Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mysi model guza w komorze grzbietowego fałdu skórnego do połączonej mikroskopii przyżyciowej i obrazowania metodą rezonansu magnetycznego w translacyjnych badaniach nad rakiem

2.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66383

⸱

12 kwietnia 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medical Biophysics, University of Toronto, 2Radiation Medicine Program, Princess Margaret Cancer Centre, 3Department of Radiation Oncology, University of Toronto, 4Advanced Electronic and Photonics Research Center, National Research Council of Canada

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tłumaczenie wyników mikroskopii przyżyciowej jest utrudnione ze względu na jego płytką głębokość penetracji w tkanki. W tym miejscu opisujemy mysi model komory z oknem grzbietowym, który umożliwia jednoczesną rejestrację mikroskopii przyżyciowej i klinicznie stosowanych metod obrazowania (np. CT, MRI) w celu bezpośredniej korelacji przestrzennej, potencjalnie usprawniając kliniczne tłumaczenie wyników mikroskopii przyżyciowej.

Streszczenie

Przedkliniczne obrazowanie przyżyciowe, takie jak mikroskopia i optyczna koherentna tomografia, okazały się cennymi narzędziami w badaniach nad rakiem do wizualizacji mikrośrodowiska guza i jego odpowiedzi na terapię. Te metody obrazowania mają rozdzielczość w skali mikronowej, ale mają ograniczone zastosowanie w klinice ze względu na ich niewielką głębokość penetracji w tkankę. Bardziej klinicznie stosowane metody obrazowania, takie jak CT, MRI i PET, mają znacznie większą głębokość penetracji, ale mają stosunkowo niższą rozdzielczość przestrzenną (skala mm).

Aby przełożyć wyniki przedklinicznego obrazowania przyżyciowego na praktykę kliniczną, należy opracować nowe metody, które wypełnią tę lukę w rozdzielczości mikro i makro. W tym miejscu opisujemy mysi model guza w komorze grzbietowego fałdu skórnego, zaprojektowany w celu umożliwienia przedklinicznego obrazowania przyżyciowego i klinicznego (CT i MR) u tego samego zwierzęcia oraz platformę analizy obrazu, która łączy te dwie rozbieżne metody wizualizacji. Co ważne, opisane podejście oparte na komorze okiennej umożliwia jednoczesną rejestrację różnych modalności obrazowania w 3D przy użyciu znaczników odniesienia na komorze okiennej w celu uzyskania bezpośredniej zgodności przestrzennej. Model ten może być wykorzystany do walidacji istniejących metod obrazowania klinicznego, a także do opracowania nowych poprzez bezpośrednią korelację z "podstawowymi" wynikami o wysokiej rozdzielczości w trybie przyżyciowym.

Wreszcie, odpowiedź guza na różne metody leczenia - chemioterapię, radioterapię, terapię fotodynamiczną - może być monitorowana długodystansowo za pomocą tej metodologii przy użyciu przedklinicznych i klinicznie stosowanych metod obrazowania. Mysi model guza w komorze grzbietowego fałdu skórnego i opisane tutaj platformy obrazowania mogą być zatem wykorzystane w różnych badaniach nad rakiem, na przykład w przełożeniu wyników przedklinicznej mikroskopii przyżyciowej na bardziej klinicznie stosowane metody obrazowania, takie jak tomografia komputerowa lub rezonans magnetyczny.

Wprowadzenie

Mikrokrążenie guza jest ważnym składnikiem mikrośrodowiska guza, który może być celem terapii i determinantą odpowiedzi na leczenie. W warunkach przedklinicznych mikrokrążenie jest zwykle badane za pomocą mikroskopii przyżyciowej w ortotopowych lub heterotopowych modelach zwierzęcych z komory okiennej1,2. Ma to kilka zalet w porównaniu z badaniami histologicznymi, ponieważ obrazowanie odbywa się w żywych tkankach, a guz może być monitorowany podłużnie przez kilka tygodni lub nawet miesięcy2,3. Badania te mogą wykorzystać możliwości obrazowania w wysokiej rozdzielczości mikroskopii przyżyciowej do zbadania dostarczania leków do nowotworu4,5, przyczyny oporności na leczenie6 oraz odpowiedź mikronaczyń na terapie, takie jak leczenie antyangiogenne7,8 i radioterapia2,9.

Mikroskopia przyżyciowe wyraźnie odgrywa ważną rolę w przedklinicznych badaniach nad rakiem; jednakże, jak można zmierzyć cechy mikrośrodowiskowe guza w klinice? Informacje mikrokrążeniowe byłyby przydatne w klinice do pomiaru ukrwienia i niedotlenienia komórek nowotworowych, co jest ważne dla określenia oporności leczenia w radioterapii10, a także zdolności mikrokrążenia do dostarczania chemioterapeutyków do otaczających komórek nowotworowych11. Na przykład w radioterapii informacje przestrzenne na temat struktury i funkcji mikrokrążenia guza mogą pomóc w spersonalizowaniu planu leczenia pacjenta poprzez dostosowanie harmonogramu frakcjonowania lub preferencyjne zwiększenie dawki do obszarów jałowych i prawdopodobnie niedotlenionych12.

Mikroskopia przyżyciowe może mierzyć te ważne cechy mikrokrążenia, ponieważ ma bardzo wysoką rozdzielczość (skala μm); jednak jej głębokość penetracji w tkance jest ograniczona do kilkuset mikronów lub co najwyżej kilku milimetrów, co co najwyżej utrudnia kliniczne wdrożenie. Rzeczywiście, istnieje kilka nowatorskich zastosowań mikroskopii przyżyciowej w clinic13; Są one jednak nadal ograniczone do badań tkanek przypowierzchniowych, takich jak skóra14 lub wyściółki śluzówkowe/śródbłonkowe różnych jam ciała za pomocą elastycznych cewników/endoskopów15,16.

Częściej mikrokrążenie jest badane za pomocą metod obrazowania, takich jak CT17 lub MRI18. Te metody obrazowania klinicznego mogą obrazować do dowolnej głębokości w ciele, ale mają znacznie niższą rozdzielczość przestrzenną (skala mm). W związku z tym istnieje potrzeba wypełnienia tej luki w rozdzielczości między przedkliniczną mikroskopią przyżyteczną a metodami obrazowania klinicznego, aby wprowadzić do kliniki szczegółowe informacje mikrokrążeniowe o wysokiej rozdzielczości19. Opracowano kilka metod obrazowania funkcjonalnego w celu poprawy możliwości obrazowania mikronaczyniowego w metodach obrazowania klinicznego, takich jak dynamiczny rezonans magnetyczny ze wzmocnionym kontrastem (DCE) i CT20 oraz niekoherentny ruch wewnątrzwokselowy (IVIM) MRI21. Są to jednak metody oparte na modelach, które zapewniają pośrednie pomiary mikrokrążenia, a zatem muszą być zweryfikowane za pomocą odpowiednich pomiarów "prawdy podstawowej" mikrokrążenia19,22.

Opracowaliśmy model myszy z grzbietowym okienkiem fałdu skórnego (DSFC), aby wypełnić tę lukę między przedkliniczną mikroskopią przyżyciową a klinicznie stosowanymi metodami obrazowania, takimi jak CT i MRI. DSFC zapewnia bezpośredni dostęp do guza w celu obrazowania mikroskopowego o wysokiej rozdzielczości i funkcji przyżyciowych przez szklane okienko, ale także obrazowania klinicznego, takiego jak MRI, ponieważ jest wykonany z materiałów kompatybilnych z MR (plastik i szkło). Co więcej, dołączony kod MATLAB przeprowadza multimodalną korejestrację 3D w celu uzyskania bezpośrednich korelacji przestrzennych między przedkliniczną mikroskopią przyżyteczną a klinicznie stosowanymi metodami obrazowania. Tutaj opiszemy projekt i operację instalacji DSFC, a także procedurę współrejestracji mikroskopii przyżyciowej i klinicznie stosowanych metod obrazowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Guide to the Care and Use of Experimental Animals opracowanymi przez Canadian Council on Animal Care. Eksperymenty wykonano zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez Institutional Animal Care and Use Committee w University Health Network w Toronto w Kanadzie.

1. Wyznaczanie punktów inokulacji guza

UWAGA: „Landmarking” odnosi się do procesu znakowania skóry myszy w celu wskazania miejsca wstrzyknięcia komórek nowotworowych, aby zoptymalizować rozmieszczenie DSFC. Procedurę znakowania należy przeprowadzić w tym samym dniu lub na jeden dzień przed inokulacją. W pracy tej wykorzystano immunokompromitowane samice myszy NOD.Cg-Rag1tm1Mom Il2rgtm1Wjl/SzJ (NRG).

  1. Z narkozą myszy należy przeprowadzić indukcję przy użyciu 5% isofluranu, a następnie utrzymywać znieczulenie przy użyciu 2% isofluranu (przepływ tlenu ustawiony na 0.5 L/min). Temperaturę ciała należy utrzymać, umieszczając mysz na podkładce grzewczej owiniętej w autoklawowaną matę chirurgiczną.
  2. Przygotować mysz do inokulacji komórek nowotworowych poprzez zgolenie sierści, a następnie zastosowanie medycznego kremu do depilacji. Po 30-60 s dokładnie usunąć krem do depilacji za pomocą mokrego, wysterylizowanego ręcznika papierowego. W celu zapobiegania wysuszeniu zastosować weterynaryjny lubrykant do oczu.
  3. Zdezynfekować skórę za pomocą gazika nasączonego alkoholem.
  4. Delikatnie wyprostować ciało myszy i unieść skórę wzdłuż kręgosłupa. Za pomocą markera chirurgicznego zaznaczyć pojedynczy punkt po jednej stronie ciała myszy w centrum uniesionej skóry. Punkt powinien znajdować się mniej więcej w środku odcinka piersiowego kręgosłupa myszy.
    UWAGA: Będzie to pożądane miejsce implantacji guza.

2. Inokulacja guza

UWAGA: W niniejszym badaniu wykorzystano linię komórkową raka trzustki człowieka (BxPC3). Można użyć również innych linii komórkowych, jednak konkretne etapy hodowli mogą się różnić w zależności od linii. W celu wprowadzenia modyfikacji do poniższej procedury należy zapoznać się z instrukcjami dołączonymi do komórek.

  1. Hodować komórki, rozpoczynając 2 tygodnie przed inokulacją, z użyciem pełnej pożywki wzrostowej (pożywka Roswell Park Memorial Institute 1640 z 10% płodowej surowicy bydlęcej i 1% penicyliny/streptomycyny) w kolbie o pojemności 75 ml w 37 °C oraz 5% CO22Należy upewnić się, że komórki znajdują się w fazie wzrostu wykładniczego.
    UWAGA: Liczba pasażów powinna być ograniczona do 10–15x, a kolba o pojemności 75 ml powinna zawierać około 6 milionów komórek (~70% konfluencji) w momencie szczepienia.
  2. Odssać pożywkę i przemyć komórki 5 ml soli fizjologicznej w buforze fosforanowym (PBS) bez dodatku wapnia i magnezu.
  3. Dodać 5 ml środka do dysocjacji komórek i inkubować w 37 °C oraz 5% CO22 przez 6–7 min. Potwierdzić pod mikroskopem, że komórki się odkleiły, a następnie dodać 5 ml pełnej pożywki wzrostowej.
    UWAGA: Delikatne opukanie ścianki kolby może pomóc w odczepieniu komórek.
  4. Przenieść zawiesinę do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml i wirować przy 50 × g przez 5 min w celu zcentrygowania komórek. Odessać medium i resuspender komórki w 5 ml pełnego medium wzrostowego.
  5. Wyznaczanie stężenia komórek oraz całkowitej liczby komórek przy użyciu komory licznikowej (hemocytometru).
  6. Wirować przy 50 obr./min × g przez 5 min w celu odwirowania komórek, a następnie odessać pożywkę.
  7. Na podstawie całkowitej liczby komórek uzyskanej w kroku 2.5, dodać odpowiednią ilość pełnej pożywki wzrostowej, aby osiągnąć stężenie  figure-protocol-1  gdzie n jest całkowitą liczbą myszy do inokulacji. Resuspender komórki.
    UWAGA: Docelowa liczba komórek do inokulacji na jedną mysz wynosi 250 0.
  8. Przenieś 1,5 ml zawierające 250 00 komórki × n do probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml. Odwiruj probówkę do mikrowirówki 1,5 ml przy 50 × g przez 5 min, a następnie odessać pożywkę.
    UWAGA: Nadmiar zawiesiny komórkowej można przechowywać w kąpieli wodnej podgrzanej do 37°C °C do wykorzystania w przypadku konieczności wykonania dodatkowych szczepień.
  9. Resuspendować komórki w 10 μL × n PBS. Umieścić komórki na lodzie, aby schłodzić zawiesinę.
    UWAGA: Po schłodzeniu komórek na lodzie należy je wstrzyknąć myszy w ciągu 20 min.
  10. Dodać 10 μL × n rozpuszczonej błony podstawnej za pomocą schłodzonych końcówek do pipet. Do schłodzonych igieł insulinowych o rozmiarze 29G nabić 20 μL każdej z zawiesin komórkowych. Strzykawki należy przechowywać w lodzie.
  11. Zanurz mysz w anestezji, stosując 5% izofluranu do indukcji i 2% izofluranu do podtrzymania znieczulenia (przepływ tlenu ustawiony na 0,5 l/min).
  12. Umieść mysz na macie grzewczej owiniętej sterylną matą chirurgiczną.
  13. Zdezynfekuj skórę w miejscu wstrzyknięcia za pomocą gazika nasączonego alkoholem.
  14. Wprowadź igłę około 1 cm przed wyznaczonym punktem orientacyjnym, a następnie przesuń ją pod skórą, aż znajdzie się ona w punkcie orientacyjnym. Ustaw ścięcie igły skierowane ku górze i wstrzyknij 20 μL zawiesiny komórkowej.
  15. Odczekać 45 s, aby rozpuszczona błona podstawna mogła zestalić się przed wyjęciem strzykawki.
  16. Wybudź mysz z anestezji, poczekaj, aż zacznie się poruszać, a następnie przenieś ją z powrotem do klatki z pozostałymi myszami.
  17. Monitoruj guza codziennie poprzez palpację i pozwól mu rosnąć przez 4 tygodnie lub do momentu, aż osiągnie średnicę od 4 do 8 mm. Poddaj mysz eutanazji, jeśli wystąpi którykolwiek z poniższych warunków: rozmiar guza przekracza 1,5 cm, guz jest owrzodziały lub pojawią się jakiekolwiek oznaki choroby ogólnoustrojowej (letarg, utrata masy ciała przekraczająca 20% normalnej masy ciała, zaburzenia poruszania się, niezdolność do regulacji temperatury ciała, anoreksja, zgarbiona postawa, widoczne oznaki bólu (wyraz twarzy itp.) lub odwodnienie).

3. Operacja wszczepienia komory okiennej

UWAGA: DSFC składa się z czterech wydrukowanych w technologii 3D części, przedstawionych na Rysunku 1. Schematy każdej części znajdują się w Pliku uzupełniającym 1. Wszystkie części są wydrukowane z biokompatybilnej przezroczystej żywicy plastikowej. Główny zespół komory okiennej składa się z trzech części (Rysunek 1A-C) z dodatkowym pierścieniem markerów referencyjnych (Rysunek 1D), który można przymocować podczas obrazowania MRI lub CT.

figure-protocol-2
Rysunek 1Schemat komory okiennej fałdu skóry grzbietowej. Główna komora okna składa się z trzech części. Po pierwsze, (A) przednia ramka zostaje wszyta pod skórę myszy i zawiera szkiełko nakrywki przytwierdzone za pomocą kleju utwardzanego promieniami UV. (BRamka tylna zostaje zaszyta do ramki przedniej na zewnątrz skóry.CKlip wspierający mocuje się do dolnej części tylnej ramy i utrzymuje DSFC w pozycji pionowej na ciele myszy.DPierścień markerów referencyjnych zawiera siedem „dołków”, w których można umieścić markery referencyjne. Pierścień markerów referencyjnych można przymocować do przedniej ramy DSFC za pomocą trzech wsporników.E) Przedstawiono pełny zespół DSFC z pierścieniem markerów fiducjalnych. Paski skali = 1 cm (A-D, w lewym dolnym rogu; E). Skrót: DSFC = komora okienna w grzbietowym fałdzie skóry. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

  1. Podaj podskórnie 1 mg/kg buprenorfiny o przedłużonym uwalnianiu w stężeniu 0,6 mg/mL na 1-3 h przed operacją. Upewnij się, że mysz ma odpowiednią wielkość ciała i masę, aby tolerować DSFC bez ucisku klatki piersiowej.
  2. Sterylizuj części głównej komory okiennej (Rysunek 1A-C) w wysokoaktywnym płynnym środku dezynfekującym przez 12 min, a następnie mocz w alkoholu izopropylowym przez co najmniej 5 min.
  3. Zanestezjuj mysz, stosując 5% izofluran do indukcji i 2% izofluran do podtrzymania znieczulenia (przepływ tlenu ustawiony na 0,5 L/min).
  4. Przenieś mysz na sterylną matę chirurgiczną z podkładką grzewczą pod spodem.
  5. Ogol mysz i zastosuj medyczny krem do usuwania włosów, jeśli są obecne. Po 30-60 s usuń krem do usuwania włosów za pomocą sterylnych, wilgotnych ręczników papierowych.
  6. Zastosuj weterynaryjny lubrykant do oczu, aby zapobiec wysychaniu. Powtarzaj czynność co 30 min lub w razie potrzeby podczas całej operacji.
  7. Zdezynfekuj skórę, nakładając szorujący środek z 7,5% powidon-jodu, a następnie spłucz go 70% alkoholem izopropylowym. Pozostaw skórę do wyschnięcia.
  8. Nałóż na skórę 10% roztwór powidon-jodu i pozostaw do wyschnięcia (Rysunek 2A).
  9. Zastąp matę chirurgiczną nową, wysterylizowaną matą.
  10. Upewnij się, że mysz osiągnęła chirurgiczny poziom znieczulenia, wykonując ucisk palca u nogi.
  11. Unieś skórę myszy wzdłuż kręgosłupa i zlokalizuj guz rosnący na jednym z dwóch bocznych fałdów skórnych. Umieść tylną ramkę DSFC (Rysunek 2B) po tej samej stronie skóry, po której rośnie guz, upewniając się, że guz znajduje się w centrum ramki.
  12. Wykonaj trzy szwy w każdym z trzech górnych otworów DSFC oraz prowadnicy chirurgicznej, aby ustabilizować pozycję tylnej ramki (Rysunek 2B).
  13. Wprowadź trzy igły przez tylną ramkę DSFC w otwory zawierające dystanse (Rysunek 2B).
    UWAGA: Na tylnej ramce DSFC znajdują się trzy „dystanse”, które utrzymują odstęp między przednią a tylną ramką, aby zapewnić niezakłócony przepływ krwi do tkanki wewnątrz DSFC. Dystanse są widoczne na Rysunku 1B.
  14. Za pomocą markera chirurgicznego zaznacz sześć punktów, w których znajdą się dystanse tylnej ramki DSFC po obu stronach skóry (punkty 1-6 na Rysunku 2C,D).
    UWAGA: Wprowadzone igły powinny służyć jako pomoc w precyzyjnym wyznaczeniu lokalizacji tych punktów.
  15. Narysuj okrąg o średnicy 1 cm, aby wskazać fragment skóry, który zostanie usunięty po stronie przeciwnej do tylnej ramki (Rysunek 2D).
  16. Usuń igły i tylną ramkę ze skóry, przecinając szwy.
  17. Wytnij w skórze otwór o średnicy 1 cm, zaznaczony w kroku 3.15 używając chirurgicznych mikronarzędzi (Rysunek 2E).
  18. Załóż tymczasowy szew, aby zabezpieczyć wszystkie części komory okiennej do skóry. Przełóż szew przez punkt 4, przez górny otwór przedniej ramki DSFC, a następnie przez punkt 1 po przeciwnej stronie myszy (Rysunek 2F oraz kroki 1-2 na Rysunku uzupełniającym S1).
  19. Przełóż szew przez górny słupek wspierający tylnej ramki, a następnie z powrotem przez słupek wspierający na tylnej ramce, który znajduje się najbliżej głowy myszy (Rysunek 2F).
  20. Wprowadź szew przez punkt 2. Następnie przełóż szew przez odpowiadający mu otwór w przedniej ramce (Rysunek 2G oraz krok 3 na Rysunku uzupełniającym S1).
  21. Od wewnętrznej strony skóry przełóż szew przez punkt 6, zgodnie z instrukcją na Rysunku 2H oraz w krokach 3-4 na Rysunku uzupełniającym S1.
  22. Przełóż szew przez punkt 5, zgodnie z instrukcją na Rysunku 2I oraz w kroku 4 na Rysunku uzupełniającym S1.
  23. Poprowadź szew przez przednią ramkę, punkt 3, a następnie przez tylną ramkę, zgodnie z instrukcją na Rysunku 2J oraz w kroku 5 na Rysunku uzupełniającym S1.
  24. Poprowadź szew z powrotem przez punkt 1, przednią ramkę DSFC, a następnie wyprowadź go przez punkt 4, zgodnie z instrukcją na Rysunku 2K oraz w kroku 6 na Rysunku uzupełniającym S1.
  25. Zaciśnij cały zestaw za pomocą tego szwu i wsuń przednią ramkę pod skórę przez otwór wykonany w kroku 3.17 (Rysunek 2L,M).
  26. Zwiąż dwa końce tego szwu i odetnij nadmiar nici.
  27. Wykonaj trwałe szwy przez otwory wokół obwodu przedniej i tylnej ramki DSFC. zszyj obie ramki razem według wzoru pokazanego na Rysunku 2N oraz Rysunku uzupełniającym S2.
  28. Przetnij i usuń tymczasowy szew.
  29. Zamocuj klips wspierający do tylnej ramki DSFC, wsuwając go w wypustkę tylnej ramki (Rysunek 2O).
    UWAGA: Zdjęcie myszy 2 tygodnie po operacji przedstawiono na Rysunku 2P,Q. Klips wspierający służy do utrzymania DSFC w pozycji pionowej na myszy w celu zmniejszenia napięcia skóry i dyskomfortu.
  30. Podaj podskórnie 5 mg/kg masy ciała meloksykamu, niesteroidowego leku przeciwzapalnego, w celu zmniejszenia bólu i stanu zapalnego.
  31. Wyprowadź mysz z narkozy, poczekaj, aż zacznie się poruszać, i przenieś ją do klatki.
  32. Sprawdź stan myszy 2-3 h po operacji, a następnie codziennie przez co najmniej 1 tydzień. Przyjmij, że punkt końcowy zostaje osiągnięty 2 miesiące po operacji wszczepienia komory okiennej lub w przypadku spełnienia którakolwiek z warunków opisanych w kroku 2.17 (zależnie od tego, co nastąpi wcześniej).

figure-protocol-3
Rysunek 2Procedura chirurgiczna DSFC. (A) Myszy przygotowuje się do zabiegu poprzez usunięcie włosów i zdezynfekowanie skóry. Guz podskórny został wskazany strzałką. (BRama tylna zostaje umieszczona w odpowiedniej pozycji i zabezpieczona za pomocą trzech strzykawek oraz tymczasowych szwów przymocowanych do czarnego prowadnika chirurgicznego.C, D) Pozycje dystanscerów (punkty 1-6) oraz otwór są zaznaczone po obu stronach skóry. (E) Skórę usuwa się. (F-K) Tymczasowy szew przeprowadza się przez dwie warstwy skóry oraz przednią i tylną ramkę DSFC, aby zabezpieczyć wszystkie części razem. (L,M) Tymczasowy szew zostaje zaciśnięty, a przednia rama zostaje wprowadzona pod skórę. (N) Wykonuje się osiem szwów trwałych w celu zabezpieczenia DSFC. (ONa koniec usuwa się szew tymczasowy i mocuje klips wspierający.P,Q) Przedstawiono tę samą mysz 2 tygodnie po zabiegu, widok z obu stron. Skrót: DSFC = komora okna skórnego grzbietu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

4. Obrazowanie optyczne

  1. Należy pozwolić myszy na regenerację i ustąpienie stanu zapalnego przez co najmniej 5 dni po operacji przed przystąpieniem do obrazowania.
  2. Zanurzyć mysz w anestezji, stosując 5% izofluranu do indukcji i 2% izofluranu do podtrzymania (przepływ tlenu ustawiony na 0,5 L/min).
  3. Nanieść weterynaryjny lubrykant do oczu, aby zapobiec wysuszeniu. Powtarzać czynność co 30 minut lub w razie potrzeby.
  4. Unieruchom mysz na stole do obrazowania z przyłączem do anestezji gazowej, jak pokazano w Rycina uzupełniająca S3.
  5. Uzyskaj szerokie pole widzenia (>obraz mikroskopowy w świetle przechodzącym (szerokość 1,5 cm). Należy upewnić się, że wgłębienia markerów referencyjnych na przedniej ramce DSFC są widoczne.
    UWAGA: Na obwodzie szkła w przedniej ramce znajdują się siedem wgłębień, które odpowiadają siedmiu otworom na znaczniki referencyjne w nakładce pierścienia znaczników referencyjnych. Wgłębienia te są widoczne w Rycina 1A.
  6. Tego samego dnia należy wykonać obrazowanie mikrokrążenia, korzystając z wybranej metody mikroskopii wewnątrzoperacyjnej. Należy użyć tego samego etapu obrazowania, co w kroku 4.4 (Rycina uzupełniająca S3) w tym celu. Wybudzić mysz z narkozy, odczekać do momentu, aż mysz zacznie się poruszać, a następnie umieścić ją z powrotem w klatce.
    UWAGA: Do uzyskiwania wysokorozdzielczych obrazów 3D mikrokrążenia stosujemy optyczną koherentną tomografię z analizą wariancji plamek (svOCT).

5. Obrazowanie rezonansem magnetycznym

  1. Umieść klatkę z myszą pod lampą grzewczą, aby ogrzać zwierzę przez około 15 min przed podaniem anestetyku.
    UWAGA: Ogrzewanie sprzyja wazodylatacji, co ułatwi wprowadzenie cewnika do żyły ogonowej.
  2. Zanestezuj mysz, używając 5% izofluranu do indukcji i 2% izofluranu do podtrzymania znieczulenia (przepływ tlenu ustawiony na 0,5 L/min).
  3. Zważ mysz za pomocą wagi elektronicznej w celu prawidłowego dawkowania leku.
    UWAGA: Aby uzyskać dokładny pomiar masy ciała, należy odjąć wagę zespołu DSFC (0,83 g).
  4. Umieść mysz na stole do MRI i zastosuj weterynaryjny lubrykant do oczu, aby zapobiec ich wysychaniu.
  5. Utrzymuj temperaturę ciała myszy za pomocą systemu grzewczego z pompą wodną.
  6. Umieść poduszkę do monitorowania oddychania pod przeponą myszy i utrzymuj częstotliwość na poziomie 30 ± 5 oddechów/min.
  7. W przypadku stosowania środka kontrastowego wprowadź do żyły ogonowej igłę motylkową 27 G z podłączonym mikroprzewodem (objętość martwa 30 μL wstępnie wypełniona 1% roztworem heparynowo-solnym). Przymocuj igłę i mikroprzewód do stołu MRI za pomocą taśmy chirurgicznej.
  8. Zabeziecz komorę okienkową w wydrukowanym w technologii 3D „urządzeniu do immobilizacji”, jak pokazano na Rysunku 3.
  9. Za pomocą igły 18 G wstrzyknij weterynaryjny lubrykant do oczu do siedmiu rurek w markerze fiducjalnym MRI.
  10. Przymocuj marker fiducjalny do DSFC, dopasowując trzy kwadratowe złącza do trzech słupków wystających z przedniej ramy (Rysunek 3).
  11. Podłącz cewnik z żyły ogonowej do linii podawania leku i strzykawki w pompie automatycznej. Wsuń stół do przedklinicznego skanera MRI o natężeniu pola 7 tesli.
  12. Nabyj zestawy obrazów T2-zależnych (T2w) w płaszczyźnie czołowej i osiowej, aby zwizualizować płaszczyznę komory okienkowej (czas echa TE = 25 ms; czas repetycji TR = 2 50 ms; pole widzenia 40 x 40 mm z macierzą 64 x 64 dla rozdzielczości w płaszczyźnie 0,5 x 0,5 mm; grubość warstwy 0,5 mm; 25 s). Wyznacz zestaw T2-zależny w płaszczyźnie strzałkowej (TE = 25 ms; TR = 2 50 ms; pole widzenia 32 x 32 mm z macierzą 128 x 128 dla rozdzielczości w płaszczyźnie 0,25 x 0,25 mm; co najmniej 1 warstw obrazowania; grubość warstwy 0,5 mm; 87 s), który następnie, na podstawie widoków czołowych i osiowych, zostaje obrócony do płaszczyzny DSFC i markerów fiducjalnych, jak pokazano na Rysunku 4. Iteracyjnie zmieniaj orientację i pozycję zestawu strzałkowego, aż warstwy obrazowania zostaną w pełni wyrównane w taki sposób, aby warstwa 5 w pełni zawierała sygnał tkankowy w DSFC, a warstwa 6 nie zawierała sygnału tkankowego w DSFC.
  13. Wykonaj obrazowanie mikro naczyniowe przy użyciu wybranej metody MRI mikronaczyniowego.
    UWAGA: W przypadku akwizycji MR mikronaczyniowych nie trzeba obrazować warstw z markerem fiducjalnym, ponieważ obrazy są nabywane w tym samym układzie odniesienia obrazowania, co obrazy rejestracyjne T2w.
    1. Wykonaj wszystkie akwizycje szczegółowo opisane w krokach 5.12 i 5.13 dla pola widzenia 32 x 32 mm z macierzą 64 x 64 dla rozdzielczości w płaszczyźnie 0,5 x 0,5 mm. Dla wszystkich akwizycji MRI stosuj spójne impulsy RF w celu poprawy spójności geometrycznej w płaszczyźnie prostopadłej (pobudzenie sinc; refokusing sinc3; szerokość pasma 2 484 Hz).
  14. Dla obrazowania DCE:
    1. Jeśli wymagane są pomiary stężenia gadolinu, uzyskaj mapy T1 za pomocą obrazów 2D-RARE nabytych przy zmiennych czasach repetycji (TE = 7 ms; czynnik RARE = 2; TR = 350, 50, 750, 1 0, 1 50, 2 500 oraz 4 00 ms; 8 min 28 s).
    2. Wykonaj obrazowanie szeregów czasowych za pomocą obrazów 2D RARE (TE = 8,1 ms; czynnik RARE = 2; TR = 20 ms; kąt przechyłu = 90°; rozdzielczość czasowa = 12,8 s; 18 powtórzeń; całkowity czas monitorowania = 40 min 6 s).
    3. Wstrzyknij 0,75 mmol/kg masy ciała Gadobutrolu w ciągu 10 s do żyły ogonowej po ukończeniu pięciu powtórzeń obrazowania, używając zautomatyzowanej pompy strzykawkowej kompatybilnej z MR.
  15. Dla IVIM MRI:
    1. Wykonaj obrazowanie dyfuzyjne z następującymi wartościami B: 0, 20, 40, 60, 80, 100, 150, 20, 40, 60, 80, 1 00 s/mm2 z trzykrotnym uśrednieniem dla B = 0 s/mm2 i próbkowaniem izotropowym (TE = 16 ms; TR = 80 ms; czas trwania gradientu = 2,2 ms; separacja gradientów = 9 ms; 61 min).
      UWAGA: Obrazowanie dyfuzyjne jest nabywane przy użyciu odczytu z dwuwymiarową transformacją Fouriera, a nie za pomocą podatnego na zniekształcenia obrazowania echo-planarnego, aby zapewnić spójność geometryczną sygnałów guza i tkanek otaczających w obrębie DSFC w zestawach obrazów oraz w obrazach mikroskopii intravitalnej.
  16. Wyprowadź mysz z narkozy, poczekaj, aż zwierzę odzyska zdolność poruszania się, i przenieś je z powrotem do klatki.

figure-protocol-4
Rycina 3Konfiguracja obrazowania MR w technice DSFC. (A) boczna i (B) widoki z góry myszy umieszczonej na stole do rezonansu magnetycznego z zabezpieczoną i unieruchomioną komorą DSFC. Mysz posiada kaniulę w żyle ogonowej do wstrzyknięcia środka kontrastowego, a pierścień znaczników powierchowia jest przymocowany do przedniej ramy DSFC. Skróty: DSFC = grzbietowa komora okna skórnego; MR = obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

figure-protocol-5
Rysunek 4Lokalizacje przekrojów MRI w odniesieniu do markerów powierniecznych i komory okienkowej. (A) Schemat DSFC z przymocowanym pierścieniem markerów fiducjalnych z nałożonymi 1 przekrojami MRI. Należy pozyskać kilka obrazów ważonych w czasie T2, aby upewnić się, że przekroje są prawidłowo wyrównane względem DSFC i tkanki. (B,C) Prawidłowe rozmieszczenie 1 przekrojów względem tkanki w DSFC z różnych orientacji. (DPrzekrój 5 jest najbardziej powierzchownym przekrojem, w którym zostanie przeprowadzona analiza korelacji między Modalnościami.EPrzekrój 6 nie zawiera sygnału z tkanki, co wskazuje na jego prawidłowe dopasowanie do DSFC.FW końcu na przekroju 9 wyraźnie widocznych jest 7 markerów powierchniowych. Skala = 5 mm. Znak „X” na osi wskazuje, że oś jest skierowana w głąb strony, a okrąg wskazuje, że oś jest skierowana na zewnątrz strony. Skróty: DSFC = komora okienna w grzbietowym fałdzie skóry; MRI = obrazowanie rezonansem magnetycznym. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

6. Korejestracja obrazowania MRI z mikroskopią intravitalną

  1. W programie MATLAB otwórz plik Multimodal_Image_Register.m zawarty w Pliku Uzupełniającym 2.
  2. Do obszaru roboczego wczytaj obraz mikro naczyniowy (Rysunek 5A), obraz z mikroskopii w jasnym polu (Rysunek 5B) oraz dane MRI mikro naczyniowe (mapy parametrów IVIM i/lub DCE MRI).
  3. Kliknij przycisk Run.
  4. Używając wyskakującego okna wyszukiwania plików, przejdź do pliku zawierającego warstwy MRI T2w.
  5. Wybierz do czterech warstw MRI T2w, które wyraźnie pokazują markery fiducjalne (Rysunek 5C).
  6. Wyświetlony zostanie interfejs użytkownika pokazujący obraz z mikroskopii (Rysunek 5B) oraz uśrednione pod względem głębokości warstwy MRI T2w (Rysunek 5C). Umieść punkt na każdym z siedmiu markerów fiducjalnych na obrazie MRI i dopasuj je do odpowiadających im punktów na obrazie z mikroskopii (wgłębienia markerów fiducjalnych wokół obwodu szkła na przedniej ramie DSFC), zgodnie z zielonymi punktami na Rysunku 5B,C.
  7. Zamknij okno.
  8. Pojawi się rysunek zawierający nałożone obrazy MRI i mikroskopii, co pomoże ocenić jakość rejestracji obu zbiorów danych. Jeśli rejestracja jest odpowiednia, kontynuuj działanie kodu, wpisując y, a następnie naciskając enter w oknie poleceń. W przeciwnym razie powtórz ten krok, wpisując n w oknie poleceń i naciskając enter.
    UWAGA: Pomyślna korejestracja zbioru danych MRI z obrazem z mikroskopii oznacza, że siedem jasnych markerów fiducjalnych z zestawu MRI jest wycentrowanych i w pełni zawiera się w odpowiadających im wgłębieniach na przedniej ramie DSFC.
  9. Wyświetlony zostanie interfejs użytkownika pokazujący obraz z mikroskopii (Rysunek 5B) oraz zbiór danych obrazowania mikro naczyniowego svOCT (Rysunek 5A). Wybierz co najmniej trzy punkty orientacyjne mikro naczyniowe na obrazie mikro naczyniowym svOCT oraz odpowiadające im punkty na obrazie z mikroskopii, zgodnie z niebieskimi punktami na Rysunku 5A,B.
  10. Zamknij okno.
  11. Pojawi się rysunek zawierający nałożone obrazy svOCT i mikroskopii, co pomoże ocenić jakość korejestracji obu zbiorów danych. Jeśli rejestracja jest odpowiednia, kontynuuj działanie kodu, wpisując y, a następnie naciskając enter w oknie poleceń. W przeciwnym razie powtórz ten krok, wpisując n w oknie poleceń i naciskając enter.
    UWAGA: Pomyślna korejestracja zbioru danych svOCT z obrazem z mikroskopii oznacza, że naczynia z obu zbiorów danych idealnie na siebie nakładają.
  12. Zamknij okno.
  13. Następnie pojawi się obraz z mikroskopii po korejestracji. Obrysuj kontur guza na tym obrazie.
  14. Zamknij okno.
  15. Następnie zostaną wyświetlone kilka rysunków: zbiór danych mikro naczyniowych svOCT (Rysunek 5D), obraz z mikroskopii po korejestracji (Rysunek 5E) oraz mapy parametrów MRI po korejestracji (Rysunek 5F). Zapisz mapy do późniejszej analizy.
    UWAGA: Wyświetlone mapy MRI są ograniczone do narysowanego przez użytkownika konturu guza (Rysunek 5F).

figure-protocol-6
Rysunek 5Multimodalna korejestracja oparta na punktach. (A) Zbiór danych svOCT mikrokrążenia z zakodowaną głębokością kolorem; pasek skali = 1 mm. (B) Obraz z mikroskopii w jasnym polu komory okiennej; pasek skali = 2 mm. (C) Średnia z przekrojów MRI T2-zależnego od 8 do 1, przedstawiająca siedem markerów powtarzalnych znajdujących się w pierścieniu markerów; pasek skali = 5 mm. (CNajpierw zestaw danych MRI T2w „ruchomy” (moving) jest korejestrowany z obrazem mikroskopii w polu jasnym „stałym” (fixed) przy użyciu wprowadzonych przez użytkownika zielonych markerów na obu zestawach obrazów. Następnie „ruchomy” obraz mikroskopii w polu jasnym oraz skorejestrowany obraz MRI są korejestrowane z „stałym zestawem danych svOCT” przy użyciu niebieskich markerów w A i BKońcowy, zarejestrowany wspólnie zestaw danych obejmuje (D) svOCT, (E) obraz z mikroskopii w polu jasnym, i (F) mapa parametrów funkcjonalnego MRI. Czarne woksele w F znajdują się poza guzem i w związku z tym nie są uwzględniane w analizie. Dla paneli D-F skala = 1 mm. Skróty: svOCT = optyczna koherentna tomografia wariancji speckle; MRI = obrazowanie rezonansem magnetycznym. Prosimy o kliknięcie tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W celu uzyskania trójwymiarowych obrazów mikro naczyniowych o szerokim polu widzenia (FOV) (6 x 6 mm2 w płaszczyźnie bocznej x 1 mm głębokości) przeprowadzono optyczną koherentną tomografię z analizą wariancji plamek (svOCT). Do wykonania tych obrazów wykorzystano wcześniej opisany system OCT ze źródłem typu swept-source, oparty na interferometrze kwadraturowym23. Obrazy OCT uzyskano poprzez zestawienie dwóch sąsiadujących bocznie skanów o polu widzenia 3 x 6 mm2. Każdy skan ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tej pracy opracowaliśmy przepływ pracy do wykonywania zarówno mikroskopii przyżyciowej, jak i obrazowania klinicznego (CT, MRI i PET) u tego samego zwierzęcia. Miało to na celu przełożenie wyników mikroskopii przedklinicznej na praktykę kliniczną poprzez bezpośrednią korelację mikroskopii przyżyciowej z metodami obrazowania klinicznego, takimi jak rezonans magnetyczny. Chociaż konwencjonalne projekty DSFC są wykonane z metalu 2,3, dostosowaliśmy DSFC tak, aby b...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Dziękujemy dr Carli Calçada (doktorantce, Princess Margaret Cancer Centre) i dr Timothy Samuelowi (doktorantowi, Princess Margaret Cancer Centre) za pomoc w hodowli komórek nowotworowych i opracowaniu protokołu szczepień. Dr Kathleen Ma, dr Anna Pietraszek i dr Alyssa Goldstein (Centrum Badań nad Zwierzętami, Centrum Raka Księżniczki Małgorzaty) pomogły w opracowaniu protokołu operacyjnego. Jacob Broske (technolog inżynierii medycznej, Princess Margaret Cancer Centre) i Wayne Keller (kierownik ds. klienta sprzętu, Javelin Technologies - firma TriMech Group) wydrukowali w 3D komory okienne. James Jonkman (Advanced Optical Microscopy Facility, University Health Network) dostarczył cennych wskazówek dotyczących pozyskiwania obrazów za pomocą mikroskopii jasnego pola i fluorescencji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Cell Culture Materials
BxPC-3 Ludzkie komórki raka trzustkiATCC (American Type Culture Collection)CRL-1687
Corning Matrigel Podstawna matryca membranowa, bez LDEV, 10 mlCorning354234
Kontroler Corning Stripettor Ultra PipetCorning07-202-350
Dulbecco Fospphate buforowana sól fizjologiczna bez czerwieni wapniowej, magnezowej i fenolowej, 500 mlGibco14190144
Płodowa surowica bydlęca (Kanada), 500 mlSigma-AldrichF1051-500ML
Penicylina-Streptomycyna 100x (płynna, stabilizowana, sterylnie filtrowana, testowana na kulturach komórkowych)Sigma-AldrichP4333-100ML
RPMI Medium 1640 (1x), płyn; z L-Glutaminą, 500 mlGibco
Enzym TrypLE Express, 500 mlGibco12605028
Window Chamber Materiały
12 mm Szklane szkiełko nakrywkoweAparat Harvard   CS-12R No. 1.5
Drukarka 3D Connex 500StratasysN/A
Biokompatybilna przezroczysta żywica MED610Stratasys  RGD810
Loctite AA 3105 Klej utwardzany promieniami UVLoctiteLCT1214249
Tylna rama komory okiennejTrimech IncNie dotyczy
Znacznik odniesienia komory okiennejTrimech Inc/A
Rama przednia komory okiennejTrimech IncN/A
Klips podtrzymujący komorę okiennąTrimech IncN/A
inokulacja i materiały chirurgiczne
BD SafetyGlide Strzykawki insulinowe z trwale przymocowanymi igłami, 0,5 mL, 29 G x 1/2"BDCABD305932
Roztwór BetadineBetadineAP-B002C2R98U
Cidex OPA 14-dniowy roztwór 3,8 lASPJOH20394
jednorazowe podkładki chirurgiczne 23 cale x 24 caleKendall7134
Smar do oczu   Optixcare50-218-8442
Krem do depilacjiNair‎
Kleszcze hemostatyczne HalsteadAlmedic7742-A12-150
Poduszka grzewczaSunbeam 
Nożyczki do tęczówkiAlmedic7601-A8-690
IsofluraneSigma792632
Metacam  Boehringer Ingelheim Animal Health USA IncNDC 0010-6015-03
NOD. Cg-Rag1tm1Mama  Mysz Il2rgtm1Wjl/SzJlaboratorium Jacksona7799
Maszynka do strzyżenia orzechów ziemnych & TrymerWahl8655-200
  Niewchłanialny szew chirurgiczny SOFSILK #5-0 z igłą stożkową 3/8" (17 mm) (pokryty woskiem, pleciony jedwab, sterylny)   Synetura   VS880
Kleszcze przeciwodłamkoweAlmedic7725-A10-634
MR Obrazowanie< / strong>
3D drukowane urządzenie do unieruchamiania komory okiennej.niestandardowe drukowane w 3D, szczegółowe informacje można znaleźć na rysunku 3.
Konwekcyjne urządzenie grzewcze3M Bair Hugger70200791401
System wstrzykiwania lekówAparatura Harvarda   PY2 70-2131PHD 22/2200 Pompa strzykawkowa kompatybilna z MRI
Gadovist 1.0Bayer2241089
System monitorowania oddechuSAIIModel 1030z systemem monitorowania i bramkowania dla małych zwierząt.
Cewnik do żył ogonowych (27 G 0,5 cala)Terumo Medical Corp15253
Optical Imaging
3D drukowany etapNiestandardowe drukowane 3D, szczegółowe informacje można znaleźć na rysunku uzupełniającym 3.
12 V 7 W Elastyczna poliamidowa płyta grzewcza Cienka folia grzewcza PI Klej 25 mm x 50 mmBANRIA B09X16XCVSElement grzejny służący do regulacji temperatury ciała myszy.
Zasilacz prądu stałegoBK Precission1761Służy do zasilania elementu grzejnego.
Leica MZ FLIIISystem
Autorski Szczegóły można znaleźć w odnośniku 23.
Software
MATLAB SoftwareMathWorksR2020A
11875093 N061700222611B086MCN59R MR kompatybilny obrazowania obrazowania svOCT Leica Microsystems 15209 system obrazowania.

Bibliografia

  1. Fukumura, D., Duda, D. G., Munn, L. L., Jain, R. K. Tumor microvasculature and microenvironment: Novel insights through intravital imaging in pre-clinical models. Microcirculation. 17 (3), 206-225 (2010).
  2. Demidov, V., et al. Preclinical longitudinal imaging of tumor microvascular radiobiological response with functional optical coherence tomography. Sci Rep. 8 (1), 38(2018).
  3. Alieva, M., Ritsma, L., Giedt, R. J., Weissleder, R., van Rheenen, J. Imaging windows for long-term intravital imaging. IntraVital. 3 (2), e29917(2014).
  4. Dreher, M. R., et al. Tumor vascular permeability, accumulation, and penetration of macromolecular drug carriers. J Natl Cancer Inst. 98 (5), 335-344 (2006).
  5. Momiyama, M., et al. Subcellular real-time imaging of the efficacy of temozolomide on cancer cells in the brain of live mice. Anticancer Res. 33 (1), 103-106 (2013).
  6. Dadgar, S., Rajaram, N. Optical imaging approaches to investigating radiation resistance. Front Oncol. 9, 1152(2019).
  7. Fukumura, D., Jain, R. K. Tumor microvasculature and microenvironment: Targets for anti-angiogenesis and normalization. Microvasc Res. 74 (2-3), 72-84 (2007).
  8. Dirkx, A. E. M., et al. Anti-angiogenesis therapy can overcome endothelial cell anergy and promote leukocyte-endothelium interactions and infiltration in tumors. FASEB J. 20 (6), 621-630 (2006).
  9. Allam, N., et al. Longitudinal in-vivo quantification of tumour microvascular heterogeneity by optical coherence angiography in pre-clinical radiation therapy. Sci Rep. 12, 6140(2022).
  10. Stadlbauer, A., et al. Tissue hypoxia and alterations in microvascular architecture predict glioblastoma recurrence in humans. Clin Cancer Res. 27 (6), 1641-1649 (2021).
  11. Danquah, M. K., Zhang, X. A., Mahato, R. I. Extravasation of polymeric nanomedicines across tumor vasculature. Adv Drug Deliv Rev. 63 (8), 623-639 (2011).
  12. Bentzen, S. M., Gregoire, V. Molecular imaging-based dose painting: a novel paradigm for radiation therapy prescription. Semin Radiat Oncol. 21 (2), 101-110 (2011).
  13. Gabriel, E. M., Fisher, D. T., Evans, S., Takabe, K., Skitzki, J. J. Intravital microscopy in the study of the tumor microenvironment: from bench to human application. Oncotarget. 9 (28), 20165-20178 (2018).
  14. Demidov, V., et al. Preclinical quantitative in-vivo assessment of skin tissue vascularity in radiation-induced fibrosis with optical coherence tomography. J Biomed Opt. 23 (10), 1-9 (2018).
  15. Wallace, M. B., et al. The safety of intravenous fluorescein for confocal laser endomicroscopy in the gastrointestinal tract. Aliment Pharmacol Ther. 31 (5), 548-552 (2010).
  16. Standish, B. A., et al. In vivo endoscopic multi-beam optical coherence tomography. Phys Med Biol. 55 (3), 615-622 (2010).
  17. Wang, J. H., et al. Dynamic CT evaluation of tumor vascularity in renal cell carcinoma. AJR Am J Roentgenol. 186 (5), 1423-1430 (2006).
  18. Tropres, I., et al. Imaging the microvessel caliber and density: Principles and applications of microvascular MRI. Magn Reson Med. 73 (1), 325-341 (2014).
  19. McDonald, D. M., Choyke, P. L. Imaging of angiogenesis: from microscope to clinic. Nat Med. 9, 713-725 (2003).
  20. O'Connor, J. P. B., et al. Dynamic contrast-enhanced imaging techniques: CT and MRI. Brit J Radiol. 84, S112-S120 (2011).
  21. Lima, M., Le Bihan, D. Clinical intravoxel incoherent motion and diffusion MR imaging: past, present, and future. Radiology. 278 (1), 13-32 (2015).
  22. Zabel, W. J., et al. Bridging the macro to micro resolution gap with angiographic optical coherence tomography and dynamic contrast enhanced MRI. Sci Rep. 12 (1), 3159(2022).
  23. Mao, Y., Flueraru, C., Chang, S., Popescu, D. P., Sowa, M. G. High-quality tissue imaging using a catheter-based swept-source optical coherence tomography systems with an integrated semiconductor optical amplifier. IEEE Trans Instrum Meas. 60 (10), 3376-3383 (2011).
  24. Mariampillai, A., et al. Optimized speckle variance OCT imaging of microvasculature. Opt Lett. 35 (8), 1257-1259 (2010).
  25. Tofts, P. S., et al. Estimating kinetic parameters from dynamic contrast-enhanced T1-weighted MRI of a diffusible tracer: standardized quantities and symbols. J Magn Res Imaging. 10 (3), 223-232 (1999).
  26. Khalifa, F., et al. Models and methods for analyzing DCE-MRI: a review. Med Phys. 41 (12), 124301(2014).
  27. Reitan, N. K., Thuen, M., Goa, P. E., de Lange Davies, C. Characterization of tumor microvascular structure and permeability: comparison between magnetic resonance imaging and intravital confocal imaging. J Biomed Opt. 15 (3), 036004(2010).
  28. Dhani, N. C., et al. Analysis of the intra- and intertumoral heterogeneity of hypoxia in pancreatic cancer patients receiving the nitroimidazole tracer pimonidazole. Br J Cancer. 113 (6), 864-871 (2015).
  29. Gaustad, J. V., Brurberg, K. G., Simonsen, T. G., Mollatt, C. S., Rofstad, E. K. Tumor vascularity assessed by magnetic resonance imaging and intravital microscopy imaging. Neoplasia. 10 (4), 354-362 (2008).
  30. Rouffiac, V., et al. Multimodal imaging for tumour characterization from micro to macroscopic level using a newly developed dorsal chamber designed for long-term follow-up. J Biophotonics. 13 (1), 201900217(2020).
  31. Leung, H. M., Schafer, R., Pagel, M. M., Robey, I. F., Gmitro, A. F. Multimodality pH imaging in a mouse dorsal skin fold window chamber model. Proc SPIE Int Soc Opt Eng. 8574, 85740L(2013).
  32. Erten, A., et al. Magnetic resonance and fluorescence imaging of doxorubicin-loaded nanoparticles using a novel in vivo model. Nanomed. 6 (6), 797-807 (2010).
  33. Maeda, A., DaCosta, R. S. Optimization of the dorsal skinfold window chamber model and multi-parametric characterization of tumor-associated vasculature. Intravital. 3 (1), e27935(2014).
  34. Allam, N., Taylor, E., Vitkin, I. A. Low-cost 3D-printed tools towards robust longitudinal multi-modal pre-clinical imaging. bioRxiv. , (2023).
  35. Alexander, S., Weigelin, B., Winkler, F., Friedl, P. Preclinical intravital microscopy of the tumour-stroma interface: invasion, metastasis, and therapy response. Curr Opin Cell Biol. 25 (5), 659-671 (2013).
  36. Steven, A. J., Zhuo, J., Melhem, E. R. Diffusion kurtosis imaging: an emerging technique for evaluating the microstructural environment of the brain.Am. J Roentgenol. 202 (1), W26-W33 (2014).
  37. Mayer, P., et al. Diffusion kurtosis imaging-a superior approach to assess tumor-stroma ratio in pancreatic ductal adenocarcinoma. Cancers (Basel). 12 (6), 1656(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie multimodalneoptyczna koherentna tomografiamikrośrodowisko guzaobrazowanie podłużneobrazowanie mikronaczyniowebiomarkery radioterapii
Mysi model guza w komorze grzbietowego fałdu skórnego do połączonej mikroskopii przyżyciowej i obrazowania metodą rezonansu magnetycznego w translacyjnych badaniach nad rakiem
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.