Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Operacja pomostowania dwunastnicy i jejunalnego u otyłych myszy z cukrzycą wywołanych dietą

1.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66049

⸱

18 października 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Jinshazhou Hospital of Guangzhou University of Chinese Medicine, 2General Hospital of Southern Theatre Command, 3Department of Cardiovascular Surgery, Zhujiang Hospital of Southern Medical University, 4Zhongshan Institute for Drug Discovery, Shanghai Institute of Materia Medica, Chinese Academy of Sciences, 5School of Laboratory and Biotechnology, Southern Medical University, 6Guangzhou Hualiang Qingying Biotechnology Co. Ltd

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Operacja pomostowania dwunastnicy i jelita czczego (DJB) może poprawić metabolizm glukozy i zmniejszyć insulinooporność. Tutaj przedstawiamy protokół mający na celu ustanowienie stabilnego i niezawodnego mysiego modelu DJB.

Streszczenie

Rozpowszechnienie otyłości i cukrzycy typu 2 jest poważnym globalnym problemem zdrowotnym. Otyłość jest głównym czynnikiem chorobotwórczym w cukrzycy typu 2, chorobach układu krążenia i niektórych nowotworach. Chirurgia bariatryczna oferuje długoterminową i skuteczną opcję leczenia zarówno otyłości, jak i cukrzycy. Rękawowa resekcja żołądka (SG) i pomostowanie żołądka Roux-en-Y (RYGB) są powszechnie uznawane za najpopularniejsze operacje bariatryczne. Ponadto kilka eksploracyjnych operacji bariatrycznych wykazało obiecujące efekty terapeutyczne. Pomostowanie dwunastnicy i jelita czczego (DJB), specjalnie dostosowane do diabetyków z niskim wskaźnikiem masy ciała, wykazało korzystne wyniki metaboliczne. Jednak jego niezależne od masy korzyści metaboliczne nie są w pełni zrozumiałe ze względu na ograniczone modele zwierzęce. W tym artykule opisujemy zoptymalizowane protokoły opieki i techniki chirurgiczne do wykonywania operacji DJB u myszy z otyłością wywołaną dietą (DIO) z cukrzycą. Wykorzystanie modelu mysiego przyczynia się do lepszego zrozumienia natury zmian wywołanych przez operację DJB, ułatwiając jednocześnie powiązaną praktykę kliniczną.

Wprowadzenie

Otyłość i cukrzyca typu 2 są najczęstszymi chorobami przewlekłymi na świecie, a ich częstość występowania wzrasta wśród młodych osób1. Chirurgia bariatryczna jest najskuteczniejszym sposobem leczenia otyłości i cukrzycy, ułatwiającym długoterminową stabilność poziomu glukozy we krwi, a także poprawiającym powikłania związane z otyłością2,3. Istnieje kilka rodzajów chirurgii bariatrycznej, sklasyfikowanych ze względu na to, czy zmniejszają objętość żołądka, czy wchłanianie jelitowe; Należą do nich restrictive, malabsorptive i combination4,5.

Bypass dwunastniczo-jelitowy (DJB) został po raz pierwszy opracowany przez Rubino i Marescaux, którzy wykazali, że cukrzycę typu 2 można złagodzić poprzez połączenie dwunastnicy i jelita czczego, a nie przez zmniejszenie objętości żołądka6,7. DJB zachowuje cały żołądek i omija całą dwunastnicę i proksymalne jelito czcze. Jelito dzieli się na kończyny żółciowo-trzustkowe, pokarmowe i wspólne6,8. DJB ma pewne podobieństwa z operacjami bariatrycznymi, w tym obejściem żołądka Roux-en-Y (RYGB), mini-gastric bypass, obejściem żółciowo-trzustkowym, przekierowaniem dwunastnicy i DJB plus rękawową resekcję żołądka9. W porównaniu do RYGB, DJB nie wymaga zespolenia żołądkowo-jelitowego, co skraca czas operacji i poprawia wskaźnik powodzenia zabiegu. DJB jest podobny do RYGB w poprawie metabolizmu glukozy, ale nie wpływa na masę ciała10. Po operacji DJB szybkie dostarczanie pokarmu do dystalnego odcinka jelita cienkiego stymuluje wydzielanie glukagonopodobnego peptydu-1 (GLP-1), co skutkuje poprawą metabolizmu glukozy11,12.

Wykorzystanie modeli zwierzęcych jest niezbędne do zrozumienia szlaków metabolicznych, komórkowych i molekularnych. Zwierzęce modele chirurgii bariatrycznej przyczyniły się do zrozumienia potencjalnych mechanizmów leżących u podstaw otyłości i cukrzycy13,14. Jednak ze względu na różnice fizjologiczne między gatunkami niemożliwe jest idealne odtworzenie chorób ludzkich w modelach zwierzęcych15. Spośród różnych modeli zwierzęcych dostępnych do celów badawczych, mysi model otyłości indukowanej dietą (DIO) najbardziej przypomina ludzką otyłość i zespół metaboliczny16. Myszy zostały wybrane do operacji DJB, aby określić wykonalność operacji i dostarczyć techniki do dalszych badań. Niniejszy manuskrypt zawiera kompleksowe podsumowanie zarówno aspektów technicznych, jak i szczegółów eksperymentalnych chirurgii DJB.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie poniższe etapy protokołu zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Szpitala Generalnego Dowództwa Teatru Południowego pod numerem zatwierdzenia 2020112501.

1. Ogólne przygotowanie przedoperacyjne

UWAGA: Zakupiono trzydzieści 6-tygodniowych samców myszy szczepu C57BL/6. Myszy utrzymywano w laboratorium wolnym od określonych patogenów (SPF) w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność; temperatura 22 ± 2 °C; oraz wilgotność 55-65%. Myszy miały swobodny dostęp do wody i otrzymywały dietę z 60% zawartością tłuszczu (kcal) przez 6 tygodni w celu wywołania otyłości. W celu wywołania cukrzycy przez 5 dni podawano dożylnie streptozotocynę w dawce 40 mg/kg.17Z trzydziestu myszy dwudziesty dwie poddano badaniu poziomu glukozy we krwi w warunkach losowych. > 300 mg/dL i w sposób losowy przydzielone do grupy DJB (n=15) oraz grupy operacji pozorowanej (n=7). Osiem myszy wykluczono z eksperymentu ze względu na niewystarczający poziom glukozy we krwi.

  1. Myszom należy podać post przez 8 h przed operacją. Odstawić wodę na 2 h przed zabiegiem.
  2. Podać dootrzewnowo 1% roztwór pentobarbitalu sodu (6 mL/kg) oraz buprenorfinę (1 mg/kg). Dotknąć pęsetą palców lub ogonów myszy, aby upewnić się, że zwierzęta nie wykazują wyraźnych drgań ani wstrząsów. Przy odpowiedniej znieczuleniu myszy mogą oddychać swobodnie bez wspomagania tlenowego.
  3. Umieścić myszy w pozycji grzbietnej na sterylnej desce pod stereomikroskopem. Nanieść maść do oczu na gałki oczne. Użyć koca elektrycznego, aby utrzymać ciepłotę ciał myszy przez cały czas trwania procedury. Stosować procedury sterylne, w tym fartuchy chirurgiczne, sterylne rękawiczki oraz instrumenty autoklawowane.
  4. W grupie kontrolnej (sham) wykonać dwa nacięcia odpowiednio w dwunastnicy, 1 cm poniżej odźwiernika, oraz w jelicie czczym, 5 cm poniżej więzadła Treitza, a następnie zaszyć nacięcia.

2. Pominięcie dwunastniczo-jelitowe: procedura chirurgiczna

  1. Nałóż pastę depilacyjną od wyrostka xifoidego na brzuch, aby usunąć owłosienie z tego obszaru. Zetrzyj krem i upewnij się, że skóra jest czysta. Przetrzyj obszar trzy razy, naprzemiennie stosując roztwory jodu i alkoholu.
  2. Przykryj mysz sterylnym polem operacyjnym, pozostawiając odsłonięty obszar operacyjny, i wykonaj nacięcie o długości 2 cm od wyrostka xifoidego w stronę brzucha.
  3. Użyj rozwieraka brzusznego, aby odsłonić jamę brzuszną. Odsuń tłuszcz brzuszny za pomocą wilgotnego tamponu bawełnianego, a wątrobę przesuń w stronę głowową, aby w pełni odsłonić żołądek i jelita.
  4. Żołądek i odźwiernik znajdują się poniżej wątroby, a więzadło Treitza znajduje się w dystalnej części dwunastnicy. Wykonaj podwójne podwiązanie jelita czczego 5 cm dystalnie od więzadła Treitza za pomocą nici jedwabnej 6-0 (Rycina 1A). Przetnij jelito czcze w połowie odległości między dwoma podwiązaniami i zaszyj kikut jelita czczego nicią jedwabną 10-0 (Rycina 1B).
    UWAGA: Należy unikać skręcania naczyń krwionośnych krezki.
  5. Odciągnij proksymalny koniec nacięcia jelita czczego o 5 cm wzdłuż jelita, aby stworzyć anastomozę jelito czcze-jelito czcze. Ustaw oba odcinki jelita poziomo, a następnie użyj nici jedwabnej 10-0 do wykonania bocznej anastomozy (Rycina 1C).
    UWAGA: Podczas operacji utrzymuj jelito w wilgotnym stanie za pomocą soli fizjologicznej, aby ograniczyć utratę wody. Zapobiegnie to zwijaniu się jelita i ułatwi szycie.
  6. Unieruchom oba końce jelita i przytnij nacięcia do równej długości (Rycina 1D). Zaszyj drugą warstwę tylnej ściany jelita za pomocą ciągłego szwu pełnościennego.
    UWAGA: Długość nacięcia wynosi około 0,5-0,6 cm, a odstęp między ściegami ~0,5 mm.
  7. Unieruchom oba końce jelita i zaszyj przednią ścianę jelita. Pierwszą warstwę przedniej ściany zaszyj prostym szwem ciągłym, a drugą warstwę szwem poziomym typu varus (Rycina 1E-F).
    UWAGA: Usuń zawartość jelit tamponami bawełnianymi, aby zapobiec zakażeniu jamy brzusznej.
  8. Odciągnij dystalny koniec nacięcia jelita czczego do dwunastnicy, 1 cm poniżej odźwiernika, aby stworzyć anastomozę dwunastnica-jelito czcze (Rycina 1G). Zaszyj ją tą samą metodą, co w krokach 2.6-2.7 (Rycina 1H-K).
    UWAGA: Sprawdź szwy w narożnikach anastomozy, aby zminimalizować ryzyko nieszczelności.
  9. Podwiąż jelito mikro-pincetą i przetnij mikro-nożyczkami. Wykonaj podwójne podwiązanie dwunastnicy nicią jedwabną 6-0, 2 mm od końca dystalnego anastomozy dwunastnica-jelito czcze. Przetnij w połowie mikro-nożyczkami i zaszyj kikut nicią jedwabną 10-0 (Rycina 1L).
    UWAGA: Naczynia żołądkowo-dwunastnicze odgałęziają się prostopadle do głowy trzustki i znajdują się w sąsiedztwie odźwiernika, co wymaga ostrożnej eksploracji naczyń w przekroju poprzecznym. Zlokalizowano ujście przewodu żółciowego wspólnego do dwunastnicy, dbając o to, aby nie uszkodzić trzustki ani przewodu żółciowego wspólnego.
  10. Przepłucz jamę brzuszną solą fizjologiczną o temperaturze 30 °C. Umieść jelita z powrotem w jamie brzusznej. Zaszyj oddzielnie mięśnie i skórę nicią jedwabną 6-0. Następnie zdezynfekuj skórę jodophorem.
  11. Po operacji wstrzyknij podskórnie w okolicę grzbietu sól fizjologiczną o temperaturze 30 °C (30 mL/kg), aby zapobiec odwodnieniu. Wstrzyknij domięśniowo penicylinę (10 mg/kg), aby zapobiec infekcji.

Disekcja przewodu pokarmowego, proces pomiaru linijką, eksperymentalny zestaw chirurgiczny, krok po kroku.
Rycina 1: Procedura pominięcia dwunastniczo-jelitowego. (A) Lokalizacja jelita czczego 5 cm dystalnie od więzadła Treitza. (B) Podwójne podwiązanie jelita czczego jedwabiem 6-0, przecięcie w środku wiązania. (C) Anastomoza jelito czcze-jelito czcze. (D) Wykonanie nacięcia o długości 0,5-0,6 cm i zaszycie tylnej ściany. (E-F) Zakończona anastomoza jelito czcze-jelito czcze. (G) Przeciągnięcie dystalnego odcinka jelita czczego do dwunastnicy 1 cm poniżej odźwiernika. (H) Anastomoza dwunastniczo-jelitowa. (I) Wykonanie nacięcia 0,5-0,6 cm w miejscu anastomozy dwunastniczo-jelitowej i zaszycie tylnej ściany prostym szwem ciągłym. (J-K) Zakończona anastomoza dwunastniczo-jelitowa. (L) W odległości 2 mm dystalnie od anastomozy dwunastniczo-jelitowej wykonano podwójne podwiązanie dwunastnicy jedwabiem 6-0 i przecięcie w środku wiązania. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

3. Ogólna opieka pooperacyjna

  1. Po operacji umieść myszy na elektrycznym kocu, aby zapobiec hipotermii. Pozwól myszom swobodnie się poruszać, aż całkowicie się obudzą, przed powrotem do klatek.
  2. W dniu pooperacyjnym ogranicz dostęp do pokarmu i wody oraz wstrzyknij 2 mL soli fizjologicznej podskórnie w grzbiet myszy. W pierwszym dniu pooperacyjnym podaj 10 mL 10% glukozy oraz napój funkcjonalny (w stosunku 1:1) bez pokarmu i wstrzyknij 1 mL soli fizjologicznej podskórnie.
  3. W drugim i trzecim dniu pooperacyjnym karm myszy mieszaniną 20 mL 10% glukozy i napoju funkcjonalnego. Po czwartym dniu podawaj myszom czystą wodę oraz dietę wysokotłuszczową. Karmienie przejściowe należy przeprowadzać zgodnie ze stanem rekonwalescencji pooperacyjnej w następującej kolejności: roztwór, pokarm półpłynny lub stały.
  4. Analgezja pooperacyjna: wstrzykuj buprenorfinę (0,1 mg/kg) co 12 h od 1. do 3. dnia, a następnie raz dziennie do 5. dnia.
  5. Po operacji obserwuj warunki żywieniowe, aktywność, kał oraz gojenie ran u myszy.

Schemat operacji przełączenia dwunastniczego, anatomia odnogi trawiennej i żółciowo-trzustkowej, ilustracja procedury chirurgicznej.
Rysunek 2: Schemat operacji DJB. (A) Anastomoza dwunastniczo-jelitowa. (B) Anastomoza jelitowo-jelitowa. (C) Odnoga żółciowo-trzustkowa. (D) Odnoga trawienna. (E) Odnoga wspólna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Anatomia rozczłonkowanego robaka z oznakowanymi częściami (A-E) i skalą pomiarową; badanie biologiczne.
Rycina 3: Anatomia operacji DJB. (A) Anastomoza dwunastniczo-jelitowa. (B) Anastomoza jelitowo-jelitowa. (C) Odgałęzienie biliopankreatyczne. (D) Odgałęzienie trawienne. (E) Odgałęzienie wspólne. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

4. Pooperacyjna ocena parametrów metabolicznych

  1. Pomiar masy ciała
    1. Myszy należy poddać 8 h głodówce przed pomiarem. Wagę myszy należy mierzyć co poniedziałek, przed i po operacji, przez 8 tygodni.
  2. Pomiar spożycia pokarmu
    1. Każdą mysz należy umieścić w oddzielnej klatce. Ilość pokarmu stałego w każdej klatce należy zmierzyć przed i po 24 h. Różnica między tymi dwiema wartościami stanowi dobowe spożycie pokarmu.
  3. Pomiar poziomu glukozy we krwi na czczo
    1. W poniedziałki w tygodniach pomiarowych o godzinie 8:00 należy pobrać kroplę krwi z koniuszka ogona myszy i nanieść ją na pasek do pomiaru glukozy umieszczony w glukometrze.
  4. Doustny test tolerancji glukozy
    1. Osiem tygodni po operacji DJB należy poddać myszy 8 h głodówce przed wykonaniem doustnego testu tolerancji glukozy. Należy pobrać kroplę krwi z koniuszka ogona myszy i nanieść ją na pasek do pomiaru glukozy umieszczony w glukometrze. Następnie należy podać doustnie 20% D-glukozę (2 g/kg). Poziom glukozy we krwi należy mierzyć w 0, 15, 30, 60, 90, 120, 150 i 180 min po gavage.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Warunki ogólne
Średni czas operacji w procedurze DJB wynosił 84,5 ± 2,6 min. Operację DJB przeprowadzono u piętnastu myszy, z czego dziewięć przeżyło. Jak pokazano w Tabeli 1, większość zgonów nastąpiła w trakcie operacji lub w ciągu kolejnych 7 dni. Przyczynami zgonów pooperacyjnych były krwawienie (n=2) w 1. dobie po operacji, nieszczelność anastomozy (n=1) w 4. dobie po operacji, niedrożność anastomozy (n=2) w 7. dobie po operacji oraz nieznana przyczyna (n=1) trzy tygodnie po ope...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W 1953 roku Varco i wsp.18 wykonali pierwsze pomostowanie jelita czczczo-krętego jako początek operacji bariatrycznej. Od tego czasu chirurdzy przeprowadzili wiele operacji bariatrycznych. Operacje te spowodowały utratę wagi i poprawę powikłań metabolicznych 4,19,20. Co więcej, w 1967 roku Mason i Ito21 przeprowadzili pierwsze obejście żołądkowe Roux-en-Y (RYGB), które może skutecz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

To badanie zostało wsparte grantem z Projektu Planowania Nauki i Technologii w prowincji Guangdong w Chinach (nr 202002020069).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Retraktor brzusznyFST17000-03Retraktor Colibri -3 cm, zakres zwijacza 1,5 cm / 3 cm długości
1% roztwór pentobarbitalu soduGuangzhou Fabryka odczynników chemicznych /  Rozpuścić 500 mg pentobarbitalu w proszku w 50 ml soli fizjologicznej w celu uzyskania 1% roztworu pentobarbitalu sodu.
Penicylina benzylowa sodowa do wstrzykiwańNorth China Pharmaceutical Company Ltd.F2062121Penicylina
BuprenorfinaGuangzhou Fabryka odczynników chemicznychAnalgezja
BuprenorfinaGuangzhou Otsuka Pharmaceutical Co., Ltd/Przeciwbólowy
Bufor kwasu cytrynowego i cytrynianu soduLEAGENER00522Roztwór buforowy
Patyczki kosmetyczneHaoZheng Medical60220610Waciki bawełniane
Pasta do depilacjiVeetAAPR-S222Krem do depilacji
Kolczyk do uszuZEYASUS304Znak na uszu
Koc elektrycznyZOSENZS-CWDRTPoduszka grzewcza
Waga elektronicznaWETTLER TOLEDO20060902-6Zmierz wagę
Proszek odżywczy dojelitowyAbbott Laboratories/Proszek odżywczy
Oko maśćGuangzhou Otsuka Pharmaceutical Co., Ltd/Chroń oczy
GlukometrRoche6993788001Ocena stężenia glukozy we krwi
Graphpad Prism wersja 9.4.1Oprogramowanie GraphPadw wersji 9.4.1Oprogramowanie do analizy statystycznej
Dieta wysokotłuszczowa (wysokotłuszczowa [60FDC] Oczyszczona dieta dla gryzoni)Dyets11225260kcal% Dieta wysokotłuszczowa
Micro KleszczeJinzhong Medical18-1140Mikro kleszcze
Mikro uchwyt na igłyJinzhong MedicalEMT-160-ZUchwyt na igły
Mikro nożyczkiJinzhong MedicalYBC010Mikronożyczki
Kamera mikroskopowaLAPSUNE 2000Wideo
Nożyczki okulistyczneJinzhong MedicalY00030Nożyczki
PentobarbitalGuangzhou Fabryka odczynników chemicznych/Narkoza
Chlorek sodu do wstrzykiwańGuangzhou Otsuka Pharmaceutical Co., LtdB21L0301NaCl 0,9%
Mikroskop stereoskopowyZEISSStemi 305Lornetka stereoskopowa
StreptozotocinSigmaS110910-1g
STZ Linia szwówLINGQIAO SUTUREZS-LQPMRZ5/ 0Prolene 6/0, Prolene 10/0
Kleszcze do tkanekJinzhong MedicalH1701Kleszcze chirurgiczne
/chirurgiczne

Bibliografia

  1. Lascar, N., Brown, J., Pattison, H., Barnett, A. H., Bailey, C. J., Bellary, S. Type 2 diabetes in adolescents and young adults. Lancet Diabetes Endocrinol. 6 (1), 69-80 (2018).
  2. Song, Y., Zhao, F. Bibliometric analysis of metabolic surgery for type 2 diabetes: current status and future prospects. Updates Surg. 74 (2), 697-707 (2022).
  3. Cummings, D. E., Rubino, F. Metabolic surgery for the treatment of type 2 diabetes in obese individuals. Diabetologia. 61 (2), 257-264 (2018).
  4. Buchwald, H. The evolution of metabolic/bariatric surgery. Obes Surg. 24 (8), 1126-1135 (2014).
  5. Akalestou, E., Miras, A. D., Rutter, G. A., le Roux, C. W. Mechanisms of weight loss after obesity surgery. Endocr Rev. 43 (1), 19-34 (2022).
  6. Rubino, F., et al. The mechanism of diabetes control after gastrointestinal bypass surgery reveals a role of the proximal small intestine in the pathophysiology of type 2 diabetes. Ann Surg. 244 (5), 741-749 (2006).
  7. Rubino, F., Marescaux, J. Effect of duodenal-jejunal exclusion in a non-obese animal model of type 2 diabetes: a new perspective for an old disease. Ann Surg. 239 (1), 1-11 (2004).
  8. Akalestou, E., et al. Establishing a successful rat model of duodenal- jejunal bypass: A detailed guide. Lab Anim. 53 (4), 362-371 (2019).
  9. Yu, H. H., Hsieh, M. C., Wu, S. Y., Sy, E. D., Shan, Y. S. Effects of duodenal-jejunal bypass surgery in ameliorating nonalcoholic steatohepatitis in diet-induced obese rats. Diabetes Metab Syndr Obes. 12, 149-159 (2019).
  10. Garciacaballero, M., Navarrete, S., Favretti, F., Celik, A., Del Castillo, D. Diabetes surgery in type 2 BMI 24-29 vs IMC 30-34 diabetic patients: is there differences among restrictive, malabsorptive and gastric bypass procedures. Nutr Hosp. 28 (2), 23-30 (2013).
  11. Vidal, J., Jiménez, A. Diabetes remission following metabolic surgery: is GLP-1 the culprit. Curr Atheroscler Rep. 15 (10), 357(2013).
  12. Speck, M., Cho, Y. M., Asadi, A., Rubino, F., Kieffer, T. J. Duodenal-jejunal bypass protects GK rats from {beta}-cell loss and aggravation of hyperglycemia and increases enteroendocrine cells coexpressing GIP and GLP-1. Am J Physiol Endocrinol Metab. 300 (5), E923-E932 (2011).
  13. Ashrafian, H., et al. Metabolic surgery: an evolution through bariatric animal models. Obes Rev. 11 (12), 907-920 (2010).
  14. Rao, R. S., Rao, V., Kini, S. Animal models in bariatric surgery--a review of the surgical techniques and postsurgical physiology. Obes Surg. 20 (9), 1293-1305 (2010).
  15. Im, Y. R., et al. A systematic review of animal models of NAFLD finds high-fat, high-fructose diets most closely resemble human NAFLD. Hepatology. 74 (4), 1884-1901 (2021).
  16. Kleinert, M., et al. Animal models of obesity and diabetes mellitus. Nat Rev Endocrinol. 14 (3), 140-162 (2018).
  17. Furman, B. L. Streptozotocin-induced diabetic models in mice and rats. Curr Protoc. 1 (4), e78(2021).
  18. Buchwald, H., Varco, R. L., Moore, R. B., Schwartz, M. Z. Intestinal bypass procedures. Partial ileal bypass for hyperlipidemia and jejunoileal bypass for obesity. Curr Probl Surg. , 1-51 (1975).
  19. DeMaria, E. J. Bariatric surgery for morbid obesity. N Engl J Med. 356 (21), 2176-2183 (2007).
  20. Bolling, C. F., Armstrong, S. C., Reichard, K. W., Michalsky, M. P. Metabolic and bariatric surgery for pediatric patients with severe obesity. Pediatrics. 144 (6), e20193224(2019).
  21. Mason, E. E. Gastric bypass for morbid obesity. Surg Annu. 11, 99-126 (1979).
  22. Cheng, Y., et al. Sleeve gastrectomy with bypass of proximal small intestine provides better diabetes control than sleeve gastrectomy alone under postoperative high-fat diet. Obes Surg. 29 (1), 84-92 (2019).
  23. Rubino, F., et al. The role of the small bowel in the regulation of circulating ghrelin levels and food intake in the obese Zucker rat. Endocrinology. 146 (4), 1745-1751 (2005).
  24. Zachariah, P. J., et al. Compared to sleeve gastrectomy, duodenal-jejunal bypass with sleeve gastrectomy gives better glycemic control in T2DM patients, with a lower β-cell response and similar appetite sensations: mixed-meal study. Obes Surg. 26 (12), 2862-2872 (2016).
  25. Jiang, B., et al. Role of proximal intestinal glucose sensing and metabolism in the blood glucose control in type 2 diabetic rats after duodenal jejunal bypass surgery. Obes Surg. 32 (4), 1119-1129 (2022).
  26. Han, H. F., et al. Duodenal-jejunal bypass increases intraduodenal bile acids and upregulates duodenal SIRT1 expression in high-fat diet and streptozotocin-induced diabetic rats. World J Gastroenterol. 28 (31), 4338-4350 (2022).
  27. Yan, S., et al. Reduction of intestinal electrogenic glucose absorption after duodenojejunal bypass in a mouse model. Obes Surg. 23 (9), 1361-1369 (2013).
  28. Arble, D. M., et al. Metabolic comparison of one-anastomosis gastric bypass, single-anastomosis duodenal-switch, Roux-en-Y gastric bypass, and vertical sleeve gastrectomy in rat. Surg Obes Relat Dis. 14 (12), 1857-1867 (2018).
  29. Liang, Y., et al. Duodenal-jejunal bypass surgery reverses diabetic phenotype and reduces obesity in db/db Mice. Curr Chem Genom Transl Med. 11, 41-49 (2017).
  30. Barataud, A., et al. Absence of role of dietary protein sensing in the metabolic benefits of duodenal-jejunal bypass in the mouse. Sci Rep. 7, 44856(2017).
  31. Close-up on lab animal microsurgery. Lab Anim (NY). 35 (1), 43(2006).
  32. Couceiro, J., Castro, R., Tien, H., Ozyurekoglu, T. Step by step: microsurgical training method combining two nonliving animal models. J Vis Exp. (99), e52625(2015).
  33. Nasser, K. M., Wahba, H. A., Kamal, E., El-Makhzangy, A. M., Bahaa, N. Animal model for training and improvement of the surgical skills in endolaryngeal microsurgery. J Voice. 26 (3), 351-357 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Otyłość indukowana dietąchirurgia bariatrycznametabolizm glukozyinsulinoopornośćtechnika chirurgicznaopieka pooperacyjnaglikemiajejunojejunostomia
Operacja pomostowania dwunastnicy i jejunalnego u otyłych myszy z cukrzycą wywołanych dietą
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.