Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ustalenie ubytków kompozytowych szwów kalwarycznych u szczurów: ustandaryzowany model badania terapii regeneracyjnej szwów

2.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66417

⸱

10 maja 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Oral Diseases & National Center for Stomatology & National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Endodontics, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy szczegółowe procedury chirurgiczne ubytków kompozytowych szwów kalwarycznych u szczurów, a także badania nad krótko- i długoterminowymi prognozami modelu. Naszym celem jest skonstruowanie ustandaryzowanego modelu do opracowania terapii regeneracyjnych szwów.

Streszczenie

Duże defekty calwaryczne często zbiegają się z przerwaniem szwów czaszkowych, prowadząc do upośledzenia w przywracaniu wad kalwarycznych i rozwoju czaszki (ten ostatni występuje w rozwijającej się czaszce). Jednak brak ustandaryzowanego modelu utrudnia postęp w badaniach nad terapiami regeneracyjnymi szwów i stanowi wyzwanie dla przeprowadzania analiz porównawczych w różnych badaniach. Aby rozwiązać ten problem, obecny protokół opisuje szczegółowy proces modelowania ubytków kompozytowych szwów kalwarycznych i kostnych u szczurów.

Model został wygenerowany przez wiercenie prostokątnych otworów o pełnej grubości wymiarach 4,5 mm × 2 mm w poprzek szwów koronalnych. Szczury zostały poddane eutanazji, a próbki czaszki pobrano po operacji w dniu 0, tygodniu 2, tygodniu 6 i tygodniu 12. Wyniki tomografii komputerowej μCT z próbek pobranych bezpośrednio po operacji potwierdziły pomyślne ustalenie ubytku kompozytowego szwowo-kostnego, polegającego na usunięciu szwu koronalnego i przyległych tkanek kostnych.

Dane z6 i 12tygodnia po operacji wykazały naturalną tendencję do gojenia się wady. Barwienie histologiczne dodatkowo potwierdziło ten trend, wykazując zwiększoną zawartość zmineralizowanych włókien i nowej kości w centrum ubytku. Wyniki te wskazują na postępujące zrastanie szwów w czasie po wadach kalwarii, podkreślając znaczenie interwencji terapeutycznych w regeneracji szwów. Przewidujemy, że protokół ten ułatwi rozwój terapii regeneracyjnych szwów, oferując świeże spojrzenie na funkcjonalne przywracanie ubytków kalwarii kalwarycznej i zmniejszając niekorzystne skutki związane z utratą szwów.

Wprowadzenie

Szwy czaszkowe to gęste włókniste połączenia między kośćmi czaszki, pełniące rolę stawów ułatwiających lekkie ruchy czaszki i zapewniające poduszkę ochronną dla mózgu pod ciśnieniem1. W ostatnich latach wzmożone badania podkreśliły kluczową rolę szwów czaszkowych w rozwoju czaszki, homeostazie twarzoczaszki i wrodzonym potencjale osteoreparacyjnym2,3,4,5,6,7,8. W okresach wzrostu i rozwoju szwy czaszkowe działają jako główne centra wzrostu w skull4. Nowe tworzenie kości zachodzi na frontach osteogennych po obu stronach szwów, podczas gdy komórki w szwach utrzymują niezróżnicowany stan mezenchymalny, zapewniając zrównoważoną ekspansję czaszki wraz ze wzrostem mózgu1. Utrata szwów czaszkowych w tym czasie powoduje rozbieżność między wzrostem czaszki i mózgu, co prowadzi do poważnych problemów, takich jak urazy mózgu, wodogłowie, zwiększone ciśnienie śródczaszkowe i dysfunkcje poznawcze3,9.

Poza tym, szwy czaszkowe odgrywają kluczową rolę w określaniu rokowania wad kości nazębnej5,7,10. Potencjał regeneracyjny na powierzchni kości kalwarycznej jest nierównomiernie rozłożony, przy czym szwy czaszkowe wykazują znacznie lepsze możliwości w porównaniu z obszarami bez szwów10,11. Jedno z badań wskazuje, że szybkość gojenia się ubytku kości łośniowej odwrotnie koreluje z odległością między szwem czaszkowym a miejscem urazu10. W szczególności usunięcie szwów czołowych i strzałkowych prowadzi do niegojenia się ubytków kości ciemieniowej7, podkreślając konieczność regeneracji szwów w ubytkach kości łodkowej. Jednak obecne badania koncentrują się głównie na odbudowie struktury kostnej czaszki, zaniedbując regenerację mezenchymy szwów.

Jeśli chodzi o postęp w regeneracji szwów, obiecujące wyniki zaobserwowano dzięki przeszczepom płatów kostnych zawierających szwy, mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC) i sztucznych biomateriałów. Kiedy płaty kostne ze szwami zostały przeszczepione do ubytków kalwarii, pomyślnie się zintegrowały i zagoiły, w przeciwieństwie do tych bez szwów wykazujących brak zrostu i niezdolność do tworzenia okostnej, opony twardej lub osteocytów5. Podobnie, implantacja MSCs pochodzących ze szpiku kostnego do ubytków kompozytowych szwów strzałkowych i kostnych ułatwiła tworzenie szczelin przypominających szwy12. Warto zauważyć, że niedawne badanie podkreśliło realizację regeneracji szwów za pomocą MSCs Gli1+, co pozwala na kontrolę ciśnienia śródczaszkowego, korekcję deformacji czaszki i poprawę funkcji neurokognitywnych13. Wraz z rozwojem medycyny regeneracyjnej i inżynierii biomedycznej, naukowcy coraz częściej koncentrują się na biomateriałach inżynierii tkankowej ze względu na ich adaptowalne i konfigurowalne cechy14. Warto zauważyć, że udowodniono, że membrany politetrafluoroetylenowe są skuteczne w jednoczesnej rekonstrukcji kości czaszki i mezenchymy szwów15,16.

Jednak w badaniach twarzoczaszki brakuje sprawdzonych modeli do badania mezenchymalnych terapii regeneracyjnych szwów, w przeciwieństwie do stosunkowo dojrzałych modeli w naprawie innych tkanek, takich jak kości, skóra, chrząstki i mięśnie17. Brak ustandaryzowanego modelu ogranicza badania nad terapiami regeneracyjnymi szwów i utrudnia przeprowadzenie analizy porównawczej między różnymi badaniami. W związku z tym w naszym badaniu ustalono praktyczny i powtarzalny ubytek kompozytowy szwu kalwarycznego i kostnego szczura. Poprzez tę metodę dążymy do opracowania odpowiednich interwencji klinicznych w zakresie rekonstrukcji szwów czaszkowych, oferując nowe perspektywy funkcjonalnej naprawy ubytków calwarii i zmniejszając niekorzystne wyniki wynikające z utraty szwów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury na zwierzętach w tym badaniu zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komitet Etyczny Zachodniochińskiej Szkoły Stomatologii Uniwersytetu Sichuan (WCHSIRB-D-2021-597). W sumie 12 (3 szczury w każdym z czterech punktów czasowych) szczurów Sprague-Dawley (SD) (samiec, 300 g, 8 tygodni) uzyskano ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów).

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Artykuły chirurgiczne
    1. Przygotuj narzędzia chirurgiczne wyświetlane w Rysunek 1A, w tym zakrzywione kleszcze, jednorazowy sterylny skalpel, windę okostną, igłę do irygacji, waciki, wolnoobrotową rękojeść, silnik chirurgiczny, okrągłe wiertła dentystyczne o niskiej prędkości (Rysunek 1B, odpowiednio średnica 1,2 mm i 0,8 mm), uchwyt na igłę, 3-0 nici monofilamentowe i proste nożyczki.
  2. Sterylizacja i dezynfekcja
    1. Wcześniej wysterylizuj narzędzia przez sterylizację parową (125-135 °C, 20-25 min).
    2. Używaj etanolu do sterylizacji wrażliwego na ciepło sprzętu medycznego, takiego jak golarki elektryczne.
    3. Użyj sterylnych włóknin medycznych do przykrycia platformy operacyjnej i zdezynfekuj otaczające środowisko 75% etanolem.
  3. znieczulenie
    1. Przygotuj zwierzęta do operacji z 1-tygodniowym okresem aklimatyzacji.
    2. Wstrzyknąć szczurom dootrzewnowo ksylazynę (10 mg/kg) i ketaminę (100 mg/kg) 20 minut przed zabiegiem w celu znieczulenia lub zastosować dowolny odpowiedni protokół znieczulenia w celu uzyskania znieczulenia ogólnego.
      UWAGA: Koktajl znieczulający ketaminowo-ksylazynowy podawany dootrzewnowo szczurom zwykle działa w ciągu 10-15 minut, osiągając szczytowe znieczulenie około 35-40 minut po wstrzyknięciu. Aby zapobiec hipotermii podczas znieczulenia, szczury najlepiej umieścić na poduszce grzewczej.
    3. Przedoperacyjne wstrzyknięcie podskórne karprofenu w dawce 5 mg/kg mc. w celu znieczulenia.
    4. Użyj "metody szczypania palców", aby określić, czy szczury są przytomne i reagują.

2. Proces chirurgiczny

  1. Przygotowanie strony
    1. Ułóż szczura w pozycji leżącej z głową naturalnie wysuniętą pionowo, bez konieczności stosowania specjalnych urządzeń lub ograniczeń w celu utrzymania tej postawy (Rysunek 2A).
    2. Nałóż maść weterynaryjną, tj. wazelinę, na oczy szczura, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
    3. Usuń włosy ze skóry głowy między grzbietem nosa a stawem szyjnym kręgosłupa za pomocą golarki elektrycznej (Rysunek 2B). Zdezynfekuj obszar operacyjny okrężnymi ruchami promieniującymi ze środka za pomocą 2% roztworu jodoforu, a następnie 75% etanolu. Zastosuj serwetę chirurgiczną, aby zakryć grzbiet zwierzęcia i sierść otaczającą nacięcie.
  2. Otwarcie pola operacyjnego
    1. Zaczynając od środka kości nosowej, wykonaj 2-centymetrowe podłużne nacięcie skóry za pomocą jednorazowego skalpela wzdłuż linii środkowej czaszki (Rysunek 2C).
    2. Wykonaj nacięcie okostnej w linii środkowej, odzwierciedlając punkt początkowy i zasięg warstwy skóry za pomocą skalpela (Rysunek 2D). Następnie delikatnie unieś okostną po obu stronach nacięcia za pomocą windy okostnej (Rysunek 2E1), aby odsłonić kości ciemieniowe, kości czołowe i szwy koronalne (Rysunek 2E2).
      UWAGA: Podczas nacinania okostnej należy uważać, aby nie uszkodzić szwów czaszkowych, aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu podczas cięcia. Odpowiednie odsłonięcie szwu koronalnego ma ogromne znaczenie dla kolejnych zabiegów.
    3. Przepłukać ranę roztworem soli fizjologicznej i osuszyć pole operacyjne wacikami.
  3. Ustalenie modelu ubytku kompozytowego szwowo-kostnego
    1. Ustaw silnik chirurgiczny na 35 000 obr./min, obracając pokrętło (Rysunek 1A, żółta strzałka), a następnie włącz przełącznik (Rysunek 1A, biała strzałka).
    2. Zaczynając od dowolnego punktu szwu koronalnego, przykładaj siłę pionową za pomocą okrągłego wiertła o średnicy 1,2 mm, aż poczujesz przebicie.
      UWAGA: Jako punkt wyjścia do penetracji należy zalecić punkt środkowy szwu koronalnego (oznaczony żółtymi strzałkami w Rysunek 2E2). Podczas szlifowania wiertła dentystyczne powinny być trzymane prostopadle do powierzchni czaszki. Zachowaj ostrożność, aby nie kontynuować wiercenia po penetracji całej grubości czaszki, aby zapobiec dalszym szkodom szczurów, w tym uszkodzeniu mózgu lub wylewowi krwi do mózgu.
    3. Od punktu penetracji przesuń wiertło na boki wzdłuż szwu koronalnego, aby utworzyć rowek pozycjonujący o długości około 4 mm (Rysunek 2F1). Usuń tkankę kostną za pomocą wiertła po obu stronach rowka pozycjonującego, aby początkowo utworzyć prostokątny defekt o pełnej grubości (Rysunek 2F2).
    4. Zastosuj okrągły wiertło o średnicy 0,8 mm do dopracowania szczegółów (Rysunek 2G1), obejmujące szlifowanie kątów prostych i wygładzanie marginesów defektów, ostatecznie uzyskując standardową prostokątną wadę o wymiarach 2 mm szerokości i 4,5 mm długości (Rysunek 2G2).
      UWAGA: Aby osiągnąć całkowite usunięcie szwu koronalnego przy jednoczesnym zachowaniu szwów strzałkowych i czołowych u szczurów SD o wadze 300 g, maksymalna możliwa długość ubytku wynosi około 4,5 mm. Biorąc pod uwagę szerokość szwu koronalnego w kierunku przednio-tylnym (rysunek uzupełniający S1), szerokość ubytku ustalono na 2 mm.
    5. Utwórz dwie ubytki w lewej i prawej połowie szwu koronowego do samodzielnego porównania.
    6. Utrzymuj ciągłe nawadnianie roztworem soli fizjologicznej podczas wiercenia, aby zabezpieczyć się przed uszkodzeniem termicznym czaszki i mózgu. W międzyczasie użyj wacików, aby wysuszyć obszar operacji.
  4. Weryfikacja wymiarów próbki
    1. Regularnie sprawdzaj długość i szerokość wad za pomocą suwmiarki z noniuszem (Rysunek 2H1, H2), aby zapewnić spójność we wszystkich próbkach.
  5. Zamknięcie pola operacyjnego
    1. Zamknij skórę za pomocą szwów monofilamentowych 3-0 (Rysunek 2I).
  6. Bezpośrednia pooperacyjna mikrotomografia komputerowa in vivo (μCT)
    1. Jeśli to możliwe, należy przeprowadzić skany μCT in vivo u wszystkich szczurów natychmiast po operacji, aby potwierdzić powodzenie zabiegu chirurgicznego i monitorować trendy odzyskiwania wad u każdej osoby.

3. Opieka pooperacyjna

  1. Zgodnie z protokołami opieki nad zwierzętami, po operacji należy podawać ustalone leki przeciwbólowe, na przykład karprofen (5 mg/kg, podanie podskórne).
  2. Przenieś szczury do stałej poduszki grzewczej (37 °C) w celu rekonwalescencji pooperacyjnej.
  3. Gdy szczury będą w pełni przytomne, przenieś je do klatki zawierającej czystą ściółkę.
    UWAGA: Stale monitoruj szczury po operacji. Nie zostawiaj ich bez opieki, dopóki nie będą w stanie utrzymać pozycji leżącej mostka. Operowane szczury należy odizolować od innych do czasu pełnego wyzdrowienia.
  4. Prowadź leczenie przeciwbólowe i monitorowanie pooperacyjne przez 24 godziny, a następnie codzienną ocenę przez pierwszy tydzień po operacji. Następnie monitoruj szczury co najmniej 1-2 razy w tygodniu.

4. Pobieranie próbek i analiza danych

  1. Przygotowanie próbki
    1. Zbierz próbki czaszki w 0. dniu pooperacyjnym, 2. tygodniu, 6. i 12. tygodniu. Poddaj szczury eutanazji za pomocą inhalacji CO2 .
    2. Utrwalić próbki w 4% paraformaldehydzie w temperaturze 4 °C przez 24 godziny przed dalszą analizą.
  2. Ocena μCT
    1. Wykonać tomografię komputerową μCT kości czaszki w 0. dniu pooperacyjnym, 6. tygodniu, 12. tygodniu z następującymi parametrami skanowania: potencjał lampy rentgenowskiej, 70 kVp; natężenie promieniowania rentgenowskiego, 0,2 mA; filtr, AL 0,5 mm; czas integracji, 1 x 300 ms; i wielkość woksela 10 μm.
    2. Uzyskaj rekonstrukcję 3D i obrazy przekrojowe za pomocą oprogramowania do przetwarzania obrazu (patrz tabela materiałów).
    3. Zmierz objętość wad resztkowych i przeprowadź analizę statystyczną za pomocą odpowiedniego oprogramowania (patrz tabela materiałów).
  3. Barwienie histologiczne
    1. Odwapnić kości czaszki w 12% (m/v) roztworze kwasu etylenodiaminotetraoctowego (pH = 7,2) w temperaturze 4 °C przez 6 tygodni.
      UWAGA: Odwapniać próbki za pomocą zmian roztworu co 3 dni. Użyj shakera, aby przyspieszyć proces. Zakończenie jest wskazane, gdy igła o sile 25 G z łatwością wnika w próbkę.
    2. Kontynuuj odwadnianie, zatapianie parafiny i przygotowanie skrawków 6 μm przy użyciu standardowych protokołów18.
    3. Przeprowadź analizę histologiczną przy użyciu hematoksyliny i eozyny (H&E) oraz barwienia trichromowego Massona zgodnie z protokołem zestawu18.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszym badaniu u szczurów utworzono złożony defekt kostno-szwowy czaszki poprzez wywiercenie prostokątnego otworu o wymiarach 4,5 mm x 2 mm w obrębie szwu czołowego. Schemat zabiegu chirurgicznego oraz schemat przebiegu badań przedstawiono na Rysunku 3. Obraz 3D oraz przekrój poprzeczny próbek pobranych w 0. dniu po operacji, czyli bezpośrednio po zabiegu, potwierdziły pomyślne utworzenie pełnowarstwowego defektu czaszki, obejmującego całkowite usunięcie szwu czołowego oraz przyległych...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Konwencjonalne modele ubytków kalwarii, niezależnie od tego, czy obejmują szwy czaszkowe, czy nie, koncentrują się przede wszystkim na naprawie tkanek twardych, często zaniedbując niezbędną regenerację mezenchymy szwów19,20. W badaniach nad regeneracją szwów wcześniejsze modele, takie jak te Mardasa i wsp.15,16, wykorzystujące wiertło trepanacyjne do stworzenia 5-milimetrowego okrągłego defektu w poprzek ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez National Natural Science Foundation of China 82100982 (F.L.), 82101000 (H.W.), 82001019 (B.Y.), Science and Technology Department of Sichuan Province 2022NSFSC0598 (B.Y.), 2023NSFSC1499 (H.W.) oraz finansowanie badań przez West China School/Hospital of Stomatology Sichuan University (RCDWJS2021-5). Rysunek 3 został utworzony za pomocą Biorender.com.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4% paraformaldehydBiosharpBL539A
Chengdu Jinshan Chemical Reagent Co., Ltd.Brak
75% etanoluChengdu Jinshan Chemical Reagent Co., Ltd.Brak
WacikiHaishi Hainuo Group Co., Ltd. Brak
Waciki bawełnianeLakong Medical Devices Co.,  Brak
Kleszcze zakrzywioneChengdu Shifeng Co., Ltd.Brak Przeglądarka
danych i oprogramowanie Ctan do oceny objętości wad resztkowychBrukerBrak
Okrągłe wiertła dentystyczne o niskiej prędkościDreybird Medical Equipment Co., Ltd.RA3-012
RA1-008
Jednorazowy sterylny skalpelHangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.Brak
Strzykawki jednorazowe (22 G)Chengdu Shifeng Co., Ltd.SB1-089(IX)
Golarka elektrycznaJASEBM320210
Kwas etylenodiaminotetraoctowy (EDTA)BioFroxx1340GR500
Zestaw barwników hematoksyliny i eozyny IgłaBiosharpBL700B
(23 G)Sichuan New Century Medical Polymer Products Co., Ltd.Brak
Rękojeść wolnoobrotowaGuangzhou Dental Guard Technology Co., Ltd.Brak
Massona" s Zestaw bejc trichromowychSolarbioG1340
Włókniny medyczneHenan Yadu Industrial Co., Ltd. Brak Tomografia
mikrokomputerowa (&mikro; CT) Scanco Medical AG& mikro; CT45
Naśladuje 20.0 dla obrazów przekrojowychMaterialiseBrak
Uchwyty na igłyChengdu Shifeng Co., Ltd.Brak
Winda okostnowaChengdu Shifeng Co., Ltd.Brak Roztwór
soliSichuan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd.Brak
Oprogramowanie do wizualizacji medycznej Scanco do rekonstrukcji obrazów 3DScanco Medical AGBrak
SPSS Statistics 20.0 do analizy statystycznejIBMBrak
Szczury Sprague-Dawley Byrness Weil Biotech LtdBrak
Nożyczki prosteChengdu Shifeng Co., Ltd.Brak
Silnik chirurgicznyMARATHONN3-140232
Szwy chirurgiczne (monofilament 3-0)Hangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.żaden
2% roztwór jodoforu do irygacji

Bibliografia

  1. Li, B., et al. Cranial suture mesenchymal stem cells: insights and advances. Biomolecules. 11 (8), 1129(2021).
  2. Opperman, L. A. Cranial sutures as intramembranous bone growth sites. Dev Dyn. 219 (4), 472-485 (2000).
  3. Lenton, K. A., Nacamuli, R. P., Wan, D. C., Helms, J. A., Longaker, M. T. Cranial suture biology. Curr Top Dev Biol. 66 (4), 287-328 (2005).
  4. Slater, B. J., et al. Cranial sutures: A brief review. Plast Reconstr Surg. 121 (4), 170-178 (2008).
  5. Zhao, H., et al. The suture provides a niche for mesenchymal stem cells of craniofacial bones. Nat Cell Biol. 17 (4), 386-396 (2015).
  6. Maruyama, T., Jeong, J., Sheu, T. -J., Hsu, W. Stem cells of the suture mesenchyme in craniofacial bone development, repair and regeneration. Nat Commun. 7 (1), 10526(2016).
  7. Wilk, K., et al. Postnatal calvarial skeletal stem cells expressing PRX1 reside exclusively in the calvarial sutures and are required for bone regeneration. Stem Cell Reports. 8 (4), 933-946 (2017).
  8. Doro, D. H., Grigoriadis, A. E., Liu, K. J. Calvarial suture-derived stem cells and their contribution to cranial bone repair. Front Physiol. 8, 956(2017).
  9. Kajdic, N., Spazzapan, P., Velnar, T. Craniosynostosis-recognition, clinical characteristics, and treatment. Bosn J Basic Med Sci. 18 (2), 110-116 (2018).
  10. Park, S., Zhao, H., Urata, M., Chai, Y. Sutures possess strong regenerative capacity for calvarial bone injury. Stem Cells Dev. 25 (23), 1801-1807 (2016).
  11. Quarto, N., Behr, B., Longaker, M. T. Opposite spectrum of activity of canonical Wnt signaling in the osteogenic context of undifferentiated and differentiated mesenchymal cells: Implications for tissue engineering. Tissue Eng Part A. 16 (10), 3185-3197 (2010).
  12. Kaku, M., et al. Mesenchymal Stem Cell-Induced Cranial Suture-Like Gap in Rats. Plast Reconstr Surg. 127 (1), 69-77 (2011).
  13. Yu, M., et al. Cranial suture regeneration mitigates skull and neurocognitive defects in craniosynostosis. Cell. 184 (1), e18 243-256 (2021).
  14. Koons, G. L., Diba, M., Mikos, A. G. Materials design for bone-tissue engineering. Nat Rev Mater. 5 (8), 584-603 (2020).
  15. Mardas, N., Kostopoulos, L., Karring, T. Bone and suture regeneration in calvarial defects by e-PTFE-membranes and demineralized bone matrix and the impact on calvarial growth: an experimental study in the rat. J Craniofac Surg. 13 (3), 453-462 (2002).
  16. Kostopoulos, L., Karring, T. Regeneration of the sagittal suture by GTR and its impact on growth of the cranial vault. J Craniofac Surg. 11 (6), 553-561 (2000).
  17. Mosaddad, S. A., Hussain, A., Tebyaniyan, H. Exploring the use of animal models in craniofacial regenerative medicine: A narrative review. Tissue Eng Part B Rev. , (2023).
  18. Tan, X., et al. PgC3Mg metal-organic cages functionalized hydrogels with enhanced bioactive and ROS scavenging capabilities for accelerated bone regeneration. J Mater Chem B. 10 (28), 5375-5387 (2022).
  19. Yazdanian, M., et al. Fabrication and properties of βTCP/Zeolite/Gelatin scaffold as developed scaffold in bone regeneration: in vitro and in vivo studies. Biocybern Biomed Eng. 40 (4), 1626-1637 (2020).
  20. Soufdoost, R. S., et al. In vitro and in vivo evaluation of novel Tadalafil/β-TCP/Collagen scaffold for bone regeneration: A rabbit critical-size calvarial defect study. Biocybern Biomed Eng. 39 (3), 789-796 (2019).
  21. Russell, W. P., Russell, M. R. Anatomy, head and neck, coronal suture. StatPearls. , (2022).
  22. Menon, S., et al. Skeletal stem and progenitor cells maintain cranial suture patency and prevent craniosynostosis. Nat Commun. 12 (1), 4640(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Defekty sklepienia czaszkiregeneracja szwówmodel szczurzyszew czołowygojenie kościobrazowanie mikro-tomograficzne (micro-CT)barwienie histologicznemodel defektu złożonegoprzerwanie szwu czaszkowegotworzenie nowej kości
Ustalenie ubytków kompozytowych szwów kalwarycznych u szczurów: ustandaryzowany model badania terapii regeneracyjnej szwów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.