Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model oparzeń świń do badania procesu gojenia się ran po oparzeniach o wielu głębokościach

2.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66362

⸱

23 lutego 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Vascularized Composite Allotransplantation Laboratory, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Shriners Children’s Boston, 3Department of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery, Rennes University, 4SITI Laboratory, UMR, INSERM, Université de Rennes, 5Center for Engineering in Medicine and Surgery, Department of Surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 6Innovative Therapies in Haemostasis, INSERM UMR-S, University of Paris

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje powtarzalny model ran oparzeniowych o dużej głębokości u miniświnek z Jukatanu.

Streszczenie

Gojenie ran po oparzeniach to złożony i długi proces. Pomimo dużego doświadczenia, chirurdzy plastyczni i wyspecjalizowane zespoły w ośrodkach leczenia oparzeń nadal stoją przed poważnymi wyzwaniami. Wśród tych wyzwań zakres spalonej tkanki miękkiej może ewoluować we wczesnej fazie, tworząc delikatną równowagę między leczeniem zachowawczym a usuwaniem martwiczych tkanek. Najczęstszym typem oparzeń termicznych są oparzenia termiczne, a głębokość spalania różni się w zależności od wielu parametrów, takich jak temperatura i czas ekspozycji. Głębokość oparzenia zmienia się również w czasie, a wtórne zaostrzenie "strefy cienia" pozostaje słabo poznanym zjawiskiem. W odpowiedzi na te wyzwania przebadano kilka innowacyjnych metod leczenia, a kolejne są we wczesnej fazie rozwoju. Nanocząsteczki w nowoczesnych opatrunkach na rany i sztucznej skórze to przykłady tych nowoczesnych terapii, które są nadal poddawane ocenie. Podsumowując, zarówno diagnostyka oparzeń, jak i leczenie oparzeń wymagają znacznych postępów, a zespoły badawcze potrzebują wiarygodnego i odpowiedniego modelu do testowania nowych narzędzi i terapii. Wśród modeli zwierzęcych świnie są najbardziej istotne ze względu na ich silne podobieństwa w budowie skóry do ludzi. Mówiąc dokładniej, miniświnki z Jukatanu wykazują interesujące cechy, takie jak pigmentacja melaniny i powolny wzrost, co pozwala na badanie wysokich fototypów i długotrwałe gojenie. Niniejszy artykuł ma na celu opisanie wiarygodnego i powtarzalnego protokołu badania wielogłębokich ran oparzeniowych u świnek miniaturowych z Jukatanu, umożliwiającego długoterminową obserwację i dostarczającego odpowiedniego modelu do diagnozy i badań terapeutycznych.

Wprowadzenie

Oparzenia są poważnym problemem zdrowia publicznego i dotykają ponad 480 000 pacjentów w USA każdego roku, według National Burn Repository1,2. Prowadzi to do ponad 50 000 hospitalizacji rocznie z powodu złożonych przypadków niezakończonych zgonem, wymagających dogłębnej opieki2. Co więcej, oparzenia są podstawową przyczyną śmiertelności i zachorowalności w wojsku i są odpowiedzialne za 10% do 30% ofiar wojskowych3,4. Leczenie oparzeń pozostaje prawie niezmienione od dłuższego czasu, pomimo ogromnego i różnorodnego wpływu na pacjentów, od fizycznego po psychologiczne i emocjonalne5.

Wstępna diagnoza i ocena oparzeń prowadzą do podstawowej klasyfikacji według rodzaju oparzeń (pierwsze, drugie i trzecie) lub głębokości dotkniętej tkanki (powierzchowne, częściowej grubości i głębokie oparzenia)6,7,8. Oparzenia częściowej grubości (pierwszego i drugiego stopnia) obejmują naskórek i różne głębokości skóry właściwej (powierzchowne lub głębokie oparzenia właściwe, tj. powierzchowne i głębokie oparzenia drugiego stopnia)9. W szczególności uszkodzenie przydatków w głębokiej skórze właściwej wyklucza możliwość ponownego nabłonka z nabłonka przydatków10. Z definicji oparzenia pełnej grubości docierają do podskórnej tkanki tłuszczowej, powięzi i/lub leżącego poniżej mięśnia (oparzenia trzeciego stopnia), a czasami do kości (określane również jako oparzenia czwartego stopnia)11,12.

Po hospitalizacji, pacjenci z oparzeniami otrzymują specjalną opiekę, polegającą na strategii polegającej na delikatnej równowadze między oczyszczaniem tkanek a ich zachowaniem. Uszkodzona i/lub wtórnie zakażona tkanka miękka musi być stopniowo usuwana, aż do odsłonięcia zdrowej tkanki, co pozwala na zastosowanie specjalnych opatrunków i przeszczepów skóry w celu usprawnienia procesu gojenia13,14,15,16. Jednak podczas operacji należy zachować ostrożność, aby uniknąć niezamierzonego usunięcia gojącej się tkanki i zmniejszyć powikłania w celu optymalnego powrotu do zdrowia. Z biologicznego punktu widzenia oparzenia wykazują centralny obszar martwiczy otoczony strefą "cienia" lub "zastoju", co wskazuje na potencjalnie odwracalne niedokrwienie. Obszar ten może ulec pogorszeniu, co skutkuje rozszerzeniem strefy martwicy, lub zagoić się poprzez odwrócenie procesu apoptozy17,18. To zróżnicowane nasilenie oparzeń stanowi wyzwanie dla chirurgów w dokładnej ocenie, komplikując równowagę między leczeniem zachowawczym a wycięciem chirurgicznym19. Do tej pory nie jest dostępne żadne skuteczne narzędzie, które pomogłoby scharakteryzować tę "strefę cienia" poprzedzającą konwersję spalania. Opracowanie takich narzędzi ma kluczowe znaczenie dla optymalizacji tej delikatnej równowagi.

Przetestowano kilka metod leczenia, które pomagają zmniejszyć wtórną konwersję oparzeń. Jednak żadna specyficzna terapia nie jest obecnie dostępna w clinic18. Inne przykłady postępów w leczeniu oparzeń obejmują rozwój nowoczesnych opatrunków na rany i nanomateriałów20,21, skóra < inżynierii tkankowej sup class="xref">22,23, oraz nowatorskie podejścia do hodowli naskórka24,25. Również nowoczesna chirurgia rekonstrukcyjna i płaty powięziowo-skórne poprawiły radzenie sobie z długoterminowymi skutkami ubocznymi, w szczególności przykurczami oparzeń po patologicznym gojeniu się obszarów fałdów26,27. Postępy te dają obiecujące perspektywy dla pacjentów z oparzeniami, poprawiając ich strategie leczenia i jakość życia, ale ostatnie wyniki pokazują, że wpływ funkcjonalny nadal pozostaje znaczący, zarówno w sferze fizycznej, jak i psychicznej28. Podsumowując, zapotrzebowanie na innowacyjne postępy zarówno w diagnostyce, jak i leczeniu oparzeń jest znaczne.

Ogólnie rzecz biorąc, wiele podejść ma na celu poprawę diagnozy, zarządzania i leczenia skomplikowanych przypadków oparzeń, a badacze potrzebują powtarzalnego i odpowiedniego modelu do testowania tych nowych podejść. Ze względu na jego złożoność biologiczną, obejmującą kilka narządów i reakcje ogólnoustrojowe, żaden model in vitro nie okazał się odpowiedni do badania procesu powstawania ran oparzeniowych29. Modele gryzoni wykazały duże rozbieżności w stosunku do ludzi ze względu na duże różnice w biologii, architekturze skóry, elastyczności i braku przylegania do podstawowych struktur29. Natomiast model świń okazał się istotny ze względu na strukturalne podobieństwo skóry świni do skóry ludzkiej30,31,32. Charakteryzuje się podobnym unaczynieniem, elastycznym składem włókien i czasem odnowy. Co więcej, mieszek włosowy i apokrynowe aneksy pozwalają na wyspową reepitelializację, co można zaobserwować w klinicznych oparzeniach powierzchownych33,34. Mówiąc dokładniej, modele miniświnek z Jukatanu zapewniają interesujące cechy, dzięki czemu są przydatne do badania pigmentowanej skóry35 i długoterminowych wyników przy minimalnych zmianach fizycznych36.

Celem tego artykułu jest opisanie wiarygodnego modelu oparzeń wielostopniowych u świń na Jukatanie, umożliwiającego badanie kilku oparzeń drugiego i trzeciego stopnia na ten sam temat. Zapewnia to odpowiedni i powtarzalny model do badania innowacji diagnostycznych i terapeutycznych w leczeniu oparzeń. Co więcej, model ten charakteryzuje się różnymi typami i ciężkością oparzeń, długoterminową obserwacją pozwalającą na badanie przykurczu oparzeń i patologicznego gojenia oraz zróżnicowanym zachowaniem pigmentowanej skóry, o którym wiadomo, że ma określone cechy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie prace na zwierzętach zostały wykonane zgodnie z listą kontrolną ARRIVE (Animal Research: Reporting In Vivo Experiments) checklist37 i były zgodne z Massachusetts General Hospital Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) zgodnie z protokołem #2021N000271. Zwierzętom zapewniono humanitarną opiekę, zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych38. Do eksperymentów wykorzystano pięć ważących 30 kg samic świnek miniaturowych z Jukatanu. Zwierzęta zostały pozyskane ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów).

1. Opieka przedoperacyjna i znieczulenie

  1. Pościć zwierzęta przez 12 godzin przed znieczuleniem ogólnym.
  2. Znieczulenie należy rozpocząć od wstrzyknięcia domięśniowego 2-4 mg/kg chlorowodorku tiletaminy i chlorowodorku zolazepamu oraz 1-2 mg/kg ksylazyny, a następnie wdychać izofluran (2-3% tlenu) (patrz tabela materiałów) w celu utrzymania znieczulenia podczas zabiegu.

2. Projektowanie ran oparzeniowych i randomizacja

  1. Aby zbadać zarówno oparzenia częściowej, jak i pełnej grubości z kontrolą ujemną na tym samym zwierzęciu (bez różnic międzyosobniczych), należy utworzyć osiem ran na grzbiecie każdej świni w okolicy przykręgosłupowej. Wykonaj trzy rany pełnej grubości, trzy rany częściowej grubości i dwie rany kontrolne.
  2. Ponumeruj rany od 1 do 8 i przeprowadź randomizację, aby przypisać różne stopnie oparzenia (częściowa grubość, pełna grubość, kontrola) różnym anatomicznym miejscom na plecach.
    UWAGA: Randomizacja każdej rany (głębokość i lokalizacja) jest wykonywana w celu poprawy znaczenia: Wiadomo, że skóra właściwa świni różni się pod względem grubości i składu kolagenu39. Dlatego randomizacja na każdym zwierzęciu jest stosowana w celu zmniejszenia potencjalnych uprzedzeń.

3. Wyznaczanie granic ran tatuażu

UWAGA: Pierwsza procedura polega na tworzeniu okrągłych tatuaży na grzbiecie świni w celu zlokalizowania i ponumerowania losowych ran (Rysunek 1). Wykonuje się to dwa dni przed początkową procedurą oparzenia, aby umożliwić lepszą aklimatyzację, ale można to wykonać w dniu zabiegu oparzenia.

  1. Po znieczuleniu (patrz Krok 1) i intubacji ustno-tchawiczej w pozycji leżącej40, ułóż świnię w pozycji leżącej i umieść miękkie kliny (prześcieradła) pod zwierzęciem, aby zapewnić mu wygodę i stabilizację (pod kończynami przednimi, pępkiem i kończynami tylnymi)41. Umieść koc ocieplający z wymuszonym obiegiem powietrza na głowie i szyi zwierzęcia, aby utrzymać odpowiednią temperaturę ciała.
  2. Umieść linię prostą pośrodku na grzbiecie świni, aby umożliwić symetryzację rysunków.
  3. Narysuj dwie pionowe linie za pomocą pisaka dermograficznego (patrz Spis materiałów) po obu stronach linii środkowej, umieszczonej 6,5 cm w bok od niej. Dwie boczne linie zostaną użyte do umieszczenia środka okręgów.
  4. Narysuj każdą parę okręgów o średnicy 4,5 cm symetrycznie, zachowując minimalną odległość 4 cm między dwoma odrębnymi okręgami (Rysunek 1A).
  5. Po wykonaniu rysunków należy wykonać jednoetapowe przygotowanie skóry (powidon-jod 7,5%) w celu zmniejszenia flory bakteryjnej skóry.
  6. Wykonaj procedurę tatuażu42 z ośmiu okręgów o średnicy 4,5 cm za pomocą maszynki do tatuażu z igłą, sterylnego czarnego tuszu i wysterylizowanej 5-punktowej igły (patrz Tabela Materiałów). Końcowy wynik jest prezentowany w Rysunek 1B.
  7. W przypadku opóźnionego procesu powstawania oparzeń należy nałożyć na tatuaże maść z potrójnym antybiotykiem i pokryć je przezroczystymi opatrunkami samoprzylepnymi.

4. Tworzenie ran oparzeniowych i zaawansowane opatrywanie ran

UWAGA: Oparzenia zostaną utworzone przez umieszczenie mosiężnego bloku w kontakcie ze skórą w dedykowanym miejscu (randomizacja) na 30 s (niezmiennie). Temperatura określi głębokość spalania.

  1. W dniu procedury oparzenia, po znieczuleniu zwierzęcia i umieszczeniu go w pozycji leżącej, jak omówiono w kroku 1, umieść cylindryczne bloki mosiężne w pojemnikach ze stali nierdzewnej wypełnionych aluminiowymi koralikami (patrz Tabela materiałów). Umieść pojemniki na płycie grzejnej o kontrolowanej temperaturze. Ustaw jedną płytę grzejną na 65 °C (dla oparzeń o częściowej grubości), a drugą na 93 °C (dla oparzeń o pełnej grubości, Rysunek 2).
    UWAGA: Pojemnik można przechowywać w suchym miejscu, aby uniknąć oparzeń (potrzebne 2-3 godziny do osiągnięcia równowagi temperaturowej) lub do połowy napełniony wodą (30 minut, aby osiągnąć równowagę temperaturową). Jeśli używana jest woda, mosiężne bloki należy dokładnie wysuszyć przed krokiem 4.5, aby uniknąć późniejszych oparzeń z powodu oparzenia.
  2. Włóż termometr do mosiężnego cylindra przez jego centralny otwór, aby monitorować temperaturę rdzenia i potwierdzić temperaturę powierzchni za pomocą pistoletu do pomiaru temperatury. W razie potrzeby zwiększ temperaturę płyty grzejnej do 65 °C lub 93 ° C w cylindrze pomimo niewielkiego rozpraszania ciepła.
    UWAGA: Folia aluminiowa może być użyta do przykrycia pojemnika i dalszego zminimalizowania rozpraszania ciepła, szybciej osiągając żądaną temperaturę.
  3. Równolegle ułóż zwierzę w pozycji leżącej do procedury pieczenia, podobnie jak w przypadku procedury tatuażu (krok 3.1).
  4. Gdy zwierzę jest gotowe w pozycji leżącej, przygotuj skórę w trzech krokach (powidon-jod 7,5%, roztwór soli 0,9%, suszenie).
  5. Chwyć mosiężny blok żaroodpornymi rękawiczkami i umieść go w dedykowanym miejscu na tatuaż, w zależności od losowania. Uruchom timer, gdy tylko mosiężny blok dotknie skóry. Uważaj, aby nie wywierać większego nacisku na skórę niż wynosi ciężar własny mosiężnego bloku.
  6. Po 30 s zdejmij mosiężny blok ze skóry i włóż go z powrotem do dedykowanego pojemnika grzewczego. Monitoruj temperaturę, aż osiągnie cel, i powtórz procedurę dla wszystkich ran.
  7. Wykonaj zaawansowany wielowarstwowy opatrunek, aby zapewnić stabilność opatrunku po powrocie zwierzęcia do zdrowia.
    1. Umieść gazę nasączoną ropą naftową w każdym miejscu oparzenia, w tym na kontrolach, i przykryj ją suchą gazą z włókniny i dużym przezroczystym opatrunkiem samoprzylepnym.
    2. Rozpyl nalewkę z roztworu benzoesu na otaczającą skórę, aby lepiej przylegać przezroczystych opatrunków do skóry.
    3. Owiń zwierzę w samoprzylepny opatrunek samoprzylepny, uważając, aby nie dokręcić go zbyt mocno (ograniczenie objętości płuc).
    4. Uzupełnij opatrunek, dodając ostatnią warstwę rurkowego dżerseju (rozmiar dostosowany do zwierzęcia) (patrz Tabela Materiałów). Alternatywnie, jeśli zwierzę nie jest w stanie utrzymać opatrunku w czystości przez cały czas trwania badania, można użyć dopasowanych kurtek dla świń
    5. Zapewnić prawidłową analgezję, umieszczając przezskórny plaster z opioidami (fentanylem) na szyi zwierzęcia po wstrzyknięciu pojedynczej dawki buprenorfiny (0,05-0,1 mg/kg mc., domięśniowo) i pojedynczej dawki karprofenu (2-4 mg/kg mc., domięśniowo).
    6. Po każdym znieczuleniu należy uważnie obserwować zwierzęta do 2 godzin po wyzdrowieniu. W razie potrzeby użyj ciepłej podkładki i swobodnie podawaj jedzenie po osiągnięciu pełnej pozycji stojącej.

5. Escharotomia oparzeń pełnej grubości

UWAGA: Między 1 a 3 dniem po operacji, zwierzęta otrzymają chirurgiczne wycięcie strupa na całej grubości po oparzeniach trzeciego stopnia.

  1. Po podobnym przygotowaniu zwierzęcia, w tym znieczuleniu, intubacji i umieszczeniu zwierzęcia w pozycji leżącej, przygotuj skórę za pomocą trzyetapowego przygotowania skóry, wykonaj sterylne udrapowanie grzbietu zwierzęcia.
  2. Wykonaj biopsję dziurkowania 4 mm (patrz Tabela materiałów) na ranie, aby potwierdzić rodzaj urazu.
  3. Wykonaj escharotomię43,44 poprzez okrągłe nacięcie strupa sterylnym ostrzem skalpela (nr 15), aż do osiągnięcia głębokiej skóry właściwej.
  4. Chwyć mocno jedną stronę strupa parą sterylnych kleszczy do tkanek Adson (z zębami 2/1) (patrz Tabela materiałów) i zaczep go do góry, aby odsłonić głęboką granicę strupka.
  5. Kontynuuj escharotomię za pomocą ostrza skalpela, pozostając w tej samej płaszczyźnie w głębokiej skórze właściwej/powięzi poniżej. Krwawiąca skóra właściwa jest uważana za oznakę żywotności tkanek.
    1. Jeśli tętniczka zostanie przecięta podczas procesu, należy przeprowadzić minimalną kauteryzację za pomocą bipolarnych kleszczy do krzepnięcia (patrz Tabela materiałów). UWAGA: Rozległa kauteryzacja utworzonego łożyska rany może powodować opóźnione gojenie i należy jej bezwzględnie unikać.
  6. Umieść pierwszy zestaw suchego guaze na łożysku rany na 5 minut, aby wzmocnić miejscową hemostazę przed założeniem ostatecznego opatrunku.
  7. Opatrzyć rany podobnie jak poprzednio (krok 4.7), dodając kilka suchych gaz w celu wypełnienia ubytku. Nakładaj te same warstwy, jak wspomniano wcześniej: nalewka benzoesowa w sprayu, samoprzylepny przezroczysty opatrunek, folia samoprzylepna, rurkowa pończocha
    8. .
  8. Środek przeciwbólowy należy zastosować poprzez zmianę plastra transdermalnego z opioïdem i wstrzyknięcie kaprofenu (2-4 mg/kg mc., domięśniowo).

6. Kolejne opatrunki na rany

UWAGA: Kolejne opatrunki są wykonywane co 2 do 7 dni, w zależności od eksperymentalnego projektu leczenia i tolerancji zwierzęcia. Opatrunki można przerwać po 21 dniach, aby umożliwić ponowną epitelializację w suchym środowisku i poprawić tolerancję zwierzęcia. Alternatywnie, jeśli grupa leczona wymaga wilgotnego lub mokrego środowiska, opatrunki można przedłużyć do końca badania. Okres obserwacji został przedłużony do 10 tygodni w celu zbadania zarówno ostrych, jak i przedłużonych procesów gojenia.

  1. Znieczulić zwierzę na krótki okres i umieścić w pozycji leżącej ze stożkiem nosowym (izofluran 2-5 l/min).
  2. Usuń poprzednie opatrunki i oczyść rany za pomocą sterylnej 0,9% soli fizjologicznej i sterylnej gazy.
  3. W stosownych przypadkach zastosować leczenie eksperymentalne.
  4. Podobnie, należy wykonać kolejne biopsje podczas tej procedury, jeśli jest to wymagane przez badanie. Zwierzę powinno następnie otrzymać leki przeciwbólowe, takie jak karprofen (2-4 mg/kg, IM, efekt 24 h).
  5. Przykryj wszystkie miejsca ran, w tym rany kontrolne, gazą nasączoną ropą naftową lub równoważną, suchą, włókninową gazą i samoprzylepnym przezroczystym opatrunkiem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 2A,B przedstawia wyniki wielokrotnych oparzeń na grzbiecie miniswiń z Jukatanu. Rany (I) i (VII) to rany kontrolne (37 °C). Rany drugiego stopnia (II; III i VIII) charakteryzują się intensywnym zaczerwienieniem i pęcherzami. W przeciwieństwie do nich, rany trzeciego stopnia (IV; V i VI) są blade i stwardniałe w badaniu dotykowym. Należy zauważyć, że rana VIII wygląda pośrednio między drugim a trzecim stopniem: na potrzeby trwającego badania zwiększono czas kontaktu d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Gojenie się ran po oparzeniach to długi proces, który może trwać nawet kilka miesięcy, przy różnych opcjach leczenia i rozważaniach dotyczących opieki nad pacjentem 2,13. Aby to zbadać, potrzebny jest wiarygodny i powtarzalny model. Opisano kilka modeli zwierzęcych, w tym głównie gryzonie 29,45,46 i świnie 29,47....

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez hojne fundusze z Shriners Children's Research Grant dla S.N.T. Y.B. była wspierana przez Shriners Hospital for Children. Wyrażamy również wdzięczność za dofinansowanie dla S.N.T. przez amerykański Narodowy Instytut Zdrowia (K99/R00 HL1431149; R01HL157803; R01DK134590, R24OD034189), American Heart Association (18CDA34110049), Harvard Medical School Eleanor and Miles Shore Fellowship, Polsky Family Foundation oraz Claflin Distinguished Scholar Award w imieniu Wydziału Chirurgii MGH i/lub Komitetu Wykonawczego MGH ds. Badań. Ponadto wyrażamy uznanie dla wsparcia udzielonego przez Komitet Wykonawczy ds. Badań Szpitala Ogólnego Massachusetts w związku z przyznaniem nagrody Fund for Medical Discovery (FMD) dla R.J. Wreszcie, bardzo dziękujemy za wsparcie ze strony "Fondation des Gueules Cassées" (Francja), Uniwersytetu w Rennes (Francja), CHU de Rennes (Francja) i Francuskiego Towarzystwa Chirurgii Plastycznej dla Y.B. Autorzy dziękują Knight Surgery Research Laboratory za ich wkład i pomoc w znieczuleniu zwierząt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kleszczyki do tkanek AdsonJarit130-234
Koraliki aluminioweLab Armor42370-002Koraliki do zbroi laboratoryjnej 
Chlorowodorek buprenorfinyRanbaxy PharmaceuticalsNDC: 12469-0757-01Buprenex Karprofen do wstrzykiwań
PfizerNADA 141-199Rymadyl 50 mg / ml do wstrzykiwań 
Cylindryczny blok mosiężnyRęcznie robioneNie dotyczyRysunek techniczny zawarty w rękopisie
Pióro dermograficzneMcKessonChirurgiczny marker skóry Sterylne
jednorazowe skalpele chirurgiczne #15 MedlineMDS15315Ostrza skalpela
Plaster fentanylowyMylanNDC:60505-7082System transdermalny fentanylu
Izofluran PiramalNDC: 66794-013-25Izofluran, USP
McPherson Bipolarne kleszcze do krzepnięciaBovieA842Wielokrotnego użytku, autoklawowalne
stemple do biopsji Miltex (3,4 i 5 mm)Integra33-38Stemple do biopsji - rozmiar dostosowany do badania
z włókninyStarryshineGZNW222 x 2" włóknina 4-warstwowa gaza medyczna
Powidon-JodBetadineNDC:0034-9200-88Peeling chirurgiczny 7,5% 
Sterylny izotoniczny roztwór chlorku sodu 0,9%Aqualite SystemRL-2095Sterylny roztwór soli
fizjologicznej Tusz do tatuażuSpaulding & RogersBlack - 2 uncje - #9053
Marker do tatuażuSpaulding & RogersSpecial Electric Tattoo Marker
Igła do tatuażuSpaulding & Rogers1310251Tattoo 5-punktowa igła
Tegaderm Przezroczysty opatrunek foliowy3M1.628Duży przezroczysty opatrunek samoprzylepny
Płyta grzejna z kontrolowaną temperaturąCole-Parmer03407-11Mieszadło z płytą grzejną StableTemp
TermometrAmerican ScientificU14295Rurkowy termometr rtęciowy
Chlorowodorek tyletyminy i zolazepamuZoetisNDC: 54771-9050Nalewka Telazol
z benzoesu w sprayuSmith & Siostrzeniec407000Klej w sprayu
Maść z potrójnym antybiotykiemFougeraNDC 0168-0012-31Maść z potrójnym antybiotykiem
Pończocha rurkowaMedlineNONNET02Curad Medline Siatki elastyczne bez lateksu
Koc ocieplający3MBair Hugger 750 Jednostka
Xeroform Occlusive Gauze StripCovidien8884433301Xeroform opatrunki na rany wazelinowe
KsylazynaVetoneNDC: 13985-704-10AnaSed LA
Jukatà n świnki miniaturowe (samica, 30 kg)Sinclair Bio ResourcesN/APełna pigmentacja 
Gaza grzewcza

Bibliografia

  1. Rui, P., Kang, K. National hospital ambulatory medical care survey: 2017 emergency department summary tables. National Center for Health Statistics. , (2017).
  2. Carter, J. E., et al. Evaluating real-world national and regional trends in definitive closure in u.S. Burn care: A survey of u.S Burn centers. J Burn Care Res. 43 (1), 141-148 (2022).
  3. Atiyeh, B. S., Gunn, S. W., Hayek, S. N. Military and civilian burn injuries during armed conflicts. Ann Burns Fire Disasters. 20 (4), 203-215 (2007).
  4. Gurney, J., Tadlock, M. D., Cancio, L. C. Burn injuries from a military perspective. Current Trauma Reports. 8, 113-126 (2022).
  5. Pruitt, B. A., Wolf, S. E., Mason, A. D. Epidemiological, demographic, and outcome characteristics of burn injury. Total burn care. 4, 15-45 (2012).
  6. Yadav, D. P., et al. Spatial attention-based residual network for human burn identification and classification. Sci Rep. 13 (1), 12516(2023).
  7. Sadeghipour, H., et al. Blockade of igm-mediated inflammation alters wound progression in a swine model of partial-thickness burn. J Burn Care Res. 38 (3), 148-160 (2017).
  8. Gandolfi, S., et al. Assessment of quality-of-life in patients with face-and-neck burns: The burn-specific health scale for face and neck (bshs-fn). Burns. 44 (6), 1602-1609 (2018).
  9. Lőrincz, A., et al. Paediatric partial-thickness burn therapy: A meta-analysis and systematic review of randomised controlled trials. Life (Basel). 12 (5), 619(2022).
  10. Keenan, C. S., et al. Full-thickness skin columns: A method to reduce healing time and donor site morbidity in deep partial-thickness burns. Wound Repair Regen. 31 (5), 586-596 (2023).
  11. Ali, H. A., Fayi, K. A., Alkhathami, A. M., Alturaiki, N., Alshammari, E. M. Foot drop in patients with extensive 3rd and 4th degree burn, case series study. Int. J. Burn. Trauma. 13 (1), 8-12 (2023).
  12. Leković, A., Nikolić, S., Djukić, D., Živković, V. Burn index, burn characteristics and carboxyhemoglobin levels in indoor fire-related deaths: Significance and interpretation of the autopsy findings. Forensic Sci Int. 345, 111618(2023).
  13. Costa, P. C. P., et al. Nursing care directed to burned patients: A scoping review. Rev Bras Enferm. 76 (3), e20220205(2023).
  14. Souto, J., Rodrigues, A. G. Reducing blood loss in a burn care unit: A review of its key determinants. J Burn Care Res. 44 (2), 459-466 (2023).
  15. Wong, L., Rajandram, R., Allorto, N. Systematic review of excision and grafting in burns: Comparing outcomes of early and late surgery in low and high-income countries. Burns. 47 (8), 1705-1713 (2021).
  16. Abdel-Sayed, P., Hirt-Burri, N., De Buys Roessingh, A., Raffoul, W., Applegate, L. A. Evolution of biological bandages as first cover for burn patients. Adv Wound Care. 8 (11), New Rochelle. 555-564 (2019).
  17. Singer, A. J., Mcclain, S. A., Taira, B. R., Guerriero, J. L., Zong, W. Apoptosis and necrosis in the ischemic zone adjacent to third degree burns. Acad Emerg Med. 15 (6), 549-554 (2008).
  18. Lu, M., et al. Research advances in prevention and treatment of burn wound deepening in early stage. Front Surg. 9, 1015411(2022).
  19. Tuncer, H. B., et al. Do pre-burn center management algorithms work? Evaluation of pre-admission diagnosis and treatment adequacy of burn patients referred to a burn center. J Burn Care Res. 45 (1), 180-189 (2024).
  20. Ashwini, T., et al. Transforming wound management: Nanomaterials and their clinical impact. Pharmaceutics. 15 (5), 1560(2023).
  21. Caffin, F., Boccara, D., Piérard, C. The use of hydrogel dressings in sulfur mustard-induced skin and ocular wound management. Biomedicines. 11 (6), 1626(2023).
  22. Oryan, A., Alemzadeh, E., Moshiri, A. Burn wound healing: Present concepts, treatment strategies and future directions. J Wound Care. 26 (1), 5-19 (2017).
  23. Elfawy, L. A., et al. Sustainable approach of functional biomaterials-tissue engineering for skin burn treatment: A comprehensive review. Pharmaceuticals (Basel). 16 (5), 701(2023).
  24. Gardien, K. L., Middelkoop, E., Ulrich, M. M. Progress towards cell-based burn wound treatments). Regen Med. 9 (2), 201-218 (2014).
  25. Baus, A., et al. marjolin ulcers after cultured epidermal autograft in severely burned patients: A rare case series and literature review. Eur J Dermatol. 31 (6), 759-770 (2021).
  26. Obaidi, N., Keenan, C., Chan, R. K. Burn scar management and reconstructive surgery. Surg Clin North Am. 103 (3), 515-527 (2023).
  27. Lellouch, A. G., Ng, Z. Y., Pozzo, V., Suffee, T., Lantieri, L. A. Reconstruction of post-burn anterior neck contractures using a butterfly design free anterolateral thigh perforator flap. Arch Plast Surg. 47 (2), 194-197 (2020).
  28. Spronk, I., et al. Health related quality of life in adults after burn injuries: A systematic review. PLoS One. 13 (5), e0197507(2018).
  29. Abdullahi, A., Amini-Nik, S., Jeschke, M. G. Animal models in burn research. Cell Mol Life Sci. 71 (17), 3241-3255 (2014).
  30. Carney, B. C., et al. Evaluation of healing outcomes combining a novel polymer formulation with autologous skin cell suspension to treat deep partial and full thickness wounds in a porcine model: A pilot study. Burns. 48 (8), 1950-1965 (2022).
  31. El Masry, M., et al. Swine model of biofilm infection and invisible wounds. J Vis Exp. (196), e65301(2023).
  32. Nakano, T., et al. Dried human-cultured epidermis accelerates wound healing in a porcine partial-thickness skin defect model. Regen Ther. 22, 203-209 (2023).
  33. Kong, R., Bhargava, R. Characterization of porcine skin as a model for human skin studies using infrared spectroscopic imaging. Analyst. 136 (11), 2359-2366 (2011).
  34. Rosenberg, L. K., et al. A comparison of human and porcine skin in laser-assisted drug delivery of chemotherapeutics. Lasers Surg Med. 53 (1), 162-170 (2021).
  35. Xu, N., et al. Light-activated sealing of skin wounds. Lasers Surg Med. 47 (1), 17-29 (2015).
  36. Yao, F., et al. Age and growth factors in porcine full-thickness wound healing. Wound Repair Regen. 9 (5), 371-377 (2001).
  37. Percie Du Sert, N., et al. The arrive guidelines 2.0: Updated guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 18 (7), e3000410(2020).
  38. Committee for the Update of the Guide for The care and Use of Laboratory Animals. Guide for the care and use of laboratory animals. , National Research Council National Academies Press (US), National Academy of Sciences. Washington (DC. (2011).
  39. Turner, N. J., Pezzone, D., Badylak, S. F. Regional variations in the histology of porcine skin. Tissue Eng Part C Methods. 21 (4), 373-384 (2015).
  40. Theisen, M. M., et al. Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine. Lab Anim. 43 (1), 96-101 (2009).
  41. Moon, P. F., Smith, L. J. General anesthetic techniques in swine. Vet Clin North Am Food Anim Pract. 12 (3), 663-691 (1996).
  42. Granick, M. S., Heckler, F. R., Jones, E. W. Surgical skin-marking techniques. Plast Reconstr Surg. 79 (4), 573-580 (1987).
  43. Grünherz, L., et al. Enzymatic debridement for circumferential deep burns: The role of surgical escharotomy. Burns. 49 (2), 304-309 (2023).
  44. Krieger, Y., et al. Escharotomy using an enzymatic debridement agent for treating experimental burn-induced compartment syndrome in an animal model. J Trauma. 58 (6), 1259-1264 (2005).
  45. Sharma, R., et al. Rat burn model to study full-thickness cutaneous thermal burn and infection. J Vis Exp. (186), e64345(2022).
  46. Hu, X., et al. Modification and utility of a rat burn wound model. Wound Repair Regen. 28 (6), 797-811 (2020).
  47. Wang, X. Q., Kravchuk, O., Kimble, R. M. A retrospective review of burn dressings on a porcine burn model. Burns. 36 (5), 680-687 (2010).
  48. Monteiro-Riviere, N., Riviere, J. The pig as a model for human skin research. Swine in Biomedical Research: Update on Animal Models. , 17-22 (2005).
  49. Howroyd, P. C., Peter, B., De Rijk, E. Review of sexual maturity in the minipig. Toxicol Pathol. 44 (4), 607-611 (2016).
  50. Nair, X., Tramposch, K. M. The yucatan miniature swine as an in vivo model for screening skin depigmentation. J Dermatol Sci. 2 (6), 428-433 (1991).
  51. Roberts, W. E. Skin type classification systems old and new. Dermatol Clin. 27 (4), 529-533 (2009).
  52. Rice, P., Brown, R. F., Lam, D. G., Chilcott, R. P., Bennett, N. J. Dermabrasion--a novel concept in the surgical management of sulphur mustard injuries. Burns. 26 (1), 34-40 (2000).
  53. Salles, A. G., et al. Fractional carbon dioxide laser in patients with skin phototypes iii to vi and facial burn sequelae: 1-year follow-up. Plast Reconstr Surg. 142 (3), 342-350 (2018).
  54. Bowes, L. E., et al. Treatment of pigmented hypertrophic scars with the 585 nm pulsed dye laser and the 532 nm frequency-doubled nd:Yag laser in the q-switched and variable pulse modes: A comparative study. Dermatol Surg. 28 (8), 714-719 (2002).
  55. Ud-Din, S., Bayat, A. New insights on keloids, hypertrophic scars, and striae. Dermatol Clin. 32 (2), 193-209 (2014).
  56. Zhu, K. Q., et al. The female, red duroc pig as an animal model of hypertrophic scarring and the potential role of the cones of skin. Burns. 29 (7), 649-664 (2003).
  57. Stricker-Krongrad, A., Shoemake, C. R., Bouchard, G. F. The miniature swine as a model in experimental and translational medicine. Toxicol Pathol. 44 (4), 612-623 (2016).
  58. Branski, L. K., et al. A porcine model of full-thickness burn, excision and skin autografting. Burns. 34 (8), 1119-1127 (2008).
  59. Kim, J. Y., Dunham, D. M., Supp, D. M., Sen, C. K., Powell, H. M. Novel burn device for rapid, reproducible burn wound generation. Burns. 42 (2), 384-391 (2016).
  60. Seswandhana, R., et al. A modified method to create a porcine deep dermal burn model. Ann Burns Fire Disasters. 34 (2), 187-191 (2021).
  61. Fan, G. Y., et al. Severe burn injury in a swine model for clinical dressing assessment. J Vis Exp. (141), e57942(2018).
  62. Shaw, P., et al. Early cutaneous inflammatory response at different degree of burn and its significance for clinical diagnosis and management. J Tissue Viability. 32 (4), 550-563 (2023).
  63. Asuku, M., Shupp, J. W. Burn wound conversion: Clinical implications for the treatment of severe burns. J Wound Care. 32, S11-S20 (2023).
  64. Bohr, S., et al. Resolvin d2 prevents secondary thrombosis and necrosis in a mouse burn wound model. Wound Repair Regen. 21 (1), 35-43 (2013).
  65. Yucel, B., Coruh, A., Deniz, K. Salvaging the zone of stasis in burns by pentoxifylline: An experimental study in rats. J Burn Care Res. 40 (2), 211-219 (2019).
  66. Xiao, M., et al. 3,4-methylenedioxy-β-nitrostyrene ameliorates experimental burn wound progression by inhibiting the nlrp3 inflammasome activation. Plast Reconstr Surg. 137 (3), 566-575 (2016).
  67. Yeganeh, P. M., Tahmasebi, S., Esmaeilzadeh, A. Cellular and biological factors involved in healing wounds and burns and treatment options in tissue engineering. Regen Med. 17 (6), 401-418 (2022).
  68. Abbas, O. L., et al. Prevention of burn wound progression by mesenchymal stem cell transplantation: Deeper insights into underlying mechanisms. Ann Plast Surg. 81 (6), 715-724 (2018).
  69. Rizzo, J. A., Burgess, P., Cartie, R. J., Prasad, B. M. Moderate systemic hypothermia decreases burn depth progression. Burns. 39 (3), 436-444 (2013).
  70. Battal, M. N., et al. Reduction of progressive burn injury by using a new nonselective endothelin-a and endothelin-b receptor antagonist, tak-044: An experimental study in rats. Plast Reconstr Surg. 99 (6), 1610-1619 (1997).
  71. Bohr, S., et al. Alternative erythropoietin-mediated signaling prevents secondary microvascular thrombosis and inflammation within cutaneous burns. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3513-3518 (2013).
  72. Holzer, P. W., et al. Clinical impact of cryopreservation on split thickness skin grafts in the porcine model. J Burn Care Res. 41 (2), 306-316 (2020).
  73. Davis, S. C., Mertz, P. M., Eaglstein, W. H. Second-degree burn healing: The effect of occlusive dressings and a cream. J Surg Res. 48 (3), 245-248 (1990).
  74. Svensjö, T., Pomahac, B., Yao, F., Slama, J., Eriksson, E. Accelerated healing of full-thickness skin wounds in a wet environment. Plast Reconstr Surg. 106 (3), 602-612 (2000).
  75. Kuznetsova, T. A., Andryukov, B. G., Besednova, N. N. Modern aspects of burn injury immunopathogenesis and prognostic immunobiochemical markers (mini-review). BioTech (Basel). 11 (2), 18(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Gojenie ran oparzeniowychoparzenia o różnym stopniu głębokościminiprzednie z Jukatanudiagnostyka urazów oparzeniowychbadania nad leczeniem oparzeńprotokół oparzeń termicznychtechniki opatrywania rantworzenie się bliznocena stopnia ciężkości oparzenia
Model oparzeń świń do badania procesu gojenia się ran po oparzeniach o wielu głębokościach
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.