Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Małoinwazyjna laryngoskopia mysia do obrazowania z bliska ruchu krtani podczas oddychania i połykania

1.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66089

⸱

1 grudnia 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Otolaryngology - Head and Neck Surgery, University of Missouri School of Medicine, 2Department of Biomedical Sciences, University of Missouri College of Veterinary Medicine, 3Division of Otolaryngology - Head and Neck Surgery, Texas A&M Health Science Center College of Medicine - Baylor Scott & White, 4Department of Veterinary Pathobiology, University of Missouri College of Veterinary Medicine, 5Department of Medicine, University of Missouri School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje seryjne podejście transoralnej laryngoskopii u myszy i szczurów, które umożliwia bliskie, niezakłócone obrazowanie krtani podczas oddychania i połykania, z wykorzystaniem zoptymalizowanego schematu znieczulenia oraz precyzyjnie dopracowanych technik manipulacji endoskopowej.

Streszczenie

Krtań jest niezbędnym narządem u ssaków, posiadającym trzy podstawowe funkcje – oddychanie, połykanie i wokalizację. Znane jest wiele zaburzeń upośledzających funkcjonowanie krtani, co skutkuje trudnościami w oddychaniu (dyspnea), zaburzeniami połykania (dysfagia) i/lub zaburzeniami głosu (dysfonia). Dysfagia w szczególności może prowadzić do zapalenia płuc aspiracyjnego i towarzyszącej zachorowalności, nawracającej hospitalizacji oraz wczesnej śmiertelności. Pomimo tych poważnych konsekwencji, istniejące metody leczenia dysfunkcji krtanii są w dużej mierze ukierunkowane na interwencje chirurgiczne i behawioralne, które niestety zazwyczaj nie przywracają prawidłowej funkcji krtani, co podkreśla pilną potrzebę innowacyjnych rozwiązań.

Aby zniwelować tę lukę, opracowujemy eksperymentalne podejście endoskopowe do badania dysfunkcji krtani w modelach myszy (czyli myszy i szczura). Jednak endoskopia u gryzoni jest dość trudna ze względu na ich niewielkie rozmiary w stosunku do obecnej technologii endoskopowej, różnice anatomiczne w górnych drogach oddechowych oraz konieczność znieczulenia do uzyskania kontaktu z krtanią. Tutaj opisujemy nowatorskie podejście do laryngoskopii transoralnej, które pozwala na bliskie, niezakłócone obrazowanie wideo ruchu krtani u myszy i szczurów. Kluczowe etapy protokołu obejmują precyzyjne leczenie znieczuleniem (aby zapobiec przedawkowaniu, które uniemożliwia przełykanie i/lub ryzykuje śmiertelność związaną z niedogodnością oddechową) oraz kontrolę endoskopu przez mikromanipulatora (do stabilnego nagrywania ruchu krtaniowego przez jednego badacza do późniejszej ilościowej klasyfikacji).

Co ważne, protokół ten może być stosowany w czasie na tych samych zwierzętach, aby badać wpływ różnych schorzeń patologicznych, szczególnie na funkcję krtani. Nowością tego protokołu jest możliwość wizualizacji ochrony dróg oddechowych podczas połykania, co u ludzi nie jest możliwe z powodu inwersji nagłośniowej nad wlotem krtani, która zasłania widok na krtanię. Gryzonie stanowią więc wyjątkową okazję do konkretnego zbadania mechanizmów prawidłowej i patologicznej ochrony dróg oddechowych krtani, w celu znalezienia metod leczenia skutecznych przywracających prawidłową funkcję krtani.

Wprowadzenie

Krtań to chrzęstny narząd położony na przecięciu dróg oddechowych i pokarmowych w gardle, gdzie pełni funkcję mechanizmu ventilacyjnego, precyzyjnie kontrolując przepływ i kierunek powietrza (np. podczas oddychania i wokalizacji) w porównaniu do jedzenia i płynów (czyli podczas połykania). Znane jest szerokie spektrum chorób wpływających na krtan, w tym wrodzone (np. krtan, zwężenie podkrtaniowe), nowotworowe (np. brodawczak krtani, rak płaskonabłonkowy), neurologiczne (np. idiopatyczne porażenie krtani, udar, choroba Parkinsona, stwardnienie boczne zanikowe) oraz iatrogenne (np. niezamierzone uszkodzenie podczas operacji głowy lub szyi). Niezależnie od etiologii, dysfunkcja krtanii zazwyczaj prowadzi do trójcy objawów: duszności (trudności w oddychaniu), dysfonii (upośledzenia głosu) i dysfagii (upośledzenia połykania), które negatywnie wpływają na dobrostan ekonomiczny i społeczny osoby 1,2,3,4.

Ponadto dysfagia, szczególnie u osób o słabości medycznej, może prowadzić do zapalenia płuc zachłysowego (spowodowanego uciekiem jedzenia lub płynów przez niecałkowicie zamkniętą krtań do płuc) oraz powiązanej z nią choroby, nawracających hospitalizacji i wczesnej śmiertelności 5,6. Pomimo tych poważnych konsekwencji, istniejące terapie dysfunkcji krtani są w dużej mierze ukierunkowane na interwencje chirurgiczne i behawioralne, które zazwyczaj nie przywracająprawidłowej funkcji krtani, co podkreśla pilną potrzebę innowacyjnych rozwiązań. W tym celu opracowujemy eksperymentalne podejście endoskopowe do badania dysfunkcji krtani w modelach myszy (czyli myszy i szczura).

W medycynie ludzkiej złotym standardem oceny dysfunkcji krtani jest wizualizacja endoskopowa, zwana laryngoskopią11,12. Zazwyczaj przez nos przeprowadza się elastyczny endoskop, aby zbadać krtanię, szczególnie fałdy głosowe oraz przylegające struktury krtani nadbrzemocyjnej i podkrlotowej. Do wizualizacji krtani przez jamę ustną może być również użyty sztywny endoskop. Oba podejścia pozwalają na ogólne badanie anatomii krtani i mogą być stosowane do oceny ruchomości i funkcji krtani podczas oddychania, fonacji oraz różnych odruchów ochronnych dróg oddechowych, takich jak kaszel i odruch przywodziciela krtaniowego 13,14,15,16. Podczas połykania jednak krtań jest całkowicie zasłaniona przez nagłośnię, która odwraca się, by zakryć wejście krtani, chroniąc ją przed drogą połykanego pokarmu/płynu. W rezultacie bezpośrednia wizualizacja ruchu krtani podczas połykania nie jest możliwa u ludzi i musi być pośrednio wnioskowana za pomocą innych metod diagnostycznych (np. fluoroskopii, elektromiografii, elektroglotografii).

Niniejszy artykuł opisuje innowacyjny protokół laryngoskopii dla myszy i szczurów, który umożliwia bliskie, niezakłócone obrazowanie oddechu oraz ochronę dróg oddechowych podczas połykania pod lekkim znieczuleniem lekkowym. Protokół jest kompatybilny z różnymi komercyjnie dostępnymi systemami endoskopowymi w połączeniu z niestandardową platformą do unieruchomienia znieczulonego gryzonia przez cały czas trwania zabiegu. Co ważne, możliwe jest wiele projektów i konfiguracji platform endoskopowych, w zależności od dostępnych zasobów i programu badawczego każdego laboratorium. Naszym celem jest dostarczenie wskazówek, które badacze mogą rozważać w kontekście swoich badań. Ponadto chcemy wykazać, jak ten protokół laryngoskopowy może prowadzić do ogromu obiektywnych danych, które mogą zainspirować nowe spojrzenie na nasze zrozumienie dysfunkcji krtani i regeneracji.

Połączony efekt wszystkich kroków opisanych w tym protokole laryngoskopii myszy skutkuje minimalnie inwazyjnym badaniem dorosłej mysiej krtani, które można powtórzyć u tych samych zwierząt, aby wykryć i scharakteryzować dysfunkcję krtani w czasie w odpowiedzi na uszkodzenie iatrogenne, postęp choroby i/lub interwencję leczenia w kontekście ochrony dróg oddechowych. Warto zauważyć, że protokół ten nie ocenia funkcji krtani związanej z wokalizacją.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół laryngoskopii myszy opiera się na zatwierdzonym protokole Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) oraz wytycznych Narodowych Instytutów Zdrowia (NIH). Został opracowany do użycia z ponad 100 dorosłymi myszami C57BL/6J oraz ponad 50 dorosłymi szczurami Sprague Dawley, mniej więcej tej samej płci i w wieku od 6 tygodni do 12 miesięcy dla obu gatunków. Konieczne jest opracowanie dodatkowych protokołów do adaptacji do młodszych i mniejszych gryzoni. Zwierzęta były trzymane grupowo (do czterech myszy lub dwóch szczurów w klatce, w zależności od płci i miotu). Standardowe warunki wiwariów obejmowały statyczne klatki z ścisłą regulacją temperatury otoczenia (20-26 °C), wilgotności (30%-70%) oraz standardowy cykl światła trwający 12 godzin. Wszystkie zwierzęta otrzymywały świeże materiały wzbogacające (np. budkę/fajkę, przysmaki dentystyczne, gniazdko) podczas cotygodniowych zmian w klatkach. Zapewniono nieograniczony dostęp do jedzenia i wody, z wyjątkiem krótkiego (do 4-6 godzin) ograniczenia żywieniowego przed znieczuleniem, jak opisano poniżej. Personel weterynarzy i naukowców codziennie monitorował zwierzęta.

1. Znieczulenie zwierzęce, które nie eliminuje połykania

  1. Noszenie odpowiedniego sprzętu ochrony osobistej (np. rękawiczki, maseczki), aby zminimalizować narażenie na alergeny podczas pracy z gryzoniami.
  2. Ogranicz każdą klatkę dla gryzoni do 4-6 godzin przed znieczuleniem, aby zminimalizować zatrzymanie pokarmu w jamie ustnej i gardle, co może utrudniać wizualizację endoskopową i/lub powodować aspirację pokarmu podczas zabiegu.
    UWAGA: Zatrzymanie pokarmu w jamie ustnej jest normalnym wykryciem u gryzoni bez dysfagii, jeśli nie były one ograniczane do diety.
  3. Przygotuj "stację grzewczą" do indukcji/odzysku zwierząt.
    1. Podgrzej termofor cyrkulujący wodę do 37 °C na powierzchni stołu.
    2. Wybierz odpowiednio dopasowane klatki do indukcji/odzyskiwania dla badanego gatunku. Na przykład klatki typu "mouse shoebox" z pokrywą filtra są odpowiednio dopasowane do indukcji/odzysku myszy i szczurów. Używaj świeżej klatki indukcyjnej/odzyskiwającej dla każdego testowanego zwierzęcia; Używaj jednej klatki zarówno jako klatki indukcyjnej, jak i odzyskiwającej dla tego samego zwierzęcia.
    3. Wyłóż podłogę klatki do indukcji/regeneracji cienką warstwą materiału chłonnego (np. wiórki osiki, ręczniki papierowe, podkładki dla szczeniąt), aby ogrzać i wchłaniać wydzieliny podczas indukcji i rekonwalescencji znieczulenia.
    4. Przygotowane klatki (z pokrywami filtra na górze) umieść całkowicie na poduszce grzewczej na 30-60 minut przed indukcją znieczulenia.
      UWAGA: To mikrośrodowisko zapewnia wystarczającą ilość ciepła dodatkowego, aby wspomóc stabilny metabolizm znieczulenia podczas indukcji i rekonwalescencji.
  4. Umieść klatkę domową zwierzęcia w połowie na podgrzewanej poduszce grzewczej o temperaturze 37 °C na około 30 minut przed indukcją znieczulenia.
    UWAGA: Zapewnienie dodatkowego ciepła przed zabiegiem może przyspieszyć indukcję znieczulenia i zapobiec przypadkowemu przedawkowaniu spowodowanym spowolnieniem lub opóźnieniem metabolizmu znieczulenia spowodowanego hipotermią.
  5. Przygotuj znieczulenie ketaminowo-ksylazynowe (KX) w zależności od gatunku i masy ciała.
    1. Dla myszy: Do transoralnej laryngoskopii u dorosłych myszy tła C57BL/6 obu płci wystarczy mieszanka ketaminy 90 mg/kg i 11 mg/kg ksylazyny. Dostosuj dawki do innych odmian myszy i ich wieku.
    2. Dla szczurów: Do transoralnej laryngoskopii u dorosłych szczurów Sprague Dawley obu płci wystarczy mieszanka 60 mg/kg ketaminy i 6 mg/kg ksylazyny. Dostosuj dawki do innych szczepów i wieku szczurów.
  6. Podgrzej środki znieczulające wypełnione strzykawką na stacji podgrzewczej 37 °C, aby zapobiec utracie ciepła u zwierząt, która występuje podczas wstrzykiwania zimnych płynów.
  7. Wstrzyknij gryzoniowi obliczoną dawkę KX za pomocą odpowiednio dopasowanej strzykawki (np. 1 mL) i igły (np. 26 G1/2).
    1. U myszy: Podaj pojedynczy zastrzyk podskórny (SC).
      UWAGA: Z naszego doświadczenia wynika, że zastrzyki SC u myszy zmniejszają/eliminują śmiertelność związaną z anestezją w porównaniu z iniekcjami dootrzewnownymi (IP).
    2. Dla szczurów: Podaj pojedynczy zastrzyk SC lub IP. Jeśli preferujesz, uspokajaj szczury izofluranem (ISO) (3-5%) w komorze indukcyjnej tuż przed podaniu KX.
      UWAGA: Spontaniczne ruchy ciała mogą wznowić się na krótki czas (zazwyczaj <1 minutę), aż KX zacznie działać.
  8. Podawaj glikopirolian (lek przeciwcholinergiczny) w celu zmniejszenia nadmiaru wydzieliny ślinowej, która może utrudniać wizualizację krtani podczas endoskopii transoralnej i/lub mechanicznie zatykać górne drogi oddechowe podczas rekonwalescencji po znieczuleniu.
    UWAGA: Stwierdzono, że pojedynczy zastrzyk SC w dawce 0,01-0,02 mg/kg podany równocześnie z początkowym zastrzykiem KX (IP) zapewnia wystarczającą kontrolę wydzielania podczas laryngoskopii oraz przez kilka godzin po znieczuleniu. Jednak u gryzoni poddawanych operacji krtani (czyli bezpośredniej manipulacji gruczołami ślinowymi w celu dostępu do krtani, tchawicy i nerwów krtaniowych) ponowne dawkowanie glikopirolianu w dawce 0,01-0,02 mg/kg (~20 minut po pierwszym zastrzyku) zapewnia bardziej agresywną kontrolę wydzielania. W przypadku innych zabiegów bardziej odpowiednie mogą być alternatywne podanie (np. 30-60 minut przed znieczuleniem) oraz sposób podania (np. dootrzewnowkowo lub domięśniowo).
  9. Po wstrzyknięciu glikopirolianu umieść znieczulonego gryzonia w podgrzanej klatce indukcyjnej na stacji grzewczej i przykryj klatkę chirurgiczną zasłoną, aby zapewnić ciemniejsze środowisko minimalizujące bodźce wzrokowe przez 10 minut bez zakłóceń.
    1. Przerwij zabieg, jeśli gryzoń pozostaje w ruchu 10 minut po pierwszej dawce KX.
      UWAGA: Próby dodatkowej znieczulenia (czy to KX, czy ketaminowe) prawdopodobnie będą bezowocne.
  10. Po 10 minutach podaj dawkę podtrzymującą ketaminę (1/4 dawki początkowej, jeśli odruchy kończyn tylnych są zmniejszone, lub połowę dawki początkowej, jeśli odruchy są szybkie; SC dla myszy i SC/IP dla szczurów) do utrzymania znieczulenia.
  11. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki i związanym z tym urazom podczas zabiegu laryngoskopii.
  12. Przenieś znieczulonego gryzonia na niestandardową platformę endoskopową, aby rozpocząć zabieg laryngoskopowy.
    UWAGA: Zaprojektowaliśmy naszą platformę endastroskopową (Rysunek 1) tak, aby miała wiele funkcji do zastosowania w różnych metodach chirurgicznych i elektrofizjologicznych wobec gryzoni, które niekoniecznie wymagają endoskopii. W związku z tym jest przebudowana wyłącznie do zastosowań endoskopowych. Tam, gdzie to istotne, podkreślimy cechy/komponenty niezbędne dla tego protokołu laryngoskopii.
  13. Od tego momentu kontroluj odruchy kończyn tylnych co 15-20 minut przez cały zabieg i podawaj dodatkowe dawki podtrzymujące ketaminę, w odstępach co najmniej 20 minut. Ponieważ jest to stosunkowo krótki zabieg (zazwyczaj <45 minut pod narkozą), dodatkowa ketamina rzadko jest wymagana po początkowej dawce podtrzymującej.

2. Przejście transoralne endoskopu do wizualizacji krtani

  1. Przed znieczuleniem przygotuj endoskop o odpowiednim rozmiarze z możliwością nagrywania wideo.
    UWAGA: Rutynowo używamy otoskopu o zerowym stopniu o średnicy wałka 1,9 mm i długości wałka 10 cm oraz niestandardowej metalowej oczkowej (Rysunek 2), który jest reprezentatywnym endoskopem wykorzystywanym w całym tym protokole.
    1. Podłącz endoskop do źródła światła i systemu zapisu endoskopowego, aby oglądać w czasie rzeczywistym i nagrywać wideo z co najmniej 30 klatkami na sekundę (fps).
    2. Ustawij ostrość i wyważ biel aparatu dla optymalnej jakości obrazu.
    3. Przymocuj endoskop do mikromanipulatora.
      UWAGA: Do śledzenia ruchu krtani, endoskop jest przymocowany do mikromanipulatora na platformie endoskopowej, aby umożliwić precyzyjną kontrolę endoskopową i stabilne rejestrowanie wideo.
  2. Zabezpiecz gryzonia w pozycji leżącej grzbietowej na podgrzewanej platformie. Stabilizuj i unieruchom głowę, zabezpieczając ją drążkami na uszy.
    1. Upewnij się, że głowa gryzonia może swobodnie obracać się w górę/w dół (ale nie na boki) w drążkach usznych bez wyślizgu. Ten stopień swobody ułatwia transoralne włożenie i wysunięcie endoskopu, aby dotrzeć do krtani.
  3. Jeśli podczas endoskopii pożądane jest synchroniczne elektrofizjologiczne rejestrowanie oddechu, połykania i koordynacji połykania, należy zastosować odpowiednie czujniki do tego celu (Rysunek 3).
    1. Przymocuj czujnik oddechowy do jamy odtłuszczającej w linii środkowej, bezpośrednio ogonowo od wyrostka ksyfoidalnego, za pomocą taśmy chirurgicznej.
    2. Przed włożeniem elektrod igieł ogol i wyczyszcz/zdezynfekuj skórę chusteczką alkoholową, aby zapobiec infekcji.
    3. Użyj igły 22 G, aby przebić małe otwór w skórze przed włożeniem elektrody, aby zapobiec uszkodzeniu igły elektromiografią (EMG).
    4. Przez skórę podbrzuszną na linii środkowej do podstawy języka (np. mięsień genioglosowy lub genio-gny) należy wprowadzić sterylną, koncentryczną elektrodę do igły (np. mięsień genioglosowy lub geniohyoidalny, w zależności od głębokości włożenia igły).
    5. Umieść elektrodę masową (np. stal nierdzewna 27 G) podskórnie w biodrze (po obu stronach).
    6. Podłącz czujnik oddechowy i elektrody igły EMG do systemu rejestracji elektrofizjologicznej (np. biowzmacniacz i system akwizycji danych z synchronicznym rejestrem wideo) i przed kontynuacją weryfikacji czystych sygnałów elektrofizjologicznych w obu kanałach.
    7. Owinąć miejsca połączeń elektrod folią aluminiową, aby osłonić przed zakłóceniami elektrycznymi i poprawić stosunek sygnału do szumu w odpowiednich nagraniach elektrofizjologicznych.
    8. Dostosuj lokalizację czujnika oddechowego oraz głębokość elektrody igły EMG w razie potrzeby, aby uzyskać czyste sygnały elektrofizjologiczne w obu kanałach. Aby postępować zgodnie z tym protokołem, użyj częstotliwości próbkowania 1k do oddychania oraz 20k częstotliwości próbkowania i filtra pasmowego (np. 150-3000 Hz) dla EMG.
  4. Przykryj tułów gryzonia (i czujnik oddechowy) przezroczystym kocem, aby ułatwić termoregulację, jednocześnie umożliwiając wizualizację ruchu brzucha podczas oddychania. Zostaw tylne kończyny i dolną część brzucha na wierzchu podczas kontroli odruchów i ponownego podawania ketaminy. Upewnij się, że koc nie ogranicza ruchów brzucha podczas oddychania.
  5. Przejdź do endoskopii transoralnej (Rysunek 4).
    1. Otwórz pysk gryzonia, wkładając zwężający, bawełniany aplikator za siekacze centralne, prostopadle do szczęki. Obróć wacikiem na grzbietowej stronie języka, aby lekko wystawał z ust.
  6. Delikatnie uchwyć palcem delikatnie wyciągnij język z ust na jedną stronę siekaczy centralnych, wprowadzając końcówkę endoskopu do jamy ustnej (Rysunek 4A,B).
    1. Włącz źródło światła po włożeniu końcówki endoskopu do jamy ustnej, aby uniknąć potencjalnego uszkodzenia oczu gryzonia.
    2. Włóż endoskop boczny względem siekaczy po tej samej stronie co cofnięty język. Siekacze centralne uniemożliwiają włożenie endoskopu na linii środkowej, co wymaga takiego podejścia bocznego wstawiania.
  7. Rozpocznij badania endastroskopowe (i elektrofizjologiczne). Rejestruj nieprzerwanie przez cały proces, aby zapewnić wystarczającą ilość danych do analizy post hoc lub zapisuj w wybranych momentach, w zależności od potrzeb badania.
  8. Ostrożnie przesuwaj endoskop, aby zobaczyć oroforynks, uważając, by nie drapać twardego podniebienia ani nie wywierać nadmiernego nacisku na język, co może spowodować uraz.
    1. Usuwaj widoczne resztki jedzenia i/lub nadmiar wydzieliny śliny, używając odpowiednio dopasowanego wymazu (np. mikroszczoteczki o średnicy 1,5 mm), aby zminimalizować ryzyko zachłysania w miarę postępu procedury.
    2. Kontynuuj przesuwanie/regulowanie pozycji endoskopu, aż podfogardło zostanie wycentrowane w polu widzenia na monitorze i kluczowe struktury anatomiczne będą widoczne (Rysunek 4C). W tym momencie wszystkie struktury powinny wydawać się anatomicznie wyrównane/symetryczne w polu widzenia kamery; w przeciwnym razie można przesunąć endoskop w razie potrzeby.
    3. Zwracaj uwagę na wywołane ruchy szczęki/języka podczas przesuwania endoskopu. Jeśli nie ma jej wcześniej, kontynuuj bez ponownego podawania ketaminy. Jeśli jest obecna, podaj drugą dawkę podtrzymującą ketaminę (1/4 do 1/2 początkowej dawki ketaminy) i odczekaj około 5 minut na zadziałanie, zanim przystąpisz do działania. Dawkowanie ponownie tylko wtedy, gdy minęło co najmniej 20 minut od poprzedniego zastrzyku, aby uniknąć nadmiernej sedacji i przerwania połykania.
    4. Badanie języka gryzonia co 5 minut podczas zabiegu pod kątem ciemnych przebarwień, które wskazują na niedokrwienie. Aby tego uniknąć, przesuwaj endoskop w razie potrzeby.
  9. Delikatnie nacisk na velum za pomocą mikrosondy (np. metalowej łopatki) umieszczonej obok endoskopu, aby odłączyć podniebienie miękkie i nagłośnię i zobaczyć krtań z daleka (rysunek 4D). Unikaj używania końcówki endoskopu do odłączania, ponieważ nacisk może spowodować uszkodzenie tkanek miękkich lub trwałe wygięcie/uszkodzenie trzonu endoskopu.
    UWAGA: W przeciwieństwie do ludzi, krtań mysia nie jest bezpośrednio widoczna z perspektywy transoralnej. Zamiast tego nagłośnia jest mechanicznie uwięziona pod błoną śluzową nad pęknięciem, co prowadzi do powstania ślepej uliczki podfogardlowej. Zastosowanie lekkiego nacisku na velum uwalnia nagłośnię z błony wezrowej, dając częściowy widok krtani.
  10. Obserwuj wywołane połykanie podczas rozdzielania velum i proglotis (velum/epiglottis).
    1. Rozpoznaj połykanie jako nagłe, krótkie przesunięcia języka tylnym w kierunku twardego podniebienia. Ten ruch zazwyczaj zachodzi synchronicznie z krótkim ruchem żuchwy/depresją, co stanowi zastępstwo do identyfikacji połykania, gdy tylny język nie jest łatwo widoczny w polu widzenia endoskopu.
    2. Identyfikacja połykania za pomocą aktywności pęknięcia EMG języka w połączeniu z krótkimi epizodami bezdechu w zapisie elektrofizjologicznym, oba występujące synchronicznie z zdarzeniami zamknięcia krtanii w nagraniu endoskopowym.
      1. W przypadku szybkiego powtarzającego się połykania, które wskazuje na niewystarczającą znieczulenie (czyli zbyt lekkie), należy ponownie podać dawkę i odczekać ~5-10 minut przed rozpoczęciem. Poczekaj co najmniej 20 minut po poprzednim zastrzyku podtrzymującym ketaminę, aby uniknąć przeciążenia i przerwania połykania.
      2. Głębokość znieczulenia należy uznać za optymalną, gdy podczas rozdzielenia welarno-nakrościowego wywołuje się tylko kilka połyknięć.
      3. Jeśli przełykanie zostanie zniesione, znieczulenie jest zbyt głębokie, by ocenić ochronę dróg oddechowych krtani. W takim przypadku poczekaj 5-10 minut na metabolizm ketaminy, zanim przystąpisz do zbliżenia krtani.

3. Zbliżenie, niezakłócone nagranie ruchu krtani podczas oddychania oraz wywołanego połykania

UWAGA: Synchroniczne rejestrowanie elektrofizjologiczne koordynacji oddechu, połykania i połykania jest również opcją.

  1. Powoli przesuwaj endoskop między velum a nagłośnią, utrzymując krtań w centrum pola widzenia (rysunek 5A-C).
    UWAGA: Końcówka endoskopu łatwo przejdzie przez otwór welarno-naglotowy bez siły. W przeciwnym razie przerwij zabieg, aby uniknąć potencjalnych szkód dla zwierzęcia. Można wizualizować krtań z daleka, z końcówką endoskopu w podgardle. Jednak takie podejście zazwyczaj wymaga ręcznego cofnięcia nagłośnia, velum i/lub języka dla lepszej wizualizacji krtani. Jednak części krtani zazwyczaj pozostają zasłonięte, a urządzenia do wyciągania mogą ograniczać ruch krtani, co może być mylone z dysfunkcją.
  2. Kontynuuj przesuwanie endoskopu, aby uzyskać niezakłócony widok z bliska na całe wymiary brzuszno-grzbietowe i boczne krtani w jednym polu widzenia (rysunek 5C).
    UWAGA: Komora brzuszna może być zablokowana przez nagłośnię, szczególnie u młodszych lub mniejszych myszy. W takich przypadkach próba bardziej agresywnego manipulowania końcówką endoskopu w celu wizualizacji komory brzusznej może ograniczyć ruch krtani, co może być mylone z dysfunkcją. Może również blokować przepływ powietrza krtani, prowadząc do uduszenia.
  3. Obserwuj ruch oscylacyjny krtani, gdy gryzoń wdycha (poszerzanie krtani) i wydycha, podczas każdego cyklu oddechowego.
    UWAGA: Szybkość i wielkość ruchu krtani/krtanii może się różnić w zależności od głębokości znieczulenia; Jednak szczelina krtaniowa (czyli przestrzeń powietrzna między lewym/prawym arytenoidem a fałdami głosowymi) zazwyczaj pozostaje widoczna przez cały cykl oddechowy u zdrowych gryzoni.
    1. Jeśli zauważysz wyraźne zwężenie krtanii, dostosuj pozycję endoskopu, aby zapewnić niezakłócony przepływ powietrza przez górne drogi oddechowe. Na przykład unikaj naciskania na płęczkę, która może powodować niedrożność dróg oddechowych przez tkanki miękkie. Unikaj także wkładania końcówki endoskopu do przestrzeni krtaniowej, co może blokować przepływ powietrza krtaniowego i prowadzić do uduszenia. W rzadkich przypadkach oddychanie ustaje, wykonaj kilka ucisków klatki piersiowej śródmostkowej (jednym palcem) lub wentylację dodatniego ciśnienia (używając miniaturowego "worka resuscytacyjnego") po zdjęciu endoskopu.
  4. Nagraj ruch oddechowy krtani przez 30-60 sekund na potrzeby oceny pooperacyjnej.
  5. Gdy krtań pozostaje w zbliżeniu, delikatnie dostosuj końcówkę endoskopu w wejściu krtani, aby wywierać mechaniczną stymulację błony śluzowej nad welum i/lub nagłośnieniem oraz wywołać połykanie u optymalnie znieczulonych gryzoni.
    1. Stosuj mikro-poziomowe regulacje końcówki endoskopu (czyli ~1 mm w dowolnym kierunku), aby zapobiec uszkodzeniom błony śluzowej i/lub niedrożności dróg oddechowych.
    2. Zwracaj uwagę na wywołane połykanie, które można łatwo zidentyfikować jako nagłe zdarzenia zamknięcia krtani, które pojawiają się w synchronizacji z widocznym uciśnieniem szczęki, wybuchem EMG języka oraz krótkim (<1/2 s) bezdechem widocznym w śladzie oddechowym.
      UWAGA: Mogą wystąpić zdarzenia zamknięcia krtanii bez współwystępującego ruchu szczęki; jednak zamknięcie krtaniowe jest zazwyczaj niepełne w tych przypadkach. Podejrzewamy, że mogą to być inne odruchy ochronne dróg oddechowych (np. odruch przywodziciela krtani), które pojawiają się, gdy znieczulenie zaczyna słabnąć; Jednak są to rzadkie lub nieregularne przypadki wymagające dalszego badania.
    3. Powtarzaj, aż wywoła się 5-10 połyknięć i zostanie zarejestrowane wideo dla każdego zwierzęcia. Jeśli przełykanie zostanie zniesione, usuń endoskop i odczekaj 5-10 minut na metabolizm ketaminy, zanim przystąpi do dalszego leczenia.
  6. Ostrożnie schowaj, ale nie wyjmuj endoskopu do orofarynxu i wycentruj podfogardlo w polu widzenia, aby zobaczyć nagłośnię i welum.
  7. Ponownie połącz velum i nagłośnię, aby wznowić oddychanie nosem, używając mikrowymazu, który lekko naciska na podstawę języka, wywołując przełykanie i ponowne uwięzienie nagłośni pod błoną wezdrową. Jeśli ponowne sprzężenie nie nastąpi w ciągu kilku prób, przystąpi do rekonwalescencji znieczulenia bez ponownego sprzężenia, aby uniknąć ryzyka uszkodzenia krtani.
  8. Przerwij badanie endoskopii (i elektrofizjologii).
  9. Użyj wacika nasączonego solą fizjologiczną, aby zwilżyć język i siekacze centralne oraz przywrócić język do pozycji anatomicznej w jamie ustnej.
  10. Odłącz drążki uszne i usuń sondę temperatury, czujnik oddechowy oraz elektrody EMG z gryzonia, aby rozpocząć rekonwalescencję po znieczuleniu.

4. Rekonwalescencja po znieczuleniu

  1. Umieść zwierzę w wcześniej podgrzanej klatce do regeneracji (czyli takiej samej jak klatka indukcyjna) na "stacji grzewczej", aby mogło dojść do siebie po znieczuleniu.
  2. Ponownie nałóż lubrykant do oczu, aby zapobiec wysuszeniu.
  3. Podaj podgrzaną sól fizjologiczną SC dla nawodnienia płynów: do 5 mL u szczurów i do 0,5 mL u myszy.
  4. Podawaj atipamezol SC w celu odwrócenia ksylazyny i zwiększenia napędu oddechowego: 1-2 mg/kg u szczurów i myszy.
    1. Zacznij od 2 mg/kg atipamezolu, a następnie następuje ręczna stymulacja wzdłuż grzbietu i żołądka gryzonia, aby przyspieszyć regenerację.
      UWAGA: Stosując to podejście, spontaniczne ruchy głowy zazwyczaj zaczynają się w ciągu 1-3 minut. Jednak powrót do trybu chodzenia zwykle trwa średnio 2 godziny (od 1 do 5 godzin) po laryngoskopii pod znieczuleniem KX, ze względu na indywidualne różnice.
    2. Podaj dodatkowy atipamezol w dawce 1 mg/kg (co najmniej 15 minut po pierwszym zastrzyku), jeśli spontaniczne ruchy ciała maleją zamiast zwiększać w ciągu pierwszych 15-30 minut rekonwalescencji po znieczuleniu, mimo częstej stymulacji manualnej.
    3. Jeśli spontaniczna aktywność będzie się zmniejszać, należy podać doxapram (5 mg/kg IP dla szczurów i myszy). Ponownie dawkuj ten "ratunkowy" środek w odstępach 10-15 minut (do pięciu dawek), aż pojawią się spontaniczne ruchy. Jeśli gryzonie pozostają martwe, należy je uśpić przy użyciu zatwierdzonych metod eutanazji (np. przedawkowanie 90 mg/kg ketaminy, a następnie metoda wtórna, taka jak dekapitacja).
  5. Uważnie monitorować powracające do zdrowia gryzonie co 15-20 minut, aby wykryć niekorzystne zmiany w stanie oddechowym, ruchomości i termoregulacji oraz zapewnić interwencję w razie potrzeby (np. stymulacja manualna, dodatkowy tlen, termiczny koc, atipamezol lub zastrzyki z doksapramu). Częstsze monitorowanie gryzoni wymagających interwencji.
    1. Zapewniać dodatkowy tlen (np. 1-2 L/min w podgrzanej komorze indukcyjnej, bez ISO) przez 10-minutowe interwały, w razie potrzeby dla gryzoni z przedłużonym czasem rekonwalescencji po znieczuleniu KX. Alternatywnie, częsta stymulacja wzdłuż grzbietowej i brzusznej powierzchni zwierzęcia, aby normalizować poziomSpO 2 (>94%).
    2. Umieść towarzyszy w klatce wracających do zdrowia w tej samej klatce (do dwóch gryzoni w klatce), aby zwiększyć spontaniczną aktywność i przyspieszyć regenerację.
  6. Wracaj gryzonie do ogrzanej klatki domowej, gdy będą mogły spontanicznie poruszać się po klatce odzyskiwającej.
    1. Zwróć standardową butelkę z jedzeniem i wodą do domowej klatki. Nie zapewniaj specjalnych udogodnień w zakresie dostępu do jedzenia i wody, dopóki znieczulenie nadal przestaje działać, aby zminimalizować ryzyko zadławienia lub zachłysu.
    2. Obserwuj aktywność klatki w domu i usuń wszelkie przeszkody utrudniające chodzenie (np. chata, rura PVC).
    3. Ustawij klatkę domową częściowo włączoną, w połowie poza stacją ogrzewania przez następne 12-16 godzin (czyli noc).
      UWAGA: Wcześniejsze zaprzestanie dodatkowego ogrzewania może prowadzić do śmiertelności z powodu hipotermii.
  7. Następnego ranka wykonaj standardowe badania zdrowotne. Przywróć zwierzęta z powrotem do normalnej/bazowej aktywności, funkcji ciała (np. termoregulacja, jedzenie, picie, oddawanie moczu, wypróżnianie) oraz stabilnej wagi (czyli utrzymanie lub przybieranie) do standardowych warunków w viwarium z rutynowym codziennym monitorowaniem zdrowia. W rzadkich przypadkach, gdy gryzonie mają zmniejszoną aktywność, funkcje ciała lub masę ciała, kontynuuj dodatkowe ogrzewanie przez kolejny dzień.
    UWAGA: U szczurów często pojawia się nagłe zabarwienie porfiryną wokół obu oczu ~3-6 godzin po rozpoczęciu znieczulenia. Plamy zazwyczaj ustępują w ciągu 24 godzin.

5. Obiektywna ilościowa ocena ruchu krtaniowego podczas oddychania w porównaniu do połykania

  1. Użyj oprogramowania do edycji wideo z funkcją analizy klatka po klatce, aby obejrzeć filmy endoskopowe.
    1. Zidentyfikuj co najmniej jeden reprezentatywny epizod spontanicznego oddychania trwający 10-20 sekund na każde zwierzę.
    2. Zidentyfikuj 3-5 reprezentatywnych zdarzeń połykania na każde zwierzę.
    3. Upewnij się, że wybrane epizody/zdarzenia oddychania i połykania spełniają następujące kryteria analizy: krtań wyśrodkowana w polu widzenia kamery, z widocznymi wszystkimi strukturami/granicami krtani (czyli nie zasłonioną przez pwelę, nagłośnię lub nadmiar wydzieliny ślinowej), odpowiednie oświetlenie (czyli możliwość zobaczenia wszystkich struktur/granic krtani) oraz bez artefaktu ruchu kamery (czyli endoskop się nie porusza).
  2. Przeanalizuj zidentyfikowane epizody/zdarzenia związane z oddychaniem i połykaniem, stosując subiektywne i/lub obiektywne podejścia.
    1. Do analizy subiektywnej: Użyj skali Likerta do subiektywnej oceny ruchu krtani podczas oglądania w czasie rzeczywistym oraz klatka po klatce za pomocą oprogramowania do montażu wideo. Aby stosować ten protokół, stosuj rozszerzoną skalę Likerta w zakresie od -2 do +2, gdzie wartości ujemne wskazują ruch krtani w przeciwnym kierunku niż oczekiwano. Szacuj ochronę dróg krtaniowych podczas połykania, gdzie 0 = brak zmniejszenia rozmiaru szczeliny krtaniowej (czyli brak ochrony dróg krtaniowych), 1 = pewne zmniejszenie szczeliny krtaniowej (czyli niepełna ochrona dróg oddechowych) oraz 2 = całkowite przyprowadzenie arytenoidów, z jedynie niewielką szczeliną brzuszną między fałdami głosowymi (czyli pełna ochrona dróg oddechowych), z wartościami ujemnymi wskazującymi na paradoksalny ruch krtani.
      UWAGA: W badaniach nad gryzoniami powszechnie stosuje się skalę Likerta w zakresie od 0 do 2, gdzie 0 = brak ruchu, 1 = jakiś ruch, a 2 = ruch normalny 17,18,19,20,21,22. Jednak ta skala nie uwzględnia paradoksalnego ruchu krtani, który często występuje po nawracającym uszkodzeniu nerwu krtaniowego (RLN)10.
    2. Do analizy obiektywnej: Zidentyfikuj cztery kluczowe klatki wideo – 1) klatkę spoczynku bezpośrednio poprzedzającą rozpoczęcie addukcji krtaniowej (czyli klatkę przed addukcją fałd głosowych), 2) klatkę, w której fałdy głosowe zakończyły addukcję, 3) klatkę bezpośrednio poprzedzającą abdukcję fałdów głosowych (może się nakładać z #2) oraz 4) klatkę, w której fałdy głosowe całkowicie abdukcjonowały i wracają do pozycji spoczynkowej, aby wznowić oddech. Użyj znacznika czasu tych czterech kluczowych klatek do obliczenia czasu addukcji fałd głosowych (klatka 1 do klatki 2), zamknięcia krtanii (klatka 2 do klatki 3), abdukcji fałd głosowych (klatka 3 do klatki 4) oraz całkowity czas połykania (klatka 1 do klatki 4). Alternatywnie, można użyć innego istniejącego komercyjnego oprogramowania23 do pomiaru kąta krtaniowego (czyli między arytenoidami grzbietowymi lub fałdami głosowymi dolnie) podczas maksymalnej abdukcji i maksymalnej addukcji, korzystając z obrazów nieruchomych 17,18,24. Niech co najmniej dwóch przeszkolonych recenzentów przeprowadzi ten proces samodzielnie, w sposób ślepy, zidentyfikują rozbieżności między recenzentami i osiągną wspólny konsensus dla każdej rozbieżności.
      UWAGA: Wcześniej przeprowadziliśmy tę ręczną analizę klatka po klatce zdarzeń zamykania krtanii (czyli podczas ochronnych odruchów dróg oddechowych) za pomocą komercyjnego oprogramowania do montażu wideo u gryzoni i ludzi14. Jednak to podejście jest nieefektywne i zapewnia jedynie ograniczone określenie dynamiki ruchu krtani. Obecnie korzystamy z wbudowanego oprogramowania do śledzenia krtani, aby przeprowadzać bardziej rozbudowane, obiektywne kwantyfikowanie ruchu krtani podczas oddychania oraz odruchów ochronnych dróg oddechowych 22,25,26,27,28,29,30. Oprogramowanie posiada zautomatyzowaną funkcję śledzenia klatka po klatce do obiektywnej kwantyfikacji ruchu krtani lewej i prawej strony, odległości (amplitudy) oraz czasu (częstotliwości). Wykorzystujemy te parametry do wyprowadzania różnych pomiarów opartych na ruchu, które wykrywają/ilościowo określają dysfunkcję krtani (np. maksymalny/minimalny/zakres kąta krtani, symetrię ruchu krtani, symetrię ruchu krtaniowego i synchronizację) podczas oddychania, połykania oraz innych odruchów ochronnych dróg oddechowych (np. odruch przywodzicieli krtani). To oprogramowanie jest wciąż w trakcie udoskonalania i nie jest jeszcze dostępne komercyjnie ani publicznie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Skuteczne zastosowanie tego protokołu laryngoskopii myszy skutkuje wizualizacją krtani z bliska podczas spontanicznego oddychania oraz wywołanym połykaniem w zdrowych i chorobowych warunkach, jak pokazano na Rysunku 6. Co więcej, ten protokół można powtarzać wielokrotnie u tych samych gryzoni, aby umożliwić badanie funkcji lub dysfunkcji krtani w czasie. Jak pokazano na Rysunku 7, z powodzeniem powtórzyliśmy ten protokół laryngoskopowy 6 razy w ciągu 4 miesięcy,...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Z powodzeniem opracowaliśmy powtarzalny dla myszy protokół laryngoskopii umożliwiający bliską wizualizację ruchu krtani podczas oddychania i połykania. Co ważne, protokół ten może być stosowany w czasie na tych samych zwierzętach, aby badać wpływ różnych schorzeń patologicznych, szczególnie na funkcję krtani. Protokół ten został opracowany w ciągu ostatniej dekady i przeszedł znaczne modyfikacje oraz rozwiązywanie problemów. Największym wyzwaniem było optymalizacja znieczulenia, aby zapobiec przedawkowaniu, które eliminu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Podziękowania

Prace te były częściowo finansowane przez dwa granty NIH: 1) wieloosobowy (TL i NN) grant R01 (HL153612) od National Heart, Lung, and Blood Institute (NHLBI) oraz 2) grant R03 (TL, DC0110895) od National Institute on Deafness and Other Communication Disorders (NIDCD). Rozwój naszego niestandardowego oprogramowania do śledzenia ruchu krtani został częściowo sfinansowany z grantu Fundacji Coulter (TL i Filiz Bunyak). Dziękujemy Kate Osman, Chloe Baker, Kennedy Hoelscher i Zoli Stephenson za doskonałą opiekę nad naszymi gryzoniami laboratoryjnymi. Dziękujemy również Rodericu Schlotzhauerowi i Chestonowi Callaisowi z MU Physics Machine Shop za wkład projektowy i wykonanie naszej niestandardowej platformy endoskopowej oraz strategiczne modyfikacje endoskopów komercyjnych i mikromanipulatorów, aby sprostać naszym potrzebom badawczym. Nasze niestandardowe oprogramowanie do śledzenia ruchu krtani zostało opracowane we współpracy z dr. Filizem Bunyakiem i dr. Alim Hamadem (Wydział Inżynierii Elektrycznej i Informatyki MU). Dziękujemy również Jimowi Marnatti z Karl Storz Endoscopy za udzielenie wskazówek dotyczących wyboru otoskopu. Na koniec chcielibyśmy wyróżnić wielu byłych studentów/stażystów w Lever Lab, których wkład wpłynął na rozwój naszego obecnego protokołu laryngoskopii myszy: Marlena Szewczyk, Cameron Hinkel, Abigail Rovnak, Bridget Hopewell, Leslie Shock, Ian Deninger, Chandler Haxton, Murphy Mastin oraz Daniel Shu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AtipamezolZoetisAntisedan; 5 mg/mLParsippany-Troy Hills, NJ
BiowzmacniaczWarner Instrument Corp.DP-304Hamden, CT
Koncentryczna elektroda igła EMGChalgren Enterprises, Inc.231-025-24TP; 25 mm x 0,3 mm/30 GGilroy, CA
Aplikator z bawełnianym końcówką (stożkowy)Puritańskie Produkty MedyczneREF 25-826 5WGuilford, ME
System akwizycji danychADInstrumentyPowerLab 8/30Colorado Springs, CO
System kontroli temperatury DC – dla platformy endoskopowejFHC, Inc.40-90-8DBowdoin, ME
Oprogramowanie do rejestracji elektrofizjologiiADInstrumentyLabChart 8 z modułem do przechwytywania wideoColorado Springs, CO
Monitor endoskopowyKarl Storz Endoskopia – AmerykaMonitor Storz Tele Pack XEl Segundo, CA
GlikopirolanPiramal Intensywna Opieka KrytycznaNDC 66794-204-02; 0,2 mg/mLBethlehem, PA
Elektroda uziemiająca  Consolidated Neuro Supply, Inc.Stal nierdzewna 27 gauge, #S43-438Loveland, OH
Komora indukcyjna izofluranu Braintree Scientific, Inc.Gazowa skrzynka znieczulona – czerwonaBraintree, MA
Chlorowodorek ketaminyCovetrus Ameryka PółnocnaNDC 11695-0703-1, 100 mg/mLDublin, OH
Metalowa łopatka do oddzielenia nagłośni od welumNarzędzia Nauki ŚcisłejPozycja nr 10091-12;  Foster City, Kalifornia
Mikroszczoteczka, aby usunąć jedzenie i wydzieliny z jamy ustnejSafeco Dental SupplyREF 285-0023, 1,5 mmBuffalo Grove, IL
Poduszka grzewcza wielkości myszy do platformy endoskopowejFHC, Inc.40-90-2-07 – Poduszka grzewcza 5 x 12,5 cmBowdoin, ME
Maść okulistyczna (sterylna)Allergan, Inc.Odśwież Lacri-lubrykantIrvine, CA
OtoskopKarl StorzREF 1232AAEl Segundo, CA
Czujnik pneumogramuBIOPAC Systems, Inc.RX110Goleta, CA
Pulsoksymetria – Vetcorder Pro Veterinary MonitorSentier HC, LLCCzęść nr 710-1750Waukesha, WI
Poduszka grzewcza wielkości szczura do platformy endoskopowejFHC, Inc.40-90-2 – Poduszka grzewcza 12,5x25cmBowdoin, ME
Igły sterylne do zastrzyków lekówBecton, Dickinson and CompanyREF 305110, 26 G x 3/8 cala, PrecisionGlideFranklin Lakes, NJ
Sterylne strzykawki do zastrzyków lekówBecton, Dickinson and CompanyREF 309628; 1 mL, końcówka Luer-LokFranklin Lakes, NJ
Chirurgiczna zasłona do zakrycia klatki indukcyjnej w ciemnych warunkachCovidien LPMateriał chirurgiczny Argyle Surgial, jednowarstwowyMinneapolis, MN
Taśma chirurgiczna do przymocowania czujnika pneumografu do jamy brzusznej3M Opieka Zdrowotna#1527-0, 1/2 calaSt. Paul, MN
Przezroczysta powłoka do termoregulacjiFirma Glad Products  Press' Folia spożywcza z fokamiOakland, CA
Oprogramowanie do edycji wideoPinnacle Systems, Inc.Pinnacle Studio, v24Mountain View, CA
Poduszka grzewcza z cyrkulacją wody – do stacji indukcji/odzyskiwania znieczuleniaAdroit Medical SystemsPompa terapii cieplnej HTP-1500Loudon, TN
KsylazynaVet OneNDC 13985-701-10; Anased, 100 mg/mLBoise, ID

Bibliografia

  1. Brunner, E., Friedrich, G., Kiesler, K., Chibidziura-Priesching, J., Gugatschka, M. Subjective breathing impairment in unilateral vocal fold paralysis. Folia Phoniatr Logop. 63 (3), 142-146 (2011).
  2. Chandrasekhar, S. S., et al. Clinical practice guideline: improving voice outcomes after thyroid surgery. Otolaryngol Head Neck Surg. 148 (6 Suppl), S1-S37 (2013).
  3. Fang, T. J., et al. Quality of life measures and predictors for adults with unilateral vocal cord paralysis. Laryngoscope. 118 (10), 1837-1841 (2008).
  4. Wang, W., et al. Laryngeal reinnervation using ansa cervicalis for thyroid surgery-related unilateral vocal fold paralysis: a long-term outcome analysis of 237 cases. PLoS One. 6 (4), e19128(2011).
  5. Cohen, S. M., et al. Association between dysphagia and inpatient outcomes across frailty level among patients >/= 50 years of age. Dysphagia. 35 (5), 787-797 (2020).
  6. Poulsen, S. H., et al. Signs of dysphagia and associated outcomes regarding mortality, length of hospital stay and readmissions in acute geriatric patients: Observational prospective study. Clin Nutr ESPEN. 45, 412-419 (2021).
  7. Lin, R. J., Smith, L. J., Munin, M. C., Sridharan, S., Rosen, C. A. Innervation status in chronic vocal fold paralysis and implications for laryngeal reinnervation. Laryngoscope. 128 (7), 1628-1633 (2018).
  8. Choi, J. S., et al. Functional regeneration of recurrent laryngeal nerve injury during thyroid surgery using an asymmetrically porous nerve guide conduit in an animal model. Thyroid. 24 (1), 52-59 (2014).
  9. Wang, B., et al. Neurotrophin expression and laryngeal muscle pathophysiology following recurrent laryngeal nerve transection. Mol Med Rep. 13 (2), 1234-1242 (2016).
  10. Woodson, G. Pathophysiology of recurrent laryngeal nerve injury. Surgery of the Thyroid and Parathyroid Glands (Third Edition). Randolph, G. W. , Elsevier. 404-409.e2 (2021).
  11. James, M., Palmer, O. Instrumentation and techniques for examination of the ear, nose, throat, and sinus. Oral Maxillofac Surg Clin North Am. 24 (2), 167-174 (2012).
  12. Patel, R. R., et al. Recommended protocols for instrumental assessment of voice: American Speech-Language-Hearing Association Expert Panel to develop a protocol for instrumental assessment of vocal function. Am J Speech Lang Pathol. 27 (3), 887-905 (2018).
  13. Kamarunas, E. E., McCullough, G. H., Guidry, T. J., Mennemeier, M., Schluterman, K. Effects of topical nasal anesthetic on fiberoptic endoscopic examination of swallowing with sensory testing (FEESST). Dysphagia. 29 (1), 33-43 (2014).
  14. Shock, L. A., et al. Improving the utility of laryngeal adductor reflex testing: a translational tale of mice and men. Otolaryngol Head Neck Surg. 153 (1), 94-101 (2015).
  15. Aviv, J. E., et al. Laryngopharyngeal sensory discrimination testing and the laryngeal adductor reflex. Ann Otol Rhinol Laryngol. 108 (8), 725-730 (1999).
  16. Farneti, D. The instrumental gold standard: fees. J Gastroenterol Hepatol Res. 3, 1281-1291 (2014).
  17. Hernandez-Morato, I., et al. Reorganization of laryngeal motoneurons after crush injury in the recurrent laryngeal nerve of the rat. J Anat. 222 (4), 451-461 (2013).
  18. Hernandez-Morato, I., Sharma, S., Pitman, M. J. Changes in neurotrophic factors of adult rat laryngeal muscles during nerve regeneration. Neuroscience. 333, 44-53 (2016).
  19. Tessema, B., et al. Evaluation of functional recovery of recurrent laryngeal nerve using transoral laryngeal bipolar electromyography: a rat model. Ann Otol Rhinol Laryngol. 117 (8), 604-608 (2008).
  20. Tessema, B., et al. Observations of recurrent laryngeal nerve injury and recovery using a rat model. Laryngoscope. 119 (8), 1644-1651 (2009).
  21. Monaco, G. N., et al. Electrical stimulation and testosterone enhance recovery from recurrent laryngeal nerve crush. Restor Neurol Neurosci. 33 (4), 571-578 (2015).
  22. Haney, M. M., Hamad, A., Leary, E., Bunyak, F., Lever, T. E. Automated quantification of vocal fold motion in a recurrent laryngeal nerve injury mouse model. Laryngoscope. 129 (7), E247-E254 (2019).
  23. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  24. Wang, B., et al. Functional regeneration of the transected recurrent laryngeal nerve using a collagen scaffold loaded with laminin and laminin-binding BDNF and GDNF. Sci Rep. 6, 32292(2016).
  25. Automated segmentation of the vocal folds in laryngeal endoscopy videos using deep convolutional regression networks. Hamad, A., Haney, M. M., Lever, T. E., Bunyak, F. 2019 IEEE/CVF Conference on Computer Vision and Pattern Recognition Workshops (CVPRW), , Long Beach, CA, USA. 140-148 (2019).
  26. Wang, Y. Y., Hamad, A. S., Palaniappan, K., Lever, T. E., Bunyak, F. LARNet-STC: Spatio-temporal orthogonal region selection network for laryngeal closure detection in endoscopy videos. Comput Biol Med. 144, 105339(2022).
  27. Lever, T. E., et al. Advancing laryngeal adductor reflex testing beyond sensory threshold detection. Dysphagia. 37 (5), 1151-1171 (2022).
  28. Wang, Y. Y., Hamad, A. S., Lever, T. E., Bunyak, F. Orthogonal region selection network for laryngeal closure detection in laryngoscopy videos. Annu Int Conf IEEE Eng Med Biol Soc. 2020, 2167-2172 (2020).
  29. Haney, M. M., et al. Recurrent laryngeal nerve transection in mice results in translational upper airway dysfunction. J Comp Neurol. 528 (4), 574-596 (2020).
  30. Mok, A., et al. A surgical mouse model for advancing laryngeal nerve regeneration strategies. Dysphagia. 35 (3), 419-437 (2020).
  31. Haney, M. M., Ericsson, A. C., Lever, T. E. Effects of intraoperative vagal nerve stimulation on the gastrointestinal microbiome in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Comp Med. 68 (6), 452-460 (2018).
  32. Lever, T. E., et al. A mouse model of pharyngeal dysphagia in amyotrophic lateral sclerosis. Dysphagia. 25 (2), 112-126 (2010).
  33. Struck, M. B., Andrutis, K. A., Ramirez, H. E., Battles, A. H. Effect of a short-term fast on ketamine-xylazine anesthesia in rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (3), 344-348 (2011).
  34. Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33 (2), 119-127 (2005).
  35. Hohlbaum, K., et al. Impact of repeated anesthesia with ketamine and xylazine on the well-being of C57BL/6JRj mice. PLoS One. 13 (9), e0203559(2018).
  36. Welby, L., Maynard, T., Zohn, I., Lever, T. Fluoroscopic and endoscopic investigation of dysphagia in a mouse model of DiGeorge syndrome. Dysphagia. 34, 1003-1004 (2019).
  37. Mueller, M., et al. Impact of limb phenotype on tongue denervation atrophy, dysphagia penetrance, and survival time in a mouse model of ALS. Dysphagia. 37 (6), 1777-1795 (2022).
  38. Osman, K. L., et al. Optimizing the translational value of mouse models of ALS for dysphagia therapeutic discovery. Dysphagia. 35 (2), 343-359 (2020).
  39. Lever, T. E., et al. Videofluoroscopic validation of a translational murine model of presbyphagia. Dysphagia. 30, 328-342 (2015).
  40. Lever, T. E., et al. Adapting human videofluoroscopic swallow study methods to detect and characterize dysphagia in murine disease models. J Vis Exp. (97), 52319(2015).
  41. Ballenger, B., et al. Targeted electrical stimulation of the superior laryngeal nerve - a potential treatment for dysphagia in ALS. FASEB J. 36 (S1), (2022).
  42. Kloepper, A., et al. An experimental swallow evoked potential protocol to investigate the neural substrates of swallowing. OTO Open. 4 (1), (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Obrazowanie ruchu krtaniendoskopia gryzoniocena połykaniaochrona dróg oddechowychrejestracja elektrofizjologicznanerw krtaniowy wstecznyprowadzenie znieczuleniadysfunkcja krtaniczujnik oddechowy
Małoinwazyjna laryngoskopia mysia do obrazowania z bliska ruchu krtani podczas oddychania i połykania
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.