Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Eksperymentalny model peri-implantitis wywołanego ligaturą u myszy

4.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66316

⸱

17 maja 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Dentistry, Section of Periodontics, University of California, 2School of Dentistry, Department of Periodontology, Federal University of Pelotas

W tym artykule

Podsumowanie

To jest raport na temat eksperymentalnego modelu zapalenia okołoimplantowego wywołanego ligaturą u myszy. Opisujemy wszystkie etapy chirurgiczne, od przed- i pooperacyjnego postępowania ze zwierzętami, ekstrakcji, wszczepienia implantu i zapalenia okołoimplantowego wywołanego podwiązaniem.

Streszczenie

Implanty dentystyczne mają wysoki wskaźnik sukcesu i przeżywalności. Jednak powikłania, takie jak peri-implantitis (PI), są bardzo trudne do leczenia. PI charakteryzuje się stanem zapalnym w tkankach wokół implantów dentystycznych z postępującą utratą kości podporowej. Aby zoptymalizować długowieczność implantów dentystycznych pod względem zdrowotnym i funkcjonalnym, kluczowe jest zrozumienie patofizjologii peri-implantitis. W związku z tym wykorzystanie modeli mysich w badaniach wykazało wyraźne korzyści w odtwarzaniu okoliczności klinicznych. Badanie to miało na celu opisanie eksperymentalnego modelu zapalenia okołoimplantologicznego wywołanego przez ligatury u myszy i określenie, czy istnieje skuteczność w wywoływaniu tej choroby, biorąc pod uwagę obserwowane zmiany w kościach i tkankach. Eksperymentalna indukcja peri-implantitis obejmuje następujące etapy: ekstrakcję zębów, wszczepienie implantu i indukcję ligatury. Próbkę osiemnastu 3-tygodniowych samców myszy C57BL / 6J podzielono na dwie grupy, ligaturę (N = 9) i kontrolną bez ligatury (N = 9). Dokonano oceny czynników klinicznych, radiologicznych i histologicznych. Grupa bez ligatury wykazała znacznie większą utratę masy kostnej, zwiększony obrzęk tkanek miękkich i migrację nabłonka wierzchołkowego niż grupa bez ligatury. Stwierdzono, że ten model przedkliniczny może z powodzeniem wywołać peri-implantitis u myszy.

Wprowadzenie

Implanty dentystyczne są coraz częściej wybierane jako uzupełnienie brakujących zębów1. Przewiduje się, że rozpowszechnienie implantów dentystycznych w dorosłej populacji USA wzrośnie do 23% do 2026 r.2. Na podstawie raportu z analizy rynku przeprowadzonego przez Grand View Research (2022) przewiduje się, że wielkość globalnego rynku implantów dentystycznych osiągnie około 4,6 miliarda dolarów w 2022 roku. Ponadto przewiduje się, że będzie wykazywać stałą roczną stopę wzrostu na poziomie około 10% do roku 20303. Niestety, stosowanie implantów zębowych może prowadzić do powikłań, takich jak peri-implantitis. Peri-implantitis został zdefiniowany jako stan wywołany biofilmem, charakteryzujący się stanem zapalnym błony śluzowej wokół implantu i następującą po nim postępującą utratą kości podporowej4.

Przegląd systematyczny wykazał, że średnie rozpowszechnienie peri-implantitis wynosiło 19,53% (95% przedział ufności [CI], 12,87 do 26,19%) na poziomie pacjenta i 12,53% (95% CI 11,67 do 13,39%) na poziomie implantu5. Peri-implantitis reprezentuje rosnące zagrożenie dla zdrowia publicznego, ze względu na wzrost liczby niepowodzeń implantów, a co za tym idzie, znaczne koszty leczenia6.

Zrozumienie patogenezy peri-implantitis jest kluczowe dla opracowania systematycznego podejścia do zapobiegania jego powstaniu i postępowi oraz maksymalizacji trwałości implantów dentystycznych pod względem estetyki i funkcji7,8. W tym sensie wykorzystanie modeli mysich w badaniach stomatologicznych okazało się korzystne, biorąc pod uwagę, że myszy dzielą ponad 95% swoich genów z ludźmi9,10, liczba dostępnych w internetowych genetycznych bazach danych i zdolność do odtwarzania scenariuszy klinicznych11. Wszystkie opisane zalety pozwalają na analizę mechanizmów genetycznych w różnych chorobach12, dostępne akomodacje i zarządzanie oraz przeciwciała powszechnie dostępne jako panele ludzkie, poza dostępnością modyfikacji genetycznych (np. nokaut i nadekspresja) do oceny tkanki zapalnej i mapowania choroby13. Chociaż jest to korzystne, istnieje niewiele publikacji dotyczących peri-implantitis u myszy. Wynika to z wyzwań metodologicznych, m.in. trudności w uzyskaniu miniimplantów lub ich instalacji.

Aby rozwinąć peri-implantitis u myszy, opisano wiele protokołów, takich jak peri-implantitis wywołane ligaturą, peri-implantitis wywołane bakteriami14, peri-implantitis15, lub kombinacja LPS + ligatura indukowana peri-implantitis16. Tutaj skupimy się na modelu ligatury, ponieważ jest to najszerzej akceptowana metoda wywoływania zapalenia przyzębia17,18,19 i, od niedawna, peri-implantitis20,21. Podśluzówka umieszczona wokół implantów w pozycji podśluzówkowej stymuluje odkładanie się płytki nazębnej, a w konsekwencji stan zapalny tkanek. Tak więc opracowanie tego podejścia opiera się na wskazaniu realnej techniki kosztów i korzyści dla badań przedklinicznych nad chorobami okołoimplantacyjnymi. Badanie to ma na celu opisanie eksperymentalnego modelu peri-implantitis wywołanego ligaturą u myszy i określenie, czy istnieje skuteczność w wywoływaniu tej choroby, biorąc pod uwagę obserwowane zmiany kostne i tkankowe.

Ogólnym celem tego artykułu jest przedstawienie protokołu stosowanego do wywoływania peri-implantitis u myszy za pomocą ligatury i obserwowanie jego skuteczności poprzez ocenę tkanek i utratę kości wokół implantów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet Badań nad Zwierzętami Kanclerza Uniwersytetu Kalifornijskiego w Los Angeles (numer protokołu ARC 2002-125) oraz są zgodne z wytycznymi Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE)22. W tej metodzie wykorzystano osiemnaście 3-tygodniowych samców myszy C57BL/6J, u których przeprowadzono ekstrakcje zębów, osadzenie implantów oraz indukcję zapalenia okołowszczepowego. Wszystkie procedury stomatologiczne zostały wykonane przy 10× powiększeniu mikroskopowym przez przeszkolonych i skalibrowanych operatorów (Rycina 1A).

1. Kroki poprzedzające ekstrakcję

  1. Procedurę należy przeprowadzić w sali operacyjnej, zgodnie ze wszystkimi normami bezpieczeństwa biologicznego i ochrony.
  2. Należy przeprowadzić aseptykę wszystkich powierzchni poprzez potrójne przetarcie roztworem 70% alkoholu izopropylowego.
  3. Samce myszy C57BL/6J w wieku 3 tygodni należy znieczulić 3% izofluranem. Należy sprawdzić brak reakcji cofania łapy po dotknięciu, aby upewnić się, że uzyskano odpowiednią głębokość znieczulenia.
  4. Aby uniknąć utrudnień podczas zabiegów w jamie ustnej, należy zastosować stożek nosowy do utrzymania znieczulenia izofluranem.
  5. Drugi operator powinien stabilizować zwierzę i utrzymywać otwarcie pyska (Rysunek 1B).
  6. Przed rozpoczęciem ekstrakcji należy zastosować smar oftalmiczny, aby zapobiec podrażnieniu oczu.

Układ mikroskopowy do analizy preparatów; gryzoń pod narkozą podczas procedury eksperymentalnej.
Rycina 1: Adaptacje operacyjne: (A) Powiększenie mikroskopowe. (B) Adaptowany system znieczulenia wziewnego i stabilizacja otwarcia pyska. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

2. Ekstrakcja zęba

  1. W celu ekstrakcji zębów wprowadź zgłębnik stomatologiczny nr 5 pomiędzy pierwszy a drugi trzonowiec, aby rozpocząć procedury podważania i luksacji, poruszając narzędziem w kierunku mezjo-dystalnym, aż ząb zacznie poruszać się w zębodole (Rycina 2A).
  2. Następnie wprowadź zgłębnik stomatologiczny nr 5 w obszar mezjalny pierwszego trzonowca. Wykonaj to, poruszając narzędziem w kierunku mezjo-dystalnym, aż ząb zacznie poruszać się w zębodole.
  3. Po podważeniu użyj pęsety precyzyjnej oraz pęsety do wiązania szwów, aby usunąć 1. trzonowiec.
  4. Następnie wprowadź zgłębnik stomatologiczny pomiędzy 2nd a 3rd trzonowiec, aby podważyć i zluksować 2nd trzonowiec (Rycina 2B).
  5. Następnie użyj pęsety precyzyjnej i/lub pęsety do wiązania szwów, aby uchwycić ząb narzędziami i wyjąć go z jamy ustnej (Rycina 2C).
  6. Po ekstrakcjach zębów zapewnij pełną hemostazę, stosując sterylny patyczek bawełniany (Rycina 2D) przez 1 min (Rycina 2E,F).
  7. Niezwłocznie po ekstrakcji podaj wszystkim zwierzętom leki przeciwbólowe (Carprofen/Rimadyl 5 mg/kg) co 24 h. Lek podawaj w formie iniekcji podskórnej.
  8. Dodatkowo zastąp zwykłą karmę dietą miękką. Podawaj antybiotyk (Amoxil 0.25 mg/mL) doustnie, dodając lek do wody pitnej. Stosuj tę procedurę przez cztery tygodnie po ekstrakcjach.

Kroki procedury stomatologicznej, w tym przygotowanie i manipulacja tkankami, przedstawione na sześciopanelowym schemacie.
Rycina 2: Początkowa sekwencja ekstrakcji: (A, B) Obszar szczęki z pierwszym i drugim zębem trzonowym oraz użycie sondy stomatologicznej do uniesienia i luksacji. (C) Użycie kleszczy i sondy do luksacji i usunięcia zęba. (D) Hemostaza. (E, F) Wygląd wyrostka zębodołowego po ekstrakcjach. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

3. Osadzanie implantu

  1. Używając ostrza 15c, wykonaj nacięcie mezjo-dystalne przez tkankę zkeratynizowaną w obszarze odpowiadającym wcześniej obecnym zębom. Jako punkt odniesienia przestrzennego wykorzystaj prawe trzonowce szczęki górnej (Rycyna 3A).
  2. Odsuń policzkowe i podniebne płaty pełnej grubości za pomocą zgłębnika stomatologicznego nr 5, zapewniając całkowite uniesienie płatów (Rycyna 3B).
  3. Wykonaj osteotomię przy użyciu karbidowego mikrowiertła o średnicy 0,3 mm zamocowanego w uchwycie wiertła (wiertarka ręczna), obracając je zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Wykonaj otwory osteotomii o głębokości około 1 mm w zagojonych dołkach po ekstrakcji (Rycyna 3C).
  4. Umieść specjalnie zaprojektowane implanty w kształcie śruby z gładką powierzchnią obrabianą mechanicznie (długość 1,0 mm, średnica 0,5 mm), wykonane z prętów tytanowych 6AL4V (Rycyna 3D), jeden na zwierzę, wkręcając je samowierc 좋co w okolicy pierwszego i drugiego lewego trzonowca szczęki górnej ruchem zgodnym z ruchem wskazówek zegara (Rycyna 3E-I).
  5. Bezpośrednio po umieszczeniu implantów podaj lek przeciwbólowy (Carprofen/Rimadyl 5mg/kg co 24 h) w drodze wstrzyknięcia podskórnego.
  6. Pozostaw implanty do zagojenia na cztery tygodnie, podając w tym czasie antybiotyki i karmiąc zwierzęta zgodnie z wcześniejszym opisem.
  7. Po zakończeniu okresu gojenia upewnij się, że rana śluzówkowa jest całkowicie zamknięta i ma jasnoróżowy kolor.

Etapy procedury implantu stomatologicznego; osadzanie śruby; narzędzia chirurgiczne; schemat krok po kroku.
Rysunek 3: Sekwencja osadzania implantu: (A) Nacięcie przy użyciu ostrza 15c przymocowanego do rękojeści. (B) Uniesienie pełnej grubości płata za pomocą sondy stomatologicznej nr 5. (C) Osteotomia przy użyciu węglikowego mikro wiertła ręcznego 0,3 mm przymocowanego do uchwytu typu Pin Vise. (D) Tytanowy implant stomatologiczny. (E, F) Podpora implantu oraz uchwyt do implantu. (G- I) Osadzanie implantu poprzez ruch wkręcania zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

4. Indukcja peri-implantyfy

  1. Umieść jedwabną ligaturę (6-0) wokół każdego implantu bezpośrednio w części apikalnej względem główki implantu, dopasowując ją do powierzchni implantu i mocując podwójnym węzłem. Pozostaw ligaturę na dwa tygodnie, aby umożliwić rozwinięcie się peri-implantitis.
  2. Kontroluj ligatury co dwa dni, aby upewnić się, że nadal znajdują się na miejscu. W przypadku ich utraty załóż nową ligaturę.

Sekwencja procesu szycia chirurgicznego w tkance biologicznej, przedstawiona na schemacie krok po kroku do celów edukacyjnych.
Rycina 4: Sekwencja wywoływania peri-implantitis za pomocą ligatury. (A-D) Jedwabna ligatura (6.0) umieszczona wokół główki implantu. (E-G) Zawiązywanie węzła. (H) Odcięcie ligatury. (I) Wygląd końcowy. Obrazy kliniczne uzyskane od żywych zwierząt pod wpływem sedacji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

5. Utylizacja

  1. Po okresie indukcji zapalenia tkanek okołowszczepowych (dwa tygodnie), uśmierć wszystkie zwierzęta przy użyciu wysokiego stężenia wziewnego izofluranu, a następnie zastosuj drugą metodę w postaci zwichnięcia stawu szczytowo-potylicznego za pomocą pręta dociśniętego do podstawy czaszki i szybkiego pociągnięcia kończyn tylnych, co spowoduje oddzielenie kręgów szyjnych od czaszki.
  2. Oddziel szczęki za pomocą ostrych narzędzi, takich jak nożyczki chirurgiczne, w celu oddzielenia całej żuchwy zwierzęcia od reszty ciała.
  3. Wykonaj zdjęcia szczęk przy użyciu mikroskopu optycznego, utrwal je w 10% formalinie przez 24 h, a następnie przechowuj w 70% etanolu.

6. Mikrotomografia komputerowa (µCT)

  1. Przeprowadzić skanowanie szczęk zgodnie z wcześniejszym opisem18,19, wykorzystując mikrotomografię komputerową (micro-CT).
  2. Włączyć skaner i komputer, następnie uruchomić oprogramowanie do skanowania, kliknąć symbol promieniowania i odczekać 15 minut na rozgrzanie urządzenia.
  3. Otworzyć drzwiczki urządzenia, klikając ikonę drzwi.
  4. Użyć obrotowego stołu o rozmiarze 1/4 cala. Umieścić szczękę w probówce stożkowej o pojemności 15ml. Przymocować probówkę w podstawie stołu obrotowego. Umieścić stół obrotowy w gnieździe urządzenia.
  5. Zamknąć drzwiczki urządzenia, klikając ikonę drzwi.
  6. Włączyć źródło promieniowania rentgenowskiego.
  7. Kliknąć ikonę przechwytywania obrazu i upewnić się, że kość znajduje się w polu widzenia.
  8. Ustawić rozdzielczość na wielkość piksela 10 µm, energię promieniowania rentgenowskiego na 55 KVp i 181 µA, filtr AI 0.5 mm, krok rotacji 0.4 oraz średnią klatkę 10. Ustawienia te wygenerują szacowany czas skanowania wynoszący 24 minuty.
  9. Rozpocząć akwizycję.
  10. W celu rekonstrukcji otworzyć oprogramowanie do rekonstrukcji. Ustawić korekcję utwardzenia wiązki (beam hardening) na 20%. Ustawić korekcję artefaktów pierścieniowych (ring artifact) na 5%. Użyć zakresu dynamicznego 0-0.13. Odznaczyć etykietę ON. Kliknąć Preview. Wybrać odpowiedni widok obszaru zainteresowania i zapisać go w formacie TIFF.
  11. Zorientować uzyskane obrazy za pomocą oprogramowania do przeglądania i analizy danych. Ustawić długą oś głowicy implantu równolegle do osi strzałkowej i czołowej oraz prostopadle do osi osiowej.
  12. Zapisać obraz strzałkowy jako pojedynczy obraz do liniowej analizy kości.
  13. Zapisać obraz transaksjalny jako zestaw danych do wolumetrycznej analizy kości.
  14. Przeprowadzić liniową analizę kości przy użyciu oprogramowania do analizy danych. Zmierzyć odległości w milimetrach między głowicą implantu a kością jamistą w płaszczyznach strzałkowej i czołowej, w tym w miejscach mezjalnych, dystalnych, policzkowych i podniebiennych.
  15. Przeprowadzić wolumetryczną analizę kości przy użyciu oprogramowania do analizy danych. Monitorować ubytek kości wokół implantów poprzez wyrysowanie obszaru zainteresowania na wszystkich przekrojach odpowiadających ubytkowi kości.

7. Analiza statystyczna

  1. Zmierz liniową i objętościową utratę kości w mikrotomografii i znormalizuj te wartości, dzieląc każdą z nich przez średnią grupy kontrolnej. Przedstaw średnią dla wszystkich grup jako średnią ± błąd standardowy średniej (SEM).
  2. Porównaj istotność statystyczną, stosując dwuczynnikową analizę wariancji (ANOVA), a następnie test Tukeya z 95% przedziałem ufności (Prism 5). Zastosuj następujące poziomy istotności: p≤0.01**, p≤0.001****.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tej metodzie wykorzystano osiemnaście 3-tygodniowych samców myszy szczepu C57BL/6J, u których przeprowadzono ekstrakcje zębów, osadzenie implantów oraz indukcję zapalenia okołopimplatowego. W każdej grupie znajdowało się dziewięć zwierząt, co było statystycznie istotne, przyjmując liniową utratę kości, moc testu na poziomie 80%, odchylenie standardowe (σ) 15% oraz przedział ufności 95% (α =0.05). Podczas eksperymentu myszy otrzymywały miękką dietę ad libitum. Dziewięć myszy otrzymało ligaturę (grupa eksperymen...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten przedstawia opisowy raport na temat procedur chirurgicznych w przypadku indukcji peri-implantitis z wykorzystaniem modelu ligaturowego u myszy. Praca z myszami ma swoje zalety, takie jak opłacalność, dostępność rozległej macierzy genetycznej ze względu na wiele środowisk23 i inne aspekty24,25. Na przestrzeni lat w kilku badaniach z powodzeniem wykorzystano myszy w medycynie i stomatologii, w tym w zapaleniu okołoimplantowym

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez NIH/NIDCR DE031431. Chcielibyśmy podziękować Laboratorium Patologii Translacyjnej na Uniwersytecie Kalifornijskim w Los Angeles (UCLA) za pomoc w przygotowaniu odwapnionych skrawków histologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
#5 odkrywca dentystycznyHu-Friedy, Chicago, IL392-0911 Zwichnięcie zębów
Ostrze 15c i skalpel chirurgicznyHenry Schein Inc., Melville, NY1126186Nacięcie tkanek
6-0 ligatury jedwabneFisher Scientific, Hampton, NHNC9201232Ligatura
Amoksycylina 50μ g / mLZoetis, San Diego, CATS/DRUGS/57/2003Zawiesina doustna
Bacon Soft DietBio Serve®, Frenchtown, NJ14-726-701-C57BL
/6J samce myszyJackson Laboratories, Bar Harbor, ME, USA000664Wiek: 3-tygodniowe
oprogramowanie CTAnV.1.16 Bruker, Billerica, MA-Analizawolumetryczna
Oprogramowanie DolphinNavantis, Toronto, CA-Liniowaanaliza kości
Nośnik implantu & TipD. P. Machining Inc., La Verne, CAUnikalny produkt Uchwyt na implant
Wsparcieimplantologiczne D. P. Machining Inc., La Verne, CAUnikalny produkt Pobieranie implantów
Izofluran Vet One, Boise, IDNDC13985-528-60Wziewny znieczulenie
Mikrotomografia komputerowa 1172SkyScan, Kontich, Belgia-μ Tomografia komputerowa
Nrecon SoftwareBruker Corporation, Billerica, MA-Imagesrekonstrukcja
Ø 0,3 mm - L 2,5 mm Micro Drills Sfinks, Hoffman Estates, ILART. 50699 Osteotomia
Ø 0,5 mm - L 1,0 mm Implanty tytanoweDP Machining Inc., La Verne, CAUnikalny produkt-
lubrykant okulistycznyApexa, Ontario, CANDC13985-600-03Sztuczne łzy
Imadło szpilkoweGeneral Tools, Secaucus, NJ90Osteotomia
Rimadyl 50mg/mlZoetis, San Diego, CA4019449Przeciwzapalne
Sterylna bawełna końcówkaDynarex, Glendale, AZ4304-1końcówek hemostazy
Narzędzia do nauki pięknej, Foster City, CA11071-10Ekstrakcja dentystyczna
Kleszcze do wiązaniaNarzędzia do nauki pięknej, Foster City, CA18025-10Umieszczanie ligatur
Kleszcze do

Bibliografia

  1. Ho, K., et al. A cross-sectional survey of patient's perception and knowledge of dental implants in japan. Int J Implant Dent. 8 (1), 14(2022).
  2. Elani, H. W., Starr, J. R., Da Silva, J. D., Gallucci, G. O. Trends in dental implant use in the u.S., 1999-2016, and projections to 2026. J Dent Res. 97 (13), 1424-1430 (2018).
  3. Grand view research. , Available from: grandviewresearch.com/industry-analysis/dental-implants-market (2022).
  4. Renvert, S., Persson, G. R., Pirih, F. Q., Camargo, P. M. Peri-implant health, peri-implant mucositis, and peri-implantitis: Case definitions and diagnostic considerations. J Clin Periodontol. 45, Suppl 20 S278-S285 (2018).
  5. Diaz, P., Gonzalo, E., Villagra, L. J. G., Miegimolle, B., Suarez, M. J. What is the prevalence of peri-implantitis? A systematic review and meta-analysis. BMC Oral Health. 22 (1), 449(2022).
  6. Herrera, D., et al. Prevention and treatment of peri-implant diseases-the efp s3 level clinical practice guideline. J Clin Periodontol. 50, Suppl 26 4-76 (2023).
  7. Graziani, F., Figuero, E., Herrera, D. Systematic review of quality of reporting, outcome measurements and methods to study efficacy of preventive and therapeutic approaches to peri-implant diseases. J Clin Periodontol. 39, Suppl 12 224-244 (2012).
  8. Schwarz, F., Derks, J., Monje, A., Wang, H. L. Peri-implantitis. J Periodontol. 89, Suppl 1 S267-S290 (2018).
  9. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
  10. Mouse Genome Sequencing, C. Et al. Initial sequencing and comparative analysis of the mouse genome. Nature. 420 (6915), 520-562 (2002).
  11. Pirih, F. Q., et al. Ligature-induced peri-implantitis in mice. J Periodontal Res. 50 (4), 519-524 (2015).
  12. Rau, C. D., et al. High-density genotypes of inbred mouse strains: Improved power and precision of association mapping. G3. 5 (10), Bethesda. 2021-2026 (2015).
  13. Schwarz, F., Sculean, A., Engebretson, S. P., Becker, J., Sager, M. Animal models for peri-implant mucositis and peri-implantitis. Periodontol 2000. 68 (1), 168-181 (2015).
  14. Varon-Shahar, E., et al. Peri-implant alveolar bone resorption in an innovative peri-implantitis murine model: Effect of implant surface and onset of infection. Clin Implant Dent Relat Res. 21 (4), 723-733 (2019).
  15. Pirih, F. Q., et al. A murine model of lipopolysaccharide-induced peri-implant mucositis and peri-implantitis. J Oral Implantol. 41 (5), e158-e164 (2015).
  16. Schwarz, F., et al. Influence of antiresorptive/antiangiogenic therapy on the extension of experimentally induced peri-implantitis lesions. Clin Oral Investig. 27 (6), 3009-3019 (2023).
  17. Wong, R. L., et al. Comparing the healing potential of late-stage periodontitis and peri-implantitis. J Oral Implantol. 43 (6), 437-445 (2017).
  18. Wong, R. L., et al. Early intervention of peri-implantitis and periodontitis using a mouse model. J Periodontol. 89 (6), 669-679 (2018).
  19. Hiyari, S., et al. Ligature-induced peri-implantitis and periodontitis in mice. J Clin Periodontol. 45 (1), 89-99 (2018).
  20. Nguyen Vo, T. N., et al. Ligature induced peri-implantitis: Tissue destruction and inflammatory progression in a murine model. Clin Oral Implants Res. 28 (2), 129-136 (2017).
  21. Yuan, S., et al. Comparative transcriptome analysis of gingival immune-mediated inflammation in peri-implantitis and periodontitis within the same host environment. J Inflamm Res. 15, 3119-3133 (2022).
  22. Berglundh, T., et al. Peri-implant diseases and conditions: Consensus report of workgroup 4 of the 2017 world workshop on the classification of periodontal and peri-implant diseases and conditions. J Periodontol. 89, Suppl 1 S313-S318 (2018).
  23. Hiyari, S., et al. Genomewide association study identifies cxcl family members as partial mediators of lps-induced periodontitis. J Bone Miner Res. 33 (8), 1450-1463 (2018).
  24. Kantarci, A., Hasturk, H., Van Dyke, T. E. Animal models for periodontal regeneration and peri-implant responses. Periodontol 2000. 68 (1), 66-82 (2015).
  25. Struillou, X., Boutigny, H., Soueidan, A., Layrolle, P. Experimental animal models in periodontology: A review. Open Dent J. 4, 37-47 (2010).
  26. Erata, E., et al. Cnksr2 loss in mice leads to increased neural activity and behavioral phenotypes of epilepsy-aphasia syndrome. J Neurosci. 41 (46), 9633-9649 (2021).
  27. Fakih, D., Guerrero-Moreno, A., Baudouin, C., Reaux-Le Goazigo, A., Parsadaniantz, S. M. Capsazepine decreases corneal pain syndrome in severe dry eye disease. J Neuroinflammation. 18 (1), 111(2021).
  28. Douam, F., Ploss, A. The use of humanized mice for studies of viral pathogenesis and immunity. Curr Opin Virol. 29, 62-71 (2018).
  29. Lin, P., et al. Application of ligature-induced periodontitis in mice to explore the molecular mechanism of periodontal disease. Int J Mol Sci. 22 (16), (2021).
  30. Marchesan, J., et al. An experimental murine model to study periodontitis. Nat Protoc. 13 (10), 2247-2267 (2018).
  31. Silva, D. N. A., et al. Probiotic lactobacillus rhamnosus em1107 prevents hyperglycemia, alveolar bone loss, and inflammation in a rat model of diabetes and periodontitis. J Periodontol. 94 (3), 376-388 (2023).
  32. Kim, Y. G., et al. 6-shogaol, an active ingredient of ginger, inhibits osteoclastogenesis and alveolar bone resorption in ligature-induced periodontitis in mice. J Periodontol. 91 (6), 809-818 (2020).
  33. Fine, N., et al. Periodontal inflammation primes the systemic innate immune response. J Dent Res. 100 (3), 318-325 (2021).
  34. Yu, X., et al. Role of toll-like receptor 2 in inflammation and alveolar bone loss in experimental peri-implantitis versus periodontitis. J Periodontal Res. 53 (1), 98-106 (2018).
  35. Reinedahl, D., Chrcanovic, B., Albrektsson, T., Tengvall, P., Wennerberg, A. Ligature-induced experimental peri-implantitis-a systematic review. J Clin Med. 7 (12), (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Model peri-implantitisimplanty stomatologicznemodel mysiosadzanie implantówutrata kościzapalenie tkanekanaliza histologicznaocena klinicznamikroskopia optyczna
Eksperymentalny model peri-implantitis wywołanego ligaturą u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.