Method Article

Mikrotłoczenie: wygodny proces wytwarzania mikrokanalików na mikrofluidyce na bazie papieru nanocelulozowego

DOI:

10.3791/65965

⸱

October 6th, 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Advanced Technology, Xi’an Jiaotong - Liverpool University, 2Department of Electrical Engineering and Electronics, University of Liverpool, 3State Key Laboratory for Manufacturing Systems Engineering, Xi'an Jiaotong University, 4School of Intelligent Manufacturing and Smart Transportation, Suzhou City University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje prosty proces, który wykorzystuje wygodne plastikowe mikro-formy do prostych operacji mikrotłoczenia w celu wytworzenia mikrokanałów na nanofibrylowanym papierze celulozowym, osiągając minimalną szerokość 200 μm.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nanopapier, pochodzący z nanofibrylowanej celulozy, wzbudził duże zainteresowanie jako obiecujący materiał do zastosowań mikroprzepływowych. Jego atrakcyjność polega na szeregu doskonałych właściwości, w tym wyjątkowo gładkiej powierzchni, wyjątkowej przezroczystości optycznej, jednolitej matrycy z nanowłókien o porowatości w skali nano oraz konfigurowalnych właściwościach chemicznych. Pomimo szybkiego rozwoju mikrofluidyki opartej na nanopapierze, obecne techniki stosowane do tworzenia mikrokanalików na nanopapierze, takie jak druk 3D, powlekanie natryskowe lub ręczne cięcie i montaż, które są kluczowe dla praktycznych zastosowań, nadal mają pewne ograniczenia, w szczególności podatność na zanieczyszczenia. Ponadto metody te są ograniczone do produkcji kanałów o rozmiarach milimetrowych. Badanie to przedstawia prosty proces, który wykorzystuje wygodne plastikowe mikroformy do prostych operacji mikrowytłaczania w celu wytworzenia mikrokanałów na nanopapierze, osiągając minimalną szerokość 200 μm. Opracowany mikrokanał przewyższa istniejące podejścia, osiągając czterokrotną poprawę i może być wyprodukowany w ciągu 45 minut. Ponadto zoptymalizowano parametry produkcyjne, a dla twórców aplikacji udostępniono wygodną tabelę skróconych odniesień. Zademonstrowano dowód słuszności koncepcji mieszalnika laminarnego, generatora kropel i funkcjonalnych urządzeń analitycznych opartych na nanopapierze (NanoPADs) zaprojektowanych do wykrywania rodaminy B przy użyciu spektroskopii Ramana wzmocnionej powierzchniowo. Warto zauważyć, że NanoPADy wykazały się wyjątkową wydajnością przy ulepszonych granicach wykrywalności. Te znakomite wyniki można przypisać doskonałym właściwościom optycznym nanopapieru i niedawno opracowanej dokładnej metodzie mikrotłoczenia, która umożliwia integrację i precyzyjne dostrojenie NanoPADs.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostatnio, nanofibrylowany papier celulozowy (NFC) (nanopapier) okazał się bardzo obiecującym materiałem podłoża do różnych zastosowań, takich jak elastyczna elektronika, urządzenia energetyczne i biomedycyna1,2,3,4. Pochodzący z naturalnych roślin nanopapier jest opłacalny, biokompatybilny i biodegradowalny, co czyni go atrakcyjną alternatywą dla tradycyjnego papieru celulozowego5,6. Jego wyjątkowe właściwości obejmują ultragładką powierzchnię o chropowatości powierzchni poniżej 25 nm oraz gęstą strukturę matrycy celulozowej, co pozwala na tworzenie wysoce ustrukturyzowanych nanostruktur7. Obfite grupy hydroksylowe nanopapieru przyczyniają się do jego zwartej i szczelnie upakowanej struktury nanocelulozowej8. Nanopapier charakteryzuje się doskonałą przezroczystością optyczną i minimalnym zamgleniem optycznym, dzięki czemu doskonale nadaje się do czujników optycznych. Dodatkowo, jego naturalna hydrofilowość umożliwia przepływ bez pompy, nawet przy grubej strukturze, zapewniając autonomiczny ruch płynu9,10. Nanoceluloza ma różnorodne zastosowania w czujnikach biologicznych, przewodzących urządzeniach elektronicznych, platformach do hodowli komórkowych, superkondensatorach, bateriach i innych, pokazując swoją wszechstronność i potencjał11,12. Nanoceluloza jest szczególnie obiecująca dla papierowych analitycznych urządzeń mikroprzepływowych (μPAD), oferując wyjątkowe zalety w porównaniu z konwencjonalnym bibułą chromatograficzną.

W ciągu ostatniej dekady, μPADy zyskały znaczną uwagę ze względu na swoją przystępność cenową, biokompatybilność, bezpompową pracę i łatwość produkcji13,14. Urządzenia te okazały się skutecznymi narzędziami diagnostycznymi w miejscu opieki nad pacjentem, szczególnie w warunkach ograniczonych zasobów15,16,17. Znaczącym postępem w tej dziedzinie było opracowanie druku woskowego, zapoczątkowanego przez George'a Whitesidesa18 i Bingcheng Lin group19, umożliwiającego tworzenie funkcjonalnych μPAD poprzez włączenie mikrokanałów na bibułce chromatograficznej. Następnie μPADs szybko ewoluowały, a różne techniki biodetekcji, w tym metody elektrochemiczne20, chemiluminescence21 oraz test immunoenzymatyczny (ELISA)22,23,24, zostały z powodzeniem wdrożone do wykrywania różnych biomarkerów, takich jak białka25,26, DNAs27,28, RNAs29,30, oraz exosomes31. Pomimo tych osiągnięć, μPAD nadal borykają się z wyzwaniami, takimi jak niskie prędkości przepływu i parowanie rozpuszczalników.

Zaproponowano kilka metod tworzenia mikrokanałów na nanopapierze32,33,34. Jedno z podejść polega na drukowaniu 3D składników ofiarnych w materiale, ale wymaga to powłoki hydrofobowej, która ogranicza pracę bez pompy33. Inna technika polega na ręcznym układaniu warstw kanałów między arkuszami nanopapieru za pomocą kleju, co jest pracochłonne32. Alternatywnie, natryskowe powlekanie włókien nanocelulozowych na wstępnie wzorzyste formy może tworzyć mikrokanały, ale wiąże się to z czasochłonnym i kosztownym przygotowaniem formy34. Warto zauważyć, że metody te są ograniczone do mikrokanałów w skali milimetrowej, co ogranicza zalety urządzeń mikroprzepływowych w zakresie zużycia objętości odczynnika i integracji. Opracowanie prostego procesu modelowania mikrokanałów na nanopapierze z rozdzielczością w skali mikrometrowej pozostaje wyzwaniem.

To badanie przedstawia unikalną metodę modelowania mikrokanałów na nanopapierze, opartą na praktycznym mikrotłoczeniu. Podejście to ma kilka zalet w porównaniu z istniejącymi metodami, ponieważ nie wymaga drogiego ani specjalistycznego sprzętu, jest proste, opłacalne i bardzo dokładne. Wypukła forma mikrokanałowa jest wytwarzana przez cięcie laserowe folii z politetrafluoroetylenu (PTFE), znanej ze swojej obojętności chemicznej i właściwości nieprzywierających. Ta forma jest następnie używana do wytłaczania mikrokanalików na membranie żelowej z nanopapieru. Na wierzch nakłada się drugą warstwę żelu z nanopapieru, aby utworzyć zamknięte puste kanały. Korzystając z tej techniki modelowania, opracowywane są podstawowe urządzenia mikroprzepływowe na nanopapierze, w tym mieszalnik laminarny i generator kropel. Ponadto zademonstrowano wytwarzanie nanoPAD do mikroskopii Ramanowskiej ze wzmocnieniem powierzchniowym (SERS). Tworzenie in situ substratu SERS na bazie nanocząstek srebra osiąga się poprzez wprowadzenie do kanałów dwóch odczynników chemicznych (AgNO3 i NaBH4), co skutkuje niezwykłą wydajnością przy niskich granicach wykrywalności (LOD).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Proces mikrotłoczenia do wzorowania mikrokanałów na nanopapierze

  1. Przygotowanie formy
    UWAGA: Zapoznaj się z Yuan et al.12, aby uzyskać szczegółowe informacje na temat przygotowania formy.
    1. Przygotuj folię PTFE zgodnie ze wskazaniami w tabeli materiałów.
    2. Wytnij laserowo przygotowaną folię PTFE, aby uzyskać wypukłą formę mikrokanałową (Rysunek 1A-I).
      UWAGA: Wymiary formy PTFE określają wymiary mikrokanału ( Rysunek 2E,F) w liniowej relacji funkcji pierwszego rzędu.
  2. Przygotowanie nanopapieru
    1. Rozpuść 4,0 g (2,2,6,6-tetrametylopipiperydyno-1-ylo)oksylo)oksylooksylo-oksylowego (TEMPO) utlenionego żelu NFC (patrz tabela materiałów) w wodzie destylowanej (końcowe stężenie 0,1% wag.).
    2. Mocno mieszać zawiesinę o sile 120,8 x g przez 30 minut w temperaturze pokojowej, aż nie będą widoczne kłaczki celulozy.
    3. Przefiltruj próżniowo przezroczystą zawiesinę, aby uzyskać żel z nanopapieru (Rysunek 1A-II).
      UWAGA: W tym przykładzie średnica otrzymanego żelu z nanopapieru wynosi 4 cm. NanoPAD-y można dostosować do różnych zastosowań, wybierając urządzenia do filtracji ssącej o różnych promieniach, co umożliwia projektowanie NanoPAD w różnych skalach.
  3. Tłoczenie żelu z nanopapieru
    1. Umieść formę PTFE na powierzchni żelu z nanopapieru.
    2. Wytłaczaj żel z nanopapieru (Rysunek 1A-III) za pomocą formy PTFE za pomocą gorącej prasy przez 10 minut za każdym razem pod zoptymalizowanym ciśnieniem i temperaturą (Rysunek 2A-D).
      UWAGA: Wyższe ciśnienie tłoczenia (od 250 kPa do 1000 kPa) poprawia dokładność wytwarzania, ale nie powinno przekraczać 1000 kPa, aby zapobiec uszkodzeniu struktury celulozy. Wyższe temperatury tłoczenia (25-100 °C) zwiększają dokładność mikrokanałów, sprzyjając odwodnieniu i odwęgleniu, ale temperatury nie powinny przekraczać 75 °C, aby uniknąć marszczenia się żelu i zmniejszonej przepuszczalności światła7. W tym przykładzie zoptymalizowane parametry tłoczenia wynosiły 750 kPa i 75 °C.
  4. Uwalnianie formy
    1. Oderwij dodatkową warstwę żelu z nanobibuły filtracyjnej od membrany filtracyjnej (Rysunek 1A-IV).
  5. Klejenie
    1. Przymocuj oderwaną warstwę na wierzchu wytłoczonej warstwy żelu z nanopapieru, układając dwie warstwy, aby utworzyć pustą strukturę mikrokanalików (Rysunek 1A-V).
      UWAGA: Silniejsze wiązanie wodorowe w "żelopodobnym" nanopapierze w porównaniu z zawiesiną włókien i suszonym nanopapierem zwiększa splątanie i adhezję włókien nanocelulozowych. W związku z tym dwie warstwy "żelopodobnego" nanopapieru mogą ściśle się łączyć poprzez samoczynną dyfuzję bez użycia siły zewnętrznej.
  6. suszenie
    1. Umieść dwie warstwy żelu z nanopapieru w piecu suszącym w temperaturze 75 °C na około 30 minut (Rysunek 1A-VI).

2. Budowa podstawowych urządzeń mikroprzepływowych

  1. Budowa mieszalnika laminarnego
    1. Przygotuj NanoPADy z prostymi i zakrzywionymi kanałami (Rysunek 3A) zgodnie z krokiem 1.
      UWAGA: W tym przykładzie wymiary kanałów to 1 mm szerokości i 50 μm głębokości.
    2. Dodaj jednocześnie czerwone i niebieskie kropelki w strefach wlotowych, umożliwiając automatyczny przepływ przez pusty kanał.
      UWAGA: Pomyślny niezależny przepływ roztworów czerwonego i niebieskiego w kanale prostym i ich mieszanie na końcu kanału zakrzywionego można przypisać niskiej liczbie warstw Reynoldsa w urządzeniach mikroprzepływowych i przepływowi promieniowemu wywołanemu naprężeniem ścinającym35.
  2. Budowa generatora kropel
    1. Przygotuj dwuwlotowe NanoPADy z kanałem T-junction (Rysunek 3D) zgodnie z krokiem 1.
    2. Wprowadź wodę i heksadekan (olej), dwie niemieszające się ciecze, do dwóch stref wlotowych kanału T-junction, aby wytworzyć kropelki (Rysunek 3E).
      UWAGA: W tym przykładzie wymiary kanału trójnika to 1 mm szerokości, 25 mm długości i 50 μm głębokości.
    3. Ustal prędkość Q1 na 6 μL/min, a prędkość Q2 na n × Q1 (n = 1-6). Użyj dwóch pomp strzykawkowych i ustaw je na powyższą prędkość, aby wtryskiwać wodę i olej. To zachowanie jest regulowane przez jedno proste równanie skalowania (podane poniżej).
      UWAGA: W tym przykładzie olej i kolorowa woda zostały wlane do kanału36.
      figure-protocol-1
      Gdzie α = 1, β = 1, L to długość, W to szerokość kropli, a Q1 i Q2 to odpowiednio natężenia przepływu wody i heksadekanu37,38.

3. Wzrost AgNP in situ

  1. Przygotowanie NanoPADów
    1. Przygotuj dwuwlotowe NanoPADy ze zbieżną strefą wykrywania (Rysunek 4A) zgodnie z krokiem 1.
  2. Proces dalszej adsorpcji warstwy jonowej i procesu reakcji
    1. Przygotować roztwór 20 mM AgNO3 i roztwór 20 mM NaBH4 (patrz tabela materiałów).
    2. Wrzuć 5 μl 20 mM roztworu AgNO3 do lewej strefy wlotowej kanału przepływowego.
    3. Pozostawić roztwór AgNO3 w strefie reakcji przez 30 s.
      UWAGA: Powtórz kroki 3.2.2. oraz 3.2.3. pięciokrotnie, aby zapewnić równomierny rozkład AgNP bez aglomeracji, co może wyjaśniać wyższą intensywność pasma.
    4. Wrzuć 5 μl wody destylowanej do lewej strefy wlotowej kanału przepływowego w celu spłukiwania.
      UWAGA: Powtórz krok 3.2.4. trzykrotnie, aby zapewnić usunięcie nadmiaru, niezasorbowanych jonów Ag poprzez mycie.
    5. Dodać 5 μl roztworu 20 mM NaBH4 do prawej strefy wlotowej kanału przepływowego.
      UWAGA: Powtórz krok 3.2.5. aż do momentu, gdy AgNP zostaną równomiernie wytworzone w strefie reakcji. Reakcje chemiczne zachodzące w kroku 3 są reprezentowane przez następujący wzór39:
      figure-protocol-2

      W tym przykładzie gęste, jednolite, dobrze ustrukturyzowane macierze AgNP zostały utworzone na NanoPADach (Rysunek 4B). Średnia średnica AgNP wynosiła 55 nm (Rysunek 4C).

4. Pomiar SERS

  1. Przygotowanie systemu spektroskopii Ramana
    1. Włącz laser i uruchom dołączone oprogramowanie do spektrometru Ramana (patrz Tabela materiałów).
    2. Zastosuj obiektyw 50x do ustawiania ostrości i zbierania sygnałów Ramana oraz laser 532 nm do wzbudzenia.
    3. Ustaw rozdzielczość spektralną na 2 cm-1, aby uzyskać dokładny pomiar. Ustaw zakres pomiaru widma Ramana od 400 cm-1 do 600 cm−1.
    4. Skalibruj spektrometr Ramana za pomocą płytki krzemowej12.
      UWAGA: Wykonaj krok 4.1. dla kroku 4.2.
  2. Pomiar rodaminy B (RhB)
    1. Rozpuścić 4,7 mg RhB (patrz tabela materiałów) w 10 ml etanolu, aby przygotować 1 mM roztwór RhB.
    2. Przygotować serię roztworów RhB o stężeniach w zakresie od 10 μM do 0,1 pM, rozcieńczając roztwór 1 mM RhB w etanolu.
    3. Dodać 5 μl roztworu RhB do strefy wlotowej kanału NanoPADs i pozostawić do wyschnięcia.
      UWAGA: Powtórz krok 4.2.3. dla roztworów RhB o różnych stężeniach wskazanych w kroku 4.2.2.
    4. Ustaw czas wzbudzenia na 10 s, kratę na 2 cm−1, a liczbę cykli na 1. Ustaw zakres pomiaru widma Ramana od 500 cm-1 do 1800 cm−1.
    5. Wyreguluj indywidualnie zgrubnego ostrości i precyzyjnego ustawiania ostrości, aby uzyskać właściwą ostrość, a następnie kliknij stop, aby zapisać pozycję.
    6. Kliknij start, aby rozpocząć pomiar.
    7. Powtórz pomiary siedem razy i zapisz zebrane dane.
    8. Wyłącz laser.
  3. analiza danych
    1. Zaimportuj zapisane dane do oprogramowania do analizy danych (patrz tabela materiałów).
    2. Oblicz średnie widmo na podstawie zapisanych danych.
    3. Wybierz opcję pochylenia linii, aby wykreślić widma Ramana.
    4. Użyj narzędzia Analizator szczytów, aby ustawić linię bazową widm.
    5. Zastosuj funkcję Proces Sygnał - Wygładzanie, aby wygładzić widma w celu uzyskania ostatecznych wyników.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Unikalna metoda tworzenia wzorów mikrokanałowych na nanopapierze została opracowana przy użyciu praktycznych plastikowych mikro-form dzięki wygodnej technice mikrotłoczenia. Warto zauważyć, że metoda ta umożliwia tworzenie wzorców mikrokanałowych w skali tak małej jak 200 μm, co stanowi czterokrotną poprawę w porównaniu z istniejącymi metodami32,33,34. Po dopracowaniu parametrów wzoru, dostarczone wytyczne wykazują doskonałą pow...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Głównym celem tego badania jest opracowanie prostej metody wytwarzania mikrokanalików na nanopapierze. Aby sprostać temu wyzwaniu, opracowano wydajną technikę wytłaczania przy użyciu PTFE jako formy12. Optymalizując temperaturę i ciśnienie wytłaczania, przeprowadzono szereg eksperymentów w celu ustalenia niezawodnego procesu wytwarzania NanoPADs. Ponadto zademonstrowano wykorzystanie skróconej tabeli referencyjnej w celu dostosowania zastosowań NanoPAD w różnych dziedzinach. Chociaż ta metoda jest...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują za wsparcie finansowe ze strony programów Fundacji Nauk Przyrodniczych Szkolnictwa Wyższego Jiangsu (22KJB460033) oraz Jiangsu Science and Technology Programme - Young Scholar (BK20200251). Prace te są również częściowo wspierane przez Centrum Badawcze Uniwersytetu AI XJTLU, Centrum Badań Inżynieryjnych Prowincji Jiangsu w zakresie nauki o danych i obliczeń kognitywnych w XJTLU oraz platformę innowacji SIP AI (YZCXPT2022103). Docenia się również wsparcie ze strony Państwowego Laboratorium Kluczowego ds. Inżynierii Systemów Produkcyjnych w ramach otwartego projektu (SKLMS2023019) oraz Kluczowego Laboratorium Inżynierii Bionicznej Ministerstwa Edukacji.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
AgNO3 Hushi (Szanghaj, Chiny)7761-88-8>99%
EtanolHushi (Szanghaj, Chiny)64-17-5>99%
HexadecaneMacklin (Szanghaj, Chiny)544-76-3>99%
Oprogramowanie LabSpecHoriba (Japonia)LabSpec5
MelamineMacklin (Szanghaj, Chiny)108-78-1>99%
NaBH4Aladdin (Szanghaj, Chiny)16940-66-2>99%
Oprogramowanie laboratoryjne OriginOriginLab (USA)
Politereftalan etylenu (PET) Myers Industries (Akron, USA)
Folie politetrafluoroetylenoweShenzhen Huashenglong plastic material Co., Ltd. (Shenzhen, Chiny)Membrana
filtracyjna PVDFEMD Millipore Corporation (USA)VVLP04700Wielkość porów: 0,1 μ m
Spektrometr RamanaHoriba (Japonia)Xplo RA
Rhodamine BMacklin (Szanghaj, Chiny)81-88-9>95%
Skaningowa mikroskopia elektronowa (SEM)FEI (USA)Scios 2 HiVac
Wafel krzemowyHoriba (Japonia)Średnica: 5 mm
Zawiesina NFC utleniona TEMPOUniwersytet Nauki i Technologiiw Tianjin1,0% wag. w stanie stałym, poziom karboksylanu 2,0 mmol/g w stanie stałym, średnia średnica nanowłókien: 10 nm
z folii teflonowej

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zhu, H., Fang, Z., Preston, C., Li, Y., Hu, L. Transparent paper: fabrications, properties, and device applications. Energy & Environmental Science. 7 (1), 269-287 (2013).
  2. Nogi, M., Iwamoto, S., Nakagaito, A. N., Yano, H. Optically transparent nanofiber paper. Advanced Materials. 21 (16), 1595-1598 (2009).
  3. Li, X., et al. Three-dimensional sulfated bacterial cellulose/gelatin composite scaffolds for culturing hepatocytes. Cyborg and Bionic Systems. 4, 0021(2023).
  4. Barhoum, A., Samyn, P., Öhlund, T., Dufresne, A. Review of recent research on flexible multifunctional nanopapers. Nanoscale. 9 (40), 15181-15205 (2017).
  5. Dufresne, A. Nanocellulose: a new ageless bionanomaterial. Materials Today. 16 (6), 220-227 (2013).
  6. Martin-Martinez, F. J. Designing nanocellulose materials from the molecular scale. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (28), 7174-7175 (2018).
  7. Sehaqui, H., Liu, A., Zhou, Q., Berglund, L. A. Fast preparation procedure for large, flat cellulose and cellulose/inorganic nanopaper structures. Biomacromolecules. 11 (9), 2195-2198 (2010).
  8. Fang, Z., et al. Novel nanostructured paper with ultrahigh transparency and ultrahigh haze for solar cells. Nano Letters. 14 (2), 765-773 (2014).
  9. Zheng, G., et al. Nanostructured paper for flexible energy and electronic devices. MRS Bulletin. 38 (4), 320-325 (2013).
  10. Chen, L., Ying, B., Song, P., Liu, X. A nanocellulose-paper-based sers multiwell plate with high sensitivity and high signal homogeneity. Advanced Materials Interfaces. 6 (24), 1901346(2019).
  11. Koga, H., et al. Transparent, conductive, and printable composites consisting of tempo-oxidized nanocellulose and carbon nanotube. Biomacromolecules. 14 (4), 1160-1165 (2013).
  12. Yuan, W., et al. Facile microembossing process for microchannel fabrication for nanocellulose-paper-based microfluidics. ACS Applied Materials & Interfaces. 15 (5), 6420-6430 (2023).
  13. Rolland, J. P., Mourey, D. A. Paper as a novel material platform for devices. MRS Bulletin. 38 (4), 299-305 (2013).
  14. Martinez, A. W., Phillips, S. T., Butte, M. J., Whitesides, G. M. Patterned paper as a platform for inexpensive, low-volume, portable bioassays. Angewandte Chemie International Edition. 46 (8), 1318-1320 (2007).
  15. Chin, C. D., Linder, V., Sia, S. K. Lab-on-a-chip devices for global health: past studies and future opportunities. Lab on a Chip. 7 (1), 41-57 (2006).
  16. Chin, C. D., et al. Microfluidics-based diagnostics of infectious diseases in the developing world. Nature Medicine. 17 (8), 1015-1019 (2011).
  17. Martinez, A. W., Phillips, S. T., Whitesides, G. M., Carrilho, E. Diagnostics for the developing world: microfluidic paper-based analytical devices. Analytical Chemistry. 82 (1), 3-10 (2010).
  18. Carrilho, E., Martinez, A. W., Whitesides, G. M. Understanding wax printing: a simple micropatterning process for paper-based microfluidics. Analytical Chemistry. 81 (16), 7091-7095 (2009).
  19. Lu, Y., Shi, W., Qin, J., Lin, B. Fabrication and characterization of paper-based microfluidics prepared in nitrocellulose membrane by wax printing. Analytical Chemistry. 82 (1), 329-335 (2010).
  20. Li, X., Zhao, C., Liu, X. A paper-based microfluidic biosensor integrating zinc oxide nanowires for electrochemical glucose detection. Microsystems & Nanoengineering. 1 (1), 1-7 (2015).
  21. Nie, Z., et al. Electrochemical sensing in paper-based microfluidic devices. Lab on a Chip. 10 (4), 477-483 (2010).
  22. Cai, T., et al. A paper-based microfluidic analytical device with a highly integrated on-chip valve for autonomous ELISA. 2022 IEEE 35th International Conference on Micro Electro Mechanical Systems Conference (MEMS). , 271-274 (2022).
  23. Murdock, R. C., et al. Optimization of a paper-based ELISA for a human performance biomarker). Analytical Chemistry. 85 (23), 11634-11642 (2013).
  24. Cheng, C. M., et al. Paper-based ELISA. Angewandte Chemie. 122 (28), 4881-4884 (2010).
  25. Holstein, C. A., et al. Immobilizing affinity proteins to nitrocellulose: a toolbox for paper-based assay developers. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 408 (5), 1335-1346 (2016).
  26. Tenda, K., et al. Paper-based antibody detection devices using bioluminescent bret-switching sensor proteins. Angewandte Chemie International Edition. 57 (47), 15369-15373 (2018).
  27. Gong, M. M., Nosrati, R., San Gabriel, M. C., Zini, A., Sinton, D. Direct DNA Analysis with paper-based ion concentration polarization. Journal of the American Chemical Society. 137 (43), 13913-13919 (2015).
  28. Gan, W., et al. A filter paper-based microdevice for low-cost, rapid, and automated DNA extraction and amplification from diverse sample types. Lab on a Chip. 14 (19), 3719-3728 (2014).
  29. Liu, Y., et al. Fluorescent paper-based analytical devices for ultra-sensitive dual-type RNA detections and accurate gastric cancer screening. Biosensors and Bioelectronics. 197, 113781(2022).
  30. Yuan, H., et al. Microfluidic-assisted Caenorhabditis elegans sorting: current status and future prospects. Cyborg and Bionic Systems. 4, 0011(2023).
  31. Kim, H., et al. Origami-paper-based device for microvesicle/exosome preconcentration and isolation. Lab on a Chip. 19 (23), 3917-3921 (2019).
  32. Ying, B., et al. NanoPADs and nanoFACEs: an optically transparent nanopaper-based device for biomedical applications. Lab on a Chip. 20 (18), 3322-3333 (2020).
  33. Shin, S., Hyun, J. Matrix-assisted three-dimensional printing of cellulose nanofibers for paper microfluidics. ACS Applied Materials & Interfaces. 9 (31), 26438-26446 (2017).
  34. Browne, C., Garnier, G., Batchelor, W. Moulding of micropatterned nanocellulose films and their application in fluid handling. Journal of Colloid and Interface Science. 587, 162-172 (2021).
  35. Paul, R., et al. Shear stress related blood damage in laminar couette flow. Artificial Organs. 27 (6), 517-529 (2003).
  36. Thuo, M. M., et al. Fabrication of low-cost paper-based microfluidic devices by embossing or cut-and-stack methods. Chemistry of Materials. 26 (14), 4230-4237 (2014).
  37. Garstecki, P., Fuerstman, M. J., Stone, H. A., Whitesides, G. M. Formation of droplets and bubbles in a microfluidic T-junction-scaling and mechanism of break-up. Lab on a Chip. 6 (3), 437-446 (2006).
  38. Nisisako, T., Torii, T., Higuchi, T. Droplet formation in a microchannel network. Lab on a Chip. 2 (1), 24-26 (2002).
  39. Wang, Y., Zhang, X., Wen, G., Liang, A., Jiang, Z. Facile synthesis of a highly SERS active nanosilver sol using microwaves and its application in the detection of E. coli using Victoria blue B as a molecular probe. Analytical Methods. 8 (24), 4881-4887 (2016).
  40. Pham, T. T. H., Dien, N. D., Vu, X. H. Facile synthesis of silver/gold alloy nanoparticles for ultra-sensitive rhodamine B detection. RSC Advances. 11 (35), 21475-21488 (2021).
  41. Li, D., Li, D. W., Li, Y., Fossey, J. S., Long, Y. T. Cyclic electroplating and stripping of silver on Au@SiO2 core/shell nanoparticles for sensitive and recyclable substrate of surface-enhanced Raman scattering. Journal of Materials Chemistry. 20 (18), 3688-3693 (2010).
  42. Sun, C. H., Wang, M. L., Feng, Q., Liu, W., Xu, C. X. Surface-enhanced Raman scattering (SERS) study on Rhodamine B adsorbed on different substrates. Russian Journal of Physical Chemistry A. 89 (2), 291-296 (2015).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Nanocellulose PaperMicroembossing ProcessMicrofluidic DevicesMicrochannel FabricationNanopaper MicrofluidicsSurface Enhanced RamanMicrochannel PatterningPTFE MoldLaminar MixerDroplet Generator

Related Articles