Artykuł metodologiczny

Ułatwienie powtórnych iniekcji do tętnicy szyjnej w modelach mysich za pomocą nowatorskiej techniki naprawy miejsca wstrzyknięcia

3.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66303

⸱

15 marca 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 2Department of Neurosurgery, Juntendo University

W tym artykule

Podsumowanie

Naprawa tętnicy wewnątrzszyjnej w modelu mysim po wstrzyknięciu przywraca przepływ krwi do tętnicy bez negatywnego wpływu na dystrybucję wstrzykniętego materiału. Naprawa miejsca wstrzyknięcia ułatwia kolejne wstrzyknięcia przez tę samą tętnicę i zapobiega niedokrwieniu mózgu u szczepów myszy, które nie mają pełnego koła Willisa.

Streszczenie

Biorąc pod uwagę ostatnie postępy w dostarczaniu nowych leków przeciwnowotworowych za pomocą wewnątrznaczyniowych metod selektywnego dostarczania dotętniczego w neuroonkologii, istnieje pilna potrzeba opracowania metod iniekcji dotętniczych w modelach mysich, w tym metod naprawy tętnicy szyjnej u myszy po wstrzyknięciu, aby umożliwić kolejne zastrzyki. Opracowaliśmy metodę iniekcji do tętnicy szyjnej w modelu mysim w celu dostarczenia leków do tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) za pomocą dwóch alternatywnych procedur.

Podczas iniekcji, igła jest wprowadzana do tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) po zawiązaniu szwu wokół tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA) i wstrzykiwane leki są dostarczane do ICA. Po wstrzyknięciu tętnica szyjna wspólna (CCA) może zostać podwiązana, co ogranicza liczbę wstrzyknięć do tętnicy szyjnej do jednego. Alternatywna procedura opisana w tym artykule obejmuje modyfikację, w której po wstrzyknięciu do tętnicy szyjnej następuje naprawa CCA w miejscu wstrzyknięcia, co przywraca przepływ krwi w CCA i pozwala uniknąć powikłań niedokrwienia mózgu obserwowanych w niektórych modelach mysich.

Porównaliśmy również dostarczanie ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych pochodzących ze szpiku kostnego (BM-hMSC) do guzów wewnątrzczaszkowych, gdy są dostarczane przez wstrzyknięcie do tętnicy szyjnej z i bez naprawy miejsca wstrzyknięcia po wstrzyknięciu. Dostarczanie BM-hMSC nie różni się znacząco między tymi metodami. Nasze wyniki pokazują, że naprawa CCA w miejscu wstrzyknięcia pozwala na powtórne wstrzyknięcia przez tę samą tętnicę i nie upośledza dostarczania i dystrybucji wstrzykniętego materiału, zapewniając w ten sposób model o większej elastyczności, który bardziej naśladuje wstrzyknięcie do tętnicy szyjnej u ludzi.

Wprowadzenie

Dostarczanie leków na guzy mózgu jest trudne ze względu na nieprzepuszczalność bariery krew-mózg (BBB) i bariery krew-nowotwór (BTB). Bezpośrednie wstrzyknięcie do guza środków terapeutycznych w celu obejścia bariery krew-mózg można osiągnąć za pomocą cewnika zbiornikowego Ommaya, mikroinfuzji o niskim przepływie w celu wspomagania konwekcji lub miejscowego wstrzyknięcia do jamy reekcyjnej lub sąsiedniej tkanki1. Jednak całkowita objętość tkanki nowotworowej, która jest osiągana za pomocą tych metod, jest ograniczona2,3,4. Wstrzyknięcia dotętnicze były wcześniej stosowane do dostarczania środków terapeutycznych do guzów mózgu w celu dotarcia do większej liczby guzów5,6,7,8 a w ostatnich czasach postępy zarówno w technikach dostarczania dotętniczego, jak i nowych środkach terapeutycznych wykazały korzyści płynące z zastosowania tego podejścia w leczeniu guzów mózgu7, 9. Postępy te obejmują opracowanie mikrocewników, wewnątrznaczyniowe selektywne podawanie dotętnicze (ESIA) z zaawansowanym obrazowaniem, stosowanie środków osmotycznych w celu przerwania bariery krew-mózg i BTB oraz opracowanie celowanych terapii biologicznych. W związku z tym, aby przeprowadzić badania przedkliniczne nowych środków terapeutycznych, które są podawane w iniekcjach dotętniczych, niezbędne są odpowiednie modele badań translacyjnych9,10.

W mysich modelach guzów mózgu, środki terapeutyczne dostarczane dootrzewnowo lub dożylnie (przez żyłę ogonową) przechodzą odpowiednio przez wątrobę lub serce i płuca, zanim zostaną rozprowadzone do całego ciała, w tym do mózgu. Te efekty pierwszego przejścia mogą wychwytywać i usuwać czynnik lub rozcieńczać czynnik przed dotarciem do mózgu i mogą powodować toksyczność ograniczającą dawkę przed osiągnięciem dawki terapeutycznej w mózgu. W przeciwieństwie do tego, wstrzyknięcie do tętnicy szyjnej umożliwia skoncentrowane dostarczanie do mózgu przed krążeniem, omijając metabolizm pierwszego przejścia i ograniczając dostarczanie poza celem. Podczas gdy wstrzyknięcie do tętnicy szyjnej u myszy jest bardziej pracochłonne, specyficzność i powtarzalność tej techniki skutkują zmniejszeniem liczby zwierząt do ukończenia badań11,12.

Ogólnie, w wcześniej opisanych metodach wstrzykiwania tętnicy szyjnej u myszy, tętnica szyjna wspólna jest podwiązywana po wstrzyknięciu, a krążenie do mózgu jest zapewnione przez przeciwległą tętnicę szyjną i tylne krążenie mózgowe poprzez koło Willisa11,12. Metoda ta ma nieodłączne ograniczenie polegające na tym, że pozwala na maksymalnie pojedyncze wstrzyknięcie do tętnicy szyjnej wewnętrznej lub zewnętrznej. Bardzo ważne jest również, aby szczepy myszy używane w eksperymentach, w których tętnica szyjna jest podwiązana, miały pełny krąg Willisa, aby zapobiec niedokrwieniu mózgu z powodu podwiązanej tętnicy13. Wykazano również, że niedrożność tętnicy szyjnej zmniejsza przepływ krwi w mózgu i ogranicza dystrybucję wstrzykiwanych cząstek14. Ponadto niedrożność tętnicy szyjnej u myszy po wstrzyknięciu nie naśladuje wstrzyknięcia do tętnicy szyjnej u ludzi.

Nasza grupa wcześniej korzystała z iniekcji do tętnicy szyjnej, aby skutecznie dostarczać mezenchymalne komórki macierzyste do mózgu10,15,16,17,18,19. W tym artykule szczegółowo opisujemy tę metodę iniekcji do tętnicy szyjnej i uwzględniamy modyfikację opracowanej przez nas metody, w której miejsce iniekcji jest naprawiane bez zamykania tętnicy, unikając ograniczeń wynikających z podwiązania tętnicy szyjnej po iniekcji. W tej metodzie tętnica szyjna wspólna (CCA) jest przygotowywana do wstrzyknięcia poprzez założenie dwóch szwów, po jednym na każdym końcu zamierzonego miejsca wstrzyknięcia, a dolny szew (poniżej miejsca wstrzyknięcia) jest zaciśnięty. Tętnica szyjna zewnętrzna (ECA) jest uszczelniana za pomocą innego szwu. Igła jest wprowadzana do CCA, a leki są dostarczane do tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA). Następnie górny szew na CCA jest zaciśnięty, aby zapobiec cofaniu się z ICA. Na tym etapie wstrzyknięte CCA może zostać podwiązane lub naprawione. Jeśli CCA ma być podwiązane, szwy są zaciskane i pozostawiane na miejscu. Jeśli miejsce wstrzyknięcia zostanie naprawione, szwy są usuwane po naprawie, a przepływ krwi zostaje przywrócony. Szczegółowe informacje na temat tych alternatywnych procedur znajdują się poniżej.

Protokół

Wszystkie kroki opisane poniżej są zgodne z naszym protokołem, który jest zgodny z wytycznymi ustalonymi i zatwierdzonymi przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Teksańskim MD Anderson Cancer Center.

1. Przygotowanie stołu operacyjnego i myszy do zabiegu chirurgicznego

  1. Przygotowanie stołu chirurgicznego i myszy do zabiegu chirurgicznego (patrz Rysunek 1A,B)
    1. Umieść mikroskop preparacyjny i źródło światła przed parownikiem izofluranu z aktywnym systemem oczyszczania lub umieść na stole zstępującym. Umieść elektryczną poduszkę grzewczą na podstawie mikroskopu preparacyjnego (lub najlepiej pod mikroskopem, jeśli podstawa jest solidna i może przepuszczać ciepło) i przykryj sterylną serwetą chirurgiczną.
      UWAGA: Wszystkie narzędzia chirurgiczne i obłożenia powinny być sterylizowane w autoklawie przed użyciem, a wszystkie materiały jednorazowego użytku powinny być sterylne i pakowane pojedynczo. Sterylne rękawice powinny być używane przez cały czas przygotowania i procedury oraz zmieniane w razie potrzeby, aby zachować sterylność.
    2. Przygotuj łóżko (4-5 cali długości x 2 cale szerokości) na serwety chirurgicznej za pomocą winylowej taśmy laboratoryjnej. Wytnij kwadrat gazy o wymiarach 1,5 cala x 1,5 cala, zwiń go ciasno, a zwiniętą gazę umieść pod 3-calowym kawałkiem taśmy winylowej u "wezgłowia" łóżka, aby utworzyć poduszkę (pochylenie głowy za pomocą poduszki pozwala na większe wydłużenie brzusznej części szyi).
    3. Połóż 4-calowe kawałki taśmy chirurgicznej wzdłuż boków łóżka (na wierzchu taśmy winylowej). [Jeśli używasz izofluranu, umieść stożek do znieczulenia nosa z przymocowanym ciężarkiem (lub taśmą) w pobliżu wezgłowia łóżka. Dostosuj go do określonego umieszczenia, gdy mysz jest znieczulona i unieruchomiona.] Zobacz Rysunek 1A,B.
    4. Za pomocą wkrętaka do igieł lub ciężkich kleszczy oderwij małe kawałki bawełny od wacika i zwiń w kulki o różnych rozmiarach o średnicy od 0,5 do 1 mm (8-10 kawałków bawełny na mysz). Trzymaj bawełnę na serwety chirurgicznej w pobliżu wezgłowia łóżka.
    5. Za pomocą sterylnych narzędzi przetnij nić 6-0 do szwów na 1 cm kawałki (3-4 sztuki na mysz). Przygotowane odcinki szwów należy umieścić na sterylnym serwecie. Przygotować strzykawkę o pojemności 1 ml do podania buprenorfiny lub innego odpowiedniego środka przeciwbólowego (zatwierdzonego przez protokół Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt [IACUC]). Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne zgodnie ze standardami IACUC przed umieszczeniem ich w sterylnym polu.
  2. Przygotowanie myszy do zabiegu chirurgicznego (patrz Rysunek 1C-F)
    1. Znieczulić jedną mysz zgodnie z metodami zatwierdzonymi przez IACUC do dużych operacji przeżycia (użyć izofluranu 1%-4%, w zależności od wrażliwości poszczególnych myszy, lub koktajlu 10 mg / ml ketaminy, 1 mg / ml ksylazyny w 100-200 mg / kg (ketaminy) masy ciała). Przytnij futro lub depilate, jeśli to konieczne. Podawać 0,5-1,0 mg/kg buprenorfiny ER (o przedłużonym uwalnianiu) we wstrzyknięciu podskórnym 30 minut przed rozpoczęciem zabiegu chirurgicznego.
    2. Ustaw znieczuloną mysz tak, aby poduszka spoczywała pod szyją (Rysunek 1C). Poduszka pomaga przedłużyć i podeprzeć szyję, gdy jest używana ze stożkiem do znieczulenia. Jeśli używasz koktajlu ketaminy/ksylazyny, umieść obciążoną listwę do zębów lub podobne narzędzie w ustach, za siekaczami, aby przechylić głowę i wyprostować szyję.
    3. Unieruchomić kończyny przednie za pomocą taśmy chirurgicznej umieszczonej wcześniej wzdłuż boków łóżka chirurgicznego (Ryc. 1D). Dostosuj pozycję myszy pod mikroskopem tak, aby brzuszna powierzchnia szyi była widoczna i dostosuj powiększenie, aby wygodnie obserwować pole operacyjne (Rysunek 1E).
      UWAGA: Powiększenie mikroskopu preparacyjnego powinno być dostosowane przez chirurga do jego poziomu komfortu dla każdego kroku.
    4. Nałóż sztuczne łzy za pomocą sterylnego bawełnianego wacika. Zdezynfekuj miejsce operowane, naprzemiennie używając okrągłych wacików z betadyną lub chlorheksydyną i alkoholem trzy razy na środek dezynfekujący (Rysunek 1F).
    5. Potwierdź głębokość znieczulenia, upewniając się, że mysz nie chowa nogi w odpowiedzi na uszczypnięcie palca. Monitoruj częstość oddechów i upewnij się, że mysz nie sapie, ponieważ jest to oznaką nadmiernego znieczulenia podczas stosowania izofluranu. W razie potrzeby należy dostosować natężenie przepływu tlenu i izofluranu, aby osiągnąć odpowiednią głębokość znieczulenia i równomierne oddychanie.

2. Zabieg chirurgiczny (Rysunek 2, Rysunek 3, Rysunek 4, Rysunek 5, Rysunek 6, oraz Rysunek 7)

  1. Pierwotne nacięcie i rozwarstwienie
    1. Zacznij od wykonania 1 cm podłużnego nacięcia w linii środkowej, zaczynając od czaszki do manubrium (wystający guzek na końcu czaszki mostka) i kontynuuj nad tchawicą za pomocą sterylnego ostrza skalpela lub podobnego narzędzia, zgodnie z zatwierdzonymi przez użytkownika wytycznymi IACUC (Rysunek 2A).
    2. Włóż końcówkę zamkniętych nożyczek do nacięcia i delikatnie je otwórz, aby wykonać wypreparowanie podskórnej tkanki łącznej, oddzielając dwa gruczoły ślinowe. Za pomocą cienkich kleszczyków delikatnie przeciągnij prawy gruczoł ślinowy przez nacięcie, aby spoczęł na aseptyki przygotowanej powierzchni skóry lub cofnij gruczoł ślinowy na boki za pomocą zwijacza hakowego (Rysunek 2B, C). Jeśli zewnętrzny gruczoł wydaje się suchy lub lepki, zwilż go sterylnym roztworem soli fizjologicznej.
    3. Kontynuuj rozwarstwianie tkanki łącznej, aż mięśnie mostkowo-obojczykowo-sutkowe i dwubrzuścowe będą widoczne (Rysunek 2D).
      UWAGA: Trójkąt mięśniowy utworzony przez mięsień tchawicy / mostkowo-gnykowy (sh), mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy (sm) i mięsień dwubrzuścowy (dg) (brzuch ogonowy) zostanie wykorzystany do zlokalizowania prawego CCA i rozwidlenia tętnicy szyjnej w protokole. Ogólnie rzecz biorąc, mniejszy mięsień omohyoidalny (oh) można również zobaczyć leżący poprzecznie w poprzek CCA (Ryc. 2D); Jednak mięsień ten różni się wielkością i nierzadko zdarza się, że mięsień omohyoidalny jest całkowicie nieobecny u młodych lub małych myszy.
  2. Izolacja CCA
    1. Używając kleszczyków z kątową końcówką, kontynuuj ostrożne preparowanie tkanki łącznej (otwierając końcówki kleszczy) w pobliżu ogonowego końca trójkąta mięśniowego, aby odsłonić tętnicę szyjną wspólną, żyłę szyjną i nerw błędny.
      UWAGA: Tętnica szyjna wspólna jest największym naczyniem krwionośnym przylegającym do tchawicy i generalnie można ją łatwo zidentyfikować u podstawy trójkąta mięśniowego (Rysunek 2E, strzałka). Zachowaj szczególną ostrożność z cienkimi kleszczami wokół naczyń krwionośnych, ponieważ końcówki mogą łatwo naciąć naczynia, powodując nadmierne i potencjalnie śmiertelne krwawienie.
    2. Kontynuuj staranne preparowanie tkanki łącznej wokół części wspólnej tętnicy szyjnej od podstawy trójkąta mięśniowego aż do mięśnia omohyoidalnego. Użyj małych, sterylnych wacików, aby zatamować drobne krwawienie i w razie potrzeby wchłonąć wydzielane płyny z gruczołów ślinowych.
    3. Ostrożnie wypreparuj tkankę łączną, aby oddzielić CCA od nerwu błędnego. Zachowaj szczególną ostrożność, aby zminimalizować obchodzenie się i uszkodzenie nerwu błędnego, łatwo identyfikowanego jako gruby, biały pęczek nerwowy przylegający do CCA (Rysunek 2F).
  3. Przygotowanie CCA
    1. Gdy CCA zostanie całkowicie zmobilizowane od mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego, a tam, gdzie jest widoczny, aż do mięśnia omohyoidalnego, umieść 1 cm kawałek szwu 6-0 na aseptycznie przygotowanej skórze mostka myszy (dla łatwego wydobycia) i przełóż kleszcze z kątową końcówką pod CCA (uważając, aby odizolować CCA od nerwu błędnego i żyły szyjnej) (Rysunek 3A). Jeśli mięsień omohyoidalny nie jest obecny, należy oczyścić obszar wokół CCA na tyle, aby możliwe było założenie szwów na CCA, czaszkę i ogon do proponowanego miejsca wstrzyknięcia i wprowadzenie igły.
    2. Z cienkimi kleszczami w lewej ręce, przełóż szew do kleszczyków z kątową końcówką, chwytając w pobliżu końca szwu. Delikatnie przeciągnij połowę długości szwu pod CCA za pomocą kleszczyków z kątową końcówką (Rysunek 3B).
    3. Powtórz ten proces z drugim szwem, równolegle do pierwszego szwu (Rysunek 3C).
    4. Luźno zawiąż każdy szew wokół CCA, ale nie zaciskaj węzłów ani nie ograniczaj przepływu krwi (Rysunek 3D).
  4. Izolacja i przygotowanie tętnicy szyjnej zewnętrznej
    1. Za pomocą kleszczyków z kątową końcówką ostrożnie usuń tkankę łączną na czaszkowym końcu trójkąta mięśniowego, czaszkowego do mięśnia omohyoidalnego, aby zlokalizować CCA i rozwidlenie na ECA i ICA (Rysunek 4A).
      UWAGA: ECA jest pochylony w kierunku linii środkowej i jest nieco bardziej powierzchowny, podczas gdy ICA pochyla się na boki i przesuwa się głębiej w szyję. Należy zachować szczególną ostrożność, aby zapobiec uszkodzeniu nerwu podjęzykowego (HN) przechodzącego przez ICA tuż nad rozwidleniem.
    2. Ostrożnie usunąć tkankę łączną ze wszystkich stron ECA w pobliżu rozwidlenia. Po usunięciu wystarczającej ilości tkanki łącznej z ECA należy umieścić kawałek szwu na asepcie przygotowanej skórze na mostku myszy i wprowadzić kleszcze z kątową końcówką pod ECA. Trzymając cienkie kleszczyki w lewej ręce, przełóż szew do kleszczyków z uchyloną końcówką w przestrzeni między ICA a ECA i delikatnie przeciągnij połowę długości szwu przez (Rysunek 4B). Luźno zawiąż szew wokół ECA, ale nie zaciskaj węzła.
      UWAGA: Ważne jest, aby usunąć wystarczającą ilość tkanki łącznej z ECA, aby można było chwycić szew kleszczami z kątową końcówką bez przypadkowego chwytania tkanki łącznej otaczającej tętnice, powodując uszkodzenie tętnic podczas pobierania szwu.
  5. Przygotowanie igły i strzykawki
    UWAGA: Na tym etapie wstrzyknięcie można wykonać za pomocą prostej igły, co pozwala na oparcie strzykawki o ciało myszy i ustabilizowanie jej przez nie (Rysunek 5A). Alternatywnie, wstrzyknięcie można wykonać za pomocą igły, która jest zgięta w pobliżu końcówki, co pozwala na trzymanie strzykawki jak ołówka z ręką spoczywającą na stole operacyjnym (Rycina 5B). Obie techniki działają dobrze, a wybór techniki jest osobistymi preferencjami.
    1. Aby przygotować wygiętą igłę, przytrzymaj igłę o wadze 33 G, 1/2 cala skosem skierowanym do góry i chwyć końcówkę sterylnym wkrętakiem do igieł (Rysunek 5C). Zegnij igłę o około 30-40° bezpośrednio w kierunku skosu (Rysunek 5D).
    2. Napełnić strzykawkę odpowiednią objętością roztworu, który ma być wstrzyknięty (należy pamiętać o uwzględnieniu przestrzeni w ubytku igły, jeśli roztwór do wstrzykiwań nie jest pobierany przez igłę w celu naładowania strzykawki). Założyć igłę i usunąć wszelkie pęcherzyki powietrza. Upewnić się, że menisk roztworu jest widoczny na skosie igły.
  6. Iniekcja do tętnicy szyjnej
    1. Zaciśnij węzeł szwu wokół ECA. Następnie przesuń dolny szew na CCA w dół w kierunku mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego tak daleko, jak to możliwe i zaciśnij węzeł. Upewnij się, że górny szew na CCA pozostaje luźny do momentu wstrzyknięcia. Umieścić sterylny wacik na krawędzi jamy, aby wchłonął wydzielany płyn i krew podczas wstrzyknięcia.
    2. Trzymając strzykawkę w prawej ręce i cienkie kleszcze w lewej ręce, przyłóż igłę do tętnicy bezpośrednio nad dolnym szwem na CCA. Za pomocą cienkich kleszczyków delikatnie pociągnij luźny koniec dolnego szwu w kierunku ogonowym, aby nadać niski poziom napięcia CCA (Rysunek 6A).
    3. Włóż igłę do CCA tuż za skosem i powoli zwolnij napięcie z szwu (Rysunek 6B).
      UWAGA: Tętnica ma znaczny przepływ krwi i prawdopodobnie będzie krwawić do jamy chirurgicznej po wprowadzeniu igły. Jednak po wprowadzeniu igły za skos tętnica utworzy uszczelnienie wokół igły, a krwawienie zostanie zatrzymane. Ciągłe krwawienie z założoną igłą wskazuje, że igła nie jest wystarczająco głęboko w tętnicy (przerwa od skosu umożliwia przepływ krwi) lub że igła została wepchnięta przez tylną część tętnicy. Ważne jest, aby trzymać igłę bardzo nieruchomo, aby nie rozerwać tętnicy lub nie dopuścić do wysunięcia się igły. Należy stale monitorować zwierzęta, u których wystąpiły krwotoki, a jeśli krwawienie jest znaczne (np. gdy zwierzę traci zabarwienie, wydaje się sine, staje się chłodne w dotyku lub jakikolwiek inny humanitarny punkt końcowy opisany w protokole stosowania zwierząt), konieczne jest zastosowanie humanitarnych punktów końcowych.
    4. Lewą ręką popchnij tłok strzykawki, aby bardzo powoli wstrzyknąć roztwór (Rysunek 5B, nie mniej niż 15 sekund, aby wstrzyknąć 100 μl roztworu). Nie należy wyjmować igły po zakończeniu wstrzykiwania roztworu. Aby zapobiec cofaniu się, za pomocą cienkich kleszczyków w lewej ręce, chwyć górny szew na CCA (nadal luźno zawiązany) za węzeł i unieś, aby zgiąć tętnicę (Ryc. 6C).
    5. Wyjąć igłę, odłożyć strzykawkę na bok i prawą ręką podnieść kleszcze z końcówką kątową. Utrzymując załamanie w tętnicy, zaciśnij węzeł w górnym szwie na CCA (Rysunek 6D).
      UWAGA: W tym momencie nie powinno być dodatkowego krwawienia do jamy operacyjnej. Po tym kroku istnieją dwie alternatywne procedury opisane w krokach 2.7 i 2.8 poniżej. Jeśli CCA ma być podwiązane, wykonaj krok 2.7. Jeśli CCA ma zostać naprawione w miejscu wstrzyknięcia, należy postępować zgodnie z modyfikacją wymienioną w kroku 2.8.
  7. Podwiązanie CCA
    1. W przypadkach, które nie wymagają przywrócenia krążenia do CCA, należy pozostawić tętnicę podwiązaną, pozostawiając oba szwy zaciśnięte na CCA. Przytnij końce szwów i upewnij się, że węzły szwów są całkowicie zaciśnięte.
    2. Przejdź do procedur zamykania i znieczulania opisanych w kroku 2.9.
  8. Alternatywa dla podwiązania CCA-Miejsce iniekcji Naprawa i przywrócenie krążenia
    1. Za pomocą sterylnych wacików wchłonąć resztki krwi w jamie operacyjnej. Zlokalizuj miejsce wstrzyknięcia na CCA (Rysunek 7A) i określ liczbę szwów potrzebnych do zamknięcia. Dokładnie przepłukać miejsce wstrzyknięcia i światło izolowanego obszaru CCA, aby usunąć zakrzepłą krew.
    2. Za pomocą kleszczyków z kątową końcówką chwyć igłę do szwów 9-0 za korpus igły w pobliżu włóczenia. Używając cienkich kleszczyków do podparcia tętnicy z przeciwnej strony, umieść pojedynczy szew w CCA, penetrując ścianę tętnicy około 1-1,5 mm bocznie do miejsca wstrzyknięcia, prostopadle do tętnicy. Przytrzymaj tętnicę cienkimi kleszkami, otwierając miejsce wstrzyknięcia i przepuszczając igłę i szew indywidualnie przez prawą i lewą stronę. Alternatywnie, przytrzymaj tętnicę, delikatnie ściskając boki razem cienkimi kleszkami, przechodząc przez igłę i zszyj przez obie strony tętnicy jednym ugryzieniem.
      UWAGA: W przypadku każdej techniki należy uważać, aby igła i szew nie przebiły tylnej ściany wewnątrz tętnicy, ponieważ spowoduje to zamknięcie światła po zaciśnięciu.
    3. Zamknij miejsce wstrzyknięcia węzłem chirurgicznym, wykonując wiązanie narzędzi za pomocą cienkich kleszczy i kleszczyków z końcówką kątową, używając co najmniej czterech rzutów (Ryc. 7B). Ogólnie rzecz biorąc, należy użyć pojedynczego prostego przerwanego szwu, aby zamknąć miejsce wstrzyknięcia igły 33 G.
    4. Aby przywrócić krążenie za pomocą cienkich kleszczy, rozwiąż i usuń szew wokół ECA, a następnie górny szew na CCA (Rysunek 7C,D). Następnie powoli poluzuj dolny szew na CCA, ale nie rozwiązuj go od razu. Upewnij się, że miejsce wstrzyknięcia jest wystarczająco zamknięte, aby zapobiec poważnemu krwawieniu z przywróconym ciśnieniem i przepływem krwi (Rysunek 7D).
      UWAGA: Jeśli w miejscu wstrzyknięcia wystąpi duże krwawienie, dolny szew na CCA można szybko ponownie zacisnąć, a miejsce wstrzyknięcia można w razie potrzeby wyregulować lub ponownie zszyć.
    5. Usuń górne i dolne szwy CCA (Rysunek 7E). Przejdź do kroku 2.9.
  9. Zamykanie i analgezja
    1. Zmień położenie ślinianki w jamie i zamknij nacięcie trzema prostymi przerwanymi szwami za pomocą sterylnego zestawu szwów. Usuń ograniczniki taśmy chirurgicznej i pozwól myszy dojść do siebie po znieczuleniu na poduszce grzewczej.
      UWAGA: Kolejne dawki leków przeciwbólowych powinny być podawane zgodnie z częstością i dawką określoną w zatwierdzonym przez użytkownika protokole IACUC. Zaleca się, aby okres gojenia między wstrzyknięciami wynosił jeden tydzień. Jeśli konieczne jest powtórzenie wstrzyknięć, po pierwszym wstrzyknięciu można zastosować naprawę miejsca wstrzyknięcia, a tę samą procedurę chirurgiczną można zastosować przy kolejnych wstrzyknięciach. Kolejne wstrzyknięcie można podać do czaszki CCA do naprawionego miejsca wstrzyknięcia, ponieważ wielokrotne szycie w celu naprawy tego samego miejsca wstrzyknięcia prawdopodobnie doprowadzi do bliznowacenia i zakrzepów krwi.

Wyniki

Wcześniejsze doniesienia wykazały, że pochodzące z szpiku kostnego ludzkie mezenchymalne komórki macierzyste (BM-hMSCs) podane drogą wtryśnięcia do tętnicy szyjnej wewnętrznej skutecznie migrowały do glejaków wewnątrzczaszkowych u myszy19. Wykorzystaliśmy ten model, aby porównać efekty podwiązania CCA w stosunku do naprawy CCA z przywróceniem krążenia po wtryśnięciu BM-hMSCs do tętnicy szyjnej wewnętrznej u myszy z glejakiem. Myszy nago bez grasicy poddano implantacji komórek glejaka U87, a następnie wstrzyknięto BM-hMSCs znakowane GFP, po czym wykonano podwiązanie CCA lub naprawę CCA z przywróceniem krążenia. Po 3 dniach myszy uśmiercono, pobrano mózgi, utrwalono je i wykonano barwienie immunohistochemiczne w celu wykrycia GFP, a następnie policzono komórki GFP-dodatnie (Rycyna 8A-D).

Ogólną zdolność GFP-BM-hMSCs do homingu do glejaków wewnątrzczaszkowych oceniano na podstawie całkowitej liczby komórek GFP-dodatnich w obrębie granicy guza na dwóch różnych slajdach (przekrojach oddalonych o >75 µm) z tej samej próbki. Porównanie średnich za pomocą nieparzystego testu t sugerowało, że nie ma istotnej różnicy między średnim homingiem zaobserwowanym w obu procedurach (P = 0,6858) (Rysunek 8E). Rozproszenie GFP-BM-hMSCs w obrębie guza oceniano poprzez zliczanie komórek GFP-dodatnich w 10 polach dużego powiększenia wewnątrz guza. Zwiększona liczba komórek w polach dużego powiększenia może wskazywać na zmiany w dyspersji komórek w całym guzie wynikające z różnic w procedurze. Porównanie wartości median za pomocą testu znaków rang Wilcoxona wykazało, że nie ma istotnej różnicy między medianami liczby komórek GFP-dodatnich w polach dużego powiększenia pomiędzy grupą z ligacją CCA a grupą z naprawą CCA (Rysunek 8F).

Układ do mikrosurgii u gryzonia z mikroskopem; szczegółowy przebieg procesu chirurgicznego; etapy eksperymentu badawczego.
Rysunek 1: Przygotowanie stołu operacyjnego i myszy do zabiegu. (A,B) Podłoże chirurgiczne (oznaczenia: A. Taśma winylowa tworząca podłoże, B. Taśma chirurgiczna do unieruchomienia przednich kończyn, C. Poduszka, D. Obciążnik, E. Stożek do znieczulenia nosowego, F. Tępy haczyk retrakcyjny, G. Szwy 1 cm w 70% etanolu, H. Pinceta precyzyjna, I. Pinceta z zakrzywioną końcówką, J. Nożyczki wąskie, K. Sterylne kulki waty). (C,D) Pozycjonowanie myszy. (E,F) Pole operacyjne i dezynfekcja pola operacyjnego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Schemat procedury chirurgicznej przedstawiający izolację i identyfikację nerwu błędnego podczas sekcji gryzonia.
Rycina 2: Nacięcie i odsłonięcie struktur w miejscu iniekcji. (A) Nacięcie w linii środkowej. (B,C) Odsunięcie prawej ślinianki. (D) Trójkąt mięśniowy utworzony przez mięsień tchawnico-gnykowy, mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy oraz mięsień dwubrzuchy; widoczny jest również mięsień łopatkowo-gnykowy. (E) Wspólna tętnica szyjna, wskazana strzałką. (F) Nerw błędny i wspólna tętnica szyjna, wskazane strzałkami. Skróty: sh = mięsień tchawnico-gnykowy; sm = mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy; dg = mięsień dwubrzuchy; oh = mięsień łopatkowo-gnykowy; CCA = wspólna tętnica szyjna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Sekwencja procedury chirurgicznej z użyciem kulki waty, etapy szycia, model gryzoni, metoda eksperymentalna.
Rysunek 3: Przygotowanie CCA do iniekcji. (A) Przełożenie pęsety z zakrzywioną końcówką pod CCA. (B) Przeciągnięcie nici chirurgicznej do połowy pod CCA za pomocą pęsety z zakrzywioną końcówką. (C) Przeciągnięcie drugiej nici chirurgicznej do połowy pod CCA. (D) Zawiązanie nici w luźne węzły wokół CCA. Skrót: CCA = wspólna tętnica szyjna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Disekcja anatomiczna chirurgiczna pokazująca odgałęzienia tętnicy szyjnej, z opisami; ilustracja procedury medycznej.
Rycina 4: Izolacja i przygotowanie tętnicy szyjnej zewnętrznej. (A) CCA, tętnica szyjna zewnętrzna i tętnica szyjna wewnętrzna. (B) Szew przeciągnięty w połowie pod ECA. Skróty: CCA = wspólna tętnica szyjna; ECA = tętnica szyjna zewnętrzna; ICA = tętnica szyjna wewnętrzna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Procedura neurochirurgiczna na modelu szczura z użyciem precyzyjnych narzędzi; układ eksperymentalny do badań naukowych.
Rycina 5: Przygotowanie igły i strzykawki. (A) Iniekcja za pomocą prostej igły ze strzykawką opartą o ciało myszy. (B) Iniekcja za pomocą zgiętej igły, z dłonią opartą o stół operacyjny. (C,D) Przygotowywanie zgiętej igły. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Technika szycia chirurgicznego z procesem ligacji; procedura medyczna, sekwencja zdjęć o wysokiej szczegółowości.
Rysunek 6: Iniekcja wewnątrz tętnicy szyjnej. (A) Górny szew pozostaje luźny, dolny szew jest zaciśnięty na CCA, igła jest umieszczona powyżej dolnego szwu. (B) Igła zostaje wprowadzona tuż za skosem, tętnica jest uszczelniona wokół igły. (C) Górny szew zostaje uniesiony, aby zagiąć tętnicę ku górze i zapobiec cofaniu się płynu. (D) Górny szew na CCA zostaje zaciśnięty. Skrót: CCA = wspólna tętnica szyjna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Naprawa nerwu poprzez szycie, obrazy mikroskopowe A-E, przedstawiające technikę chirurgiczną i interakcję tkanek.
Rysunek 7: Naprawa miejsca wstrzyknięcia i przywrócenie krążenia. (A) Miejsce wstrzyknięcia wskazane strzałką. (B) Miejsce wstrzyknięcia zamknięte węzłem chirurgicznym, minimum cztery pętle. (C,D) Poluzowanie górnych i dolnych szwów na CCA po naprawie miejsca wstrzyknięcia; brak krwawienia po poluzowaniu szwów. (E) Szwy zostają usunięte po stwierdzeniu, że miejsce wstrzyknięcia zostało wystarczająco naprawione. Skrót: CCA = Wspólna tętnica szyjna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Naprawa CCA vs ligacja: homing GFP-hMSC, mikroskopia fluorescencyjna, analiza ilościowa, wykres słupkowy.
Rycina 8: Wtryskiwanie wewnątrz tętnic szyjnych GFP-BM-hMSCs i porównanie homingu do wewnątrzczaszkowych guzów glejaka po ligacji CCA lub naprawie CCA z przywróconym krążeniem. Przekroje tkanki mózgowej myszy z guzami barwiono przeciwciałami pierwotnymi anty-GFP i wtórnymi Alexa Fluor 488 w celu oznakowania GFP-BM-hMSCs (zielony). Jądra komórkowe barwiono Hoechst 33342 (niebieski). Reprezentatywne pola przy małym powiększeniu oznakowanych przekrojów pokazujące ogólny homing do guza oraz pola przy dużym powiększeniu pokazujące rozkład komórek GFP-dodatnich po (A,C) naprawie CCA lub (B,D) ligacji CCA. (E) Ogólny homing GFP-BM-hMSCs do guzów oceniano na podstawie całkowitej liczby komórek GFP-dodatnich w obrębie granicy guza na dwóch różnych preparatach, a średnie porównywano testem t. Nie zaobserwowano istotnej różnicy w ogólnym homingu pomiędzy alternatywnymi procedurami (P = 0.6858). (F) Rozproszenie GFP-BM-hMSCs w obrębie guza oceniano poprzez zliczanie komórek GFP-dodatnich w 10 polach przy dużym powiększeniu wewnątrz guza. Porównanie wartości median testem Wilcoxona dla podpisanych rang wskazuje na brak istotnych różnic między osobnikami, niezależnie od procedury (P = 0.1914, 0.5000, 0.1641, 0.9512, 0.8828, 0.2207). Skróty: GFP = zielone białko fluorescencyjne; GFP-BM-hMSCs = ludzkie mezenchymalne komórki macierzyste pochodzące z szpiku kostnego oznakowane GFP; CCA = wspólna tętnica szyjna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Dyskusja

Iniekcje do tętnicy szyjnej są coraz częściej stosowane w ostatnich latach w celu dostarczania leków na guzy mózgu. W związku z tym ważne jest, aby w celach badawczych ustalić modele mysie, które odzwierciedlają wstrzyknięcia do tętnicy szyjnej u ludzi. Wcześniej iniekcje do tętnicy szyjnej u myszy wykonywano z późniejszym podwiązaniem tętnicy, co ogranicza liczbę wstrzyknięć do tętnicy11,12. Ponadto niedrożność tętnicy szyjnej u myszy może prowadzić do niedokrwienia mózgu u niektórych szczepów myszy, które nie mają pełnego koła Willisa13. Opracowaliśmy metodę naprawy wstrzykniętej tętnicy szyjnej, aby przezwyciężyć ograniczenia poprzednich metod. Naprawa miejsca wstrzyknięcia powoduje przywrócenie przepływu krwi do wstrzykniętej tętnicy, zmniejszenie ryzyka niedokrwienia mózgu i ułatwienie kolejnych wstrzyknięć do tej samej tętnicy szyjnej wewnętrznej.

Kilka kroków, które mają kluczowe znaczenie dla sukcesu, wymaga starannego obchodzenia się z narzędziami chirurgicznymi lub tkankami, które obejmują: prawidłowe wprowadzenie igły do światła tętnicy, aby uniknąć krwawienia podczas wstrzyknięcia do tętnicy szyjnej; staranne wypreparowanie tkanki łącznej z miejsca wstrzyknięcia przed wkłuciem igły; usunięcie wszystkich grudek i pęcherzyków powietrza ze strzykawki i igły przed wstrzyknięciem; i prawidłowe zamknięcie miejsca wstrzyknięcia, aby zapobiec zamknięciu światła tętnicy podczas naprawy. Aby zapobiec krwawieniu po wkłuciu igły, należy upewnić się, że igła została wprowadzona do tętnicy za skosem, aby utworzyć uszczelnienie wokół trzonu igły. Aby uniknąć rozdarcia tylnej ściany tętnicy, należy wprowadzić igłę pod płytkim kątem i delikatnie odchylić strzykawkę i igłę do tyłu, aby końcówka igły nie przylegała do tylnej ściany tętnicy. Jeśli wstrzyknięty roztwór wycieknie podczas wstrzyknięcia, sugeruje to, że igła została wprowadzona tylko do tkanki łącznej otaczającej tętnicę; Staranne wypreparowanie nadmiaru tkanki łącznej z miejsca wstrzyknięcia przed wstrzyknięciem zapobiegnie temu problemowi.

Jeśli chodzi o wybór techniki szwu i zamykania, jeśli w początkowym wstrzyknięciu użyto igły 33 G i wykonano czyste wprowadzenie do tętnicy, jeden prosty szew ze szwem 9-0 wystarczy do naprawy tętnicy. Jeśli do wstrzykiwania używa się większej igły (30 G itp.) lub podczas wprowadzania igły dochodzi do rozdarcia (np. gdy igła jest przesunięta lub tętnica porusza się, ponieważ mysz oddycha), powoduje to powstanie nieco większej, którą należy naprawić. Dwa proste szwy lub ósemka zwykle wystarczają do naprawy tego typu większego otworu. Wybór między tymi dwiema technikami opiera się na preferencjach chirurga w tej sytuacji. Należy zauważyć, że technika naprawy nie została oceniona w sytuacjach, w których otwór w miejscu iniekcji jest znacznie większy niż w sytuacji opisanej powyżej. Jeśli rozdarcie w miejscu wstrzyknięcia rozciąga się na boki (tworząc szerszy otwór, większy niż jedna trzecia obwodu tętnicy), naprawa tą metodą może spowodować skurcz tętnicy i zwiększone ryzyko zakrzepicy.

Jeśli podczas zdejmowania szwów występuje krwawienie z naprawionego miejsca wstrzyknięcia, może to być spowodowane rozciąganiem naprawionego miejsca w miarę wznawiania normalnego krążenia; Można to naprawić, delikatnie przykrywając naprawione miejsce wstrzyknięcia sterylną bawełną i lekko uciskając przez 30 s. Alternatywnie, jeśli występuje krwawienie z naprawionego miejsca wstrzyknięcia bez widocznego przepływu krwi i proksymalnie rozdętej tętnicy, oznacza to, że igła do szycia przeszła przez tylną ścianę tętnicy podczas naprawy. W takim przypadku delikatnie otwórz krawędzie miejsca wstrzyknięcia podczas naprawy, przełóż igłę do szwu przez tętnicę pod płytkim kątem i wizualnie potwierdź, że szew nie przeszedł przez tylną ścianę przed zawiązaniem węzła szwu.

Dzięki tym środkom metoda naprawy miejsca wstrzyknięcia jest precyzyjna i powtarzalna we wszystkich kohortach zwierząt, niezależnie od tła genetycznego i wieku. Z naszego doświadczenia wynika, że wskaźnik sukcesu wynosił 100% dzięki trzem różnym chirurgom wykonującym zabieg. Mając odpowiednie doświadczenie i starannie przestrzegając dostarczonego protokołu, nie przewidujemy żadnych trudności dla innych chirurgów w wykonaniu tej procedury. Przy odrobinie wprawy wykwalifikowany chirurg może wykonać zabieg w 15-20 minut. Jeśli eksperyment na to pozwala, czas przypadający na zwierzę można również skrócić, pozostawiając nienaruszone górne i dolne szwy CCA, rezygnując z naprawy miejsca wstrzyknięcia. Jednak, jak wspomniano powyżej, specyficzne dla szczepu różnice w anatomii naczyń mózgowych zostały udokumentowane i ważne jest, aby przed rozpoczęciem eksperymentu sprawdzić, czy szczep myszy użyty w procedurze może to tolerować.

Ponieważ jest to zabieg chirurgiczny, należy wziąć pod uwagę powrót do zdrowia myszy. Tolerancja na stres i gojenie się ran to ważne czynniki, które będą się różnić w zależności od różnych szczepów myszy. Ponadto stan zapalny w miejscu operacji i tworzenie się tkanki bliznowatej mogą wydłużyć czas rekonwalescencji po wielokrotnych operacjach. Z powodzeniem przeprowadziliśmy wielokrotne wstrzyknięcia w odstępie 7 dni, ale jeśli konieczne są częstsze wstrzyknięcia, należy je dokładnie ocenić w przypadku konkretnych szczepów myszy, które mają być użyte. Siłowe obchodzenie się z CCA i stres na CCA (podczas izolacji, wiązania i zdejmowania szwów oraz wstrzykiwania) może uszkodzić i osłabić ściany tętnic, prowadząc do rozerwania podczas wielokrotnych wstrzyknięć. Ważne jest, aby zminimalizować rozwarstwienie podporowej tkanki łącznej wokół CCA i rozwidlenia oraz powstrzymać się od nadmiernego napięcia tętnicy.

Nasze wyniki sugerują, że w tym konkretnym modelu podwiązanie CCA lub naprawa CCA z przywróconym krążeniem po wstrzyknięciu nie różnią się ogólną częstotliwością naprowadzania lub dystrybucją wstrzykiwanych BM-hMSC w guzach wewnątrzczaszkowych. Chociaż może się to różnić w różnych szczepach myszy, zastosowanie naprawy miejsca wstrzyknięcia ma tę zaletę, że przywraca przepływ krwi do wstrzykniętej tętnicy, umożliwiając kolejne wstrzyknięcia do tej samej tętnicy i, co ważne, przypomina wstrzyknięcia do tętnicy szyjnej u ludzi. Wybór podwiązania a naprawy wstrzykniętej tętnicy zależy od rodzaju eksperymentu i używanego modelu mysiego. Jeśli potrzebne jest drugie wstrzyknięcie lub jeśli model myszy nie ma pełnego kręgu Willisa, należy zastosować naprawę miejsca wstrzyknięcia. Możliwość ponownego wstrzyknięcia CCA do modeli mysich może ułatwić dodatkowe manipulacje eksperymentalne. Na przykład, aby przetestować wiele dawek potencjalnego środka terapeutycznego podawanego w czasie, naprawa wstrzykniętej tętnicy jest niezbędna do wykonania kolejnych wstrzyknięć. Metoda ta byłaby również przydatna w eksperymentach polegających na wstrzykiwaniu kombinacji środków leczniczych, które muszą być wstrzykiwane w różnym czasie. Zwiększona elastyczność w iniekcjach doszyjnych do tętnicy szyjnej zapewniona przez naprawę wstrzykniętej tętnicy poprawia użyteczność translacyjną mysich modeli guzów mózgu.

Oświadczenia

Autorzy nie ujawnili żadnych istotnych informacji/nie wystąpili w konflikcie interesów.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez granty z National Cancer Institute (R01CA115729, R01CA214749 i 1P50 CA127001) oraz przez hojne datki filantropijne na rzecz The University of Texas MD Anderson Cancer Center Moon Shots Program™, The Broach Foundation for Brain Cancer Research, The Elias Family Fund for Brain Tumor Research, The Priscilla Hiley Cancer Research Fund, Fundusz Badań nad Rakiem Mózgu im. Rodziny Baumanów, Fundusz Badań nad Rakiem Mózgu Rodziny Baumanów, Fundusz Badań nad Rakiem Mózgu Rodziny Sweet, Fundacja Badań nad Rakiem im. Ira Schneidera, Fundusz Jima i Pam Harrisów, Fundusz Gene'a Pennebakera na rzecz Badań nad Rakiem Mózgu, Fundusz Sorenson na rzecz Badań nad Nowotworami Mózgu, Fundusz Pamięci Briana McCullocha, Fundacja TLC z Serca oraz Fundusz Badań nad Glejakiem im. Mary Harris Pappas, wszystko do F.F.L.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawki 1 ml (niska martwa przestrzeń)Air-tite Products Co.A1
26 G; Igła 1/2"Air-tite Products Co.N2612
33 G; igła 1/2"JBP, Air-tite Products Co.
3 cm szalka PetriegoSokół, Fisher Scientific08-772A Taśma
chirurgiczna 3M duraporeFisher Scientific19-071-152
6-0 nić do szwówFine Science Tools18020-60
70% etanoluFisher Scientific04-355-122
9-0 szew mikrochirurgiczny z igłą Fine Science Tools12052-09
Środek przeciwbólowy do poważnych operacji
Sztuczne łzy/maść okulistycznaCovetrus8897
Sterylizator koralikówFisher Scientific14-955-341
Betadine/ChlorheksydynaMcKesson, Fisher ScientificNC1696484
zwijacz hakowyFine Science Narzędzia17022-13
Mikroskop preparacyjnyZeiss Microscopy, LLC491903-0010-000
Elektryczna poduszka grzewczaInsource, Fisher ScientificNC0667724
Bardzo wąskie nożyczkiFine Science Tools14088-10
Szczypce do cienkich kleszczy - Dumont #5 Kleszcze z mikrostępionymi końcówkamiNarzędzia do nauki precyzyjnej11253-20
Cienkie kleszcze - Kleszczyki kątowe Dumont #5/45 z mikrostępionymi końcówkamiFine Science Tools11253-25
Waporyzator izofluranowy (lub koktajl ketamina/ksylazyna)Kent ScientificVetFlo-1231
Źródło światłaLaxco, Fisher ScientificAMPSILED21
Stożek nosowy do znieczulenia myszyBraintree Scientific, IncXENO-M
Sterownik igieł i nbsp;Fine Science Tools12002-12
Sterylne waciki bawełnianeTexwipe, Fisher Scientific 18-366-472
Sterylne gazikiCovidien, Fisher Scientific22-037-907
Sterylna sól fizjologiczna (0,9%)KD Medical, Fisher Scientific50-103-1363
Sterylne obłożniki chirurgiczneFisher Scientific50-129-6666
Sterylny stół
Sterylny pakiet szwów (dowolna odpowiednia średnica dla Zamykanie ran na myszy) Ethicon, Fisher Scientific50-209-2811
Narzędzia
Taśma laboratoryjna winylowaFisher Scientific15-901
JBP3313Bchirurgiczny/zstępującychirurgiczne

Bibliografia

  1. Loya, J., Zhang, C., Cox, E., Achrol, A. S., Kesari, S. Biological intratumoral therapy for the high-grade glioma part i: Intratumoral delivery and immunotoxins. CNS Oncol. 8 (3), (2019).
  2. Garfield, J., Dayan, A. D. Postoperative intracavitary chemotherapy of malignant gliomas. A preliminary study using methotrexate. J Neurosurg. 39 (3), 315-322 (1973).
  3. Kroin, J. S., Penn, R. D. Intracerebral chemotherapy: Chronic microinfusion of cisplatin. Neurosurgery. 10 (3), 349-354 (1982).
  4. Sendelbeck, S. L., Urquhart, J. Spatial distribution of dopamine, methotrexate and antipyrine during continuous intracerebral microperfusion. Brain Res. 328 (2), 251-258 (1985).
  5. Alter, R. A., et al. Long-term benefit of intra-arterial bevacizumab for recurrent glioblastoma. J Exp Ther Oncol. 12 (1), 67-71 (2017).
  6. Angelov, L., et al. Blood-brain barrier disruption and intra-arterial methotrexate-based therapy for newly diagnosed primary cns lymphoma: A multi-institutional experience. J Clin Oncol. 27 (21), 3503-3509 (2009).
  7. Chen, S. R., Chen, M. M., Ene, C., Lang, F. F., Kan, P. Perfusion-guided endovascular super-selective intra-arterial infusion for treatment of malignant brain tumors. J Neurointerv Surg. 14 (6), 533-538 (2022).
  8. Faltings, L., et al. Rechallenging recurrent glioblastoma with intra-arterial bevacizumab with blood brain-barrier disruption results in radiographic response. World Neurosurg. 131, 234-241 (2019).
  9. Srinivasan, V. M., et al. Advances in endovascular neuro-oncology: Endovascular selective intra-arterial (esia) infusion of targeted biologic therapy for brain tumors. J Neurointerv Surg. 12 (2), 197-203 (2020).
  10. Shinojima, N., et al. Tgf-β mediates homing of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells to glioma stem cells. Cancer Res. 73 (7), 2333-2344 (2013).
  11. Liu, Z., et al. Improving orthotopic mouse models of patient-derived breast cancer brain metastases by a modified intracarotid injection method. Scientific Reports. 9 (1), 622(2019).
  12. Zhang, C., Lowery, F. J., Yu, D. Intracarotid cancer cell injection to produce mouse models of brain metastasis. Journal of visualized experiments : JoVE. (120), e55085(2017).
  13. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab. 13 (4), 683-692 (1993).
  14. Benbenishty, A., et al. Maintaining unperturbed cerebral blood flow is key in the study of brain metastasis and its interactions with stress and inflammatory responses. Brain, behavior, and immunity. 62, 265-276 (2017).
  15. Doucette, T., et al. Mesenchymal stem cells display tumor-specific tropism in an rcas/ntv-a glioma model. Neoplasia. 13 (8), 716-725 (2011).
  16. Hata, N., et al. Platelet-derived growth factor bb mediates the tropism of human mesenchymal stem cells for malignant gliomas. Neurosurgery. 66 (1), 144-156 (2010).
  17. Nakamizo, A., et al. Human bone marrow-derived mesenchymal stem cells in the treatment of gliomas. Cancer Res. 65 (8), 3307-3318 (2005).
  18. Qiao, Y., et al. Magnetic resonance and photoacoustic imaging of brain tumor mediated by mesenchymal stem cell labeled with multifunctional nanoparticle introduced via carotid artery injection. Nanotechnology. 29 (16), 165101(2018).
  19. Yong, R. L., et al. Human bone marrow-derived mesenchymal stem cells for intravascular delivery of oncolytic adenovirus delta24-rgd to human gliomas. Cancer Res. 69 (23), 8932-8940 (2009).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wstrzyknięcie do tętnicy szyjnejtętnica szyjnadostarczanie do tętnicyterapia guzów mózgumezenchymalne komórki macierzystewirusy onkolityczneniedokrwienie mózgudostarczanie endowaskularne
Ułatwienie powtórnych iniekcji do tętnicy szyjnej w modelach mysich za pomocą nowatorskiej techniki naprawy miejsca wstrzyknięcia
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.