Artykuł metodologiczny

Oczyszczanie biogazu poprzez zastosowanie systemu mikroalgo-bakteryjnego w półprzemysłowych stawach z glonami o wysokiej zawartości

3.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65968

⸱

22 marca 2024

 ,  ,  , 
1Instituto de Ingeniería, Ciudad Universitaria, Universidad Nacional Autónoma de México, 2Granos y Servicios Integrales

W tym artykule

Podsumowanie

Zanieczyszczenie powietrza wpływa na jakość życia wszystkich organizmów. W tym miejscu opisujemy zastosowanie biotechnologii mikroalg do oczyszczania biogazu (jednoczesne usuwanie dwutlenku węgla i siarkowodoru) oraz produkcji biometanu poprzez półprzemysłowe otwarte stawy glonów o wysokiej szybkości, a następnie analizę skuteczności oczyszczania, pH, rozpuszczonego tlenu i wzrostu mikroalg.

Streszczenie

W ostatnich latach pojawiło się wiele technologii oczyszczania biogazu do biometanu. Oczyszczanie to pociąga za sobą zmniejszenie stężenia gazów zanieczyszczających, takich jak dwutlenek węgla i siarkowodór, w celu zwiększenia zawartości metanu. W tym badaniu zastosowaliśmy technologię hodowli mikroglonów do oczyszczania i oczyszczania biogazu wytwarzanego z odpadów organicznych z przemysłu trzody chlewnej w celu uzyskania gotowego do użycia biometanu. W celu uprawy i oczyszczania w San Juan de los Lagos w Meksyku zainstalowano dwa fotobioreaktory opowierzchni 22,2 m3 w połączeniu z systemem kolumn absorpcyjno-desorpcyjnych. Przetestowano kilka proporcji recyrkulacji cieczy do biogazu (L/G) w celu uzyskania najwyższej wydajności usuwania; Mierzono inne parametry, takie jak pH, tlen rozpuszczony (DO), temperatura i wzrost biomasy. Najbardziej efektywne L/G wynosiły 1,6 i 2,5, co skutkowało oczyszczonym wyciekiem biogazu o składzie odpowiednio 6,8% obj. i 6,6% obj. w CO2 oraz skuteczności usuwaniaH2S do 98,9%, a także utrzymaniem wartości zanieczyszczenia O2 poniżej 2% obj. Odkryliśmy, że pH w dużym stopniu determinuje usuwanie CO2 , bardziej niż L / G, podczas uprawy ze względu na jego udział w procesie fotosyntezy mikroalg i jego zdolność do zmiany pH po rozpuszczeniu ze względu na jego kwaśny charakter. DO, a temperatura oscylowała zgodnie z oczekiwaniami odpowiednio na podstawie jasnych i ciemnych naturalnych cykli fotosyntezy i pory dnia. Wzrost biomasy różnił się w zależności od podawania CO2 i składników odżywczych, a także zbioru w reaktorze; Tendencja ta pozostała jednak stabilna pod względem wzrostu.

Wprowadzenie

W ostatnich latach pojawiło się kilka technologii oczyszczania biogazu do biometanu, promując jego wykorzystanie jako paliwa niekopalnego, zmniejszając w ten sposób emisję metanu niemożliwą do usunięcia1. Zanieczyszczenie powietrza to problem, który dotyka większość światowej populacji, szczególnie na obszarach zurbanizowanych; Ostatecznie około 92% światowej populacji oddycha zanieczyszczonym powietrzem2. W Ameryce Łacińskiej wskaźniki zanieczyszczenia powietrza są głównie spowodowane stosowaniem paliw, przy czym w 2014 r. 48% zanieczyszczenia powietrza było spowodowane przez sektor produkcji energii elektrycznej i ciepła3.

W ostatnim dziesięcioleciu zaproponowano coraz więcej badań nad związkiem między zanieczyszczeniami w powietrzu a wzrostem śmiertelności, argumentując, że istnieje silna korelacja między oboma zestawami danych, szczególnie w populacjach dzieci.

Jako sposób na uniknięcie dalszego zanieczyszczania powietrza, zaproponowano kilka strategii; jedną z nich jest wykorzystanie odnawialnych źródeł energii, w tym turbin wiatrowych i ogniw fotowoltaicznych, które zmniejszają emisję CO2 do atmosfery4,5. Innym odnawialnym źródłem energii jest biogaz, produkt uboczny fermentacji beztlenowej materii organicznej, wytwarzany wraz z płynnym organicznym pofermentatem6. Gaz ten składa się z mieszaniny gazów, a ich proporcje zależą od źródła materii organicznej wykorzystywanej do fermentacji beztlenowej (osady ściekowe, obornik bydlęcy lub bioodpady rolno-przemysłowe). Generalnie proporcje te to CH4 (53%-70%vol), CO2 (30%-47%vol), N2 (0%-3%vol),H2O(5%-10%vol), O2 (0%-1%vol), H2S (0-10 000 ppmv), NH3 (0-100 ppmv), węglowodory (0-200 mg/m3) i siloksany (0-41 mg/m3)7,8,9, w którym społeczność naukowa jest zainteresowana metanem, ponieważ jest to odnawialny składnik energetyczny mieszaniny.

Jednak biogaz nie może być po prostu spalony w takiej postaci, w jakiej został uzyskany, ponieważ produkty uboczne reakcji mogą być szkodliwe i zanieczyszczające; rodzi to potrzebę uzdatniania i oczyszczania mieszaniny w celu zwiększenia procentu metanu i zmniejszenia reszty, zasadniczo przekształcając go w biometan10. Ten proces jest również znany jako uaktualnianie. Mimo że obecnie istnieją komercyjne technologie tego leczenia, technologie te mają kilka wad ekonomicznych i środowiskowych11,12,13. Na przykład systemy z węglem aktywnym i myciem wodą (ACF-WS), myciem wodą pod ciśnieniem (PWS), przenikaniem gazów (GPHR) i adsorpcją zmiennociśnieniową (PSA) mają pewne ekonomiczne lub inne wady wpływu na środowisko. Realną alternatywą (Rysunek 1) jest zastosowanie systemów biologicznych, takich jak te, które łączą mikroalgi i bakterie hodowane w fotobioreaktorach; Niektóre zalety to prostota konstrukcji i obsługi, niskie koszty operacyjne oraz przyjazne dla środowiska operacje i produkty uboczne10,13,14. Gdy biogaz jest oczyszczany do biometanu, ten ostatni może być używany jako substytut gazu ziemnego, a poferment może być wykorzystany jako źródło składników odżywczych wspomagających wzrost mikroalg w systemie10.

Metodą szeroko stosowaną w tej procedurze ulepszania jest hodowla mikroalg w fotoreaktorach z otwartymi torami bieżniowymi w połączeniu z kolumną absorpcyjną, ze względu na niższe koszty operacyjne i minimalny wymagany kapitał inwestycyjny6. Najczęściej używanym typem reaktora bieżniowego do tego zastosowania jest staw glonów o wysokiej szybkości (HRAP), który jest płytkim stawem bieżniowym, w którym cyrkulacja bulionu z glonów odbywa się za pomocą koła łopatkowego o małej mocy14. Reaktory te wymagają dużych powierzchni do ich instalacji i są bardzo podatne na zanieczyszczenie, jeśli są używane w warunkach zewnętrznych; w procesach oczyszczania biogazu zaleca się stosowanie warunków zasadowych (pH > 9,5) oraz stosowanie gatunków glonów, które rozwijają się w wyższych poziomach pH, w celu zwiększenia usuwania CO2 iH2S przy jednoczesnym uniknięciu zanieczyszczenia15,16.

To badanie miało na celu określenie efektywności uzdatniania biogazu i końcowej produkcji biometanu przy użyciu fotobioreaktorów HRAP w połączeniu z systemem kolumn absorpcyjno-desorpcyjnych i konsorcjum mikroalg.

Protokół

1. Konfiguracja systemu

UWAGA: Schemat orurowania i oprzyrządowania (P&ID) systemu opisanego w tym protokole jest pokazany w Rysunek 2.

  1. Konfiguracja reaktora
    1. Przygotuj grunt, wyrównując go i zagęszczając, aby poprawić stabilność reaktora.
    2. Na otwartym polu wykop dwa podłużne dołki i 3 m od końca, dalej wykop otwór o głębokości 3 m2 i 1 m (znany jako studnia napowietrzająca).
    3. Umieść dwa HRAP (Rysunek 3) w przestrzeni na metalowych podporach pokrytych geomembraną. Każdy reaktor musi mieć pojemność roboczą 22,2m3.
    4. Umieść pompę powietrza na reaktor o mocy 1728,42 watów (2,35 KM) w pobliżu punktu HRAP, w którym wykopano studnie napowietrzające.
    5. Zamocuj koło łopatkowe (poruszane silnikiem elektrycznym o mocy 1103,24 W [1,5 KM]) w poprzek reaktora, aby ułatwić kontakt między biomasą a mediami.
  2. Konfiguracja uzdatniania gazu (Rysunek 4)
    1. Zbuduj kolumnę desorpcyjną z 6-calową rurką z polichlorku winylu (PVC), w której prąd wlotowy wchodzi 2 m od zakrytej góry, a prąd wylotowy płynie od dołu (Rysunek 2).
    2. Ustawić zbiornik absorpcyjny (Vt: 2,55 m3), w którym prąd wlotowy gazu (biogaz nieoczyszczony) jest bąbelkowany od dołu przez 11 rurek dyfuzora i pochodzi z beztlenowej komory fermentacyjnej przez 4-calowy rurociąg PVC przechodzący przez dmuchawę biogazu, rotametr 1" i port do pobierania próbek, podczas gdy ciecz pochodzi z recyrkulacji mediów za kolumną desorpcyjną na dnie zbiornika. Wylot cieczy znajduje się z boku zbiornika. Transportuje on media wzbogacone w CO2 do kolumny kontroli poziomu, a gaz wychodzi z wylotu w górnej części zbiornika, który jest połączony z 1" rurociągiem PVC w celu odprowadzenia uzyskanego biometanu do palnika w celu jego ciągłego spalania (Rysunek 2).
    3. Podłączyć zbiornik absorpcyjny do kolumny desorpcyjnej za pomocą rurki PVC o średnicy 4 cali, przechodząc przez port do pobierania próbek między obiema operacjami ( Rysunek 2).
    4. Zbuduj kolumnę kontroli poziomu z 6-calową rurką PVC, w której wlot znajduje się na dole. Posiada dwa wyloty (sterowane przepustnicami), w zależności od potrzeb systemu; pierwsza z nich znajduje się na wysokości 2,5 m, a druga na wysokości 3 m nad ziemią (Rysunek 2).
    5. Podłączyć fotobioreaktory HRAP rurociągiem z PVC o średnicy 2 cali do kolumny desorpcyjnej o średnicy 6 cali, przechodząc przez recyrkulacyjną pompę odśrodkową (1103,24 wata [1,5 KM]) i rotametr 1" ( Rysunek 2).
    6. Podłączyć kolumnę kontroli poziomu przez rurkę PVC 4" do rurki PVC typu 40, przechodząc przez port pobierania próbek. Następnie podłącz go do części elastycznej rurki PVC, następnie kolejnej rurki PVC z harmonogramu 40, a na końcu 4-calowej rurki PVC, która otwiera się do fotobioreaktorów HRAP (Rysunek 2).
    7. Ustawić obejście kolumny desorpcyjnej za pomocą 2-calowego rurociągu PVC i podłączyć go do głównej rury przed portem pobierania próbek ( Rysunek 2).

2. Testowanie funkcjonalne systemu

  1. Recyrkulacyjna pompa odśrodkowa (1103,24 W [1,5 KM])
    1. Aby określić maksymalne natężenie przepływu pompy, należy zalać wnętrze na co najmniej 10 minut, aby uniknąć zasysania powietrza i uruchomić ją przy napięciu 230 V i 1 fazie.
    2. Przetestuj przepływ recyrkulacji, pozwalając mu przepłynąć przez rotametr 1".
  2. System bąbelkowania biogazu
    1. Aby określić siłę wymaganą do wytworzenia pęcherzyków w co najmniej słupie powietrza odpowiadającą 200 mbar, przetestuj co najmniej 3 dmuchawy o różnych mocach (485,52 watów [0,66 KM], 1838,74 watów [2,5 KM] i 3309,74 watów [4,5 KM]) poprzez wprowadzenie powietrza do zbiornika absorpcyjnego.
    2. Sprawdź wzrokowo wielkość i rozmieszczenie pęcherzyków powietrza wewnątrz zbiornika. W opisanych tutaj warunkach pracy przewidywana średnia średnica pęcherzyków wynosi 3 mm.

3. Inokulacja i wzrost w warunkach wewnętrznych

  1. Przenieść czysty szczep Arthrospira maxima z płytek agarowych do 15 ml wodnego podłoża mineralnego17 (NaHCO3 [10 g/L], Na3PO4 ·12H2O [0,033 g/L], NaNO3 [0,185 g/L], MgSO4 ·7H2O [0,014 g/L], FeSO4 ·7H2O [0,0008 g/L], NaCl [0,4 g/L]).
  2. Zwiększ hodowlę do 500 ml kolb z nieszkodliwym wodnym podłożem Jourdan, używając 100% objętości kolby i pozwól jej rosnąć w 12 godzinach światła / 12 godzinach ciemnych fotoperiodów przy użyciu lamp z diodami elektroluminescencyjnymi (LED) z urządzeniem do montażu powierzchniowego (SMD) 2835, zapewniając zimne światło o jasności 2000 lm i przy ciągłym mieszaniu przez bulgotanie powietrzem (0,3 l / min lub 0,6 vvm). (krok trwający około 1 miesiąca).
  3. Kontynuuj proces skalowania w górę, dodając 20% poprzedniej objętości do nowej objętości, aż do osiągnięcia 50 l.
  4. Dostosuj kulturę do naturalnych warunków świetlnych pracy i pożywki hodowlanej Jourdan w szklarni w przezroczystych workach o pojemności 50 l (krok trwający około 2 miesięcy).
  5. Kontynuuj skalowanie w tych warunkach do 5 m3 fotobioreaktorów HRAP (krok trwający około 2 miesięcy).

4. Uruchomienie operacyjne systemu w warunkach zewnętrznych

  1. Dodaj pełną objętość tych fotobioreaktorów HRAP o długości 5 m3 do fotobioreaktorów HRAP o powierzchni 13 m3 umieszczonych na zewnątrz i wypełnij resztę objętości pożywką hodowlaną Jourdan. Rozpocznij mieszanie za pomocą koła łopatkowego z prędkością 30 cm/s, uprawiając w trybie okresowym przez 15 dni lub do osiągnięcia 0,7 g/l (etap trwający około 1 miesiąca).
  2. Gdy wzrost osiągnie 0,7 g/l, przenieś objętość do roboczego 22,2 m3 HRAP, resztę napełnij pożywką Jourdan i ustaw koło łopatkowe na prędkość 30 cm/s. Pozwól biomasie rosnąć, aż osiągnie 0,7 g/l i pH 10; Po spełnieniu tych warunków należy rozpocząć pobieranie próbek i w razie potrzeby zbiory.
  3. Uruchom recyrkulację cieczy z fotobioreaktora HRAP do zbiornika absorpcyjnego o zmiennym przepływie, aby zwiększyć wydajność biomasy. Rozpocząć bulgotanie biogazu przy średnim przepływie 3,5 m3/h po 2 godzinach, aby dostarczyć węgiel nieorganiczny do hodowli. Zwróć uwagę na pH, ponieważ musi ono utrzymywać się powyżej 9,
    UWAGA: Przed przepuszczeniem medium przez zbiornik absorpcyjny należy zalać pompę odśrodkową opisaną powyżej.
  4. Dodawanie składników odżywczych: Monitoruj warunki składników odżywczych co tydzień przez cały zbiór i ogólny bilans azotu przy założeniu stanu ustalonego obliczonego w sposób pokazany:
    MNaNO3 = (Mbiomasa x 0,10)/0,12 [g]
    gdzie:
    MNaNO3 = masa azotanu sodu [g]
    MBiomasa = Zebrana biomasa [g]
    1.10: Uzysk masowy azotu/biomasy16 [g/g]
    1.12: Udział masowy azotu w azotanie sodu [g/g]
  5. Mając wyniki bilansu azotowego, przeformułuj pożywkę Jourdan, aby dodać proporcjonalną ilość Na3PO4·12H2O, MgSO4·7H2O i FeSO4·7H2O. Nie dodawać więcej wodorowęglanu sodu lub chlorku sodu.
    UWAGA: Rozpuść składniki odżywcze w czystej wodzie przed dodaniem ich do reaktorów.
  6. Monitoruj parowanie wody i dodawaj co tydzień, jeśli to konieczne.

5. Pobieranie próbek i analiza

  1. biogaz
    1. Pobrać próbkę biogazu z wylotu próbki przed zbiornikiem absorpcyjnym oraz z wylotu próbki za zbiornikiem, podłączając worek z polifluorku winylu o pojemności 10 l do wylotu za pomocą elastycznej rurki o odpowiedniej średnicy; umieścić każdy z nich w oddzielnych workach z polifluorku winylu.
    2. Skalibruj przenośny analizator gazów, ustawiając przetwornik ciśnienia na zero i czekając na stabilizację. Zrób to, naciskając Start, a następnie Dalej i łącząc przezroczystą rurkę i żółtą rurkę zgodnie z instrukcjami analizatora. Naciśnij Dalej i na końcu, Odczyty gazu.
    3. Podłączyć każdą próbkę znajdującą się w workach z polifluorku winylu do analizatora, nacisnąć przycisk Dalej i zmierzyć stężenia CH4, CO2, O2 iH2S jako % obj. z obu punktów układu.
    4. Określić stosunek objętościowej recyrkulacji cieczy do biogazu (L/G), dzieląc przepływ recyrkulacji cieczy przez przepływ produkcji biogazu. Obliczyć odpowiedni przepływ gazu (m3/h), który charakteryzuje się najwyższą skutecznością usuwania CO2 iH2S.
  2. Pomiar online warunków systemu (pH, tlen rozpuszczony, temperatura)
    1. Skalibruj wszystkie czujniki zgodnie ze specyfikacją producenta.
    2. Umieść czujnik pH, czujnik tlenu rozpuszczonego (DO) i czujnik temperatury w cieczy każdego HRAP.
      UWAGA: Aby zapoznać się z marką i specyfikacjami każdego z czujników, zapoznaj się z tabelą materiałów file.
    3. Podłącz czujniki pH i tlenu rozpuszczonego do urządzenia do gromadzenia danych składającego się z 64-bitowego procesora czterordzeniowego 1,4 GHz podłączonego do przenośnego ekranu, na którym znajduje się gotowy program w języku Python napisany w zintegrowanym środowisku programistycznym i edukacyjnym (IDLE) 2.7.
      1. Otwórz program za pomocą ekranu i wskaż przedziały czasowe do przechowywania każdego punktu danych (w tym przypadku co 2 minuty).
      2. Utwórz arkusz kalkulacyjny, w którym program będzie automatycznie przechowywał zebrane dane.
      3. Kliknij przycisk z napisem ON, wskazujący, że jest gotowy do rozpoczęcia przechowywania danych.
      4. Aby zatrzymać pobieranie danych, kliknij przycisk z napisem OFF.
      5. Aby pobrać informacje, podłącz uniwersalną magistralę szeregową (USB) i zaimportuj arkusz kalkulacyjny.
    4. Podłącz czujnik temperatury do termorejestratora, aby przechowywać dane zarejestrowane podczas eksperymentów.
  3. Krótkie testy eksploracyjne
    1. Określ najbardziej efektywną wartość L/G
      1. Reguluj przepływ dopływającego biogazu, aby wybrać wartość L/G do badania (0,5, 1, 1,5, 1,6, 2, 2,5, 3,3, 3,4).
      2. Mierzyć pH oraz stężenia wlotowe i wylotowe każdego gazu (CH4, CO2, H2S, O2, N2) na początku i co 15 minut przez godzinę (60 minut), używając przyrządów opisanych powyżej.
      3. Określ najbardziej wydajną L/G, porównując wartości wylotu i wybierz tę, która jest najwygodniejsza zgodnie z potrzebami eksperymentu.
    2. Zależność między L/G, pH i CO2
      1. Wybierz co najmniej dwa L/G do porównania.
      2. Dla każdego L/G mierzyć pH oraz stężenia CO2 na wlocie i wylocie orazH2S,O2 iN2 jako kontrolę na początku, co 15 minut przez 60 minut, a następnie co godzinę przez łącznie 5 godzin, używając przyrządów opisanych powyżej.
      3. Oblicz procentowy stopień usuwania CO2 za pomocą równania:
        Usuwanie %CO2 = ((CO2na wejściu - CO2na wyjściu)/(CO2na zewnątrz)) x 100
      4. Sporządź wykres wyników i porównaj zachowanie pH i CO2 dla każdego z badanych L/G.
  4. Krzywa kalibracyjna do korelacji masy biomasy na litr kultury w stosunku do absorbancji przy 750 nm18
    1. Spróbuj próbki kultury glonów, aby spróbować uzyskać absorbancję 1,0. Jeśli kultura ma absorbancję poniżej 1,0, należy pobrać wodę przez filtrację (filtr 0,45 μm) z próbki hodowli. Jeśli absorbancja jest większa niż 1, można ją zmniejszyć, dodając świeżą pożywkę hodowlaną.
    2. Przygotować pięć zawiesin komórek glonów za pomocą próbki i dodać świeżą pożywkę hodowlaną, w procentach objętościowo-objętościowych (V/V): 100%, 80%, 60%, 40% i 20%.
    3. Zmierzyć i zapisać absorbancję pięciu roztworów przy długości fali 750 nm za pomocą spektrofotometru przy użyciu kuwet z tworzywa sztucznego, w których świeżą pożywką hodowlaną jest próba ślepa.
    4. Oznaczyć masę biomasy na litr kultury każdej zawiesiny, filtrując 10 ml przez uprzednio zważony filtr 0,45 μm i susząc próbkę w eksykatorze krzemionkowym przez 24 godziny, a następnie 48 godzin, aby zapewnić stałą masę. Powtórz ten krok dla każdego z pięciu rozwiązań.
      UWAGA: Wyższa temperatura (powyżej 60 °C) nie jest zalecana do suszenia ze względu na utratę niektórych kluczowych związków, które mogą ulatniać się i zmieniać masę próbki.
    5. Po potwierdzeniu masy oblicz stężenie biomasy w reaktorze za pomocą równania:
      Stężenie biomasy = (Masa biomasy - waga filtra) x 1000/Objętość filtrowana [g/L]
    6. Wykonaj regresję liniową danych dotyczących masy biomasy w gramach na litr kultury w funkcji absorbancji zmierzonej przy 750 nm za pomocą arkusza kalkulacyjnego lub innego oprogramowania. Współczynnik regresji liniowej powinien być większy niż 0,95; W przeciwnym razie krzywa nie jest przydatna, a protokół należy powtórzyć.
      UWAGA: Jest ona opisana jako masa biomasy, a nie jako sucha masa, jak większość metod, ponieważ zastosowana metoda suszenia nie pozwala na całkowite usunięcie wody z próbki, pozostawiając zawartość wody mniejszą niż 5%19.
  5. Wzrost biomasy
    1. Monitoruj reaktory każdego dnia. Pobrać próbkę o objętości 1 litra od połowy odległości między kołem łopatkowym a jego powrotem z każdej kultury i przynieść ją do laboratorium.
    2. Sprawdź wzrost kolonii i czystość kultury pod mikroskopem.
    3. Zmierzyć i zapisać absorbancję próbek przy długości fali 750 nm za pomocą spektrofotometru, gdzie świeża pożywka hodowlana jest próbą ślepą.
    4. Porównaj z krzywą kalibracyjną, aby uzyskać szacowaną masę biomasy w gramach na litr.
    5. Rejestruj wzrost każdego reaktora bieżniowego.
  6. Produkcja biomasy - zbiór
    1. Monitoruj reaktory każdego dnia. Jeśli przyrost biomasy wzrośnie powyżej 0,7 g/l podczas pobierania próbek, konieczne jest zbiory.
    2. Na przemian między obydwoma HRAP umieść siatkę poliestrową na sekcji na jednym końcu reaktora i umieść koniec elastycznej rurki PVC w strumieniu cieczy, tak aby drugi koniec odprowadzał ciecz na wierzch siatki.
    3. Opróżnić od 4500 l do 7500 l (w zależności od nasycenia biomasą reaktora) na siatkę, utrzymując ciągły przepływ z powrotem do odpowiedniego HRAP. Biomasa zostanie zatrzymana na siatce.
    4. Aby zebrać plony, zdejmij siatkę z górnej części reaktora i umieść ją na innej powierzchni, aby zeskrobać biomasę i umieścić ją w lejku.
    5. Przepchnij biomasę przez lejek, aby utworzyć wydłużone kształty na wierzchu czystej i suchej siatki; umieść siatkę w ciepłym, zadaszonym pomieszczeniu (34-36 °C) na 48-72 godziny.
    6. Po wyschnięciu usuń biomasę z siatki i zważ ją. Oblicz stężenie zebranej biomasy w g/l za pomocą tych równań:
      Objętość spuszczonej cieczy = Natężenie przepływu pompy x Czas opróżniania [L]
      Stężenie zebranej biomasy = Masa biomasy zebranej biomasy/Objętość odsączonej cieczy [g/L]

Wyniki

Zgodnie z protokołem system został zbudowany, przetestowany i zaszczepiony. Warunki zostały zmierzone i zapisane, a próbki pobrane i przeanalizowane. Protokół był realizowany przez rok, rozpoczynając w październiku 2019 i trwając do października 2020. Należy zaznaczyć, że od tego momentu HRAPs będą określane jako RT3 i RT4.

Produktywność biometanu
W celu określenia warunków sprzyjających najwyższemu poziomowi H2S i CO2 usuwania i w konsekwencji najwyższego stężenia metanu, przetestowano kilka stosunków recyrkulacji cieczy do biogazu (L/G) w zakresie od 0,5 do 3,4. Wyniki te uzyskano w eksperymentach z czasem trwania co najmniej 60 min (1 h) ciągłego przedmuchiwania biogazem w okresie pomiędzy 25th września i 28th września. W trakcie tych testów mikroalgi wiązały CO2, a bakterie utleniały H2S, zagęszczając metan (CH4) i w zasadzie oczyszczanie mieszaniny gazów.

Biorąc pod uwagę średnią wydajność eliminacji CO2 całego systemu (objętość HRAP + objętość zbiornika = 24,75 m3) oraz stabilne stężenie biomasy wynoszące 0,8 g/L, oszacowano specyficzną szybkość wiązania, która wyniosła 65 mgCO2/gbiomass h, co jest wartością niższą od maksymalnej zgłaszanej teoretycznie (300 mgCO2/gbiomass h). Świadczy to o tym, że proces oczyszczania biogazu oparty na mikroalgach i bakteriach może zostać usprawniony.

Ogólnie rzecz biorąc, oczyszczanie biogazu charakteryzowało się zwiększoną skutecznością przy wyższych wartościach L/G, utrzymując wydajność usuwania H2S na poziomie 98% lub powyżej oraz wartości zawartości CO2 poniżej 7,5% obj. (Rysunek 5, Rysunek 6 oraz Rysunek 7). Jednak zanieczyszczenie biometanu O2 wynikające z fotosyntetycznej produkcji tego gazu było znacznie wyższe przy wyższych wartościach L/G, co może stanowić potencjalny problem w zastosowaniach komercyjnych, ponieważ zgodnie z prawem stężenia O2 muszą pozostać na dość niskim poziomie w celu zmniejszenia ryzyka wybuchu20. Innym powodem jest chęć uniknięcia obniżenia wartości opałowej poprzez rozcieńczenie O2. Można zatem argumentować, że wartości L/G wynoszące 1,6 i 2,5 reprezentują najbardziej efektywne wyniki ogółem, z koncentracjami CO2 między 6,6% obj. a 6,8% obj., CH4 na poziomie 87% obj. i O2 poniżej 1,5% obj., a także wydajnością usuwania H2S powyżej 98,5% (Rysunek 5, Rysunek 6 oraz Rysunek 7). Porównanie uzyskanych wartości procentowych z normami prawnymi przedstawiono w Tabeli 1.

Warto zauważyć, że przy stosunku recyrkulacji cieczy do biogazu wynoszącym 2 odnotowano wyższe stężenie CO2 (7,4% obj.), mimo że wartość ta mieści się między najskuteczniejszymi stosunkami L/G; można to przypisać temu, że testy przeprowadzono w reaktorze RT3 zamiast w RT4. W tym przypadku warunki były mniej korzystne dla usuwania CO2, prawdopodobnie ze względu na niższą koncentrację biomasy. Ogólnie średnia ilość produkowanego biometanu w tych warunkach wyniosła 20,68 m3/dobę, przy średnim natężeniu przepływu 4,14 m3/h.

Wyniki mogą się różnić w zależności od warunków wzrostu, rodzaju biogazu (syntetycznego lub rzeczywistego) oraz gatunku alg; na przykład Serejo i wsp.21 wykorzystali dwie syntetyczne mieszaniny biogazu symulujące mieszaninę gazów składającą się wyłącznie z CO2 i N2, aby porównać je z regularnym biogazem składającym się w 70%vol z CH4, 29,5%vol z CO2 i 0,5%vol z H2S, oczyszczając go w systemie kolumny absorpcyjnej HRAP o pojemności 180 L przy hodowli Chlorella vulgaris. W tej pracy Serejo testuje również różne stosunki L/G w zakresie od 0,5 do 67, w mniejszym, ale podobnym systemie, przy niższych wartościach pH i sztucznym oświetleniu. Osiągnięto całkowite usunięcie H2S oraz średni procent usuwania na poziomie 80% przy najlepszych stosunkach (powyżej 15). Wydajność usuwania ta rosła liniowo wraz ze stosunkiem; jednakże wzrastało również zanieczyszczenie tlenem, co mogłoby stanowić problem w kontekście ogólnej jakości otrzymanego biometanu. Wzrost wydajności usuwania CO2 w naszej pracy nie był liniowy; niemniej jednak lepszą eliminację CO2 można zaobserwować przy większych stosunkach. Wyjaśnienie tego zjawiska jest wieloczynnikowe i obejmuje pH, warunki odżywcze hodowli oraz wzrost biomasy, a także napowietrzanie biogazem.

Wpływ stosunku L/G na wydajność systemu oczyszczania biogazu oceniono bez powtórzeń. Było to uzasadnione faktem, że analizy przeprowadzano w okresie dziennym od 10:00 do 13:00 h (co zapewniało stabilne promieniowanie słoneczne i temperaturę zewnętrzną); w związku z tym zapewniono niemal optymalne warunki wzrostu dla mikroorganizmów fotosyntetyzujących, zatem można było założyć, że pH jest parametrem o największym wpływie na absorpcję CO222, przy czym dla analiz oceniających wpływ stosunku L/G na efektywność usuwania CO2 poprzez absorpcję odnotowano bardzo małe odchylenie standardowe, wynoszące poniżej 2%.

Reaktory są hodowane na zewnątrz, co oznacza, że nawet jeśli szczepionka była kulturą czystą alg Arthrospira maxima, istnieje wysokie prawdopodobieństwo kontaminacji innymi organizmami, które mogą przetrwać w trudnych warunkach pH panujących w kulturze. Dotyczy to na przykład bakterii utleniających siarkę23,24. Jednakże kontaminacja ta okazuje się korzystna dla ostatecznego celu eksperymentu, ponieważ bakterie te pomagają usuwać H2S z biogazu, w zasadzie przejmując to zadanie i poprawiając jakość otrzymanego biometanu.

W warunkach środowiskowych i przy sile jonowej panującej podczas pracy systemu, rozpuszczony H2S ulegał utlenianiu do polisiarczków i tiosiarczanów w wyniku reakcji abiotycznych w warunkach tlenowych, gdzie po kilku dniach powinien zostać całkowicie utleniony do siarczanów25. Usuwanie H2S poprzez wytrącanie z kationami w wodnym medium odżywczym jest nieznaczące ze względu na niewystarczającą ilość kationów dostarczanych do systemu w stosunku do szybkości obciążania H2S (osiągając stosunki molowe Kationy/H2S znacznie niższe niż 2). Brak osadów potwierdzono podczas wizualnej inspekcji w trakcie procesu uszlachetniania biogazu. Utlenianie biologiczne siarczków nie zostało w tym momencie zweryfikowane, ponieważ system jest otwarty na środowisko.

Warunki systemu
Zmiany zawartości tlenu rozpuszczonego (DO) i pH mierzono zarówno w warunkach oświetlenia, jak i w ciemności. W ciągu dnia (warunki oświetlenia) poziom DO wzrastał ze względu na fotosyntetyczną produkcję tlenu przez mikroalgi, natomiast w nocy (warunki ciemności) spadał zarówno z powodu braku fotosyntezy, jak i heterotroficznego metabolizmu opartego na oddychaniu (Rycina 8).

Poziomy pH zmieniały się również w zależności od obecności CO2 w cieczy (Rysunek 8), przyjmując wyższe wartości, gdy rozpuszczono mniej CO2, i niższe, gdy mniej CO2 zostało usunięte; zauważalne są mniejsze piki w czasie, gdy nie dostarczano już CO2, co zostanie omówione dalej. W godzinach porannych pH osiągało maksymalną wartość około godziny 11:00, a najniższe wartości około godziny 18:00, co jest zgodne z aktywnością fotosyntetyczną glonów. Należy zwrócić uwagę na gwałtowny spadek około 2. dnia; krótki test eksploracyjny przy L/G wynoszącym 1,64 został przeprowadzony 29ego września, z ciągłym dostarczaniem biogazu przez około 24 h (około 1. dnia), co wywołało masywną destabilizację systemu i wymagało podania mocznika w celu wsparcia odzyskiwania azotu. Drugi krótki test eksploracyjny przy wartości 1,58 przeprowadzono 5tego października (około 7. dnia), lecz przy lepszych warunkach systemowych (dostarczanie biogazu w okresie dziennym), dlatego pH odchyliło się jedynie nieznacznie od regularnych pików przez dwa dni, zanim wróciło do normalnych wartości.

Mniejsze piki pH na Rysunku 8 można przypisać okresowi samoregulacji alg do środowiska podczas przejścia z fotosyntezy na oddychanie.

Odwołując się do krótkich testów eksploracyjnych mających na celu powiązanie pH oraz L/G z procentem usuwania CO2 (Rysunek 9), przetestowano dwa stosunki, 1,64 i 1,58, jak wspomniano wcześniej. Obie wartości stanowią średnie z zarejestrowanych wartości L/G podczas eksperymentów. Można zauważyć dwa odrębne zachowania, przy czym procent usuwania oraz pH przy stosunku 1,58 były znacznie mniej stabilne i znacznie niższe niż wartości odnotowane dla stosunku 1,64.

Potwierdzono to w procesie uszlachetniania biogazu przeprowadzonym przez Bahr i współpracowników15, z wykorzystaniem systemu kolumny HRAP z użyciem alg z gatunku Arthrospira maxima. Bahr ocenił wydajność usuwania CO2 przy różnych wartościach pH i prędkościach przepływu cieczy w pożywce, a także usuwanie zanieczyszczeń H2S i O2 w kilku syntetycznych składach gazów, od prostych mieszanin CO2-N2 po składy biogazu o zmiennych stężeniach H2S (do 0,5%vol). Wyciągnięto wniosek, że przy wyższych wartościach pH (w zakresie 9-10) i wyższej prędkości przepływu cieczy w pożywce (80 mL/min) stopień usuwania CO2 był bliski 100%, lecz odnotowano większe zanieczyszczenie O2, natomiast przy wyższych wartościach pH (w zakresie 9-10) i niższej prędkości przepływu cieczy w pożywce (20 mL/min) stopień usuwania CO2 pozostał bliski 100%, a zanieczyszczenie O2 było znacznie mniejsze. Zgłoszono również całkowite usunięcie H2S w tych warunkach.

Podobnie oscylacje DO (Rysunek 8) można przypisać aktywności fotosyntetycznej glonów, ponieważ w ciągu dnia poziom DO wzrastał w wyniku fotosyntetycznej produkcji tlenu przez mikroglony, natomiast w nocy spadał zarówno z powodu braku fotosyntezy, jak i metabolizmu heterotroficznego, który opiera się na oddychaniu.

Temperatura w fotobioreaktorze HRAP (RT4) zmieniała się w zależności od pory dnia i jesiennej pogody, osiągając w większości dni wartości szczytowe między 23 °C a 28 °C około godziny 17:00 oraz najniższe wartości między 11 °C a 15 °C około godziny 6:00 (Rysunek 10). Sporadycznie mierzono temperaturę na wlocie i wylocie zbiornika absorpcyjnego, co dało odpowiednio średnią temperaturę 30,1 °C i 32,5 °C. W związku z tym zawartość wody (pary) po oczyszczaniu powinna być nieco wyższa (13,5%) niż przed oczyszczaniem biogazu, przy założeniu, że w obu przypadkach wilgotność biogazu osiągnęła stan nasycenia. Wysoce zaleca się zainstalowanie osuszacza biogazu w celu optymalnego zarządzania i dalszego wykorzystania oczyszczonego biogazu.

Średnie L/G przewidziane na okres między 28.th września i 10th w październiku wynosił 1,6, ponieważ krótkie testy sugerowały, że stosunek ten zapewni lepsze wyniki; nie można było go jednak utrzymać w nocy ze względu na nadmierne zakwaszenie kultury mikroalg spowodowane słabą zdolnością buforującą pH wodnych pożywek hodowlanych. W związku z tym biogaz był podawany do zbiornika absorpcyjnego wyłącznie w godzinach dziennych, przy regulacji wartości L/G do poziomu około 1,5.

Produktywność biomasy
Inokulację na RT3 przeprowadzono w dniu 20.th z maja 2020 roku oraz na RT4 w dniu 27th z maja 2020 r.; czas pomiędzy testami (wrzesień) a inokulacją posłużył do stabilizacji kultury oraz rozwiązania problemów operacyjnych, które wystąpiły, takich jak szkodniki i awarie systemu, biorąc pod uwagę globalną pandemię COVID.

Wzrost biomasy mierzono na dwa sposoby: poprzez próbkowanie oraz zbiór. Na potrzeby niniejszego artykułu próbkowanie odnosi się do stężenia biomasy w reaktorze w dowolnym momencie, natomiast zbiór odnosi się do wydajności produkcji biomasy, czyli ilości odzyskanej biomasy w trakcie procesu w celu uniknięcia inhibicji wzrostu. Badania przeprowadzono od 29 września do 9 października, przy średnim stosunku L/G wynoszącym 1,5, mimo że preferowany był stosunek 1,6; niższa wartość wynikała ze stosunku 1,15 odnotowanego około 11. dnia.

Pobieranie próbek (Rysunek 11) wykonywano regularnie od 1. do 11. dnia (od 29.th od września do 9.th (października), gdzie trend wzrostu w obu reaktorach był bardzo podobny: rozpoczął się od wyższego stężenia, osiągnął najniższą wartość w ramach eksperymentu w 4. i 5. dniu, następnie stabilnie wzrastał w RT4 i wykazywał pewne wahania w RT3, by ostatecznie ponownie spaść. Identyczne zachowanie zaobserwowano podczas zbioru (Harvesting), co sugeruje, że określone zdarzenie (najprawdopodobniej czynnik zewnętrzny) wpłynęło na wzrost obu kultur jednocześnie.

Zbiory (Rysunek 12) przeprowadzano w odstępach półregularnych, naprzemiennie raz dla RT3, a raz dla RT4. Należy jednak wziąć pod uwagę skalę; zarówno w pobieraniu próbek, jak i podczas zbiorów, wariancja między wartościami jest bardzo niska, co wskazuje, że zdarzenie, które wpłynęło na oba reaktory, nie miało charakteru krytycznego. Czerwona przerywana linia na Rysunku 8 oznacza okres czasu, w którym nie przeprowadzano zbiorów z reaktorów; wynikało to z dwóch czynników: kilka dni przypadało na weekend, kiedy niestety reaktory nie były dostępne do pobierania próbek lub zbiorów (co można potwierdzić również na Rysunku 11), a metodologia wymaga zbiorów z reaktora o najwyższym stężeniu. W całym układzie znajdowały się cztery reaktory, z których tylko dwa (RT3 i RT4) uczestniczyły w niniejszym badaniu; w konsekwencji w dniach po weekendzie zespół przeprowadzał zbiory z dwóch pozostałych reaktorów (RT1 i RT2), co skutkowało brakiem danych o zbiorach dla RT3 i RT4. Dane dotyczące zbiorów były o około 50% niższe niż dane z pobierania próbek; może to wynikać z niższej wydajności zastosowanej metodologii.

Zmienność wartości w poszczególnych dniach była niewielka (Rysunek 11), co wskazuje na odporną kulturę, która pozwala na zmianę warunków systemowych i pozostaje stabilna. Arthrospira maxima rośnie preferencyjnie w mocno węglanowych mediach przy wysokim pH i jest bardzo wrażliwa na inhibicję przez NH315, co jest zgodne z wynikami przedstawionymi na Rysunku 8. Kalibracja przeprowadzona w sierpniu 2020 roku została przedstawiona na Rysunku 13.

Przegląd poprodukcyjny i produkty uboczne
W celu oceny potencjału tego gazu w zakresie redukcji szkodliwych emisji do środowiska, przeprowadzono pełny raport wykonany przez zewnętrzną firmę, w którym stwierdzono, że biometan wytworzony za pomocą tej technologii zredukował całkowite bezpośrednie emisje CO2 o 84% w porównaniu do bezpośredniego wykorzystania nieoczyszczonego biogazu z fermentora anaerobowego. Ponadto, po przeprowadzeniu analizy cyklu życia energii elektrycznej generowanej zarówno z surowego biogazu, jak i oczyszczonego biometanu, całkowita pojemność cieplna, jaką był w stanie dostarczyć biometan, była o 23 000 kJ wyższa niż pojemność cieplna surowego biogazu.

Ostatecznie produktem ubocznym tego procesu oczyszczania są zebrane mikroalgi, które po wysuszeniu znajdują szereg zastosowań w innych branżach, co mogłoby zwiększyć wartość tej metody i uczynić proces opłacalnym26. Na przykład przeprowadzono badanie na uprawach bazylii w celu oceny parametrów, takich jak liczba liści, świeża i sucha masa pędów oraz świeża masa liści, przy zastosowaniu wysuszonej biomasy Scenedesmus w porównaniu z regularnym nawozem nieorganicznym; stwierdzono porównywalne wyniki w tych kryteriach zarówno dla biomasy, jak i nawozu27. Podobne wyniki uzyskano w innym badaniu, w którym porównano wzrost czterech komercyjnych roślin uprawnych przy zastosowaniu różnych stężeń nawozu wykonanego z biomasy alg zawieszonej w wodzie; nawet przy niskich stężeniach (20%) nawozu uprawy osiągnęły maksymalny wzrost, porównywalny z nawozami chemicznymi28.

Schemat oczyszczania biogazu; system algowy; konwersja CH4, H2S do biometanu; produkcja biomasy algowej.
Rycina 1: Wizualna reprezentacja procesu biologicznego zachodzącego podczas oczyszczania biogazu z wykorzystaniem mikroalg Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat procesu fermentacji beztlenowej z układem bioreaktora biogazu, zbiornika gazowego i zbiornika absorpcyjnego.
Rysunek 2: Schemat P&ID systemu opisanego w protokole. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Układ do hodowli alg w celu produkcji biomasy, zewnętrzne stawy wyścigowe, zrównoważona metoda badawcza.
Rycina 3: Zdjęcie HRAP wykorzystanych podczas eksperymentów. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Układ do produkcji biogazu z wieżami i rurami dla procesu fermentacji beztlenowej.
Rysunek 4: Zbiornik absorpcyjny. (A) Zdjęcia wlotów pożywki hodowlanej i biogazu do zbiornika absorpcyjnego. (B) Widok z przodu i z tyłu zbiornika absorpcyjnego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Proces absorpcji gazu; wykres słupkowy; stężenia CH4, CO2, O2, N2 w stosunku do stosunku L/G; badanie chemiczne.
Rycina 5: Krótkie testy eksploracyjne w RT3 w celu określenia wydajności L/G. Ciemnozielony kolor odpowiada CH4, zielony odpowiada CO2, jasnoróżowy odpowiada O2, a ciemnoróżowy odpowiada N2. Średnie pH 9,2435; wlot cieczy 60-100 L/min; wlot gazu 50-120 L/min. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Wykres słupkowy stężenia gazu w stosunku do stosunku L/G; analiza rozkładu CH4, CO2, O2, N2.
Rycina 6: Krótkie testy eksploracyjne w RT4 w celu określenia wydajności L/G. Kolor ciemnoróżowy odpowiada N2, jasnoróżowy odpowiada O2, ciemnozielony odpowiada CO2, a jasnozielony odpowiada CH4. Średnie pH 9,95; wlot cieczy 116-118 L/min; wlot gazu 35-75 L/min. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wykres słupkowy wydajności usuwania H2S w zależności od stosunku L/G; wyniki badań absorpcji chemicznej.
Rycina 7: Porównanie wszystkich procentów usuwania H2S dla każdego L/G podczas krótkich testów eksploracyjnych. Wartości L/G wynoszące 0,5, 1, 1,5 i 2 odpowiadają RT3, a 1,6, 2,5, 3,3 i 3,4 odpowiadają RT4. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Wykres procesu napowietrzania przedstawiający poziomy DO i pH w czasie, z zaznaczonymi stosunkami L/G oraz cyklami.
Rycina 8Profil pH i DO. profil pH (ciemnozielony) i DO (jasnozielony) dla RT4 pomiędzy 28th września i 10th z października 2020 r. Wlot cieczy 75–118 l/min; wlot gazu 57–75 l/min. Średnie stężenia doprowadzanych gazów: CH4- 60% obj., H2S – 2400 ppmv, CO2- 34% obj., O2- 0,6% obj. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wykres usuwania CO2 w funkcji pH w czasie; przedstawia wpływ stosunków L/G na wydajność usuwania.
Rysunek 9: Profile procentowego usuwania CO2 w zależności od wartości pH i L/G. Kolor zielony odpowiada procentowemu usuwaniu CO2 dla stosunków L/G: 1,58 (ciemnozielone trójkąty) i 1,64 (jasnozielone koła). Kolor różowy odpowiada wartościom pH dla stosunków L/G: 1,58 (ciemnoróżowe trójkąty) i 1,64 (jasnoróżowe koła). Wlot cieczy 75-118 L/min; wlot gazu 57-75 L/min. Średnie stężenia zasilania dla każdego gazu: CH4- 60%vol, H2S - 2400 ppmv, CO2- 34%vol, O2- 0,6%vol. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykres wahań temperatury, wzorzec sinusoidalny, analiza serii czasowych w ciągu 13 dni.
Rysunek 10: Profil temperatury dla RT4 między 28 września a 10 października 2020 r. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Wykres wzrostu biomasy, wzór L/G_average, śledzenie dynamiki w ciągu 12 dni w układzie eksperymentalnym.
Rysunek 11Wyniki pobierania próbek dla RT4 (jasnozielone kwadraty) i RT3 (ciemnozielone koła) pomiędzy 28th września oraz 10th października 2020 r. Stosunki L/G zaznaczono strzałkami. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykres wzrostu biomasy, czas względem zebranej biomasy (g/L), przedstawiający stosunki L/G; dane eksperymentalne.
Rysunek 12Wyniki zbiorów dla RT4 (jasnozielone kwadraty) i RT3 (ciemnozielone okręgi) pomiędzy 28th września i 10th października 2020 r. Stosunki L/G są oznaczone strzałkami. Czerwone linie przerywane wskazują okres, w którym w żadnym z reaktorów nie prowadzono zbiorów. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

Wykres absorbancji w funkcji masy biomasy, regresja liniowa, równanie y=1,1322x, R²=0,9995, analiza danych.
Rycina 13: Krzywa kalibracyjna wykonana w sierpniu 2020 r., korelująca stężenie kultury glonów w gramach na litr z absorbancją przy 750 nm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Składnik (% obj.)Skład otrzymanego biogazuSkład uszlachetnionego biogazuSkład komercyjnego biometanu NOM-001-SECRE-2010
CH464.2 ± 0.885.1 ± 2.0>84
Tlenek węgla233.8 ± 0.17.2 ± 1.2<3
H2S (ppmv)2539 ± 3230.5 ± 4.2<6
O20.3 ± 0.11.7 ± 0.5<0.2

Tabela 1: Porównawcze składy biogazu

Dyskusja

Przez lata ta technologia glonów była testowana i stosowana jako alternatywa dla surowych i drogich technik fizykochemicznych do oczyszczania biogazu. W szczególności rodzaj Arthrospira jest szeroko stosowany do tego konkretnego celu, wraz z Chlorellą. Istnieje jednak kilka metodologii, które są tworzone na skalę półprzemysłową, co stanowi wartość dodaną dla tej procedury.

Bardzo ważne jest utrzymanie niższych stężeńO2 poprzez stosowanie odpowiedniego stosunku L/G; Zależy to jednak od regionu, w którym ten protokół będzie stosowany. Zawartość tlenu w biometanie jest ściśle regulowana ze względu na ryzyko wybuchu i korozji w rurociągach. Niektóre kraje Unii Europejskiej wymagają, aby zawartość wynosiła zaledwie 1%vol 29,30,31. Z drugiej strony metan musi mieć stężenie większe niż 65% obj.31. W Meksyku prawie nie ma przepisów dotyczących biogazu i biometanu, ponieważ jest on uważany za równoważny z gazem ziemnym, gdzie zgodnie z meksykańskimi normami32 minimalna zawartośćCH4 w biometanie wynosi 84% obj., a maksymalna zawartośćO2 wynosi 0,20% obj.

Ponadto pH w znacznym stopniu wpływa na usuwanie CO2 , bardziej niż L/G, podczas uprawy, dlatego tak ważne jest utrzymanie właściwej kontroli pH w całej metodyce, szczególnie podczas bulgotania biogazu. Ważne jest, aby zrozumieć, że po rozpuszczeniu CO2 w cieczy w grę wchodzi równowaga chemiczna, która bezpośrednio wpływa na poziom pH. Przy poziomach pH, wokół których oscylowały te kultury (8,5-9,5), wodorowęglany są formą, w której ta cząsteczka jest obecna, z niewielkim wzrostem węglanów na górnym końcu zakresu pH33. W tej formie mikroalgi są również w stanie metabolizować węgiel podczas ciemnych reakcji fotosyntezy w celu wytworzenia węglowodanów34. Ważny jest również czas bulgotania biogazu, z czego zaleca się utrzymanie bulgotania w ciągu dnia. Niemniej jednak L/G wpływa również na usuwanie CO2 i pH, co widać na rys. 5. Procent usuwania i pH w stosunku 1,58 były mniej spójne i znacznie niższe niż te zarejestrowane dla stosunku 1,64. Zachowanie to można przypisać większemu poborowi gazu we współczynniku recyrkulacji (więcej gazu oznacza mniejszy stosunek), co obniżało pH w szybszym tempie. Jednak można również argumentować, że początkowe pH dla 1,64 było wyższe, co sprzyjało buforowanemu zachowaniu skuteczności eliminacji CO2 podczas tego testu. L/G w tym protokole jest kontrolowane przez ilość biogazu, który jest bąbelkowany; Jednak inne protokoły różnią się szybkością recyrkulacji cieczy, co również jest opcją. Ponadto nie jest możliwe bąbelkowanie biogazu w nocy ze względu na zakwaszenie kultury i metabolizm glonów, ponieważ w tym czasie nie jest zapewnione sztuczne światło.

Innym zjawiskiem, które wprowadza zmienność w trafności wyników, jest przerywane bulgotanie powietrza stosowane w celu uniknięcia sedymentacji biomasy w reaktorach, co zapobiega zahamowaniu wzrostu przez akumulację tlenu. Nie da się tego jednak uniknąć, jeśli stosuje się tę metodę. Alternatywą dla bulgotania powietrza jest dodanie większej liczby kół łopatkowych, aby poprawić ruch wzdłuż reaktora, co może być skuteczne w innych eksperymentach. Z drugiej strony, rozległe obszary ziemi potrzebne do instalacji reaktorów, a także znaczne zużycie wody do uruchomienia i konserwacji systemu w celu uzyskania odpowiedniej wydajności biometanu.

Należy zauważyć, że w tym regularnym procesie pobierania próbek wykorzystuje się krzywą kalibracyjną masy biomasy i absorbancji (rysunek 9), gdzie korelacja między danymi wynosi prawie 1 (0,9995); Chociaż metoda może nie być oparta na poprzednim artykule dotyczącym tych samych glonów, współczynnik oznaczania wskazuje na silny związek statystyczny, że ta metoda jest wiarygodna. Ponadto istotne jest opisanie znaczenia zarówno pobierania próbek, jak i zbierania próbek w metodyce takiej jak taniej. Pobieranie próbek pozwoliło na właściwe utrzymanie kultury glonów, podczas gdy zbiór służył potrójnemu celowi: po pierwsze, uniknął zahamowania wzrostu z powodu przeludnienia hodowli, co mogło powodować akumulację tlenu35; po drugie, odbudowa biomasy glonów może prowadzić do dalszych możliwości gospodarczych; I wreszcie, dało to kolejną możliwość zmierzenia trendu wzrostu kultury.

Niemniej jednak określenie odpowiednich momentów do zbioru (które w tym protokole są określone na podstawie wyników pobierania próbek) jest również krytycznym krokiem, ponieważ obniża biomasę w reaktorach. Niższe stężenie biomasy wpływa na usuwanie pH i CO2 w cyklu: w niekorzystnych warunkach systemu (na przykład przy niższych wartościach pH) wzrost biomasy spowalnia, co z kolei obniża zdolność systemu do eliminacji CO2 , ponieważ jest mniej biomasy do jej metabolizowania; więcej rozpuszczonego CO2 zakwasiłoby pożywki hodowlane i zamknęło cykl36. Do wzrostu pH i biomasy przyczynia się wiele innych czynników, których nie należy pomijać w tym nadmiernym upraszczaniu związku przyczynowo-skutkowego; Dostępność azotu może być niezwykle ważna dla glonów Arthrospira maxima, podobnie jak warunki klimatyczne, takie jak temperatura i natężenie światła16,36, których nie można kontrolować w systemie takim jak ten. Na przykład dodanie mocznika, jak widać na rysunku 4, jest dowodem na to, że azot wraz z wyższymi wartościami pH może uregulować system glonów.

Inne ograniczenia tej metody są związane z wydajnością zbioru, która w porównaniu z pobieraniem próbek jest o około 50% mniej wydajna, co utrudnia ekonomiczną wykonalność systemu i wymagałoby ulepszenia technik filtracji. Wyniki masy zbioru są zawyżone o 6% (mierzone następnie zgodnie ze standardowymi metodami suchej masy), biorąc pod uwagę, że warunki suszenia w tej części protokołu nie powodują całkowitej eliminacji wody. Jeśli chodzi o biomasę, wyniki pobierania próbek (w tym krzywej kalibracyjnej) są zawyżone o co najmniej 5 % ze względu na niepełną eliminację wody w metodyce19; Ponieważ jednak błąd jest systematyczny, zaleca się przeprowadzenie jedynie analizy termograwimetrycznej w celu sprawdzenia zawartości wody w kulturze w celu rozważenia i dokonania poprawek analitycznych do wyników i krzywej kalibracyjnej.

Oświadczenia

Konflikt interesów. Autorzy oświadczają, że nie ma dla nich konfliktu interesów.

Podziękowania

Dziękujemy DGAPA UNAM projektowi numer IT100423 za częściowe dofinansowanie. Dziękujemy również firmom PROAN i GSI za umożliwienie nam podzielenia się doświadczeniami technicznymi na temat ich pełnych instalacji do uszlachetniania biogazu fotosyntetycznego. Wysoko cenione jest wsparcie techniczne Pedro Pastora Hernándeza Guerrero, Carlosa Martina Sigali, Juana Francisco Díaza Márqueza, Margarity Elizabeth Cisneros Ortiz, Roberto Sotero Brionesa Méndeza i Daniela de los Cobos Vasconcelos. Część tych badań została wykonana w Laboratorium Inżynierii Środowiska IIUNAM posiadającym certyfikat ISO 9001:2015.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Rotametr 1"CICLOTECN/A Rotametr
1"GPIA10-LMA100IA1
Zbiornik absorpcyjnyEFISAWykonany według poprzedniego projektu
Dmuchawa powietrza (2,35 KM)Elmo Rietschle2BH11007AH01
Dmuchawa do biogazu (2 KM)Elmo Rietschle2BH11007AH01
Skład biogazu pomiarGeotechBIOGAS 5000
Urządzenie do akwizycji danychLabJack Co.U3-LV
Rurki dyfuzoraAero-TubeC3060AR
Czujnik tlenu rozpuszczonegoZastosowaniaZ10023525
dwunastowodzian fosforanu trisodowego Quimica PIMAN/AKlasa nawozu (do użytku szklarniowego i eksperymentalnego)
Dwunastowodny fosforan trisodowy Fermont35963Klasa analityczna (stosowana w kulturach w laboratorium)
Membrana twardości (45 &mikro; m)MerckMilliporeHVLP04700 
Silnik elektryczny 1,5 KMWeg00158ET3ERS56C
Siarczan żelaza siedmiowodnyAgroquimica SametN/AGatunek nawozu (do użytku szklarniowego i eksperymentalnego)
Siarczan żelazawy siedmiowodnyFermont63593Klasa analityczna (Stosowana w kulturach w laboratorium)
GeomembranaGEOSINCEREN/A
Magnez siedmiowodny siarczanTepeyacN/AKlasa nawozu (do użytku w szklarniach i na zewnątrz)
Siarczan magnezu siedmiowodnyFermont63623Klasa analityczna (stosowana w kulturach w laboratorium)
Koło łopatkoweGSIWykonane zgodnie z poprzednim projektem
Czujnik pHVan London pHoenix715-772-0041
Przenośny ekranMalinaPompa odśrodkowa Pi 3 B+
Recyrkulacja (1,5 KM)Aquapak ALY 15
Wodorowęglan soduIndustria del alcaliN/AGatunek nawozu (do stosowania w szklarniach i na zewnątrz)
Wodorowęglan soduFermont12903Klasa analityczna (stosowana w kulturach laboratoryjnych)
Chlorek soduSal ColimaN/AKlasa nawozowa (do stosowania w szklarniach i eksperymentalnie)
Chlorek soduFermont24912Klasa analityczna (Stosowany w kulturach w laboratorium)
Azotan soduVitraquimN/AKlasa nawozowa (do użytku szklarniowego i eksperymentalnego)
Azotan soduFermont41903Klasa analityczna (Stosowana w kulturach w laboratorium)
Program przechowywania (pH, DO)  Fundacja Oprogramowania Python Torby Python IDLE 2.7
TedlarSKC Inc.232-25
Rejestrator temperaturyT& DTR-52i
Spektrofotometr UV-VisThermoFisher Instrument naukowyGENESYS 10S 
Pompa próżniowaEVAREV-40

Bibliografia

  1. Muñoz, R., Meier, L., Diaz, I., Jeison, D. A review on the state-of-the-art of physical/chemical and biological technologies for biogas upgrading. Rev Environ Sci Biotechnol. 14, 727-759 (2015).
  2. Karimi, B., Shokrinezhad, B. Air pollution and mortality among infant and children under five years: A systematic review and meta-analysis. Atmospheric Pollut Res. 11 (6), 61-70 (2020).
  3. Koengkan, M., Fuinhas, J. A., Silva, N. Exploring the capacity of renewable energy consumption to reduce outdoor air pollution death rate in Latin America and the Caribbean region. Environ Sci Pollut Res. 28, 1656-1674 (2021).
  4. Alvarez-Herranz, A., Balsalobre-Lorente, D., Shahbaz, M., Cantos, J. M. Energy innovation and renewable energy consumption in the correction of air pollution levels. Energy Policy. 105, 386-397 (2017).
  5. Razmjoo, A., et al. A technical analysis investigating energy sustainability utilizing reliable renewable energy sources to reduce CO2 emissions in a high potential area. Renew Energy. 164, 46-57 (2021).
  6. Franco-Morgado, M., Tabaco-Angoa, T., Ramírez-García, M. A., González-Sánchez, A. Strategies for decreasing the O2 content in the upgraded biogas purified via microalgae-based technology. J Environ Manage. 279, 111813(2021).
  7. Bailón, L., Hinge, J. Report: Biogas and Bio-Syngas Upgrading. , Danish Technological Institute, Aarhus. (2012).
  8. Persson, M., Jonsson, O., Wellinger, A. Biogas Upgrading to Vehicle Fuel Standards and Grid Injection. Brochure of IEA Task 37. Energy from Biogas and Landfill Gas. , (2006).
  9. Soreanu, G., Béland, M., Falletta, P. Approaches concerning siloxane removal from biogas -- a review. Canadian Biosystems Engineering. 53, 8.1-8.18 (2011).
  10. Toro-Huertas, E. I., Franco-Morgado, M., de los Cobos Vasconcelos, D., González-Sánchez, A. Photorespiration in an outdoor alkaline open-photobioreactor used for biogas upgrading. Sci Total Environ. 667, 613-621 (2019).
  11. Cozma, P., Wukovits, W., Mămăligă, I., Friedl, A., Gavrilescu, M. Modeling and simulation of high pressure water scrubbing technology applied for biogas upgrading. Clean Technol Environ Policy. 17, 373-391 (2015).
  12. Sheets, J. P., Shah, A. Techno-economic comparison of biogas cleaning for grid injection, compressed natural gas, and biogas-to-methanol conversion technologies: Techno-economic analysis of existing and emerging biogas upgrading technologies. Biofuels Bioprod Biorefining. 12, 412-425 (2018).
  13. Toledo-Cervantes, A., Estrada, J. M., Lebrero, R., Muñoz, R. A comparative analysis of biogas upgrading technologies: Photosynthetic vs physical/chemical processes. Algal Res. 25, 237-243 (2017).
  14. Marín, D., et al. Anaerobic digestion of food waste coupled with biogas upgrading in an outdoors algal-bacterial photobioreactor at pilot scale. Fuel. 324, 124554(2022).
  15. Bahr, M., Díaz, I., Dominguez, A., González Sánchez, A., Muñoz, R. Microalgal-biotechnology as a platform for an integral biogas upgrading and nutrient removal from anaerobic effluents. Environ Sci Technol. 48 (1), 573-581 (2014).
  16. Franco-Morgado, M., Alcántara, C., Noyola, A., Muñoz, R., González-Sánchez, A. A study of photosynthetic biogas upgrading based on a high rate algal pond under alkaline conditions: Influence of the illumination regime. Sci Total Environ. 592, 419-425 (2017).
  17. Jourdan, J. P. Manuel de culture artisanale de spiruline. , https://www.scribd.com/document/513003475/Manuel-de-Culture-Artisanale-de-Spiruline (2006).
  18. Lu, L., Yang, G., Zhu, B., Pan, K. A comparative study on three quantitating methods of microalgal biomass. Indian J Geo-Mar Sci. 46, 2265-2272 (2017).
  19. Sukarni, S. Thermogravimetric analysis of the combustion of marine microalgae Spirulina platensis and its blend with synthetic waste. Heliyon. 6 (9), e04902(2020).
  20. Kundu, S., Zanganeh, J., Moghtaderi, B. A review on understanding explosions from methane-air mixture. J Loss Prev Process Ind. 40, 507-523 (2016).
  21. Serejo, M. L., et al. Influence of biogas flow rate on biomass composition during the optimization of biogas upgrading in microalgal-bacterial processes. Environ Sci Technol. 49 (5), 3228-3236 (2015).
  22. Toledo-Cervantes, A., Madrid-Chirinos, C., Cantera, S., Lebrero, R., Muñoz, R. Influence of the gas-liquid flow configuration in the absorption column on photosynthetic biogas upgrading in algal-bacterial photobioreactors. Bioresour Technol. 225, 336-342 (2017).
  23. Posadas, E., et al. Minimization of biomethane oxygen concentration during biogas upgrading in algal-bacterial photobioreactors. Algal Res. 12, 221-229 (2015).
  24. González Sánchez, A., FloresMárquez, T. E., Revah, S., Morgan Sagastume, J. M. Enrichment and cultivation of a sulfide-oxidizing bacteria consortium for its deploying in full-scale biogas desulfurization. Biomass Bioenergy. 66, 460-464 (2014).
  25. González-Sánchez, A., Posten, C. Fate of H2S during the cultivation of Chlorella sp. deployed for biogas upgrading. J Environ Manage. 191, 252-257 (2017).
  26. Hussain, F., et al. Microalgae an ecofriendly and sustainable wastewater treatment option: Biomass application in biofuel and bio-fertilizer production. A review. Renew Sustain Energy Rev. 137, 137(2021).
  27. lvarez-González, A., et al. Can microalgae grown in wastewater reduce the use of inorganic fertilizers. J Environ Manage. 323, 116224(2022).
  28. Deepika, P., MubarakAli, D. Production and assessment of microalgal liquid fertilizer for the enhanced growth of four crop plants. Biocatal Agric Biotechnol. 28, 101701(2020).
  29. Huguen, P., Le Saux, G. Perspectives for a european standard on biomethane: a Biogasmax proposal. , https://trimis.ec.europa.eu/sites/default/files/project/documents/20120601_135059_69928_d3_8_new_lmcu_bgx_eu_standard_14dec10_vf__077238500_0948_26012011.pdf (2010).
  30. Gas Networks, Ireland. Biomethane - Oxygen Content Assessment. , https://www.gasnetworks.ie/docs/corporate/gas-regulation/Oxygen-concentration-report-17985-AI-RPT-001-Rev-5-Biomethane-review-Penspen.pdf (2018).
  31. Wellinger, A. European biomethane standards for grid injection and vehicle fuel use. , European Biogas Association. https://www.biosurf.eu/wordpress/wp-content/uploads/2015/06/9.-Arthur_Wellinger.pdf (2017).
  32. Diario Oficial de la Federación. NORMA Oficial Mexicana NOM-001-SECRE-2010, Especificaciones del gas natural (cancela y sustituye a la NOM-001-SECRE-2003, Calidad del gas natural y la NOM-EM-002-SECRE-2009, Calidad del gas natural durante el periodo de emergencia severa). , https://www.dof.gob.mx/normasOficiales/3997/sener/sener.html (2010).
  33. Sharifian, R., Wagterveld, R. M., Digdaya, I. A., Xiang, C., Vermaas, D. A. Electrochemical carbon dioxide capture to close the carbon cycle. Energy Environ Sci. 14, 781-814 (2021).
  34. Masojídek, J., Torzillo, G., Koblížek, M. Photosynthesis in Microalgae. Handbook of Microalgal Culture. , John Wiley & Sons. (2013).
  35. Rendal, C., Witt, J., Preuss, T. G., Ashauer, R. A framework for algae modeling in regulatory risk assessment. Environ Toxicol Chem. 42 (8), 1823-1838 (2023).
  36. Alami, A. H., Alasad, S., Ali, M., Alshamsi, M. Investigating algae for CO2 capture and accumulation and simultaneous production of biomass for biodiesel production. Sci Total Environ. 759, 143529(2021).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Produkcja biometanuobsługa fotobioreaktorausuwanie dwutlenku węglausuwanie siarkowodorustosunek fazy ciekłej do gazowejArthrospira maximawzrost biomasy
Oczyszczanie biogazu poprzez zastosowanie systemu mikroalgo-bakteryjnego w półprzemysłowych stawach z glonami o wysokiej zawartości
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.