Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mikrotłoczenie: wygodny proces wytwarzania mikrokanalików na mikrofluidyce na bazie papieru nanocelulozowego

2.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65965

⸱

6 października 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Advanced Technology, Xi’an Jiaotong - Liverpool University, 2Department of Electrical Engineering and Electronics, University of Liverpool, 3State Key Laboratory for Manufacturing Systems Engineering, Xi'an Jiaotong University, 4School of Intelligent Manufacturing and Smart Transportation, Suzhou City University

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje prosty proces, który wykorzystuje wygodne plastikowe mikro-formy do prostych operacji mikrotłoczenia w celu wytworzenia mikrokanałów na nanofibrylowanym papierze celulozowym, osiągając minimalną szerokość 200 μm.

Streszczenie

Nanopapier, pochodzący z nanofibrylowanej celulozy, wzbudził duże zainteresowanie jako obiecujący materiał do zastosowań mikroprzepływowych. Jego atrakcyjność polega na szeregu doskonałych właściwości, w tym wyjątkowo gładkiej powierzchni, wyjątkowej przezroczystości optycznej, jednolitej matrycy z nanowłókien o porowatości w skali nano oraz konfigurowalnych właściwościach chemicznych. Pomimo szybkiego rozwoju mikrofluidyki opartej na nanopapierze, obecne techniki stosowane do tworzenia mikrokanalików na nanopapierze, takie jak druk 3D, powlekanie natryskowe lub ręczne cięcie i montaż, które są kluczowe dla praktycznych zastosowań, nadal mają pewne ograniczenia, w szczególności podatność na zanieczyszczenia. Ponadto metody te są ograniczone do produkcji kanałów o rozmiarach milimetrowych. Badanie to przedstawia prosty proces, który wykorzystuje wygodne plastikowe mikroformy do prostych operacji mikrowytłaczania w celu wytworzenia mikrokanałów na nanopapierze, osiągając minimalną szerokość 200 μm. Opracowany mikrokanał przewyższa istniejące podejścia, osiągając czterokrotną poprawę i może być wyprodukowany w ciągu 45 minut. Ponadto zoptymalizowano parametry produkcyjne, a dla twórców aplikacji udostępniono wygodną tabelę skróconych odniesień. Zademonstrowano dowód słuszności koncepcji mieszalnika laminarnego, generatora kropel i funkcjonalnych urządzeń analitycznych opartych na nanopapierze (NanoPADs) zaprojektowanych do wykrywania rodaminy B przy użyciu spektroskopii Ramana wzmocnionej powierzchniowo. Warto zauważyć, że NanoPADy wykazały się wyjątkową wydajnością przy ulepszonych granicach wykrywalności. Te znakomite wyniki można przypisać doskonałym właściwościom optycznym nanopapieru i niedawno opracowanej dokładnej metodzie mikrotłoczenia, która umożliwia integrację i precyzyjne dostrojenie NanoPADs.

Wprowadzenie

Ostatnio, nanofibrylowany papier celulozowy (NFC) (nanopapier) okazał się bardzo obiecującym materiałem podłoża do różnych zastosowań, takich jak elastyczna elektronika, urządzenia energetyczne i biomedycyna1,2,3,4. Pochodzący z naturalnych roślin nanopapier jest opłacalny, biokompatybilny i biodegradowalny, co czyni go atrakcyjną alternatywą dla tradycyjnego papieru celulozowego5,6. Jego wyjątkowe właściwości obejmują ultragładką powierzchnię o chropowatości powierzchni poniżej 25 nm oraz gęstą strukturę matrycy celulozowej, co pozwala na tworzenie wysoce ustrukturyzowanych nanostruktur7. Obfite grupy hydroksylowe nanopapieru przyczyniają się do jego zwartej i szczelnie upakowanej struktury nanocelulozowej8. Nanopapier charakteryzuje się doskonałą przezroczystością optyczną i minimalnym zamgleniem optycznym, dzięki czemu doskonale nadaje się do czujników optycznych. Dodatkowo, jego naturalna hydrofilowość umożliwia przepływ bez pompy, nawet przy grubej strukturze, zapewniając autonomiczny ruch płynu9,10. Nanoceluloza ma różnorodne zastosowania w czujnikach biologicznych, przewodzących urządzeniach elektronicznych, platformach do hodowli komórkowych, superkondensatorach, bateriach i innych, pokazując swoją wszechstronność i potencjał11,12. Nanoceluloza jest szczególnie obiecująca dla papierowych analitycznych urządzeń mikroprzepływowych (μPAD), oferując wyjątkowe zalety w porównaniu z konwencjonalnym bibułą chromatograficzną.

W ciągu ostatniej dekady, μPADy zyskały znaczną uwagę ze względu na swoją przystępność cenową, biokompatybilność, bezpompową pracę i łatwość produkcji13,14. Urządzenia te okazały się skutecznymi narzędziami diagnostycznymi w miejscu opieki nad pacjentem, szczególnie w warunkach ograniczonych zasobów15,16,17. Znaczącym postępem w tej dziedzinie było opracowanie druku woskowego, zapoczątkowanego przez George'a Whitesidesa18 i Bingcheng Lin group19, umożliwiającego tworzenie funkcjonalnych μPAD poprzez włączenie mikrokanałów na bibułce chromatograficznej. Następnie μPADs szybko ewoluowały, a różne techniki biodetekcji, w tym metody elektrochemiczne20, chemiluminescence21 oraz test immunoenzymatyczny (ELISA)22,23,24, zostały z powodzeniem wdrożone do wykrywania różnych biomarkerów, takich jak białka25,26, DNAs27,28, RNAs29,30, oraz exosomes31. Pomimo tych osiągnięć, μPAD nadal borykają się z wyzwaniami, takimi jak niskie prędkości przepływu i parowanie rozpuszczalników.

Zaproponowano kilka metod tworzenia mikrokanałów na nanopapierze32,33,34. Jedno z podejść polega na drukowaniu 3D składników ofiarnych w materiale, ale wymaga to powłoki hydrofobowej, która ogranicza pracę bez pompy33. Inna technika polega na ręcznym układaniu warstw kanałów między arkuszami nanopapieru za pomocą kleju, co jest pracochłonne32. Alternatywnie, natryskowe powlekanie włókien nanocelulozowych na wstępnie wzorzyste formy może tworzyć mikrokanały, ale wiąże się to z czasochłonnym i kosztownym przygotowaniem formy34. Warto zauważyć, że metody te są ograniczone do mikrokanałów w skali milimetrowej, co ogranicza zalety urządzeń mikroprzepływowych w zakresie zużycia objętości odczynnika i integracji. Opracowanie prostego procesu modelowania mikrokanałów na nanopapierze z rozdzielczością w skali mikrometrowej pozostaje wyzwaniem.

To badanie przedstawia unikalną metodę modelowania mikrokanałów na nanopapierze, opartą na praktycznym mikrotłoczeniu. Podejście to ma kilka zalet w porównaniu z istniejącymi metodami, ponieważ nie wymaga drogiego ani specjalistycznego sprzętu, jest proste, opłacalne i bardzo dokładne. Wypukła forma mikrokanałowa jest wytwarzana przez cięcie laserowe folii z politetrafluoroetylenu (PTFE), znanej ze swojej obojętności chemicznej i właściwości nieprzywierających. Ta forma jest następnie używana do wytłaczania mikrokanalików na membranie żelowej z nanopapieru. Na wierzch nakłada się drugą warstwę żelu z nanopapieru, aby utworzyć zamknięte puste kanały. Korzystając z tej techniki modelowania, opracowywane są podstawowe urządzenia mikroprzepływowe na nanopapierze, w tym mieszalnik laminarny i generator kropel. Ponadto zademonstrowano wytwarzanie nanoPAD do mikroskopii Ramanowskiej ze wzmocnieniem powierzchniowym (SERS). Tworzenie in situ substratu SERS na bazie nanocząstek srebra osiąga się poprzez wprowadzenie do kanałów dwóch odczynników chemicznych (AgNO3 i NaBH4), co skutkuje niezwykłą wydajnością przy niskich granicach wykrywalności (LOD).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Proces mikroprasowania w celu tworzenia wzorów mikrokanałów na nanopapierze

  1. Przygotowanie formy
    UWAGA: Szczegółowe informacje na temat przygotowania formy znajdują się w pracy Yuan et al.12.
    1. Przygotować folię PTFE zgodnie z opisem w Tablicy materiałów.
    2. Wyciąć laserowo przygotowaną folię PTFE, aby wykonać formę wypukłego mikrokanału (Rysunek 1A-I).
      UWAGA: Wymiary formy PTFE określają wymiary mikrokanału (Rysunek 2E,F) w relacji liniowej funkcji pierwszego rzędu.
  2. Przygotowanie nanopapieru
    1. Rozproszyć 4,0 g żelu NFC utlenionego (2,2,6,6-tetrametylopiperydyn-1-ylo)tlenkiem (TEMPO) (patrz Tablica materiałów) w wodzie destylowanej (końcowe stężenie 0,1% masowych).
    2. Intensywnie mieszać zawiesinę przy 120,8 x g przez 30 min w temperaturze pokojowej, aż do momentu, gdy nie będą widoczne kłaczki celulozy.
    3. Przefiltrować klarowną zawiesinę pod próżnią, aby uzyskać żel nanopapierowy (Rysunek 1A-II).
      UWAGA: W tym przykładzie średnica otrzymanego żelu nanopapierowego wynosi 4 cm. NanoPADy można dostosować do różnych zastosowań poprzez dobór urządzeń do filtracji ssącej o różnych promieniach, co umożliwia projektowanie NanoPADów w różnych skalach.
  3. Tłoczenie żelu nanopapierowego
    1. Umieścić formę PTFE na powierzchni żelu nanopapierowego.
    2. Wytłoczyć żel nanopapierowy (Rysunek 1A-III) za pomocą formy PTFE w prasie na gorąco przez 10 min przy zoptymalizowanym ciśnieniu i temperaturze (Rysunek 2A-D).
      UWAGA: Wyższe ciśnienie tłoczenia (od 250 kPa do 10 kPa) poprawia dokładność wykonania, ale nie powinno przekraczać 10 kPa, aby zapobiec uszkodzeniu struktury celulozy. Wyższe temperatury tłoczenia (25-10 °C) zwiększają dokładność mikrokanałów poprzez wspomaganie dehydratacji i dekarburyzacji, jednak temperatury nie powinny przekraczać 75 °C, aby uniknąć marszczenia żelu i zmniejszenia przenikalności światła7. W tym przykładzie zoptymalizowane parametry tłoczenia wynosiły 750 kPa i 75 °C.
  4. Usuwanie formy
    1. Oddzielić dodatkową warstwę żelu nanopapierowego od membrany filtracyjnej (Rysunek 1A-IV).
  5. Łączenie
    1. Przystawić oddzieloną warstwę na wierzch wytłoczonej warstwy żelu nanopapierowego, nakładając dwie warstwy na siebie w celu stworzenia pustej struktury mikrokanału (Rysunek 1A-V).
      UWAGA: Silniejsze wiązania wodorowe w nanopapierze „żelowym” w porównaniu do zawiesiny włókien i wysuszonego nanopapieru zwiększają splątanie i adhezję włókien nanocelulozy. W rezultacie dwie warstwy nanopapieru „żelowego” mogą trwale połączyć się poprzez samodzielną dyfuzję bez użycia siły zewnętrznej.
  6. Suszenie
    1. Umieścić dwie warstwy żelu nanopapierowego w suszarce w temperaturze 75 °C przez około 30 min (Rysunek 1A-VI).

2. Budowa podstawowych urządzeń mikrofluidycznych

  1. Konstrukcja mieszalnika laminarnego
    1. Przygotować NanoPADs z kanałami prostymi i zakrzywionymi (Rycina 3A), postępując zgodnie z krokiem 1.
      UWAGA: W tym przykładzie wymiary kanałów wynoszą 1 mm szerokości i 50 µm głębokości.
    2. Wprowadzić jednocześnie czerwone i niebieskie krople do stref wlotowych, umożliwiając automatyczny przepływ przez pusty kanał.
      UWAGA: Pomyślny niezależny przepływ roztworów czerwonego i niebieskiego koloru w kanale prostym oraz ich mieszanie się na końcu kanału zakrzywionego można przypisać niskiej liczbie Reynoldsa warstw w urządzeniach mikroprzepływowych oraz przepływowi radialnemu indukowanemu przez naprężenia ścinające35.
  2. Konstrukcja generatora kropel
    1. Przygotować NanoPADs z dwoma wlotami i kanałem w kształcie litery T (Rycina 3D) zgodnie z krokiem 1.
    2. Wprowadzić wodę i heksadekan (olej), dwie ciecze niemieszalne, do stref dwuwlotowych kanału w kształcie litery T, aby wygenerować krople (Rycina 3E).
      UWAGA: W tym przykładzie wymiary kanału w kształcie litery T wynoszą 1 mm szerokości, 25 mm długości i 50 µm głębokości.
    3. Ustawić prędkość Q1 na 6 µL/min, a prędkość Q2 na n × Q1 (n = 1-6). Użyć dwóch pomp strzykawkowych i ustawić je na powyższe prędkości w celu wstrzyknięcia wody i oleju. Zachowanie to jest regulowane przez jedno proste równanie skalowania (podane poniżej).
      UWAGA: W tym przykładzie do kanału wlano olej i barwioną wodę36.
      figure-protocol-1
      Gdzie α = 1, β = 1, L to długość, W to szerokość kropli, a Q1 i Q2 to odpowiednio szybkości przepływu wody i heksadekanu37,38.

3. Wzrost AgNP in-situ

  1. Przygotowanie NanoPADs
    1. Przygotować NanoPADs z dwoma wlotami i zbieżną strefą detekcji (Rysunek 4A) zgodnie z krokiem 1.
  2. Proces sukcesywnej adsorpcji i reakcji warstw jonowych
    1. Przygotować roztwór 20 mM AgNO3 oraz roztwór 20 mM NaBH4 (patrz Tabela materiałów).
    2. Nanieść 5 µL roztworu 20 mM AgNO3 do lewej strefy wlotowej kanału przepływowego.
    3. Pozostawić roztwór AgNO3 w strefie reakcyjnej na 30 s.
      UWAGA: Powtórzyć kroki 3.2.2. i 3.2.3. pięciokrotnie, aby zapewnić jednorodny rozkład AgNPs bez aglomeracji, co mogłoby wyjaśnić wyższą intensywność prążka.
    4. Nanieść 5 µL wody destylowanej do lewej strefy wlotowej kanału przepływowego w celu przemycia.
      UWAGA: Powtórzyć krok 3.2.4. trzykrotnie, aby zapewnić usunięcie nadmiaru niezaadsorbowanych jonów Ag poprzez płukanie.
    5. Dodać 5 µL roztworu 20 mM NaBH4 do prawej strefy wlotowej kanału przepływowego.
      UWAGA: Powtarzać krok 3.2.5. aż do momentu równomiernego wytworzenia AgNPs w strefie reakcyjnej. Reakcje chemiczne zachodzące w kroku 3 są przedstawione za pomocą następującego wzoru39:
      figure-protocol-2

      W tym przykładzie na NanoPADs utworzono gęste, jednorodne i dobrze ustrukturyzowane macierze AgNP (Rysunek 4B). Średnia średnica AgNPs wynosiła 5 nm (Rysunek 4C).

4. Pomiar SERS

  1. Przygotowanie systemu spektroskopii Ramanowskiej
    1. Włączyć laser i uruchomić oprogramowanie towarzyszące spektrometrze Ramanowskiemu (patrz Tabela materiałów).
    2. Użyć obiektywu 50x do ogniskowania i zbierania sygnałów Ramanowskich oraz lasera 532 nm do wzbudzenia.
    3. Ustawić rozdzielczość spektralną na 2 cm-1 dla dokładnego pomiaru. Ustawić zakres pomiaru widma Ramanowskiego od 40 cm-1 do 60 cm−1.
    4. Zkalibrować spektrometr Ramanowski za pomocą płytki krzemowej12.
      UWAGA: Wykonać krok 4.1. przed krokiem 4.2.
  2. Pomiar rodaminy B (RhB)
    1. Rozpuścić 4,7 mg RhB (patrz Tabela materiałów) w 10 mL etanolu w celu przygotowania 1 mM roztworu RhB.
    2. Przygotować serię roztworów RhB o stężeniach od 10 µM do 0,1 pM poprzez rozcieńczenie 1 mM roztworu RhB w etanolu.
    3. Nanieść 5 µL roztworu RhB na strefę wlotową kanału NanoPADs i pozostawić do wyschnięcia.
      UWAGA: Powtórzyć krok 4.2.3. dla roztworów RhB o różnych stężeniach wskazanych w kroku 4.2.2.
    4. Ustawić czas wzbudzenia na 10 s, siatkę na 2 cm−1 oraz liczbę cykli na 1. Ustawić zakres pomiaru widma Ramanowskiego od 50 cm-1 do 180 cm−1.
    5. Indywidualnie dostroić śrubę grubego i precyzyjnego ustawiania ostrości, aby uzyskać właściwy fokus, a następnie kliknąć stop, aby zapisać pozycję.
    6. Kliknąć start, aby rozpocząć pomiar.
    7. Powtórzyć pomiary siedem razy i zapisać zebrane dane.
    8. Wyłączyć laser.
  3. Analiza danych
    1. Zaimportować zapisane dane do oprogramowania do analizy danych (patrz Tabela materiałów).
    2. Obliczyć średnie widmo z zapisanych danych.
    3. Wybrać opcję line draft, aby wykreślić widma Ramanowskie.
    4. Użyć narzędzia Peak analyzer do ustawienia linii bazowej widm.
    5. Zastosować funkcję Signal process - Smooth w celu wygładzenia widm dla wyników końcowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opracowano unikalną metodę tworzenia wzorów mikrokanałów na nanopapierze, wykorzystującą praktyczne plastikowe mikroformy za pomocą wygodnej techniki mikroprasowania. Co istotne, metoda ta pozwala na uzyskanie wzorów mikrokanałów w skali aż do 20 µm, co stanowi czterokrotną poprawę w porównaniu z istniejącymi metodami32,3,34. Po optymalizacji parametrów tworzenia wzorów, przedstawione wytyczne wykazują doskonałą powtarzalność w ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Głównym celem tego badania jest opracowanie prostej metody wytwarzania mikrokanalików na nanopapierze. Aby sprostać temu wyzwaniu, opracowano wydajną technikę wytłaczania przy użyciu PTFE jako formy12. Optymalizując temperaturę i ciśnienie wytłaczania, przeprowadzono szereg eksperymentów w celu ustalenia niezawodnego procesu wytwarzania NanoPADs. Ponadto zademonstrowano wykorzystanie skróconej tabeli referencyjnej w celu dostosowania zastosowań NanoPAD w różnych dziedzinach. Chociaż ta metoda jest...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują za wsparcie finansowe ze strony programów Fundacji Nauk Przyrodniczych Szkolnictwa Wyższego Jiangsu (22KJB460033) oraz Jiangsu Science and Technology Programme - Young Scholar (BK20200251). Prace te są również częściowo wspierane przez Centrum Badawcze Uniwersytetu AI XJTLU, Centrum Badań Inżynieryjnych Prowincji Jiangsu w zakresie nauki o danych i obliczeń kognitywnych w XJTLU oraz platformę innowacji SIP AI (YZCXPT2022103). Docenia się również wsparcie ze strony Państwowego Laboratorium Kluczowego ds. Inżynierii Systemów Produkcyjnych w ramach otwartego projektu (SKLMS2023019) oraz Kluczowego Laboratorium Inżynierii Bionicznej Ministerstwa Edukacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AgNO3 Hushi (Szanghaj, Chiny)7761-88-8>99%
EtanolHushi (Szanghaj, Chiny)64-17-5>99%
HexadecaneMacklin (Szanghaj, Chiny)544-76-3>99%
Oprogramowanie LabSpecHoriba (Japonia)LabSpec5
MelamineMacklin (Szanghaj, Chiny)108-78-1>99%
NaBH4Aladdin (Szanghaj, Chiny)16940-66-2>99%
Oprogramowanie laboratoryjne OriginOriginLab (USA)
Politereftalan etylenu (PET) Myers Industries (Akron, USA)
Folie politetrafluoroetylenoweShenzhen Huashenglong plastic material Co., Ltd. (Shenzhen, Chiny)Membrana
filtracyjna PVDFEMD Millipore Corporation (USA)VVLP04700Wielkość porów: 0,1 μ m
Spektrometr RamanaHoriba (Japonia)Xplo RA
Rhodamine BMacklin (Szanghaj, Chiny)81-88-9>95%
Skaningowa mikroskopia elektronowa (SEM)FEI (USA)Scios 2 HiVac
Wafel krzemowyHoriba (Japonia)Średnica: 5 mm
Zawiesina NFC utleniona TEMPOUniwersytet Nauki i Technologiiw Tianjin1,0% wag. w stanie stałym, poziom karboksylanu 2,0 mmol/g w stanie stałym, średnia średnica nanowłókien: 10 nm
z folii teflonowej

Bibliografia

  1. Zhu, H., Fang, Z., Preston, C., Li, Y., Hu, L. Transparent paper: fabrications, properties, and device applications. Energy & Environmental Science. 7 (1), 269-287 (2013).
  2. Nogi, M., Iwamoto, S., Nakagaito, A. N., Yano, H. Optically transparent nanofiber paper. Advanced Materials. 21 (16), 1595-1598 (2009).
  3. Li, X., et al. Three-dimensional sulfated bacterial cellulose/gelatin composite scaffolds for culturing hepatocytes. Cyborg and Bionic Systems. 4, 0021(2023).
  4. Barhoum, A., Samyn, P., Öhlund, T., Dufresne, A. Review of recent research on flexible multifunctional nanopapers. Nanoscale. 9 (40), 15181-15205 (2017).
  5. Dufresne, A. Nanocellulose: a new ageless bionanomaterial. Materials Today. 16 (6), 220-227 (2013).
  6. Martin-Martinez, F. J. Designing nanocellulose materials from the molecular scale. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (28), 7174-7175 (2018).
  7. Sehaqui, H., Liu, A., Zhou, Q., Berglund, L. A. Fast preparation procedure for large, flat cellulose and cellulose/inorganic nanopaper structures. Biomacromolecules. 11 (9), 2195-2198 (2010).
  8. Fang, Z., et al. Novel nanostructured paper with ultrahigh transparency and ultrahigh haze for solar cells. Nano Letters. 14 (2), 765-773 (2014).
  9. Zheng, G., et al. Nanostructured paper for flexible energy and electronic devices. MRS Bulletin. 38 (4), 320-325 (2013).
  10. Chen, L., Ying, B., Song, P., Liu, X. A nanocellulose-paper-based sers multiwell plate with high sensitivity and high signal homogeneity. Advanced Materials Interfaces. 6 (24), 1901346(2019).
  11. Koga, H., et al. Transparent, conductive, and printable composites consisting of tempo-oxidized nanocellulose and carbon nanotube. Biomacromolecules. 14 (4), 1160-1165 (2013).
  12. Yuan, W., et al. Facile microembossing process for microchannel fabrication for nanocellulose-paper-based microfluidics. ACS Applied Materials & Interfaces. 15 (5), 6420-6430 (2023).
  13. Rolland, J. P., Mourey, D. A. Paper as a novel material platform for devices. MRS Bulletin. 38 (4), 299-305 (2013).
  14. Martinez, A. W., Phillips, S. T., Butte, M. J., Whitesides, G. M. Patterned paper as a platform for inexpensive, low-volume, portable bioassays. Angewandte Chemie International Edition. 46 (8), 1318-1320 (2007).
  15. Chin, C. D., Linder, V., Sia, S. K. Lab-on-a-chip devices for global health: past studies and future opportunities. Lab on a Chip. 7 (1), 41-57 (2006).
  16. Chin, C. D., et al. Microfluidics-based diagnostics of infectious diseases in the developing world. Nature Medicine. 17 (8), 1015-1019 (2011).
  17. Martinez, A. W., Phillips, S. T., Whitesides, G. M., Carrilho, E. Diagnostics for the developing world: microfluidic paper-based analytical devices. Analytical Chemistry. 82 (1), 3-10 (2010).
  18. Carrilho, E., Martinez, A. W., Whitesides, G. M. Understanding wax printing: a simple micropatterning process for paper-based microfluidics. Analytical Chemistry. 81 (16), 7091-7095 (2009).
  19. Lu, Y., Shi, W., Qin, J., Lin, B. Fabrication and characterization of paper-based microfluidics prepared in nitrocellulose membrane by wax printing. Analytical Chemistry. 82 (1), 329-335 (2010).
  20. Li, X., Zhao, C., Liu, X. A paper-based microfluidic biosensor integrating zinc oxide nanowires for electrochemical glucose detection. Microsystems & Nanoengineering. 1 (1), 1-7 (2015).
  21. Nie, Z., et al. Electrochemical sensing in paper-based microfluidic devices. Lab on a Chip. 10 (4), 477-483 (2010).
  22. Cai, T., et al. A paper-based microfluidic analytical device with a highly integrated on-chip valve for autonomous ELISA. 2022 IEEE 35th International Conference on Micro Electro Mechanical Systems Conference (MEMS). , 271-274 (2022).
  23. Murdock, R. C., et al. Optimization of a paper-based ELISA for a human performance biomarker). Analytical Chemistry. 85 (23), 11634-11642 (2013).
  24. Cheng, C. M., et al. Paper-based ELISA. Angewandte Chemie. 122 (28), 4881-4884 (2010).
  25. Holstein, C. A., et al. Immobilizing affinity proteins to nitrocellulose: a toolbox for paper-based assay developers. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 408 (5), 1335-1346 (2016).
  26. Tenda, K., et al. Paper-based antibody detection devices using bioluminescent bret-switching sensor proteins. Angewandte Chemie International Edition. 57 (47), 15369-15373 (2018).
  27. Gong, M. M., Nosrati, R., San Gabriel, M. C., Zini, A., Sinton, D. Direct DNA Analysis with paper-based ion concentration polarization. Journal of the American Chemical Society. 137 (43), 13913-13919 (2015).
  28. Gan, W., et al. A filter paper-based microdevice for low-cost, rapid, and automated DNA extraction and amplification from diverse sample types. Lab on a Chip. 14 (19), 3719-3728 (2014).
  29. Liu, Y., et al. Fluorescent paper-based analytical devices for ultra-sensitive dual-type RNA detections and accurate gastric cancer screening. Biosensors and Bioelectronics. 197, 113781(2022).
  30. Yuan, H., et al. Microfluidic-assisted Caenorhabditis elegans sorting: current status and future prospects. Cyborg and Bionic Systems. 4, 0011(2023).
  31. Kim, H., et al. Origami-paper-based device for microvesicle/exosome preconcentration and isolation. Lab on a Chip. 19 (23), 3917-3921 (2019).
  32. Ying, B., et al. NanoPADs and nanoFACEs: an optically transparent nanopaper-based device for biomedical applications. Lab on a Chip. 20 (18), 3322-3333 (2020).
  33. Shin, S., Hyun, J. Matrix-assisted three-dimensional printing of cellulose nanofibers for paper microfluidics. ACS Applied Materials & Interfaces. 9 (31), 26438-26446 (2017).
  34. Browne, C., Garnier, G., Batchelor, W. Moulding of micropatterned nanocellulose films and their application in fluid handling. Journal of Colloid and Interface Science. 587, 162-172 (2021).
  35. Paul, R., et al. Shear stress related blood damage in laminar couette flow. Artificial Organs. 27 (6), 517-529 (2003).
  36. Thuo, M. M., et al. Fabrication of low-cost paper-based microfluidic devices by embossing or cut-and-stack methods. Chemistry of Materials. 26 (14), 4230-4237 (2014).
  37. Garstecki, P., Fuerstman, M. J., Stone, H. A., Whitesides, G. M. Formation of droplets and bubbles in a microfluidic T-junction-scaling and mechanism of break-up. Lab on a Chip. 6 (3), 437-446 (2006).
  38. Nisisako, T., Torii, T., Higuchi, T. Droplet formation in a microchannel network. Lab on a Chip. 2 (1), 24-26 (2002).
  39. Wang, Y., Zhang, X., Wen, G., Liang, A., Jiang, Z. Facile synthesis of a highly SERS active nanosilver sol using microwaves and its application in the detection of E. coli using Victoria blue B as a molecular probe. Analytical Methods. 8 (24), 4881-4887 (2016).
  40. Pham, T. T. H., Dien, N. D., Vu, X. H. Facile synthesis of silver/gold alloy nanoparticles for ultra-sensitive rhodamine B detection. RSC Advances. 11 (35), 21475-21488 (2021).
  41. Li, D., Li, D. W., Li, Y., Fossey, J. S., Long, Y. T. Cyclic electroplating and stripping of silver on Au@SiO2 core/shell nanoparticles for sensitive and recyclable substrate of surface-enhanced Raman scattering. Journal of Materials Chemistry. 20 (18), 3688-3693 (2010).
  42. Sun, C. H., Wang, M. L., Feng, Q., Liu, W., Xu, C. X. Surface-enhanced Raman scattering (SERS) study on Rhodamine B adsorbed on different substrates. Russian Journal of Physical Chemistry A. 89 (2), 291-296 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Proces mikroprzebitowaniaurządzenia mikrofluidycznewytwarzanie mikrokanałówmikrofluidyka na nanopapierzewzmocniona powierzchnią spektroskopia Ramanowskawzorcowanie mikrokanałówforma z PTFEmieszalnik laminarnygenerator kropel
Mikrotłoczenie: wygodny proces wytwarzania mikrokanalików na mikrofluidyce na bazie papieru nanocelulozowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.