Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Regulacja wzrostu komórek Schwanna za pomocą nanosekundowego pulsacyjnego pola elektrycznego do regeneracji nerwów obwodowych in vitro

1.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66097

⸱

3 maja 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopedics, The First Affiliated Hospital, College of Medicine, Zhejiang University, 2College of Medicine, Zhejiang University, 3Department of Orthopedics, The Second Affiliated Hospital of Zhejiang Chinese Medical University, 4Department of Orthopedic Physical Therapy, Faculty of Physical Therapy, Nahda University in Beni Suef, 5Plastic & Cosmetic Center, The First Affiliated Hospital, College of Medicine, Zhejiang University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół zastosowania nanosekundowego impulsowego pola elektrycznego (nsPEF) do stymulacji komórek Schwanna in vitro. Zdolność syntezy i wydzielania odpowiednich czynników i zmian w zachowaniu komórek potwierdziła udaną stymulację za pomocą nsPEF. Badanie pozytywnie ocenia metodę regeneracji nerwów obwodowych.

Streszczenie

Komórki Schwanna (SCs) są komórkami mielinizującymi obwodowego układu nerwowego, odgrywającymi kluczową rolę w regeneracji nerwów obwodowych. Nanosekundowe impulsowe pole elektryczne (nsPEF) to nowa metoda mająca zastosowanie w elektrycznej stymulacji nerwów, która okazała się skuteczna w stymulowaniu proliferacji komórek i innych procesów biologicznych. Mając na celu ocenę, czy SC ulegają znaczącym zmianom pod wpływem nsPEF i pomoc w zbadaniu potencjału nowych metod regeneracji nerwów obwodowych, hodowane komórki RSC96 poddano stymulacji nsPEF przy napięciu 5 kV i 10 kV, a następnie kontynuowano hodowlę przez 3-4 dni. Następnie oceniono niektóre istotne czynniki wyrażane przez SC, aby wykazać skuteczną stymulację, w tym specyficzne białko markerowe, czynnik neurotroficzny i regulator mielinizacji. Reprezentatywne wyniki wykazały, że nsPEF znacząco zwiększa proliferację i migrację SC oraz zdolność do syntezy istotnych czynników, które pozytywnie wpływają na regenerację nerwów obwodowych. Jednocześnie niższa ekspresja GFAP wskazywała na łagodne rokowanie w przypadku uszkodzeń nerwów obwodowych. Wszystkie te wyniki pokazują, że nsPEF ma ogromny potencjał jako skuteczna metoda leczenia uszkodzeń nerwów obwodowych poprzez stymulację SC.

Wprowadzenie

Każdego roku, miliony ludzi są dotknięte urazami nerwów obejmujących zarówno obwodowy układ nerwowy (PNS), jak i ośrodkowy układ nerwowy (OUN)1. Badania wykazały, że zdolność naprawcza aksonów OUN jest dość ograniczona po urazach nerwów, podczas gdy PNS wykazuje zwiększoną pojemność ze względu na znaczną plastyczność SCs2. Niemniej jednak osiągnięcie pełnej regeneracji po urazach nerwów obwodowych pozostaje żmudne i nadal stanowi poważne wyzwanie dla zdrowia ludzkiego3,4. W dzisiejszych czasach autoprzeszczepy pozostają powszechną metodą leczenia, pomimo wad związanych z chorobowością miejsca dawczego i ograniczoną dostępnością5. Ta sytuacja skłoniła naukowców do zbadania alternatywnych terapii, w tym materials6, molecular factors7 i stymulacji elektrycznej (ES). Jako czynnik sprzyjający wzrostowi aksonów i regeneracji nerwów8, wybór odpowiedniej metody ES i zbadanie relacji między ES i SC stają się niezbędne.

SC są głównymi komórkami glejowymi PNS, odgrywającymi kluczową rolę w regeneracji PNS9,10. Po urazach nerwów obwodowych SC przechodzą szybką aktywację, rozległe przeprogramowanie2 i przejście ze stanu tworzącego mielinę do morfologii wspomagającej wzrost, aby przeprowadzić regenerację nerwu2. Znaczna proliferacja SC występuje na dystalnym końcu uszkodzonego nerwu, podczas gdy SC dystalnego kikuta ulega proliferacji i wydłużeniu, tworząc pasmo Bungnnera, które jest niezbędne do kierowania aksonami do wzrostu w kierunku narządu docelowego11. Co więcej, SC z bliższych i dystalnych pni nerwów migrują do mostka nerwowego, tworząc sznury SC promujące regenerację aksonów12. Ponadto wcześniejsze badania wykazały, że synteza i wydzielanie istotnych czynników związanych z SC zmienia się w przypadkach regeneracji nerwów obwodowych, w tym czynników transkrypcyjnych13, czynniki neurotroficzne14 i regulatory mielinizacji13. Dostarcza to również wskaźników do oceny aktywności SCs. Na ich podstawie szeroko zbadano promocję proliferacji, migracji, syntezy i wydzielania odpowiednich czynników SC w celu poprawy regeneracji nerwów obwodowych15.

Poprzednie badania wykazały możliwość wykorzystania ES do regeneracji nerwów1. Powszechnie akceptowanym wyjaśnieniem jest to, że ES może indukować depolaryzację błon komórkowych, zmieniać potencjał błony i wpływać na funkcje białek błonowych poprzez zmianę rozkładu ładunków na tych biomolekułach1. Jednak szeroko stosowany intensywny PEF może powodować silny ból, mimowolne skurcze mięśni i migotanie serca8. Zwiększa również aktywność kinazy kreatynowej (CK), zmniejsza siłę mięśni i indukuje rozwój opóźnionej bolesności mięśni (DOMS)16. nsPEF to nowa technika, która stymuluje badanych polami elektrycznymi o wysokim napięciu w ciągu nanosekundowego czasu trwania impulsu i jest stopniowo stosowana w badaniach na poziomie komórkowym17,18. Wcześniejsze badania wykazały, że możliwym uzasadnieniem nsPEF promującego proliferację komórek i aktywność organelli jest tworzenie nanoporów błonowych i aktywacja kanałów jonowych, co prowadzi do wzrostu cytoplazmatycznego stężenia Ca2+ 19. nsPEF wykorzystuje technologię mocy impulsów do ładowania błony komórkowej, wytwarzając impulsy charakteryzujące się krótkim czasem trwania, szybkim czasem narastania, dużą mocą i niską gęstością energii20. Te cechy sugerują, że nsPEF może być preferowanym trybem z minimalnymi skutkami ubocznymi stymulacji8. Ponadto nsPEF oferuje takie korzyści, jak minimalnie inwazyjne procedury, odwracalność, możliwość regulacji i nieniszczącość tkanek nerwowych w porównaniu z interwencjami chirurgicznymi. Jednym z głównych kierunków badań nad nsPEF w dziedzinie biomedycyny jest jego zastosowanie do ablacji tkanek nowotworowych za pomocą stymulacji wysokoenergetycznym polem elektrycznym21,22,23. Niektóre wyniki badań wskazują, że 12-nsPEF może stymulować nerwy obwodowe, nie powodując uszkodzeń24. Jednak obecnie istnieją ograniczone dowody dotyczące zastosowania nsPEF w dziedzinie regeneracji nerwów. Co więcej, stymulacja SC za pomocą nsPEF jest pionierską próbą, przyczyniającą się do dalszych badań in vivo i klinicznych. Badanie to ma na celu sprawdzenie, czy stymulacja nsPEF SC może wspomagać regenerację nerwów i stanowić wiarygodną podstawę do dalszych dogłębnych i systematycznych badań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Rozmrażanie kriokonserwowanych komórek RSC96

  1. Rozmrozić kriowial zawierający 1 ml zawiesiny komórkowej przez szybkie wytrząsanie go w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C, a następnie dodać do probówki wirówkowej zawierającej 4-6 ml kompletnej pożywki hodowlanej i dobrze wymieszać.
  2. Wirować przy 1000 x g przez 3-5 minut, odrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki w 3 ml kompletnej pożywki hodowlanej.
  3. Dodać zawiesinę komórkową do kolby hodowlanej (lub naczynia) zawierającej 6-8 ml kompletnej pożywki hodowlanej i inkubować w temperaturze 37 °C przez noc.
  4. Następnego dnia obserwuj wzrost i gęstość komórek pod mikroskopem.

2. Przejście komórki:

UWAGA: Jeśli gęstość komórek osiągnie 80%-90%, jest gotowa do przejścia.

  1. Wyrzuć pożywkę hodowlaną i przepłucz komórki 1-2 razy solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) bez jonów wapnia i magnezu.
  2. Dodać 0,25% (w/v) trypsyny-0,53 mM EDTA do kolby hodowlanej (1-2 ml dla kolby T25, 2-3 ml dla kolby T75) i inkubować w temperaturze 37 °C przez 1-2 minuty.
  3. Obserwuj oderwanie komórek pod mikroskopem. Jeśli większość komórek stanie się okrągła i oderwie, szybko zwróć kolbę do obszaru roboczego, delikatnie postukaj w kolbę i dodaj 3-4 ml pożywki hodowlanej zawierającej 10% FBS, aby zatrzymać trawienie.
  4. Wymieszać zawartość, odessać roztwór i odwirować przy 1000 x g przez 5 minut. Następnie wyrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki, dodając 1-2 ml świeżej pożywki hodowlanej i delikatnie pipetując.
  5. Przenieść zawiesinę komórek do nowej kolby T25 w stosunku 1:2 i dodać 7 ml pożywki hodowlanej.

3. Działanie urządzenia nsPEF

  1. Ponownie zawiesić komórki RSC96 w 1 ml pożywki hodowlanej DMEM i przenieść je do naczyń kolorymetrycznych z elektrodami po obu stronach.
  2. Włącz wyłącznik zasilania.
  3. Dostosuj parametry, obracając pokrętło na instrumencie, aby zmienić natężenie pola elektrycznego. Natężenia ustalone w tym badaniu to 5 kV/cm, 10 kV/cm, 20 kV/cm i 40 kV/cm.
  4. Ostrożnie obracaj elektrody, aż pojawią się iskry, pozwalając ogniwom na otrzymanie 5 impulsów nsPEF zgodnie z ustawionym natężeniem pola przed natychmiastowym oddzieleniem dwóch elektrod. Po tym leczeniu należy pobrać komórki grupy eksperymentalnej poddane działaniu nsPEF i nieleczone komórki grupy kontrolnej, aby wykonać odpowiednio sekcje 4-6 po pewnym okresie hodowli komórkowej (1 dzień w tym doświadczeniu).

4. Test do liczenia komórek-8 (CCK-8)

  1. Przygotuj zawiesinę komórkową o określonym stężeniu z komórek RSC96 stymulowanych stymulacją elektryczną. Dodać 100 μl zawiesiny komórkowej do każdego dołka 96-dołkowej płytki do hodowli komórek. Biorąc pod uwagę wymagania testu CCK-8, kontroluj całkowitą liczbę komórek w zestawie odczynników od 1 x 103 do 1 x 106.
  2. Weź 10 μl roztworu CCK-8 z zestawu i dodaj go do 96-dołkowej płytki do hodowli komórkowej. Inkubować w inkubatorze CO2 w temperaturze 37 °C przez dodatkowe 30 minut do 4 godzin.
  3. Zmierzyć absorbancję. Użyj pomiaru podwójnej długości fali z długością fali wykrywania 430-490 nm i długością fali odniesienia 600-650 nm.
  4. Określ natężenie pola dla kolejnych eksperymentów na podstawie eksperymentalnych wyników proliferacji komórek. Wybierz komórki o dobrej proliferacji do kolejnych eksperymentów.

5. Test zarysowania komórek

  1. W każdym dołku płytki sześciodołkowej wysiewaj 3 x 105 komórek o łącznej objętości 2 ml na studzienkę. Około 72 godziny później komórki przykryją studnię. Przeprowadzić test oddzielnie na grupie eksperymentalnej i kontrolnej.
  2. Użyj końcówki pipety, aby narysować poziomą linię na dnie dołka hodowli. Upewnij się, że końcówka pipety jest trzymana pionowo i staraj się unikać jej przechylania.
  3. Odessać pożywkę hodowlaną i przemyć PBS 2-3 razy.
  4. Dodaj 2 ml pożywki bez surowicy do każdego dołka.
  5. Umieścić płytkę w inkubatorze o temperaturze 37 °C. Rób zdjęcia pod czterokrotnym powiększeniem mikroskopu odwróconego po 0 godzinach i 24 godzinach, aby obserwować zmiany w migracji komórek.

6. Immunofluorescencja

  1. Przepuszczalność komórek:
    1. Po delikatnym pipetowaniu zawiesin komórkowych do szalek hodowlanych, narysuj kółka pisakiem histologicznym w miejscach, w których komórki są równomiernie rozmieszczone na szkiełku nakrywkowym. Grupę kontrolną i różne grupy eksperymentalne należy traktować oddzielnie.
    2. Dodać 50-100 μl roztworu roboczego do przepuszczalności (0,25-0,5% Triton X-100) i inkubować w temperaturze pokojowej (RT) przez 20 min. Przemyć trzykrotnie PBS przez 5 min za każdym razem.
  2. Blokowanie surowicy: Dodaj 3% BSA w okręgach, aby równomiernie pokryć tkankę. Inkubować w temperaturze pokojowej przez 30 minut.
  3. Inkubacja przeciwciał pierwotnych: Delikatnie usunąć roztwór blokujący i dodać odpowiednio rozcieńczone przeciwciało pierwszorzędowe (pochodzenia mysiego, rozcieńczone w stosunku 1:300) do studzienek komórkowych. Umieścić płytkę do hodowli komórkowej w wilgotnym pojemniku i inkubować przez noc w temperaturze 4 °C.
  4. Inkubacja przeciwciał wtórnych: Umieść płytkę komórkową na shakerze i myj ją trzy razy przez 5 minut za każdym razem. Dodać odpowiednie przeciwciało drugorzędowe (kozie przeciwciało anty-mysie znakowane CY3, rozcieńczone w stosunku 1:300) i inkubować w temperaturze pokojowej przez 50 minut.
  5. Barwienie jądrowe DAPI:
    1. Umieścić szkiełko nakrywkowe w PBS (pH 7,4) na shakerze i myć trzy razy przez 5 minut za każdym razem.
    2. Po delikatnym wysuszeniu szkiełka dodać roztwór barwiący DAPI (2 μg/ml, 0,5 ml na okrąg) do kręgów i inkubować w temperaturze pokojowej przez 10 minut w ciemnym pomieszczeniu.
  6. Montaż: Umieścić szkiełko nakrywkowe w PBS (pH 7,4) na wytrząsarce i myć trzy razy przez 5 minut za każdym razem. Po delikatnym wysuszeniu szkiełka nakrywkowego należy uszczelnić szkiełko nakrywkowe środkiem montażowym zapobiegającym blaknięciu w celu fluorescencji.
  7. Akwizycja obrazu: wzbudzić DAPI na długości fali 330-380 nm i wykryć emisję przy 420 nm; wzbudzić przy 465-495 nm i wykryć emisję przy 515-555 nm dla AF488; wzbudzić przy 510-560 nm i wykryć emisję przy 590 nm dla CY3; wzbudzić przy 608-648 nm i wykryć emisję przy 672-712 nm dla CY5.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niskonapięciowe impulsowe pola elektryczne stymulują proliferację komórek
Zgodnie z testem CCK-8, tempo proliferacji RSC96 w grupie 5 kV/cm było znacznie szybsze niż w grupie kontrolnej. Jednak wraz ze wzrostem parametrów (20 kV/cm i 40 kV/cm), tempo proliferacji stało się niestabilne, a nawet niższe niż w grupie kontrolnej. Tempo proliferacji komórek RSC96 w grupie 40 kV/cm było znacznie niższe niż w grupie kontrolnej i grupie 5 kV/cm, wykazując istotną różnicę statystyczną (P < 0.05). Ze względu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Jak donoszono, w ostatnich latach zastosowanie nsPEF odnotowało gwałtowny wzrost. nsPEF działa wysoce ukierunkowanie tylko na pożądany obszar, zapewniając wystarczającą ilość energii do leczenia bez powodowania dodatkowych uszkodzeń termicznych, dzięki czemu jest bezpieczniejszy dla ludzkiego organizmu28. Te cechy dają mu obiecujące perspektywy translacyjne w leczeniu nowotworów i regeneracji nerwów. Jednak niektóre badania sugerują pewne ograniczenia nsPEF. W porównaniu z badaniami materiałowymi,...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez National Key Scientific Instrument and Equipment Development Project (NO.82027803).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Medium do montażu zapobiegającego blaknięciuWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDG1401
Anti-GFAP MAb myszyWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDGB12100-100
Anty-neurofilamentowy ciężki polipeptyd mAb myszyWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDGB12144-100
Anti-S100 beta mAb myszyWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDGB14146-100
BSAWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDGC305010
Szkiełko nakrywkoweJiangsu Shitai sprzęt eksperymentalny Co., LTD10212432C
Koza anty-mysia IgG z oznaczeniem CY3Wuhan Xavier Biotechnology Co., LTDGB21302
Odczynnik do barwienia DAPIWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDG1012
WytrząsarkaodbarwiającaWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDDS-2S100
Zasilacz wysokiego napięcia dla nsPEFMatsusada Precision Inc.AU-60P1.6-L
Pióro histochemiczneWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDG6100
Płyn do łamania membranyWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDG1204
Szkiełko mikroskopoweWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDG6012
Wirówka palmowaWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDMS6000
PBS wproszkuWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDG0002
PipetaWuhan Xavier Biotechnology Co., LTD
Mikroskop z dodatnią fluorescencjąNikon, JaponiaNIKON ECLIPSE C1
Królik Przeciwciało sprzężone anty-SOX10 / AF488Beijing Bioss Biotechnology Co., LTDBS-20563R-AF488
RSC96 Komórki SchwannaWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDSTCC30007G-1
scanister3DHISTECHPannoramic MIDI
Specjalny do nsPEFTimes Microwave SystemsM17/78-RG217
Mieszalnik turbinowyWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDMV-100

Bibliografia

  1. Jing, W., et al. Study of electrical stimulation with different electric-field intensities in the regulation of the differentiation of PC12 cells. ACS Chem Neurosci. 10 (1), 348-357 (2018).
  2. Nocera, G., Jacob, C. Mechanisms of Schwann cell plasticity involved in peripheral nerve repair after injury. Cell Mol Life Sci. 77, 3977-3989 (2020).
  3. Aguilar, Z. Nanomaterials for Medical Applications. , Newnes. (2012).
  4. Xie, S., et al. Efficient generation of functional Schwann cells from adipose-derived stem cells in defined conditions. Cell Cycle. 16 (9), 841-851 (2017).
  5. Rosenbalm, T. N., Levi, N. H., Morykwas, M. J., Wagner, W. D. Electrical stimulation via repeated biphasic conducting materials for peripheral nerve regeneration. J Mater Sci Mater Med. 34 (11), 1-18 (2023).
  6. Daly, W. T., et al. Comparison and characterization of multiple biomaterial conduits for peripheral nerve repair. Biomaterials. 34 (34), 8630-8639 (2013).
  7. Lee, B. -K., et al. End-to-side neurorrhaphy using an electrospun PCL/collagen nerve conduit for complex peripheral motor nerve regeneration. Biomaterials. 33 (35), 9027-9036 (2012).
  8. Kim, V., Gudvangen, E., Kondratiev, O., Redondo, L., Xiao, S., Pakhomov, A. G. Peculiarities of neurostimulation by intense nanosecond pulsed electric fields: how to avoid firing in peripheral nerve fibers. Int J Mol Sci. 22 (13), 7051(2021).
  9. Assinck, P., Duncan, G. J., Hilton, B. J., Plemel, J. R., Tetzlaff, W. Cell transplantation therapy for spinal cord injury. Nat Neurosci. 20 (5), 637-647 (2017).
  10. Chen, Y. Y., McDonald, D., Cheng, C., Magnowski, B., Durand, J., Zochodne, D. W. Axon and Schwann cell partnership during nerve regrowth. J Neuropathol Exp Neurol. 64 (7), 613-622 (2005).
  11. Yi, S., et al. Tau modulates Schwann cell proliferation, migration and differentiation following peripheral nerve injury. J Cell Sci. 132 (6), (2019).
  12. Min, Q., Parkinson, D. B., Dun, X. Migrating Schwann cells direct axon regeneration within the peripheral nerve bridge. Glia. 69 (2), 235-254 (2021).
  13. Zhang, Y., Zhao, Q., Chen, Q., Xu, L., Yi, S. Transcriptional control of peripheral nerve regeneration. Mol Neurobiol. 60 (1), 329-341 (2023).
  14. Nishi, M., Kawata, M., Azmitia, E. C. Trophic interactions between brain-derived neurotrophic factor and S100β on cultured serotonergic neurons. Brain Res. 868 (1), 113-118 (2000).
  15. Gu, Y., et al. miR-sc8 inhibits Schwann cell proliferation and migration by targeting EGFR. PLoS One. 10 (12), e0145185(2015).
  16. Dong, H. -L., et al. AMPK regulates mitochondrial oxidative stress in C2C12 myotubes induced by electrical stimulations of different intensities. Nan Fang Yi Ke Da Xue Xue Bao. 38 (6), 742-747 (2018).
  17. Beebe, S. J., Blackmore, P. F., White, J., Joshi, R. P., Schoenbach, K. H. Nanosecond pulsed electric fields modulate cell function through intracellular signal transduction mechanisms. Physiol Meas. 25 (4), 1077(2004).
  18. Haberkorn, I., Siegenthaler, L., Buchmann, L., Neutsch, L., Mathys, A. Enhancing single-cell bioconversion efficiency by harnessing nanosecond pulsed electric field processing. Biotechnol Adv. 53, 107780(2021).
  19. Ruiz-Fernández, A. R., Campos, L., Gutierrez-Maldonado, S. E., Núñez, G., Villanelo, F., Perez-Acle, T. Nanosecond pulsed electric field (nsPEF): Opening the biotechnological Pandora's box. Int J Mol Sci. 23 (11), 6158(2022).
  20. Nuccitelli, R., et al. First-in-human trial of nanoelectroablation therapy for basal cell carcinoma: proof of method. Exp Dermatol. 23 (2), 135-137 (2014).
  21. Nuccitelli, R., et al. Non-thermal nanoelectroablation of UV-induced murine melanomas stimulates an immune response. Pigment Cell Melanoma Res. 25 (5), 618-629 (2012).
  22. Carr, L., et al. A nanosecond pulsed electric field (nsPEF) can affect membrane permeabilization and cellular viability in a 3D spheroids tumor model. Bioelectrochemistry. 141, 107839(2021).
  23. Hornef, J., Edelblute, C. M., Schoenbach, K. H., Heller, R., Guo, S., Jiang, C. Thermal analysis of infrared irradiation-assisted nanosecond-pulsed tumor ablation. Sci Rep. 10 (1), 5122(2020).
  24. Zuo, K. J., Gordon, T., Chan, K. M., Borschel, G. H. Electrical stimulation to enhance peripheral nerve regeneration: Update in molecular investigations and clinical translation. Exp Neurol. 332, 113397(2020).
  25. Juckett, L., Saffari, T. M., Ormseth, B., Senger, J. -L., Moore, A. M. The effect of electrical stimulation on nerve regeneration following peripheral nerve injury. Biomolecules. 12 (12), 1856(2022).
  26. Jessen, K. R., Mirsky, R. Negative regulation of myelination: relevance for development, injury, and demyelinating disease. Glia. 56 (14), 1552-1565 (2008).
  27. Chen, Z. -L., Yu, W. -M., Strickland, S. Peripheral regeneration. Annu Rev Neurosci. 30, 209-233 (2007).
  28. Yin, D., et al. Cutaneous papilloma and squamous cell carcinoma therapy utilizing nanosecond pulsed electric fields (nsPEF). PloS One. 7 (8), e43891(2012).
  29. Qi, F., et al. Photoexcited wireless electrical stimulation elevates nerve cell growth. Colloids Surf B Biointerfaces. 220, 112890(2022).
  30. Mi, Y., Liu, Q., Li, P., Xu, J., Yang, Q., Tang, J. Targeted gold nanorods combined with low-intensity nsPEFs enhance antimelanoma efficacy in vitro. Nanotechnology. 31 (35), 355102(2020).
  31. Ho, T. -C., et al. Hydrogels: Properties and applications in biomedicine. Molecules. 27 (9), 2902(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Komórki RSC96proliferacja komórekmigracja komórektest CCK-8testy rany (scratch assay)ekspresja S100-Betaekspresja Sox10
Regulacja wzrostu komórek Schwanna za pomocą nanosekundowego pulsacyjnego pola elektrycznego do regeneracji nerwów obwodowych in vitro
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.