  15. Wise, E. S., et al. Hemodynamic parameters in the assessment of fluid status in a porcine hemorrhage and resuscitation model. Anesthesiology. 134 (4), 607-616 (2021).
  16. Riedinger, M. S., Shellock, F. G., Swan, H. J. Reading pulmonary artery and pulmonary capillary wedge pressure waveforms with respiratory variations. Heart Lung. 10 (4), 675-678 (1981).
  17. Holliman, C. J., Kenfield, K., Nutter, E., Saffle, J. R., Warden, G. D. Technique for acute suprapubic catheterization of urinary bladder in the pig. Am J Vet Res. 43 (6), 1056-1057 (1982).
  18. Borges, A. M., et al. Challenges and perspectives in porcine model of acute lung injury using oleic acid. Pulm Pharmacol Ther. 59, 101837(2019).
  19. Mutch, W. A., et al. Biologically variable ventilation increases arterial oxygenation over that seen with positive end-expiratory pressure alone in a porcine model of acute respiratory distress syndrome. Crit Care Med. 28 (7), 2457-2464 (2000).
  20. Boker, A., et al. Improved arterial oxygenation with biologically variable or fractal ventilation using low tidal volumes in a porcine model of acute respiratory distress syndrome. Am J Respir Crit Care Med. 165 (4), 456-462 (2002).
  21. Josan, E., Pastis, N., Shaman, Z. Ultrasound guided pulmonary artery catheter insertion: An alternative to fluoroscopic guidance. Respir Med Case Rep. 38, 101678(2022).
  22. Weinberg, L., et al. Video fluoroscopy for positioning of pulmonary artery catheters in patients undergoing cardiac surgery. J Cardiothorac Vasc Anesth. 29 (6), 1511-1516 (2015).
  23. NHLBI N. Clinical network mechanical ventilation protocol summary. , ardsnet.org (2023).
  24. Alvis, B., et al. Noninvasive Venous waveform analysis correlates with pulmonary capillary wedge pressure and predicts 30-day admission in patients with heart failure undergoing right heart catheterization. J Card Fail. 28 (12), 1692-1702 (2022).
  25. Alvis, B. D., et al. Non-invasive venous waveform analysis (NIVA) for monitoring blood loss in human blood donors and validation in a porcine hemorrhage model. J Clin Anesth. 61, 109664(2020).
  26. Hocking, K. M., et al. Evaluation of common clinical and hemodynamic parameters to pulmonary capillary wedge pressures in patients undergoing right heart catheterization. Medical Research Archives: European Society of Medicine. 10, (2022).
  27. Sobey, J. H., et al. Non-invasive venous waveform analysis (NIVA) for volume assessment during complex cranial vault reconstruction: A proof-of-concept study in children. PLOS One. 15 (7), 0235933(2020).
  28. Carreau, A., El Hafny-Rahbi, B., Matejuk, A., Grillon, C., Kieda, C. Why is the partial oxygen pressure of human tissues a crucial parameter? Small molecules and hypoxia. J Cell Mol Med. 15 (6), 1239-1253 (2011).
  29. Rogers, K. M., McCutcheon, K. Four steps to interpreting arterial blood gases. J Perioper Pract. 25 (3), 46-52 (2015).
  30. Brown, S. M., et al. Nonlinear Imputation of PaO2/FiO2 from SpO2/FiO2 among patients with acute respiratory distress syndrome. Chest. 150 (2), 307-313 (2016).
  31. Sileshi, B., et al. Peripheral venous waveform analysis for detecting early hemorrhage: a pilot study. Intensive Care Med. 41 (6), 1147-1148 (2015).
  32. Eecen, C. M. W., Kooter, A. J. J. Pulse oximetry: principles, limitations and practical applications. Ned Tijdschr Geneeskd. 165, 5891(2021).
  33. Sinex, J. E. Pulse oximetry: principles and limitations. Am J Emerg Med. 17 (1), 59-67 (1999).
  34. Chan, E. D., Chan, M. M., Chan, M. M. Pulse oximetry: understanding its basic principles facilitates appreciation of its limitations. Respir Med. 107 (6), 789-799 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Świński model oddechowyinfuzja kwasu oleinowegocewnik tętnicy płucnejwentylacja mechanicznakaniulacja żyły szyjnejmonitorowanie hemodynamiczneklinowe ciśnienie zaklinowania w tętnicy płucnejanaliza kształtu fali żylnejhistologia płuc
Świński model ostrej niewydolności oddechowej z ciągłym wlewem kwasu oleinowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.