Artykuł metodologiczny

Oczyszczanie biogazu poprzez zastosowanie systemu mikroalgo-bakteryjnego w półprzemysłowych stawach z glonami o wysokiej zawartości

DOI:

10.3791/65968

⸱

22 marca 2024

 ,  ,  , 
1Instituto de Ingeniería, Ciudad Universitaria, Universidad Nacional Autónoma de México, 2Granos y Servicios Integrales

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zanieczyszczenie powietrza wpływa na jakość życia wszystkich organizmów. W tym miejscu opisujemy zastosowanie biotechnologii mikroalg do oczyszczania biogazu (jednoczesne usuwanie dwutlenku węgla i siarkowodoru) oraz produkcji biometanu poprzez półprzemysłowe otwarte stawy glonów o wysokiej szybkości, a następnie analizę skuteczności oczyszczania, pH, rozpuszczonego tlenu i wzrostu mikroalg.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ostatnich latach pojawiło się wiele technologii oczyszczania biogazu do biometanu. Oczyszczanie to pociąga za sobą zmniejszenie stężenia gazów zanieczyszczających, takich jak dwutlenek węgla i siarkowodór, w celu zwiększenia zawartości metanu. W tym badaniu zastosowaliśmy technologię hodowli mikroglonów do oczyszczania i oczyszczania biogazu wytwarzanego z odpadów organicznych z przemysłu trzody chlewnej w celu uzyskania gotowego do użycia biometanu. W celu uprawy i oczyszczania w San Juan de los Lagos w Meksyku zainstalowano dwa fotobioreaktory opowierzchni 22,2 m3 w połączeniu z systemem kolumn absorpcyjno-desorpcyjnych. Przetestowano kilka proporcji recyrkulacji cieczy do biogazu (L/G) w celu uzyskania najwyższej wydajności usuwania; Mierzono inne parametry, takie jak pH, tlen rozpuszczony (DO), temperatura i wzrost biomasy. Najbardziej efektywne L/G wynosiły 1,6 i 2,5, co skutkowało oczyszczonym wyciekiem biogazu o składzie odpowiednio 6,8% obj. i 6,6% obj. w CO2 oraz skuteczności usuwaniaH2S do 98,9%, a także utrzymaniem wartości zanieczyszczenia O2 poniżej 2% obj. Odkryliśmy, że pH w dużym stopniu determinuje usuwanie CO2 , bardziej niż L / G, podczas uprawy ze względu na jego udział w procesie fotosyntezy mikroalg i jego zdolność do zmiany pH po rozpuszczeniu ze względu na jego kwaśny charakter. DO, a temperatura oscylowała zgodnie z oczekiwaniami odpowiednio na podstawie jasnych i ciemnych naturalnych cykli fotosyntezy i pory dnia. Wzrost biomasy różnił się w zależności od podawania CO2 i składników odżywczych, a także zbioru w reaktorze; Tendencja ta pozostała jednak stabilna pod względem wzrostu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ostatnich latach pojawiło się kilka technologii oczyszczania biogazu do biometanu, promując jego wykorzystanie jako paliwa niekopalnego, zmniejszając w ten sposób emisję metanu niemożliwą do usunięcia1. Zanieczyszczenie powietrza to problem, który dotyka większość światowej populacji, szczególnie na obszarach zurbanizowanych; Ostatecznie około 92% światowej populacji oddycha zanieczyszczonym powietrzem2. W Ameryce Łacińskiej wskaźniki zanieczyszczenia powietrza są głównie spowodowane stosowaniem paliw, przy czym w 2014 r. 48% zanieczyszczenia powietrza było spowodowane przez sektor produkcji energii elektrycznej i ciepła3.

W ostatnim dziesięcioleciu zaproponowano coraz więcej badań nad związkiem między zanieczyszczeniami w powietrzu a wzrostem śmiertelności, argumentując, że istnieje silna korelacja między oboma zestawami danych, szczególnie w populacjach dzieci.

Jako sposób na uniknięcie dalszego zanieczyszczania powietrza, zaproponowano kilka strategii; jedną z nich jest wykorzystanie odnawialnych źródeł energii, w tym turbin wiatrowych i ogniw fotowoltaicznych, które zmniejszają emisję CO2 do atmosfery4,5. Innym odnawialnym źródłem energii jest biogaz, produkt uboczny fermentacji beztlenowej materii organicznej, wytwarzany wraz z płynnym organicznym pofermentatem6. Gaz ten składa się z mieszaniny gazów, a ich proporcje zależą od źródła materii organicznej wykorzystywanej do fermentacji beztlenowej (osady ściekowe, obornik bydlęcy lub bioodpady rolno-przemysłowe). Generalnie proporcje te to CH4 (53%-70%vol), CO2 (30%-47%vol), N2 (0%-3%vol),H2O(5%-10%vol), O2 (0%-1%vol), H2S (0-10 000 ppmv), NH3 (0-100 ppmv), węglowodory (0-200 mg/m3) i siloksany (0-41 mg/m3)7,8,9, w którym społeczność naukowa jest zainteresowana metanem, ponieważ jest to odnawialny składnik energetyczny mieszaniny.

Jednak biogaz nie może być po prostu spalony w takiej postaci, w jakiej został uzyskany, ponieważ produkty uboczne reakcji mogą być szkodliwe i zanieczyszczające; rodzi to potrzebę uzdatniania i oczyszczania mieszaniny w celu zwiększenia procentu metanu i zmniejszenia reszty, zasadniczo przekształcając go w biometan10. Ten proces jest również znany jako uaktualnianie. Mimo że obecnie istnieją komercyjne technologie tego leczenia, technologie te mają kilka wad ekonomicznych i środowiskowych11,12,13. Na przykład systemy z węglem aktywnym i myciem wodą (ACF-WS), myciem wodą pod ciśnieniem (PWS), przenikaniem gazów (GPHR) i adsorpcją zmiennociśnieniową (PSA) mają pewne ekonomiczne lub inne wady wpływu na środowisko. Realną alternatywą (Rysunek 1) jest zastosowanie systemów biologicznych, takich jak te, które łączą mikroalgi i bakterie hodowane w fotobioreaktorach; Niektóre zalety to prostota konstrukcji i obsługi, niskie koszty operacyjne oraz przyjazne dla środowiska operacje i produkty uboczne10,13,14. Gdy biogaz jest oczyszczany do biometanu, ten ostatni może być używany jako substytut gazu ziemnego, a poferment może być wykorzystany jako źródło składników odżywczych wspomagających wzrost mikroalg w systemie10.

Metodą szeroko stosowaną w tej procedurze ulepszania jest hodowla mikroalg w fotoreaktorach z otwartymi torami bieżniowymi w połączeniu z kolumną absorpcyjną, ze względu na niższe koszty operacyjne i minimalny wymagany kapitał inwestycyjny6. Najczęściej używanym typem reaktora bieżniowego do tego zastosowania jest staw glonów o wysokiej szybkości (HRAP), który jest płytkim stawem bieżniowym, w którym cyrkulacja bulionu z glonów odbywa się za pomocą koła łopatkowego o małej mocy14. Reaktory te wymagają dużych powierzchni do ich instalacji i są bardzo podatne na zanieczyszczenie, jeśli są używane w warunkach zewnętrznych; w procesach oczyszczania biogazu zaleca się stosowanie warunków zasadowych (pH > 9,5) oraz stosowanie gatunków glonów, które rozwijają się w wyższych poziomach pH, w celu zwiększenia usuwania CO2 iH2S przy jednoczesnym uniknięciu zanieczyszczenia15,16.

To badanie miało na celu określenie efektywności uzdatniania biogazu i końcowej produkcji biometanu przy użyciu fotobioreaktorów HRAP w połączeniu z systemem kolumn absorpcyjno-desorpcyjnych i konsorcjum mikroalg.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Konfiguracja systemu

UWAGA: Schemat orurowania i oprzyrządowania (P&ID) systemu opisanego w tym protokole jest pokazany w Rysunek 2.

  1. Konfiguracja reaktora
    1. Przygotuj grunt, wyrównując go i zagęszczając, aby poprawić stabilność reaktora.
    2. Na otwartym polu wykop dwa podłużne dołki i 3 m od końca, dalej wykop otwór o głębokości 3 m2 i 1 m (znany jako studnia napowietrzająca).
    3. Umieść dwa HRAP (Rysunek 3) w przestrzeni na metalowych podporach pokrytych geomembraną. Każdy reaktor musi mieć pojemność roboczą 22,2m3.
    4. Umieść pompę powietrza na reaktor o mocy 1728,42 watów (2,35 KM) w pobliżu punktu HRAP, w którym wykopano studnie napowietrzające.
    5. Zamocuj koło łopatkowe (poruszane silnikiem elektrycznym o mocy 1103,24 W [1,5 KM]) w poprzek reaktora, aby ułatwić kontakt między biomasą a mediami.
  2. Konfiguracja uzdatniania gazu (Rysunek 4)
    1. Zbuduj kolumnę desorpcyjną z 6-calową rurką z polichlorku winylu (PVC), w której prąd wlotowy wchodzi 2 m od zakrytej góry, a prąd wylotowy płynie od dołu (Rysunek 2).
    2. Ustawić zbiornik absorpcyjny (Vt: 2,55 m3), w którym prąd wlotowy gazu (biogaz nieoczyszczony) jest bąbelkowany od dołu przez 11 rurek dyfuzora i pochodzi z beztlenowej komory fermentacyjnej przez 4-calowy rurociąg PVC przechodzący przez dmuchawę biogazu, rotametr 1" i port do pobierania próbek, podczas gdy ciecz pochodzi z recyrkulacji mediów za kolumną desorpcyjną na dnie zbiornika. Wylot cieczy znajduje się z boku zbiornika. Transportuje on media wzbogacone w CO2 do kolumny kontroli poziomu, a gaz wychodzi z wylotu w górnej części zbiornika, który jest połączony z 1" rurociągiem PVC w celu odprowadzenia uzyskanego biometanu do palnika w celu jego ciągłego spalania (Rysunek 2).
    3. Podłączyć zbiornik absorpcyjny do kolumny desorpcyjnej za pomocą rurki PVC o średnicy 4 cali, przechodząc przez port do pobierania próbek między obiema operacjami ( Rysunek 2).
    4. Zbuduj kolumnę kontroli poziomu z 6-calową rurką PVC, w której wlot znajduje się na dole. Posiada dwa wyloty (sterowane przepustnicami), w zależności od potrzeb systemu; pierwsza z nich znajduje się na wysokości 2,5 m, a druga na wysokości 3 m nad ziemią (Rysunek 2).
    5. Podłączyć fotobioreaktory HRAP rurociągiem z PVC o średnicy 2 cali do kolumny desorpcyjnej o średnicy 6 cali, przechodząc przez recyrkulacyjną pompę odśrodkową (1103,24 wata [1,5 KM]) i rotametr 1" ( Rysunek 2).
    6. Podłączyć kolumnę kontroli poziomu przez rurkę PVC 4" do rurki PVC typu 40, przechodząc przez port pobierania próbek. Następnie podłącz go do części elastycznej rurki PVC, następnie kolejnej rurki PVC z harmonogramu 40, a na końcu 4-calowej rurki PVC, która otwiera się do fotobioreaktorów HRAP (Rysunek 2).
    7. Ustawić obejście kolumny desorpcyjnej za pomocą 2-calowego rurociągu PVC i podłączyć go do głównej rury przed portem pobierania próbek ( Rysunek 2).

2. Testowanie funkcjonalne systemu

  1. Recyrkulacyjna pompa odśrodkowa (1103,24 W [1,5 KM])
    1. Aby określić maksymalne natężenie przepływu pompy, należy zalać wnętrze na co najmniej 10 minut, aby uniknąć zasysania powietrza i uruchomić ją przy napięciu 230 V i 1 fazie.
    2. Przetestuj przepływ recyrkulacji, pozwalając mu przepłynąć przez rotametr 1".
  2. System bąbelkowania biogazu
    1. Aby określić siłę wymaganą do wytworzenia pęcherzyków w co najmniej słupie powietrza odpowiadającą 200 mbar, przetestuj co najmniej 3 dmuchawy o różnych mocach (485,52 watów [0,66 KM], 1838,74 watów [2,5 KM] i 3309,74 watów [4,5 KM]) poprzez wprowadzenie powietrza do zbiornika absorpcyjnego.
    2. Sprawdź wzrokowo wielkość i rozmieszczenie pęcherzyków powietrza wewnątrz zbiornika. W opisanych tutaj warunkach pracy przewidywana średnia średnica pęcherzyków wynosi 3 mm.

3. Inokulacja i wzrost w warunkach wewnętrznych

  1. Przenieść czysty szczep Arthrospira maxima z płytek agarowych do 15 ml wodnego podłoża mineralnego17 (NaHCO3 [10 g/L], Na3PO4 ·12H2O [0,033 g/L], NaNO3 [0,185 g/L], MgSO4 ·7H2O [0,014 g/L], FeSO4 ·7H2O [0,0008 g/L], NaCl [0,4 g/L]).
  2. Zwiększ hodowlę do 500 ml kolb z nieszkodliwym wodnym podłożem Jourdan, używając 100% objętości kolby i pozwól jej rosnąć w 12 godzinach światła / 12 godzinach ciemnych fotoperiodów przy użyciu lamp z diodami elektroluminescencyjnymi (LED) z urządzeniem do montażu powierzchniowego (SMD) 2835, zapewniając zimne światło o jasności 2000 lm i przy ciągłym mieszaniu przez bulgotanie powietrzem (0,3 l / min lub 0,6 vvm). (krok trwający około 1 miesiąca).
  3. Kontynuuj proces skalowania w górę, dodając 20% poprzedniej objętości do nowej objętości, aż do osiągnięcia 50 l.
  4. Dostosuj kulturę do naturalnych warunków świetlnych pracy i pożywki hodowlanej Jourdan w szklarni w przezroczystych workach o pojemności 50 l (krok trwający około 2 miesięcy).
  5. Kontynuuj skalowanie w tych warunkach do 5 m3 fotobioreaktorów HRAP (krok trwający około 2 miesięcy).

4. Uruchomienie operacyjne systemu w warunkach zewnętrznych

  1. Dodaj pełną objętość tych fotobioreaktorów HRAP o długości 5 m3 do fotobioreaktorów HRAP o powierzchni 13 m3 umieszczonych na zewnątrz i wypełnij resztę objętości pożywką hodowlaną Jourdan. Rozpocznij mieszanie za pomocą koła łopatkowego z prędkością 30 cm/s, uprawiając w trybie okresowym przez 15 dni lub do osiągnięcia 0,7 g/l (etap trwający około 1 miesiąca).
  2. Gdy wzrost osiągnie 0,7 g/l, przenieś objętość do roboczego 22,2 m3 HRAP, resztę napełnij pożywką Jourdan i ustaw koło łopatkowe na prędkość 30 cm/s. Pozwól biomasie rosnąć, aż osiągnie 0,7 g/l i pH 10; Po spełnieniu tych warunków należy rozpocząć pobieranie próbek i w razie potrzeby zbiory.
  3. Uruchom recyrkulację cieczy z fotobioreaktora HRAP do zbiornika absorpcyjnego o zmiennym przepływie, aby zwiększyć wydajność biomasy. Rozpocząć bulgotanie biogazu przy średnim przepływie 3,5 m3/h po 2 godzinach, aby dostarczyć węgiel nieorganiczny do hodowli. Zwróć uwagę na pH, ponieważ musi ono utrzymywać się powyżej 9,
    UWAGA: Przed przepuszczeniem medium przez zbiornik absorpcyjny należy zalać pompę odśrodkową opisaną powyżej.
  4. Dodawanie składników odżywczych: Monitoruj warunki składników odżywczych co tydzień przez cały zbiór i ogólny bilans azotu przy założeniu stanu ustalonego obliczonego w sposób pokazany:
    MNaNO3 = (Mbiomasa x 0,10)/0,12 [g]
    gdzie:
    MNaNO3 = masa azotanu sodu [g]
    MBiomasa = Zebrana biomasa [g]
    1.10: Uzysk masowy azotu/biomasy16 [g/g]
    1.12: Udział masowy azotu w azotanie sodu [g/g]
  5. Mając wyniki bilansu azotowego, przeformułuj pożywkę Jourdan, aby dodać proporcjonalną ilość Na3PO4·12H2O, MgSO4·7H2O i FeSO4·7H2O. Nie dodawać więcej wodorowęglanu sodu lub chlorku sodu.
    UWAGA: Rozpuść składniki odżywcze w czystej wodzie przed dodaniem ich do reaktorów.
  6. Monitoruj parowanie wody i dodawaj co tydzień, jeśli to konieczne.

5. Pobieranie próbek i analiza

  1. biogaz
    1. Pobrać próbkę biogazu z wylotu próbki przed zbiornikiem absorpcyjnym oraz z wylotu próbki za zbiornikiem, podłączając worek z polifluorku winylu o pojemności 10 l do wylotu za pomocą elastycznej rurki o odpowiedniej średnicy; umieścić każdy z nich w oddzielnych workach z polifluorku winylu.
    2. Skalibruj przenośny analizator gazów, ustawiając przetwornik ciśnienia na zero i czekając na stabilizację. Zrób to, naciskając Start, a następnie Dalej i łącząc przezroczystą rurkę i żółtą rurkę zgodnie z instrukcjami analizatora. Naciśnij Dalej i na końcu, Odczyty gazu.
    3. Podłączyć każdą próbkę znajdującą się w workach z polifluorku winylu do analizatora, nacisnąć przycisk Dalej i zmierzyć stężenia CH4, CO2, O2 iH2S jako % obj. z obu punktów układu.
    4. Określić stosunek objętościowej recyrkulacji cieczy do biogazu (L/G), dzieląc przepływ recyrkulacji cieczy przez przepływ produkcji biogazu. Obliczyć odpowiedni przepływ gazu (m3/h), który charakteryzuje się najwyższą skutecznością usuwania CO2 iH2S.
  2. Pomiar online warunków systemu (pH, tlen rozpuszczony, temperatura)
    1. Skalibruj wszystkie czujniki zgodnie ze specyfikacją producenta.
    2. Umieść czujnik pH, czujnik tlenu rozpuszczonego (DO) i czujnik temperatury w cieczy każdego HRAP.
      UWAGA: Aby zapoznać się z marką i specyfikacjami każdego z czujników, zapoznaj się z tabelą materiałów file.
    3. Podłącz czujniki pH i tlenu rozpuszczonego do urządzenia do gromadzenia danych składającego się z 64-bitowego procesora czterordzeniowego 1,4 GHz podłączonego do przenośnego ekranu, na którym znajduje się gotowy program w języku Python napisany w zintegrowanym środowisku programistycznym i edukacyjnym (IDLE) 2.7.
      1. Otwórz program za pomocą ekranu i wskaż przedziały czasowe do przechowywania każdego punktu danych (w tym przypadku co 2 minuty).
      2. Utwórz arkusz kalkulacyjny, w którym program będzie automatycznie przechowywał zebrane dane.
      3. Kliknij przycisk z napisem ON, wskazujący, że jest gotowy do rozpoczęcia przechowywania danych.
      4. Aby zatrzymać pobieranie danych, kliknij przycisk z napisem OFF.
      5. Aby pobrać informacje, podłącz uniwersalną magistralę szeregową (USB) i zaimportuj arkusz kalkulacyjny.
    4. Podłącz czujnik temperatury do termorejestratora, aby przechowywać dane zarejestrowane podczas eksperymentów.
  3. Krótkie testy eksploracyjne
    1. Określ najbardziej efektywną wartość L/G
      1. Reguluj przepływ dopływającego biogazu, aby wybrać wartość L/G do badania (0,5, 1, 1,5, 1,6, 2, 2,5, 3,3, 3,4).
      2. Mierzyć pH oraz stężenia wlotowe i wylotowe każdego gazu (CH4, CO2, H2S, O2, N2) na początku i co 15 minut przez godzinę (60 minut), używając przyrządów opisanych powyżej.
      3. Określ najbardziej wydajną L/G, porównując wartości wylotu i wybierz tę, która jest najwygodniejsza zgodnie z potrzebami eksperymentu.
    2. Zależność między L/G, pH i CO2
      1. Wybierz co najmniej dwa L/G do porównania.
      2. Dla każdego L/G mierzyć pH oraz stężenia CO2 na wlocie i wylocie orazH2S,O2 iN2 jako kontrolę na początku, co 15 minut przez 60 minut, a następnie co godzinę przez łącznie 5 godzin, używając przyrządów opisanych powyżej.
      3. Oblicz procentowy stopień usuwania CO2 za pomocą równania:
        Usuwanie %CO2 = ((CO2na wejściu - CO2na wyjściu)/(CO2na zewnątrz)) x 100
      4. Sporządź wykres wyników i porównaj zachowanie pH i CO2 dla każdego z badanych L/G.
  4. Krzywa kalibracyjna do korelacji masy biomasy na litr kultury w stosunku do absorbancji przy 750 nm18
    1. Spróbuj próbki kultury glonów, aby spróbować uzyskać absorbancję 1,0. Jeśli kultura ma absorbancję poniżej 1,0, należy pobrać wodę przez filtrację (filtr 0,45 μm) z próbki hodowli. Jeśli absorbancja jest większa niż 1, można ją zmniejszyć, dodając świeżą pożywkę hodowlaną.
    2. Przygotować pięć zawiesin komórek glonów za pomocą próbki i dodać świeżą pożywkę hodowlaną, w procentach objętościowo-objętościowych (V/V): 100%, 80%, 60%, 40% i 20%.
    3. Zmierzyć i zapisać absorbancję pięciu roztworów przy długości fali 750 nm za pomocą spektrofotometru przy użyciu kuwet z tworzywa sztucznego, w których świeżą pożywką hodowlaną jest próba ślepa.
    4. Oznaczyć masę biomasy na litr kultury każdej zawiesiny, filtrując 10 ml przez uprzednio zważony filtr 0,45 μm i susząc próbkę w eksykatorze krzemionkowym przez 24 godziny, a następnie 48 godzin, aby zapewnić stałą masę. Powtórz ten krok dla każdego z pięciu rozwiązań.
      UWAGA: Wyższa temperatura (powyżej 60 °C) nie jest zalecana do suszenia ze względu na utratę niektórych kluczowych związków, które mogą ulatniać się i zmieniać masę próbki.
    5. Po potwierdzeniu masy oblicz stężenie biomasy w reaktorze za pomocą równania:
      Stężenie biomasy = (Masa biomasy - waga filtra) x 1000/Objętość filtrowana [g/L]
    6. Wykonaj regresję liniową danych dotyczących masy biomasy w gramach na litr kultury w funkcji absorbancji zmierzonej przy 750 nm za pomocą arkusza kalkulacyjnego lub innego oprogramowania. Współczynnik regresji liniowej powinien być większy niż 0,95; W przeciwnym razie krzywa nie jest przydatna, a protokół należy powtórzyć.
      UWAGA: Jest ona opisana jako masa biomasy, a nie jako sucha masa, jak większość metod, ponieważ zastosowana metoda suszenia nie pozwala na całkowite usunięcie wody z próbki, pozostawiając zawartość wody mniejszą niż 5%19.
  5. Wzrost biomasy
    1. Monitoruj reaktory każdego dnia. Pobrać próbkę o objętości 1 litra od połowy odległości między kołem łopatkowym a jego powrotem z każdej kultury i przynieść ją do laboratorium.
    2. Sprawdź wzrost kolonii i czystość kultury pod mikroskopem.
    3. Zmierzyć i zapisać absorbancję próbek przy długości fali 750 nm za pomocą spektrofotometru, gdzie świeża pożywka hodowlana jest próbą ślepą.
    4. Porównaj z krzywą kalibracyjną, aby uzyskać szacowaną masę biomasy w gramach na litr.
    5. Rejestruj wzrost każdego reaktora bieżniowego.
  6. Produkcja biomasy - zbiór
    1. Monitoruj reaktory każdego dnia. Jeśli przyrost biomasy wzrośnie powyżej 0,7 g/l podczas pobierania próbek, konieczne jest zbiory.
    2. Na przemian między obydwoma HRAP umieść siatkę poliestrową na sekcji na jednym końcu reaktora i umieść koniec elastycznej rurki PVC w strumieniu cieczy, tak aby drugi koniec odprowadzał ciecz na wierzch siatki.
    3. Opróżnić od 4500 l do 7500 l (w zależności od nasycenia biomasą reaktora) na siatkę, utrzymując ciągły przepływ z powrotem do odpowiedniego HRAP. Biomasa zostanie zatrzymana na siatce.
    4. Aby zebrać plony, zdejmij siatkę z górnej części reaktora i umieść ją na innej powierzchni, aby zeskrobać biomasę i umieścić ją w lejku.
    5. Przepchnij biomasę przez lejek, aby utworzyć wydłużone kształty na wierzchu czystej i suchej siatki; umieść siatkę w ciepłym, zadaszonym pomieszczeniu (34-36 °C) na 48-72 godziny.
    6. Po wyschnięciu usuń biomasę z siatki i zważ ją. Oblicz stężenie zebranej biomasy w g/l za pomocą tych równań:
      Objętość spuszczonej cieczy = Natężenie przepływu pompy x Czas opróżniania [L]
      Stężenie zebranej biomasy = Masa biomasy zebranej biomasy/Objętość odsączonej cieczy [g/L]

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zgodnie z protokołem, system został zbudowany, przetestowany i zaszczepiony. Warunki były mierzone i przechowywane, a próbki były pobierane i analizowane. Protokół został sporządzony przez rok, rozpoczął się w październiku 2019 r. i trwał do października 2020 r. Należy wspomnieć, że od tego momentu HRAP-y będą określane jako RT3 i RT4.

Produktywność biometanu
W celu określenia warunków, które sprzyjają najwyższemu usuwaniuH2SiCO2, a co za tym idzie, najwyższemu stężeniu metanu, wypróbowano kilka stosunków ciecz/biogaz w recyrkulacji (L/G) w zakresie od 0,5 do 3,4. Wyniki te uzyskano dla eksperymentów trwających co najmniej 60 minut (1 godzina) ciągłego bulgotania biogazu w okresie od 25września do 28 września. Podczas tych testów mikroalgi utrwaliły CO2 , a bakterie utleniłyH2S, zagęszczając metan (CH4) i zasadniczo oczyszczając mieszaninę gazów.

Biorąc pod uwagę uśrednioną zdolność eliminacji CO2 całego systemu (objętość HRAP + objętość zbiornika = 24,75 m3) i stabilne stężenie biomasy na poziomie 0,8 g/L, oszacowano konkretny współczynnik wiązania, co dało 65 mgCO2/gbiomasa h, czyli mniej niż maksymalna teoretycznie podawana wartość (300 mgCO2/gbiomasa h). Oznacza to, że proces oczyszczania biogazu oparty na mikroalgach-bakteriach może zostać ulepszony

.

Generalnie, oczyszczanie biogazu miało zwiększoną skuteczność przy wyższych wartościach L/G, utrzymując skuteczność usuwania na poziomie lub wyższym niż 98% dlaH2Si poniżej 7,5% zawartości vol dla CO2 (Rysunek 5, Rysunek 6, oraz Rysunek 7). Jednak zanieczyszczenie biometanem O2 spowodowane fotosyntetyczną produkcją tego gazu było znacznie wyższe przy wyższych wartościach L/G, co może stanowić potencjalny problem do użytku komercyjnego, ponieważ stężenia O2, zgodnie z prawem, muszą pozostać dość niskie, aby zmniejszyć ryzyko wybuchu20. Innym powodem jest unikanie obniżania jego wartości opałowej przez rozcieńczenieO2. Zamiast tego można argumentować, że L/Gs 1,6 i 2,5 reprezentują ogólnie najbardziej efektywne wyniki, ze stężeniami CO2 między 6,6% obj. a 6,8% obj., CH4 przy 87% obj. i O2 przy mniej niż 1,5% obj., a także prezentują skuteczność usuwaniaH2Spowyżej 98,5% (Rysunek 5, Rysunek 6, oraz Rysunek 7). Porównanie uzyskanych wartości procentowych z tym, co jest dopuszczalne przez prawo, znajduje się w tabeli 1.

Warto zauważyć, że stosunek recyrkulacji cieczy do biogazu wynoszący 2 ma wyższe stężenie CO2 (7,4% obj.), nawet jeśli wartość mieści się pomiędzy najbardziej efektywnymi L/Gs; można to przypisać faktowi, że został przetestowany w RT3 zamiast RT4. W tym przypadku warunki były mniej korzystne dla usuwania CO2 , być może ze względu na mniejsze stężenie biomasy. Ogółem średnia ilość biometanu produkowanego w tych warunkach wyniosła 20,68 m3/dobę, przy średnim przepływie 4,14 m3/h.

Wyniki mogą się różnić w zależności od warunków wzrostu, rodzaju biogazu (syntetycznego lub prawdziwego) i alg; na przykład, Serejo et al.21 użyli dwóch syntetycznych mieszanin biogazu symulujących mieszaninę gazów CO2 i N2 do porównania ze zwykłym biogazem wykonanym z 70% obj. CH4, 29,5% obj. CO2 i 0,5% obj. H2S, oczyszczanie go przez 180-litrowy system kolumn absorpcyjnych HRAP do uprawy Chlorella vulgaris. W tym artykule Serejo testuje również różne proporcje L/G, w zakresie od 0,5 do 67, w mniejszym, ale podobnym systemie przy niższych wartościach pH i sztucznym oświetleniu. Osiągnięto pełne usunięcieH2Si średni procent usuwania wynoszący 80% w najlepszych proporcjach (powyżej 15). Ta skuteczność usuwania rosła liniowo wraz ze stosunkiem; Wzrosło jednak również zanieczyszczenie tlenem, co może stwarzać problemy z ogólną jakością powstałego biometanu. Wzrost naszej skuteczności usuwania CO2 nie był liniowy; niemniej jednak lepszą eliminację CO2 można zaobserwować przy większych proporcjach. Wyjaśnienie jest wieloprzyczynowe, obejmujące pH, warunki odżywcze kultury i wzrost biomasy, a także bulgotanie biogazu.

Wpływ stosunku L/G na wydajność systemu uszlachetniania biogazu został oceniony bez powtórzeń. Było to uzasadnione, ponieważ testy były wykonywane w okresie dobowym od 10:00 do 13:00 (indukowałoby to stabilne nasłonecznienie i temperaturę zewnętrzną); w związku z tym wywołał prawie optymalne warunki wzrostu mikroorganizmów fotosyntetycznych, wówczas można założyć, że pH jest najbardziej wpływowym parametrem absorpcji CO2 < klasy sup = "xref">22, gdzie również zgłoszono bardzo małe odchylenie standardowe niższe niż 2% dla testów oceniających wpływ stosunku L/G na skuteczność usuwania absorpcji CO2

.

Reaktory są uprawiane na zewnątrz, co oznacza, że nawet jeśli inokulum było czystą kulturą glonów Arthrospira maxima, prawdopodobieństwo zanieczyszczenia innymi organizmami, które mogą przetrwać w trudnych warunkach pH wewnątrz hodowli, jest wysokie. Tak jest w przypadku bakterii utleniających siarkę23,24. Jednak zanieczyszczenie to okazuje się korzystne dla ostatecznego celu eksperymentu, ponieważ bakterie te pomagają usunąćH2Sz biogazu, zasadniczo przejmując kontrolę nad tym zadaniem i pomagając w poprawie jakości powstałego biometanu.

W warunkach środowiskowych i wytrzymałości jonowej panujących podczas działania systemu, rozpuszczony H2S był utleniany do polisiarczków i tiosiarczanów w reakcjach tlenowo-abiotycznych, gdzie po kilku dniach powinien być całkowicie utleniony do siarczanu25. UsuwanieH2Sprzez wytrącanie kationów w wodnym podłożu pokarmowym jest nieznaczne ze względu na niewystarczającą ilość kationów podawanych do układu w porównaniu z szybkością ładowaniaH2S(osiągając stosunek molowy Kationy/H2Sznacznie niższy niż 2). Brak osadów został potwierdzony przez nasze oględziny podczas wykonywania procesu uszlachetniania biogazu. Biologiczne utlenianie siarczków nie zostało w tej chwili zweryfikowane, ponieważ system jest otwarty na środowisko.

Warunki systemowe
Rozpuszczony tlen (DO) i zmiany pH mierzono zarówno w jasnych, jak i ciemnych warunkach. W ciągu dnia (warunki jasne) DO wzrastało z powodu fotosyntetycznej produkcji tlenu przez mikroalgi, podczas gdy w nocy (warunki ciemne) zmniejszało się zarówno z powodu braku fotosyntezy, jak i z powodu metabolizmu heterotroficznego, który wykorzystuje oddychanie (Rysunek 8).

Poziomy pH również różniły się wraz z obecnością CO2 w cieczy (Rysunek 8), zwiększając swoją wartość, gdy mniej CO2 zostało rozpuszczone i malejące, gdy usunięto mniej CO2; w szczególności, występują mniejsze piki w czasach, gdy nie dostarczano więcej CO2, co zostanie omówione dalej. W godzinach porannych pH osiągało szczyt około godziny 11:00, a najniższe około godziny 18:00, co jest również zgodne z aktywnością fotosyntezy glonów. Ważne jest, aby zwrócić uwagę na duży spadek w okolicach dnia 2; Krótki test eksploracyjny z użyciem L/G 1,64 został przeprowadzony 29 września, dostarczając biogaz w sposób ciągły przez około 24 godziny (około 1 dnia) i spowodował masową destabilizację systemu, wymagającą dostawy mocznika w celu pomocy w odzyskiwaniu azotu. Drugi krótki test eksploracyjny z użyciem 1,58 został przeprowadzony 5 października (około 7 dnia), ale w lepszych warunkach systemowych (zaopatrzenie w biogaz w ciągu dnia), dlatego pH tylko nieznacznie odbiegało od normalnych szczytów przez dwa dni, zanim powróciło do normalnego zachowania.

Mniejsze szczyty pH w Rysunek 8 można przypisać okresowi samoregulacji glonów do środowiska podczas przechodzenia od fotosyntezy do oddychania.

Odnosząc się do krótkich testów eksploracyjnych mających na celu powiązanie pH i L/G z procentowym usuwaniem CO2 (Rysunek 9), przetestowaliśmy dwa stosunki, 1,64 i 1,58, jak wspomniano wcześniej. Są to średnie z L/G zarejestrowanych podczas eksperymentów. Można zauważyć dwa odrębne zachowania, w których procent usuwania i pH w stosunku 1,58 były znacznie mniej stabilne i znacznie niższe niż te zarejestrowane dla stosunku 1,64.

To jest wspierane w procesie uszlachetniania biogazu przez Bahr et al.15, poprzez użycie systemu kolumn HRAP z gatunkiem glonów Arthrospira maxima. Bahr ocenił skuteczność usuwania CO2 w różnych warunkach pH i natężeniach przepływu cieczy w mediach, a także usuwanie zanieczyszczeń H2S i O2 na kilku syntetycznych składach gazów, od zwykłego CO2-N 2 do kompozycji biogazu o różnych stężeniachH2S (do 0,5% obj.). Doszli do wniosku, że przy wyższych wartościach pH (w zakresie 9-10) i wyższym natężeniu przepływu cieczy w pożywce hodowlanej (80 ml/min), procent usuwania CO2 był bliski 100%, ale uległ wyższemu zanieczyszczeniuO2, podczas gdy przy wyższych wartościach pH (w zakresie 9-10) i niższym natężeniu przepływu cieczy w pożywce hodowlanej (20 ml/min), procent usuwania CO2 pozostał bliski 100% i zaobserwowano znacznie mniejsze zanieczyszczenieO2. Zgłosili również pełne usunięcieH2Sw tych warunkach.

Podobnie, oscylacja DO (Rysunek 8) może być przypisana aktywności fotosyntetycznej glonów, ponieważ w ciągu dnia DO wzrastało z powodu fotosyntetycznej produkcji tlenu przez mikroalgi, podczas gdy w nocy zmniejszało się zarówno z powodu braku fotosyntezy, jak i z powodu metabolizmu heterotroficznego, który wykorzystuje oddychanie.

Temperatura w fotobioreaktorze HRAP (RT4) zmieniała się w zależności od pory dnia i jesiennej pogody, osiągając szczyt przez większość dni między 23 °C a 28 °C około godziny 17:00 i osiągając najniższe wartości między 11 °C a 15 °C około godziny 6:00 (Rysunek 10). Od czasu do czasu mierzono temperaturę na wlocie i wylocie zbiornika absorpcyjnego, co dało średnią temperaturę odpowiednio 30,1 °C i 32,5 °C. W związku z tym zawartość wody (pary) po uzdatnieniu powinna być nieco wyższa (13,5%) niż przed obróbką biogazu, przy założeniu, że w obu przypadkach wilgotność w biogazie osiągnęła nasycenie. Zdecydowanie zaleca się zainstalowanie suszarki do biogazu w celu optymalnego zarządzania i dalszego wykorzystania oczyszczonego biogazu.

Średni L/G, który był przeznaczony na okres od 28września do 10 października, wynosił 1,6, ponieważ krótkie testy sugerowały, że ten stosunek przyspieszyłby lepsze wyniki; jednak nie było możliwe utrzymanie go w nocy z powodu nadmiernego zakwaszenia kultury mikroalg spowodowanego słabą zdolnością buforowania pH wodnej pożywki. Dlatego tylko w ciągu dnia biogaz był podawany do zbiornika absorpcyjnego, dostosowując wartości L/G do około 1,5.

Produktywność biomasy
Szczepienie na RT3 przeprowadzono 20 maja 2020 r., a na RT4 27 maja 2020 r.; czas między testami (wrzesień) a szczepieniem służył ustabilizowaniu kultury i rozwiązaniu problemów operacyjnych, które się pojawiły, takich jak plagi i awarie systemu, biorąc pod uwagę globalną pandemię COVID.

Wzrost biomasy mierzono na dwa sposoby: pobieranie próbek i zbiory. Do celów niniejszego artykułu pobieranie próbek odnosi się do stężenia biomasy w danym momencie w reaktorze, podczas gdy zbiór odnosi się do wydajności produkcji biomasy, czyli ilości biomasy, która została odzyskana podczas procesu w celu uniknięcia zahamowania wzrostu. Test przeprowadzono od 29 września do 9 października, przy średnim L/G wynoszącym 1,5, mimo że preferowany był stosunek 1,6; Powodem jego spadku był wskaźnik 1,15 odnotowany około 11 dnia.

Pobieranie próbek (Rysunek 11) było wykonywane regularnie od dnia 1 do dnia 11 (od 29września do 9 października), gdzie trend wzrostu w obu reaktorach był bardzo podobny: zaczęło się od wyższego stężenia, osiągając najniższą wartość dla eksperymentu w dniach 4 i 5, stopniowo odbudowując się w RT4 i z pewnymi zmianami w RT3, w końcu znowu spada. Dokładnie to samo zachowanie można zaobserwować w Harvesting, co sugeruje, że jakieś wydarzenie (najprawdopodobniej czynnik zewnętrzny) wpłynęło na wzrost obu kultur jednocześnie.

Zbiór (Rysunek 12) odbywał się półregularnie, na przemian jeden zbiór dla RT3 i następny dla RT4. Należy jednak wziąć pod uwagę skalę; Zarówno w przypadku pobierania próbek, jak i zbiorów, różnice między liczbami są bardzo niskie, co wskazuje, że zdarzenie, które dotknęło oba reaktory, nie było krytyczne. Czerwona przerywana linia w Rysunek 8 oznacza okres, w którym reaktory nie zostały zebrane; Wynikało to z dwóch czynników: kilka dni przypadło na weekend, kiedy niestety reaktory nie były dostępne do pobierania próbek lub zbierania próbek (co można również potwierdzić w Rysunek 11), oraz metodologia wymaga pobierania próbek z reaktora o najwyższym stężeniu. W kompleksie znajdowały się cztery reaktory, z których tylko dwa (RT3 i RT4) uczestniczyły w tym badaniu, co sprawia, że dni po weekendzie są dniami, w których pozostałe dwa reaktory (RT1 i RT2) zostały zebrane przez zespół, co spowodowało brak danych dotyczących zbiorów z RT3 i RT4. Dane dotyczące zbiorów były o około 50% mniejsze niż dane dotyczące pobierania próbek; Może to wynikać z faktu, że skuteczność metodyki jest niższa.

Różnice między wartościami każdego dnia były niewielkie (Rysunek 11), co nawiązuje do odpornej kultury, która pozwala na zmianę warunków systemowych i pozostaje stabilna. Arthrospira maxima preferencyjnie rośnie w wysoko gazowanych podłożach o wysokim pH i jest bardzo wrażliwa na inhibicję NH315, co jest zgodne z wynikami przedstawionymi w Rysunek 8. Kalibracja przeprowadzona w sierpniu 2020 r. jest pokazana na Rysunek 13.

Przegląd poprodukcyjny i produkty uboczne
W celu dokonania przeglądu potencjału tego gazu w zakresie redukcji szkodliwych emisji do środowiska, przeprowadzono pełny raport firmy zewnętrznej, w którym stwierdzono, że biometan wyprodukowany w tej technologii zmniejszył całkowitą bezpośrednią emisję CO2 o 84% w porównaniu z wykorzystaniem nieoczyszczonego biogazu bezpośrednio z beztlenowej komory fermentacyjnej. Dodatkowo, po przeprowadzeniu analizy cyklu życia energii elektrycznej wytwarzanej zarówno przez surowy biogaz, jak i oczyszczony biometan, całkowita pojemność cieplna, jaką był w stanie zapewnić biometan, była o 23 000 kJ wyższa niż pojemność cieplna surowego biogazu.

Na koniec, produktem ubocznym tego procesu oczyszczania są zebrane mikroalgi, które po wyschnięciu mają niezliczone zastosowania w innych branżach, co mogłoby zwiększyć wartość metody i uczynić proces opłacalnym26. Na przykład przeprowadzono badanie na uprawach bazylii w celu oceny takich parametrów, jak liczba liści, świeża i sucha masa pędów oraz świeża masa liści w przypadku stosowania suszonej biomasy Scenedesmus w porównaniu ze zwykłym nawozem nieorganicznym; Znaleźli porównywalne wyniki w tych kryteriach zarówno w przypadku biomasy, jak i nawozu27. Podobne wyniki uzyskano w innym badaniu, w którym porównano wzrost czterech komercyjnych roślin uprawnych przy użyciu różnych stężeń nawozu wykonanego z biomasy glonów zawieszonej w wodzie; Nawet przy niskich stężeniach (20%) nawozu uprawy osiągnęły maksymalny wzrost, porównywalny z nawozami chemicznymi28.

figure-results-1
Rysunek 1: Wizualna reprezentacja procesu biologicznego zachodzącego podczas oczyszczania biogazu za pomocą mikroalg Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Diagram P&ID dla systemu opisanego w protokole. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Zdjęcie HRAPs, które zostały użyte podczas eksperymentów. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Zbiornik absorpcyjny. (A) Fotografie pożywki hodowlanej i wlotów biogazu do zbiornika absorpcyjnego. (B) Widok z przodu iz tyłu zbiornika absorpcyjnego. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rysunek 5: Krótkie testy eksploracyjne w RT3 w celu określenia wydajności L/G. Ciemnozielony odpowiadaCH4, zielony odpowiada CO2, jasnoróżowy odpowiada O2, a ciemnoróżowy odpowiada N2. Średnie pH 9,2435; Wlot cieczy 60-100 l/min; Wlot gazu 50-120 l/min. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-6
Rysunek 6: Krótkie testy eksploracyjne w RT4 w celu określenia wydajności L/G. Ciemnoróżowy odpowiada N2, jasnoróżowy odpowiada O2, ciemnozielony odpowiada CO2 , a jasnozielony odpowiada CH4. Średnie pH 9,95; Wlot cieczy 116-118 l/min; Wlot gazu 35-75 l/min. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-7
Rysunek 7: Porównanie wszystkich procentów usuwania dla H2S w każdym L/G podczas krótkich testów eksploracyjnych. L/G 0,5, 1, 1,5 i 2 odpowiadają RT3, a 1,6, 2,5, 3,3 i 3,4 RT4. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-8
Rysunek 8: Profil pH i tlenu rozpuszczonego. Profil pH (ciemnozielony) i DO (jasnozielony) dla RT4 między 28 września a 10 października 2020 roku. Wlot cieczy 75-118 l/min; Wlot gazu 57-75 l/min. Średnie stężenia wsadu dla każdego gazu: CH4- 60%vol,H2S - 2400 ppmv, CO2- 34%vol, O2- 0,6%vol. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-9
Rysunek 9: Procentowe profile usuwania CO2 w zależności od poziomu pH i L/G. Kolor zielony odpowiada procentowej zawartości usuwania CO2 przy proporcjach L/G: 1,58 (ciemnozielone trójkąty) i 1,64 (jasnozielone kółka). Różowy odpowiada wartościom pH w proporcjach L/G: 1,58 (ciemnoróżowe trójkąty) i 1,64 (jasnoróżowe kółka). Wlot cieczy 75-118 l/min; Wlot gazu 57-75 l/min. Średnie stężenia wsadu dla każdego gazu: CH4- 60%vol,H2S- 2400 ppmv, CO2- 34%vol, O2- 0,6%vol. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-10
Rysunek 10: Profil temperatury dla RT4 między 28 września a 10 października 2020 roku. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-11
Rysunek 11: Wyniki próbkowania dla RT4 (jasnozielone kwadraty) i RT3 (ciemnozielone kółka) między 28 września a 10 października 2020 roku. Stosunek L/G jest oznaczony strzałkami. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-12
Rysunek 12: Wyniki zbiorów dla RT4 (jasnozielone kwadraty) i RT3 (ciemnozielone kółka) między 28 września a 10 października 2020 roku. Stosunek L/G jest oznaczony strzałkami. Czerwonymi liniami przerywanymi pokazany jest okres, w którym nie było żniw dla żadnego z reaktorów. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-13
Rysunek 13: Krzywa kalibracyjna wykonana w sierpniu 2020 roku, korelująca stężenie kultury glonów w gramach na litr z absorbancją przy 750 nm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Składnik (%vol)Otrzymany skład biogazuUlepszony skład biogazuKompozycja biometanu handlowego NOM-001-SECRE-2010
CH464,2 ± 0,885,1 ± 2,0>84
CO233,8 ± 0,17,2 ± 1,2<3
H2S (ppmv)2539 ± 3230,5 ± 4,2<6
O20,3 ± 0,11,7 ± 0,5<0,2

Tabela 1: Porównawcze składy biogazu

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przez lata ta technologia glonów była testowana i stosowana jako alternatywa dla surowych i drogich technik fizykochemicznych do oczyszczania biogazu. W szczególności rodzaj Arthrospira jest szeroko stosowany do tego konkretnego celu, wraz z Chlorellą. Istnieje jednak kilka metodologii, które są tworzone na skalę półprzemysłową, co stanowi wartość dodaną dla tej procedury.

Bardzo ważne jest utrzymanie niższych stężeńO2 poprzez stosowanie odpowiedniego stosunku L/G; Zależy to jednak od regionu, w którym ten protokół będzie stosowany. Zawartość tlenu w biometanie jest ściśle regulowana ze względu na ryzyko wybuchu i korozji w rurociągach. Niektóre kraje Unii Europejskiej wymagają, aby zawartość wynosiła zaledwie 1%vol 29,30,31. Z drugiej strony metan musi mieć stężenie większe niż 65% obj.31. W Meksyku prawie nie ma przepisów dotyczących biogazu i biometanu, ponieważ jest on uważany za równoważny z gazem ziemnym, gdzie zgodnie z meksykańskimi normami32 minimalna zawartośćCH4 w biometanie wynosi 84% obj., a maksymalna zawartośćO2 wynosi 0,20% obj.

Ponadto pH w znacznym stopniu wpływa na usuwanie CO2 , bardziej niż L/G, podczas uprawy, dlatego tak ważne jest utrzymanie właściwej kontroli pH w całej metodyce, szczególnie podczas bulgotania biogazu. Ważne jest, aby zrozumieć, że po rozpuszczeniu CO2 w cieczy w grę wchodzi równowaga chemiczna, która bezpośrednio wpływa na poziom pH. Przy poziomach pH, wokół których oscylowały te kultury (8,5-9,5), wodorowęglany są formą, w której ta cząsteczka jest obecna, z niewielkim wzrostem węglanów na górnym końcu zakresu pH33. W tej formie mikroalgi są również w stanie metabolizować węgiel podczas ciemnych reakcji fotosyntezy w celu wytworzenia węglowodanów34. Ważny jest również czas bulgotania biogazu, z czego zaleca się utrzymanie bulgotania w ciągu dnia. Niemniej jednak L/G wpływa również na usuwanie CO2 i pH, co widać na rys. 5. Procent usuwania i pH w stosunku 1,58 były mniej spójne i znacznie niższe niż te zarejestrowane dla stosunku 1,64. Zachowanie to można przypisać większemu poborowi gazu we współczynniku recyrkulacji (więcej gazu oznacza mniejszy stosunek), co obniżało pH w szybszym tempie. Jednak można również argumentować, że początkowe pH dla 1,64 było wyższe, co sprzyjało buforowanemu zachowaniu skuteczności eliminacji CO2 podczas tego testu. L/G w tym protokole jest kontrolowane przez ilość biogazu, który jest bąbelkowany; Jednak inne protokoły różnią się szybkością recyrkulacji cieczy, co również jest opcją. Ponadto nie jest możliwe bąbelkowanie biogazu w nocy ze względu na zakwaszenie kultury i metabolizm glonów, ponieważ w tym czasie nie jest zapewnione sztuczne światło.

Innym zjawiskiem, które wprowadza zmienność w trafności wyników, jest przerywane bulgotanie powietrza stosowane w celu uniknięcia sedymentacji biomasy w reaktorach, co zapobiega zahamowaniu wzrostu przez akumulację tlenu. Nie da się tego jednak uniknąć, jeśli stosuje się tę metodę. Alternatywą dla bulgotania powietrza jest dodanie większej liczby kół łopatkowych, aby poprawić ruch wzdłuż reaktora, co może być skuteczne w innych eksperymentach. Z drugiej strony, rozległe obszary ziemi potrzebne do instalacji reaktorów, a także znaczne zużycie wody do uruchomienia i konserwacji systemu w celu uzyskania odpowiedniej wydajności biometanu.

Należy zauważyć, że w tym regularnym procesie pobierania próbek wykorzystuje się krzywą kalibracyjną masy biomasy i absorbancji (rysunek 9), gdzie korelacja między danymi wynosi prawie 1 (0,9995); Chociaż metoda może nie być oparta na poprzednim artykule dotyczącym tych samych glonów, współczynnik oznaczania wskazuje na silny związek statystyczny, że ta metoda jest wiarygodna. Ponadto istotne jest opisanie znaczenia zarówno pobierania próbek, jak i zbierania próbek w metodyce takiej jak taniej. Pobieranie próbek pozwoliło na właściwe utrzymanie kultury glonów, podczas gdy zbiór służył potrójnemu celowi: po pierwsze, uniknął zahamowania wzrostu z powodu przeludnienia hodowli, co mogło powodować akumulację tlenu35; po drugie, odbudowa biomasy glonów może prowadzić do dalszych możliwości gospodarczych; I wreszcie, dało to kolejną możliwość zmierzenia trendu wzrostu kultury.

Niemniej jednak określenie odpowiednich momentów do zbioru (które w tym protokole są określone na podstawie wyników pobierania próbek) jest również krytycznym krokiem, ponieważ obniża biomasę w reaktorach. Niższe stężenie biomasy wpływa na usuwanie pH i CO2 w cyklu: w niekorzystnych warunkach systemu (na przykład przy niższych wartościach pH) wzrost biomasy spowalnia, co z kolei obniża zdolność systemu do eliminacji CO2 , ponieważ jest mniej biomasy do jej metabolizowania; więcej rozpuszczonego CO2 zakwasiłoby pożywki hodowlane i zamknęło cykl36. Do wzrostu pH i biomasy przyczynia się wiele innych czynników, których nie należy pomijać w tym nadmiernym upraszczaniu związku przyczynowo-skutkowego; Dostępność azotu może być niezwykle ważna dla glonów Arthrospira maxima, podobnie jak warunki klimatyczne, takie jak temperatura i natężenie światła16,36, których nie można kontrolować w systemie takim jak ten. Na przykład dodanie mocznika, jak widać na rysunku 4, jest dowodem na to, że azot wraz z wyższymi wartościami pH może uregulować system glonów.

Inne ograniczenia tej metody są związane z wydajnością zbioru, która w porównaniu z pobieraniem próbek jest o około 50% mniej wydajna, co utrudnia ekonomiczną wykonalność systemu i wymagałoby ulepszenia technik filtracji. Wyniki masy zbioru są zawyżone o 6% (mierzone następnie zgodnie ze standardowymi metodami suchej masy), biorąc pod uwagę, że warunki suszenia w tej części protokołu nie powodują całkowitej eliminacji wody. Jeśli chodzi o biomasę, wyniki pobierania próbek (w tym krzywej kalibracyjnej) są zawyżone o co najmniej 5 % ze względu na niepełną eliminację wody w metodyce19; Ponieważ jednak błąd jest systematyczny, zaleca się przeprowadzenie jedynie analizy termograwimetrycznej w celu sprawdzenia zawartości wody w kulturze w celu rozważenia i dokonania poprawek analitycznych do wyników i krzywej kalibracyjnej.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Konflikt interesów. Autorzy oświadczają, że nie ma dla nich konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy DGAPA UNAM projektowi numer IT100423 za częściowe dofinansowanie. Dziękujemy również firmom PROAN i GSI za umożliwienie nam podzielenia się doświadczeniami technicznymi na temat ich pełnych instalacji do uszlachetniania biogazu fotosyntetycznego. Wysoko cenione jest wsparcie techniczne Pedro Pastora Hernándeza Guerrero, Carlosa Martina Sigali, Juana Francisco Díaza Márqueza, Margarity Elizabeth Cisneros Ortiz, Roberto Sotero Brionesa Méndeza i Daniela de los Cobos Vasconcelos. Część tych badań została wykonana w Laboratorium Inżynierii Środowiska IIUNAM posiadającym certyfikat ISO 9001:2015.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Rotametr 1"CICLOTECN/A Rotametr
1"GPIA10-LMA100IA1
Zbiornik absorpcyjnyEFISAWykonany według poprzedniego projektu
Dmuchawa powietrza (2,35 KM)Elmo Rietschle2BH11007AH01
Dmuchawa do biogazu (2 KM)Elmo Rietschle2BH11007AH01
Skład biogazu pomiarGeotechBIOGAS 5000
Urządzenie do akwizycji danychLabJack Co.U3-LV
Rurki dyfuzoraAero-TubeC3060AR
Czujnik tlenu rozpuszczonegoZastosowaniaZ10023525
dwunastowodzian fosforanu trisodowego Quimica PIMAN/AKlasa nawozu (do użytku szklarniowego i eksperymentalnego)
Dwunastowodny fosforan trisodowy Fermont35963Klasa analityczna (stosowana w kulturach w laboratorium)
Membrana twardości (45 &mikro; m)MerckMilliporeHVLP04700 
Silnik elektryczny 1,5 KMWeg00158ET3ERS56C
Siarczan żelaza siedmiowodnyAgroquimica SametN/AGatunek nawozu (do użytku szklarniowego i eksperymentalnego)
Siarczan żelazawy siedmiowodnyFermont63593Klasa analityczna (Stosowana w kulturach w laboratorium)
GeomembranaGEOSINCEREN/A
Magnez siedmiowodny siarczanTepeyacN/AKlasa nawozu (do użytku w szklarniach i na zewnątrz)
Siarczan magnezu siedmiowodnyFermont63623Klasa analityczna (stosowana w kulturach w laboratorium)
Koło łopatkoweGSIWykonane zgodnie z poprzednim projektem
Czujnik pHVan London pHoenix715-772-0041
Przenośny ekranMalinaPompa odśrodkowa Pi 3 B+
Recyrkulacja (1,5 KM)Aquapak ALY 15
Wodorowęglan soduIndustria del alcaliN/AGatunek nawozu (do stosowania w szklarniach i na zewnątrz)
Wodorowęglan soduFermont12903Klasa analityczna (stosowana w kulturach laboratoryjnych)
Chlorek soduSal ColimaN/AKlasa nawozowa (do stosowania w szklarniach i eksperymentalnie)
Chlorek soduFermont24912Klasa analityczna (Stosowany w kulturach w laboratorium)
Azotan soduVitraquimN/AKlasa nawozowa (do użytku szklarniowego i eksperymentalnego)
Azotan soduFermont41903Klasa analityczna (Stosowana w kulturach w laboratorium)
Program przechowywania (pH, DO)  Fundacja Oprogramowania Python Torby Python IDLE 2.7
TedlarSKC Inc.232-25
Rejestrator temperaturyT& DTR-52i
Spektrofotometr UV-VisThermoFisher Instrument naukowyGENESYS 10S 
Pompa próżniowaEVAREV-40

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Muñoz, R., Meier, L., Diaz, I., Jeison, D. A review on the state-of-the-art of physical/chemical and biological technologies for biogas upgrading. Rev Environ Sci Biotechnol. 14, 727-759 (2015).
  2. Karimi, B., Shokrinezhad, B. Air pollution and mortality among infant and children under five years: A systematic review and meta-analysis. Atmospheric Pollut Res. 11 (6), 61-70 (2020).
  3. Koengkan, M., Fuinhas, J. A., Silva, N. Exploring the capacity of renewable energy consumption to reduce outdoor air pollution death rate in Latin America and the Caribbean region. Environ Sci Pollut Res. 28, 1656-1674 (2021).
  4. Alvarez-Herranz, A., Balsalobre-Lorente, D., Shahbaz, M., Cantos, J. M. Energy innovation and renewable energy consumption in the correction of air pollution levels. Energy Policy. 105, 386-397 (2017).
  5. Razmjoo, A., et al. A technical analysis investigating energy sustainability utilizing reliable renewable energy sources to reduce CO2 emissions in a high potential area. Renew Energy. 164, 46-57 (2021).
  6. Franco-Morgado, M., Tabaco-Angoa, T., Ramírez-García, M. A., González-Sánchez, A. Strategies for decreasing the O2 content in the upgraded biogas purified via microalgae-based technology. J Environ Manage. 279, 111813(2021).
  7. Bailón, L., Hinge, J. Report: Biogas and Bio-Syngas Upgrading. , Danish Technological Institute, Aarhus. (2012).
  8. Persson, M., Jonsson, O., Wellinger, A. Biogas Upgrading to Vehicle Fuel Standards and Grid Injection. Brochure of IEA Task 37. Energy from Biogas and Landfill Gas. , (2006).
  9. Soreanu, G., Béland, M., Falletta, P. Approaches concerning siloxane removal from biogas -- a review. Canadian Biosystems Engineering. 53, 8.1-8.18 (2011).
  10. Toro-Huertas, E. I., Franco-Morgado, M., de los Cobos Vasconcelos, D., González-Sánchez, A. Photorespiration in an outdoor alkaline open-photobioreactor used for biogas upgrading. Sci Total Environ. 667, 613-621 (2019).
  11. Cozma, P., Wukovits, W., Mămăligă, I., Friedl, A., Gavrilescu, M. Modeling and simulation of high pressure water scrubbing technology applied for biogas upgrading. Clean Technol Environ Policy. 17, 373-391 (2015).
  12. Sheets, J. P., Shah, A. Techno-economic comparison of biogas cleaning for grid injection, compressed natural gas, and biogas-to-methanol conversion technologies: Techno-economic analysis of existing and emerging biogas upgrading technologies. Biofuels Bioprod Biorefining. 12, 412-425 (2018).
  13. Toledo-Cervantes, A., Estrada, J. M., Lebrero, R., Muñoz, R. A comparative analysis of biogas upgrading technologies: Photosynthetic vs physical/chemical processes. Algal Res. 25, 237-243 (2017).
  14. Marín, D., et al. Anaerobic digestion of food waste coupled with biogas upgrading in an outdoors algal-bacterial photobioreactor at pilot scale. Fuel. 324, 124554(2022).
  15. Bahr, M., Díaz, I., Dominguez, A., González Sánchez, A., Muñoz, R. Microalgal-biotechnology as a platform for an integral biogas upgrading and nutrient removal from anaerobic effluents. Environ Sci Technol. 48 (1), 573-581 (2014).
  16. Franco-Morgado, M., Alcántara, C., Noyola, A., Muñoz, R., González-Sánchez, A. A study of photosynthetic biogas upgrading based on a high rate algal pond under alkaline conditions: Influence of the illumination regime. Sci Total Environ. 592, 419-425 (2017).
  17. Jourdan, J. P. Manuel de culture artisanale de spiruline. , https://www.scribd.com/document/513003475/Manuel-de-Culture-Artisanale-de-Spiruline (2006).
  18. Lu, L., Yang, G., Zhu, B., Pan, K. A comparative study on three quantitating methods of microalgal biomass. Indian J Geo-Mar Sci. 46, 2265-2272 (2017).
  19. Sukarni, S. Thermogravimetric analysis of the combustion of marine microalgae Spirulina platensis and its blend with synthetic waste. Heliyon. 6 (9), e04902(2020).
  20. Kundu, S., Zanganeh, J., Moghtaderi, B. A review on understanding explosions from methane-air mixture. J Loss Prev Process Ind. 40, 507-523 (2016).
  21. Serejo, M. L., et al. Influence of biogas flow rate on biomass composition during the optimization of biogas upgrading in microalgal-bacterial processes. Environ Sci Technol. 49 (5), 3228-3236 (2015).
  22. Toledo-Cervantes, A., Madrid-Chirinos, C., Cantera, S., Lebrero, R., Muñoz, R. Influence of the gas-liquid flow configuration in the absorption column on photosynthetic biogas upgrading in algal-bacterial photobioreactors. Bioresour Technol. 225, 336-342 (2017).
  23. Posadas, E., et al. Minimization of biomethane oxygen concentration during biogas upgrading in algal-bacterial photobioreactors. Algal Res. 12, 221-229 (2015).
  24. González Sánchez, A., FloresMárquez, T. E., Revah, S., Morgan Sagastume, J. M. Enrichment and cultivation of a sulfide-oxidizing bacteria consortium for its deploying in full-scale biogas desulfurization. Biomass Bioenergy. 66, 460-464 (2014).
  25. González-Sánchez, A., Posten, C. Fate of H2S during the cultivation of Chlorella sp. deployed for biogas upgrading. J Environ Manage. 191, 252-257 (2017).
  26. Hussain, F., et al. Microalgae an ecofriendly and sustainable wastewater treatment option: Biomass application in biofuel and bio-fertilizer production. A review. Renew Sustain Energy Rev. 137, 137(2021).
  27. lvarez-González, A., et al. Can microalgae grown in wastewater reduce the use of inorganic fertilizers. J Environ Manage. 323, 116224(2022).
  28. Deepika, P., MubarakAli, D. Production and assessment of microalgal liquid fertilizer for the enhanced growth of four crop plants. Biocatal Agric Biotechnol. 28, 101701(2020).
  29. Huguen, P., Le Saux, G. Perspectives for a european standard on biomethane: a Biogasmax proposal. , https://trimis.ec.europa.eu/sites/default/files/project/documents/20120601_135059_69928_d3_8_new_lmcu_bgx_eu_standard_14dec10_vf__077238500_0948_26012011.pdf (2010).
  30. Gas Networks, Ireland. Biomethane - Oxygen Content Assessment. , https://www.gasnetworks.ie/docs/corporate/gas-regulation/Oxygen-concentration-report-17985-AI-RPT-001-Rev-5-Biomethane-review-Penspen.pdf (2018).
  31. Wellinger, A. European biomethane standards for grid injection and vehicle fuel use. , European Biogas Association. https://www.biosurf.eu/wordpress/wp-content/uploads/2015/06/9.-Arthur_Wellinger.pdf (2017).
  32. Diario Oficial de la Federación. NORMA Oficial Mexicana NOM-001-SECRE-2010, Especificaciones del gas natural (cancela y sustituye a la NOM-001-SECRE-2003, Calidad del gas natural y la NOM-EM-002-SECRE-2009, Calidad del gas natural durante el periodo de emergencia severa). , https://www.dof.gob.mx/normasOficiales/3997/sener/sener.html (2010).
  33. Sharifian, R., Wagterveld, R. M., Digdaya, I. A., Xiang, C., Vermaas, D. A. Electrochemical carbon dioxide capture to close the carbon cycle. Energy Environ Sci. 14, 781-814 (2021).
  34. Masojídek, J., Torzillo, G., Koblížek, M. Photosynthesis in Microalgae. Handbook of Microalgal Culture. , John Wiley & Sons. (2013).
  35. Rendal, C., Witt, J., Preuss, T. G., Ashauer, R. A framework for algae modeling in regulatory risk assessment. Environ Toxicol Chem. 42 (8), 1823-1838 (2023).
  36. Alami, A. H., Alasad, S., Ali, M., Alshamsi, M. Investigating algae for CO2 capture and accumulation and simultaneous production of biomass for biodiesel production. Sci Total Environ. 759, 143529(2021).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Produkcja biometanuobs uga fotobioreaktorausuwanie dwutlenku w glausuwanie siarkowodorustosunek fazy ciek ej do gazowejArthrospira maximawzrost biomasy

Powiązane artykuły