Artykuł metodologiczny

Prosta metoda flotacji kału do diagnozowania nicieni odzwierzęcych w warunkach polowych i laboratoryjnych

DOI:

10.3791/66110

⸱

15 grudnia 2023

 ,  ,  ,  , 
1Parasitology Department, Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Nacional Autonoma de Mexico, 2Instituto de Biología, Universidad Nacional Autonoma de Mexico

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca opisuje użycie metody flotacji do identyfikacji Toxocara canis i Ancylostoma spp. wykrytych w próbkach kału pobranych od psów w Meksyku w latach 2017 do 2021 w warunkach polowych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diagnoza psich pasożytów o potencjale odzwierzęcym, takich jak Toxocara canis i Ancylostoma caninum w warunkach polowych, jest zwykle trudna ze względu na ograniczony dostęp do laboratorium na obszarach wiejskich i podmiejskich w Meksyku. Badanie to miało na celu wykrycie T. canis i Ancylostoma spp. w próbkach kału pobranych od psów w Meksyku w latach 2017-2021 w warunkach polowych. Obliczenie wielkości próby dało docelową rekrutację 534 psów w całym kraju.

Próbki zostały pobrane bezpośrednio z odbytnicy lub ziemi po defekacji. Próbki przechowywano w pojedynczych, szczelnie zamkniętych workach foliowych w temperaturze 4 °C. Nasycony roztwór chlorku sodu (ciężar właściwy [SpG] 1,20) przygotowano zarówno w warunkach polowych, jak i laboratoryjnych. W ciągu 3 dni od pobrania 2-4 g kału przebadano pod kątem pasożytów metodą flotacji poprzez zawieszenie każdej próbki kału w roztworze soli. Kał mieszano z roztworem flotacyjnym i rozdrabniano metalową łyżką.

Po osiągnięciu jednolitej konsystencji, próbka kału została przelana do nowego plastikowego kubka za pomocą sita i pozostawiona na 10-15 minut. Trzy krople z wierzchu mieszaniny zebrano za pomocą wysterylizowanej pętli zaszczepiającej. Preparaty umieszczono pod mikroskopem, a pasożyty zostały zidentyfikowane przez przeszkolonych parazytologów. Próbki kału od 1055 psów poddano badaniom przesiewowym pod mikroskopem. Liczba próbek dodatnich w kierunku Ancylostoma spp. wyniosła 833 (częstość 78,95%) i 222 (21,04%) w kierunku T. canis. Odkrycia te ilustrują znaczenie identyfikacji odzwierzęcych robaków pasożytniczych u psów żyjących na obszarach miejskich i wiejskich w Meksyku przy użyciu techniki koproparazytoskopowej w laboratorium i w warunkach polowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pasożyty przewodu pokarmowego są jednym z najczęstszych problemów zdrowotnych dotykających psy1. Szacunki sugerują, że na całym świecie jest ~700 milionów psów domowych, a około 175 milionów można sklasyfikować jako wolno żyjące2. Ponad 60 gatunków pasożytów jest wspólnych dla psów i ludzi, co sugeruje, że psy mogą być źródłem infekcji dla ludzi tymi pasożytami3. Toxocara canis i Ancylostoma caninum to dwa gatunki pasożytnicze, które zarażają psy i przypadkowo ludzi. Obecnie istnieje kilka badań dotyczących miejsc, w których te robaki są w stanie przetrwać i rozmnażać się w Meksyku. Częstość występowania Toxocara u psów waha się od 0% do ponad 87% w Stanach Zjednoczonych, Meksyku, Ameryce Środkowej i na Karaibach4. Toxocara canis i Ancylostoma spp., a także inne gatunki pasożytnicze u psów, zostały wcześniej zgłoszone w Meksyku5,6,7,8,9,10,11,12,13(Tabela 1).

pkt. pkt.
Gatunki pasożytniczeregionRozpowszechnienie (%)odniesienie
Ancylostoma caninumQuerétaro powiedział:Z numerem 42,905
Tabascogodz. 15.906
Campeche35,7 – 42,9 7
Jukatan73,88
BabesiaMorelosgodz. 13.609
Veracruzgodz. 10.00
Oocysty kokcydiówJukatanGodzina 2,308
Ctenocephalides (Ctenocephalides)MorelosDnia 30,310
Dipylidium caninum (Dipylidium caninum)JukatanGodzina 2,308
Dirofilaria (Dirofilaria) Jukatan7,0 – 8,311
GiardiaTabascoGodzina 3.006
JukatanRozdział 18,88
LeiszmaniaChiapasgodz. 19.0012
TasiemceKalifornia Dolna6,7913
Toxocara canisQuerétaro powiedział:O godz. 22.105
JukatanO godz. 6.208
Trichuris vulpis (Trichuris vulpis)Jukatangodz. 25.408
TrypanosomaJaliscoKlasa 8.109
Campechegodz. 7.60
Chiapas4,5 – 42,8
Quintana Roo20,1 – 21,3
Tolucagodz. 17.50
Jukatan9,8 – 34

Tabela 1: Regionalne rozpowszechnienie (%) pasożytów psów w Meksyku w latach 2001-2020. Wyniki poprzednich badań przeprowadzonych w latach 2001-2020 umożliwiły identyfikację rozmieszczenia pasożytów psów w kilku środowiskach miejskich i wiejskich w Meksyku. Badania te zapewniają dogłębne zrozumienie elementów epidemiologicznych sprzyjających utrzymywaniu się pasożytów psów w różnych ekosystemach, przyczyniając się do kompleksowej oceny wpływu niektórych gatunków pasożytów na choroby odzwierzęce.

Etapy cyklu życia pasożytów jelitowych, takich jak jaja, cysty, oocysty lub larwy, można znaleźć w próbkach kału. W ten sposób badanie materiału kałowego dostarcza cennych informacji na temat pasożytów zwierzęcia. Potrzeba metody wykrywania jaj Ancylostomidae w ludzkim kale doprowadziła do zastosowania prostego rozmazu kałowego w 1878 roku, który był używany przez wiele lat do wykrywania pasożytów przewodu pokarmowego, ale był uważany za mało czuły. W związku z tym pojawiła się potrzeba opracowania lepszych metod kopromikroskopowych14. Minęło ponad 100 lat od czasu, gdy po raz pierwszy opisano technikę flotacji do odzyskiwania i liczenia jaj pasożytów w próbkach kału15. Od tego czasu kilka metod i wariantów techniki flotacji zostało uznanych za standard wykrywania niektórych pasożytów u ich żywicieli.

Na przykład, Lane opisał metodę z 1924 roku obejmującą technikę bezpośredniej flotacji odśrodkowej, która integruje wirowanie, a następnie pływanie osadu w nasyconym roztworze chlorku sodu z SpG 1,2 w 1 g (Lane) lub 10 g (modyfikacja Stolla). Technika flotacji została następnie zmodyfikowana poprzez zastosowanie roztworów o różnych klasach SpG14. W 1939 roku Gordon i Whitlock poinformowali o wadach techniki Stolla spowodowanych zakłóceniami ze strony detrytusu w wizualizacji jaj pasożytów i opracowali metodę ilościową znaną jako McMaster16. W 1979 roku O'Grady i Slocombe wykazali, że ciężar właściwy roztworu, czas i rozmiary oczek sitek wpływają na dokładność wykrywania jaj przy użyciu techniki flotacji17. W ciągu ostatnich dziesięcioleci, ponieważ wprowadzono kilka modyfikacji w technice flotacji, istnieje pilna potrzeba standaryzacji metod flotacji. Obecnie wykrywanie zakażeń robakami pasożytniczymi psów w kontekście zapobiegania pasożytom odzwierzęcym jest wymagane w celu zastosowania odpowiednich metod leczenia przeciwrobaczego w celu ograniczenia skażenia środowiska zakaźnymi stadiami nicieni odzwierzęcych18.

Wśród metod jakościowych, technika flotacji kału jest szeroko stosowana i akceptowana, ponieważ nie wymaga dużo sprzętu, jest prosta, tania i powtarzalna; jednak ma główną wadę, ponieważ brakuje jej czułości, gdy intensywność infekcji jest niska19. Zdolność do ujawnienia obecności większej liczby elementów pasożytniczych, takich jak jaja, oocysty, cysty lub larwy nicieni, jest zwykle określana przez gęstość roztworu20.

Poprzednie raporty porównywały techniki koproparazytologiczne do wykrywania jaj nicieni psów. W odniesieniu do wykrywania ruchliwych pierwotniaków stosuje się bezpośrednie rozmazy kałowe; Natomiast metody sedymentacji są przydatne do diagnozowania ciężkich jaj pasożytów, takich jak trematodes21. Jednym z najczęściej stosowanych w terenie testów diagnostycznych jest metoda wymazu z kału. Jednak niski poziom czułości tej techniki można przypisać faktowi, że zawiera ona zanieczyszczenia, które przeszkadzają w wykrywaniu jaj pasożyta. Dzięki zastosowaniu etapu przesiewania wraz z roztworami, które zapewniają odpowiednie SpG, metoda flotacji zapewnia wyraźniejszą i mniej zaśmieconą obserwację jaj glistych i tęgoryjców. Prowadzi to do bardziej precyzyjnego i wydajnego procesu badań przesiewowych pod mikroskopem22. Podobnie, proste techniki flotacji i bezpośredniej flotacji odśrodkowej są bardzo często stosowane do odzyskiwania jaj pasożytów i oocyst14. Klasyczne metody flotacji można uznać za jakościowe lub ilościowe w zależności od zastosowania komory liczącej, takiej jak metoda McMastera15. Niemniej jednak, ponieważ technika flotacji ma niską czułość i koncentruje się na wykrywaniu pasożytów w okresie objętym patentem, negatywnych wyników nie należy uważać za rozstrzygające. Jednak dokładność zależy nie tylko od procedury konserwacji próbek kału lub SpG roztworów flotacyjnych, ale także zależy od biegłości technicznej i doświadczenia w przeprowadzaniu badań kału użytkownika.

W związku z tym, badano inne metody wykrywania pasożytów psów w kale. Powszechnie uznaje się, że jednym z najczęściej stosowanych podejść do diagnozowania zakażeń robakami jelitowymi u psów jest technika FLOTAC, wielowartościowa, czuła i dokładna metoda, która daje dokładne i wiarygodne wyniki diagnozy A. caninum u psów w porównaniu z protokołem flotacji w probówce i techniką McMastera19, 23. Metody sedymentacji są przydatne do odzyskiwania jaj przywry, jaj zarodków nicieni i większości jaj tasiemca, których nie można odzyskać na powierzchni roztworu flotacyjnego, ponieważ struktury te nie pływają24. Jedną z metod, która okazała się lepsza od technik flotacji/sedymentacji, jest metoda zmodyfikowanej flotacji odśrodkowej, ponieważ umożliwia wykrycie jaj tasiemca w kale, jest mniej czasochłonna, oddziela jaja Anoplocephala od resztek kałowych i zmniejsza krystalizację25. Co więcej, technika ta została z powodzeniem wykorzystana do wykrywania jaj glistych z wysoką czułością26. Jednak niektóre z wyżej wymienionych technik i metod odśrodkowych, takich jak Ovassay, w przeciwieństwie do protokołu flotacji, który proponujemy w tym badaniu, wymagają konserwacji próbki w odczynnikach, takich jak formalina, zestawy handlowe, przetwarzanie próbek w warunkach laboratoryjnych oraz stosowanie odczynników, takich jak siarczan27, które są drogie i wymagają specjalnych procedur utylizacji, aby uniknąć toksyczności dla środowiska.

Ostatnio preferowane jest stosowanie technik, które zwiększają czułość metody flotacji poprzez dodawanie roztworów o wysokim SpG. Należy jednak wziąć pod uwagę, że wadą tych rozwiązań jest wzrost ilości zanieczyszczeń w końcowym przygotowaniu, a co za tym idzie, niedokładne wykrywanie jaj pasożyta. Ponadto komercyjna dostępność materiałów, odczynników, koszty, kwestie wpływu na środowisko i trudności w użyciu metod odśrodkowych wpływają na wybór techniki flotacji14, co może być wyzwaniem w warunkach polowych w przeciwieństwie do protokołu, który przedstawiamy w tej pracy. Przygotowanie roztworów flotacyjnych z solą kuchenną jest korzystniejsze niż wykorzystanie cukru, ponieważ w warunkach polowych cukier przyciąga owady, takie jak osy i pszczoły, a preparaty stają się lepkie. Ponadto roztwory takie jak fenol, który dodaje się do roztworów cukru w celu uniknięcia lepkości, lubZnSO4są skomplikowane do prawidłowego wyrzucenia zgodnie z wytycznymi dotyczącymi ochrony środowiska i nie mogą być wyrzucane na polu; w przeciwieństwie do roztworu soli kuchennej.

Celem tego manuskryptu jest pokazanie kroków do wykrywania jaj T. canis i Ancylostoma spp. w próbkach kału przy użyciu adaptacji prostej techniki flotacji w warunkach polowych i laboratoryjnych. Zgodnie z opisanym poniżej protokołem i przy użyciu mikroskopu z zapasową baterią, diagnoza tych psich pasożytów odzwierzęcych na obszarach wiejskich i podmiejskich jest możliwa, gdy nie jest dostępny sprzęt laboratoryjny i infrastruktura. Prosta metoda flotacji opisana w tej pracy może zapewnić szybkie wyniki i jest nieinwazyjną i opłacalną techniką rutynowych badań przesiewowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Użytkowanie i opieka nad psami została zatwierdzona przez Narodowy i Autonomiczny Uniwersytet Meksyku.

1. Pobieranie próbek kału

UWAGA: Zajmij się psem z pomocą weterynarza lub właściciela zwierzęcia.

  1. W przypadku zdziczałych psów (Rysunek 1A) lub zwierząt nerwowych, próbki należy pobrać z ziemi zaraz po wypróżnieniu lub nie później niż 10 minut później.
  2. Nasmaruj rękawice chirurgiczne lub cienkościenne worki polietylenowe wodą lub wazeliną. Aby pobrać próbki kału z odbytnicy, noś rękawice chirurgiczne lub cienkościenne worki polietylenowe.
  3. Zbierz co najmniej 2 g kału od każdego psa (Rysunek 1B).
  4. Zidentyfikuj poszczególne próbki kału w następujący sposób: data, lokalizacja (współrzędne Globalnego Systemu Pozycjonowania [GPS] za pomocą Google Maps), przypisz numer identyfikacyjny każdemu zwierzęciu, przybliżony wiek psa, płeć psa, rasa, pies domowy lub wychodzący (zdziczały).
  5. Zamknąć worki zawierające próbkę kału ciasnym węzłem. Worki należy przechowywać w lodówce (4-8 °C), jeśli próbki kału nie zostaną przeanalizowane w ciągu 3-4 godzin po pobraniu.

2. Przygotowanie nasyconego roztworu soli do diagnostyki polowej

UWAGA: Jeśli dostęp do wagi, materiału pomiarowego, pieców lub gazu do gotowania wody jest nieobecny lub ograniczony, nasycony roztwór soli można łatwo przygotować przy użyciu wody, zwykłej soli kuchennej, plastikowego kubka o pojemności 12 uncji (355 ml) i pustej butelki po napoju gazowanym o pojemności 1 litra.

  1. Dokładnie umyj pustą butelkę po napoju o pojemności 1 l. Napełnij butelkę 1 litrem wody.
  2. Napełnij plastikowy kubek o pojemności 12 uncji zwykłą solą kuchenną.
  3. Przełóż sól do butelki po napoju gazowanym.
  4. Zamknij szczelnie butelkę po napoju gazowanym zakrętką. Energicznie wstrząsać roztworem, aż sól przestanie się rozpuszczać.
    UWAGA: Potrząsanie roztworem w butelce po napoju gazowanym do całkowitego rozpuszczenia soli może zająć do 90 minut.

3. Przygotowanie nasyconego roztworu soli do diagnostyki laboratoryjnej

  1. Odważyć 420 g zwykłej soli kuchennej.
  2. Rozpuść 420 g soli w 1 l wody.
  3. Gotuj roztwór, aż sól przestanie się rozpuszczać.
  4. Przefiltruj roztwór, aby wyrzucić nierozpuszczoną sól.
  5. Sprawdzić stężenie roztworu za pomocą areometru do cieczy ciężkich lub densytometru.
    UWAGA: Idealne stężenie ma SpG 1,20, aby osiągnąć lepsze wyniki (Rysunek 2A). Na zdolność jaja do pływania wpływa jego interakcja z roztworem, co przyczynia się do różnej zdolności jaj do unoszenia się w roztworach o tym samym ciężarze właściwym. W związku z tym, aby osiągnąć optymalną regenerację jaj, konieczne jest uwzględnienie górnego zakresu ciężaru właściwego w roztworze flotacyjnym, upewniając się, że przewyższa on ciężar docelowy pasożyta6.

4. Metoda flotacji

UWAGA: Jeśli próbki kału są zbyt suche lub twarde, zmaceruj je w moździerzu.

  1. Za pomocą łyżki umieść około 3 g kału w jednym plastikowym kubku (~8,5 cm wysokości i ~5,5 cm średnicy).
  2. Dodać 1 ml nasyconego roztworu soli, aż do uzyskania pasty.
  3. Mieszaj przez 1 minutę i dodaj 100 ml nasyconego roztworu soli.
  4. Przepuść tę zawiesinę przez plastikowe sitko do drugiego plastikowego kubka, aby uniknąć grubych cząstek (Rysunek 2B).
  5. Pozostaw zawieszenie na 15-20 minut.
  6. Umieść pętlę inokulacyjną w płomieniu na 1 s, aby upewnić się, że jest wolna od jaj, cyst lub oocyst (Rysunek 2C).
  7. Poczekaj 5 sekund, aż pętla inokulacji ostygnie (Rysunek 2D).
  8. Weź trzy krople z powierzchni zawiesiny za pomocą pętli do zaszczepiania. Umieść każdą z trzech kropli osobno na jednym szkiełku podstawowym (Rysunek 2E-G)
    UWAGA: Upewnij się, że krople nie stykają się ze sobą (Rysunek 2H).
  9. Obserwuj pod mikroskopem za pomocą obiektywu 10x (Rysunek 2I). Umieść szkiełko nakrywkowe, jeśli powiększenie zostanie zwiększone do 40x.
  10. W przypadku zaobserwowania dodatniego wyniku w kropelce, należy przypisać krzyżyk (+) w dzienniku laboratoryjnym, aby zarejestrować obecność pasożytów w okresie patentowym w losowych miejscach na powierzchni zawiesiny kału.

5. Interpretacja metody flotacji

UWAGA: Negatywne wyniki są niejednoznaczne.

  1. Wykonaj serię trzech testów z próbkami z 3 kolejnych dni, aby zwiększyć czułość testu.
    UWAGA: Pozytywne wyniki wskazują na obecność pasożytów w okresie patentowym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tej pracy opisane są procedury pobierania i koproparazytoskopowe do identyfikacji T. canis i Ancylostoma spp. Uzasadnieniem adaptacji prostej metody flotacji kału do wykrywania jaj robaków pasożytniczych jest to, że technika ta jest opłacalna, ponieważ rozwiązania, sprzęt i materiały są niedrogie. W związku z tym metoda ma wysoką zdolność obsługi próbek, ponieważ wiele próbek może być przetwarzanych w krótkim czasie. Co więcej, prosta metoda flotacji kału jest łatwa do wykonania i stosunkowo wrażliwa....

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nicienie, takie jak T. canis i Ancylostoma spp., mogą zamieszkiwać jelito cienkie psów i mogą być przenoszone na ludzi. Objawy kliniczne wywołane przez T. canis są poważne u młodych psów, objawiając się słabym wzrostem, problemami z oddychaniem lub zmianami w przewodzie pokarmowym28. U dorosłych psów infekcja zazwyczaj ma przebieg łagodny. Diagnoza polega na zidentyfikowaniu charakterystycznych jaj w próbce kału. Ten stan jest częstą przyczyną przepisywania psom leczenia...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy są wdzięczni Dirección General de Asuntos del Personal Académico z Universidad Nacional Autónoma de México za udostępnienie środków finansowych poprzez grant PAPIIT IN218720 oraz dr Claudii Mendozie za udzielenie wnioskowanego przedłużenia. Ta praca jest dedykowana mojej kochanej Nicole, która zmarła w 2019 roku. Zawsze będziesz żył w moim sercu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
3 akumulatory 1,2 V AAEnergizerSprzedawane w sklepach detalicznych
Palnik BunsenaViresaFER-M224
Jednorazowy szklany kubek o pojemności 12 uncjiUlineMexico S-22275Sprzedawane w sklepach detalicznych
Szkiełka szklaneVelab, MeksykVEP-P20
Pętla inokulacyjnaVelaQuin, MeksykCRM-5010PH 
Mikroskop świetlnyVelaQuin, MeksykVE-B2
ZapalniczkaBicJ25Sprzedawane w sklepach detalicznych
Jeden plastikowy kubek (12 uncji)AmazonASIN B08C2CRHSHMoże to być dowolny plastikowy kubek kuchenny wielokrotnego użytku
Plastikowe kubki  (wielkość kubka na kostkę do gry lub próbkę moczu) średnica 5,5 cm i wysokość 8,5 cm, dwie filiżankiAmazonLayhit-Containers-ZYHD192919Może to być dowolny plastikowy kubek kuchenny wielokrotnego użytku
Plastikowe sitko 10 cmEckoASIN B00TUAAVWIMoże to być dowolne plastikowe sitko kuchenne
Butelka sodowaCoca-Cola1-litrSprzedawane w sklepach detalicznych
ŁyżkaAmazon BasicsASIN B00TUAAVWIMoże być dowolny łyżka kuchenna
Sól kuchennaLa Fina Sprzedawanew sklepach detalicznych

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Duncan, K. T., Koons, N. R., Litherland, M. A., Little, S. E., Nagamori, Y. Prevalence of intestinal parasites in fecal samples and estimation of parasite contamination from dog parks in central Oklahoma. Veterinary Parasitology Regional Studies and Reports. 19, 100362(2020).
  2. Kisiel, L. M., et al. Owned dog ecology and demography in Villa de Tezontepec, Hidalgo, Mexico. Preventive Veterinary Medicine. 135, 37-46 (2016).
  3. Lyons, M. A., Malhotra, R., Thompson, C. W. Investigating the free-roaming dog population and gastrointestinal parasite diversity in Tulúm, México. PLoS One. 17 (10), e0276880(2022).
  4. Dantas-Torres, F., et al. TROCCAP recommendations for the diagnosis, prevention and treatment of parasitic infections in dogs and cats in the tropics. Veterinary Parasitology. 283, (2020).
  5. Cantó, G. J., García, M. P., García, A., Guerrero, M. J., Mosqueda, J. The prevalence and abundance of helminth parasites in stray dogs from the city of Querétaro in central Mexico. Journal Of Helminthology. 85 (3), 263-269 (2011).
  6. Torres-Chablé, O. M., et al. Prevalence of gastrointestinal parasites in domestic dogs in Tabasco, Southeastern Mexico. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária. 24 (4), 432-437 (2015).
  7. Cortez-Aguirre, G. R., Jiménez-Coello, M., Gutiérrez-Blanco, E., Ortega-Pacheco, A. Stray dog population in a city of Southern Mexico and its impact on the contamination of public areas. Veterinary Medicine International. 2018, 1-6 (2018).
  8. Rodríguez-Vivas, R. I., et al. An epidemiological study of intestinal parasites of dogs from Yucatán, Mexico, and their risk to public health. Vector Borne Zoonotic Diseases. 11 (8), 1141-1144 (2011).
  9. Maggi, R. G., Krämer, F. A review on the occurrence of companion vector-borne diseases in pet animals in Latin America. Parasites & Vectors. 12 (1), 145(2019).
  10. Cruz-Vazquez, C., Castro, G., Parada, F., Ramos, P. Seasonal occurrence of Ctenocephalides felis and Ctenocephalides canis (siphonaptera:Pulicidae) infesting dogs and cats in an urban area in Cuernavaca, Mexico. Entomological Society of America. 38 (1), 111-113 (2001).
  11. Bolio-Gonzalez, M. E., et al. Prevalence of the Dirofilaria immitis infection in dogs from Mérida, Yucatán, Mexico. Veterinary Parasitology. 148 (2), 166-169 (2007).
  12. Pastor-Santiago, J. A., Flisser, A., Chávez-López, S., Guzmán-Bracho, C., Olivo-Díaz, A. American visceral leishmaniasis in Chiapas, Mexico. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 86 (1), 108-114 (2012).
  13. Trasviña-Muñoz, E., et al. Detection of intestinal parasites in stray dogs from a farming and cattle region of Northwestern Wexico. Pathogens. 9 (7), (2020).
  14. Ballweber, L. R., Beugnet, F., Marchiondo, A. A., Payne, P. A. American Association of Veterinary Parasitologists' review of veterinary fecal flotation methods and factors influencing their accuracy and use--is there really one best technique. Veterinary Parasitology. 204 (1-2), 73-80 (2014).
  15. Nielsen, M. K. What makes a good fecal egg count technique. Veterinary Parasitology. 296, 109509(2021).
  16. Gordon, H. M., Whitlock, H. V. A new technique for counting nematode eggs in sheep faeces. Journal of the Council for Scientific and Industrial Research. 12 (1), 50-52 (1939).
  17. O'grady, M. R., Slocombe, J. O. D. An investigation of variables in a fecal flotation technique. Canadian Journal of Comparative Medicine. 44 (2), 148(1980).
  18. ESCCAP. Worm control in dogs and cats. Guideline 01. European Scientific Counsel Companion Animal Parasites. , (2017).
  19. Cringoli, G., et al. Ancylostoma caninum: Calibration and comparison of diagnostic accuracy of flotation in tube, McMaster and FLOTAC in faecal samples of dogs. Experimental Parasitology. 128 (1), 32-37 (2011).
  20. Figueroa, C. J. A. Examen coproparasitoscópico. In: Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria, Consejo Técnico Consultivo Nacional de Sanidad Animal. AMPAVE-CONASA. , 83-105 (2015).
  21. Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., Smith, V. Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts. Veterinary Therapeutics. 6 (1), 15-28 (2005).
  22. Adolph, C., et al. Diagnostic strategies to reveal covert infections with intestinal helminths in dogs. Veterinary Parasitology. 247, 108-112 (2017).
  23. Cringoli, G., Rinaldi, L., Maurelli, M. P., Utzinger, J. FLOTAC: New multivalent techniques for qualitative and quantitative copromicroscopic diagnosis of parasites in animals and humans. Nature Protocols. 5 (3), 503-515 (2010).
  24. Katagiri, S., Oliveira-Sequeira, T. C. Comparison of three concentration methods for the recovery of canine intestinal parasites from stool samples. Experimental Parasitology. 126 (2), 214-216 (2010).
  25. Rehbein, S., Lindner, T., Visser, M., Winter, R. Evaluation of a double centrifugation technique for the detection of Anoplocephala eggs in horse faeces. Journal of Helminthology. 85 (4), 409-414 (2011).
  26. Liccioli, S., et al. Sensitivity of double centrifugation sugar fecal flotation for detecting intestinal helminths in coyotes (Canis latrans). Journal of Wildlife Diseases. 48 (3), 717-723 (2012).
  27. Rishniw, M., Liotta, J., Bellosa, M., Bowman, D., Simpson, K. W. Comparison of 4 Giardia diagnostic tests in diagnosis of naturally acquired canine chronic subclinical giardiasis. Journal of Veterinary Internal Medicine. 24 (2), 293-297 (2010).
  28. Barutzki, D., Schaper, R. Endoparasites in dogs and cats in Germany 1999-2002. Parasitology Research. 90, S148-S150 (2003).
  29. Carlin, E. P., Tyungu, D. L. Toxocara: Protecting pets and improving the lives of people. Advances in Parasitology. 109, 3-16 (2020).
  30. Saari, S., NaReaho, A., Nikander, S. Canine parasites and parasitic diseases. , Academic Press. (2019).
  31. Bowman, D. D., Montgomery, S. P., Zajac, A. M., Eberhard, M. L., Kazacos, K. R. Hookworms of dogs and cats as agents of cutaneous larva migrans. Trends in Parasitology. 26 (4), 162-167 (2010).
  32. Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., Smith, V. Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts. Veterinary Therapeutics. 6 (1), 15-28 (2005).
  33. Barutzki, D., Schaper, R. Results of parasitological examinations of faecal samples from cats and dogs in Germany between 2003 and 2010. Parasitology Research. 109, S45-S60 (2011).
  34. Novobilský, A., Novák, J., Björkman, C., Höglund, J. Impact of meteorological and environmental factors on the spatial distribution of Fasciola hepatica in beef cattle herds in Sweden. BMC Veterinary Research. 11, 128(2015).
  35. Pickles, R. S., Thornton, D., Feldman, R., Marques, A., Murray, D. L. Predicting shifts in parasite distribution with climate change: A multitrophic level approach. Global Change Biology. 19 (9), 2645-2654 (2013).
  36. Pérez-Rodríguez, A., De La Hera, I., Fernández-González, S., Pérez-Tris, J. Global warming will reshuffle the areas of high prevalence and richness of three genera of avian blood parasites. Global Chaneg Biology. 20 (8), 2406-2416 (2014).
  37. Nava-Castro, K., Hernández-Bello, R., Muñiz-Hernández, S., Camacho-Arroyo, I., Morales-Montor, J. Sex steroids, immune system, and parasitic infections: Facts and hypotheses. Annals Of The New York Academy Of Sciences. 1262, 16-26 (2012).
  38. Morales-Montor, J., Escobedo, G., Vargas-Villavicencio, J. A., Larralde, C. The neuroimmunoendocrine network in the complex host-parasite relationship during murine cysticercosis. Current Topics in Medicinal Chemistry. 8 (5), 400-407 (2008).
  39. Olave-Leyva, J., et al. Prevalencia de helmintos gastrointestinales en perros procedentes del servicio de salud de Tulancingo, Hidalgo. Abanico Veterinario. 9 (1), 1-10 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Toxocara canisAncylostoma caninumdiagnostyka paso ytnicza ps wtechnika koproparazytologicznadiagnostyka terenowanasycony roztw r solimikroskopia wietlnapobieranie pr bek ka u

Powiązane artykuły