Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Analiza elektrokardiogramów i zachowania myszy od ciąży do okresu laktacji

1.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66498

⸱

5 kwietnia 2024

 ,  ,  , 
1Department of Animal Science and Biotechnology, Azabu University

W tym artykule

Podsumowanie

Jednoczesny zapis aktywności autonomicznej i szczegółowego zachowania matki myszy od ciąży do laktacji został osiągnięty za pomocą systemu telemetrycznego. Metoda ta pomaga zrozumieć dynamikę cech fizjologicznych i behawioralnych u matek od ciąży do odsadzenia.

Streszczenie

Zmianom w relacji matka-potomstwo prawdopodobnie towarzyszą dynamiczne zmiany w autonomicznym układzie nerwowym. Chociaż przeprowadzono czasowe pomiary aktywności autonomicznej u ludzkich matek i niemowląt, analiza długoterminowych zmian pozostaje niezbadana. Mysie matki mogą tworzyć więzi społeczne ze swoimi młodymi i mają krótki okres ciąży i laktacji, co czyni je przydatnymi do badania zmian fizjologicznych od ciąży do wychowywania młodych. W związku z tym przez kilka tygodni stosowano system telemetryczny do pomiaru zmian w autonomicznym układzie nerwowym i zachowaniu mysich matek. Obecne wyniki pokazały, że elektrokardiogram (EKG) może być stabilnie rejestrowany niezależnie od ruchów matki i porodu. Analiza EKG wykazała, że częstość akcji serca stopniowo zmniejszała się od ciąży do laktacji, a aktywność współczulna gwałtownie wzrastała wraz z rozwojem młodych. Co więcej, jednoczesny zapis zachowania i EKG w klatce domowej pozwolił nam zrozumieć zależne od zachowania wpływy na EKG, ujawniając w ten sposób charakterystykę autonomicznej aktywności nerwowej podczas każdego zachowania. W związku z tym niniejsza metoda eksperymentalna pomaga zrozumieć, w jaki sposób zmieniają się cechy fizjologiczne matek od ciąży do wychowu młodych, wspierając zdrowy rozwój młodych.

Wprowadzenie

Relacja matka-potomstwo jest wyjątkowa wśród relacji nawiązanych przez różne gatunki zwierząt, ze względu na jej ogromny wpływ na przyszłość potomstwa1. U ludzi na rozwój i wewnętrzne/zewnętrzne zachowania dzieci ma wpływ styl rodzicielstwa, a także zakres znęcania się i zaniedbywania2,3. Podobnie u gryzoni jakość zachowania matki ma znaczący wpływ na rozwój i zachowanie młodych4,5,6. Dlatego szczegółowe śledzenie i badanie zachowań opiekuńczych matek może dostarczyć wglądu w mechanizmy indywidualnych różnic w rozwoju i zdrowym wsparciu ich potomstwa.

Badania behawioralne i fizjologiczne wykazały, że matki ssaków przechodzą dynamiczne zmiany behawioralne i fizjologiczne od ciąży do laktacji. Kiedy samice ssaków zachodzą w ciążę, wydzielanie estrogenu i innych hormonów zmienia się na zachowanie matki7. Wraz ze wzrostem potomstwa i spadkiem częstości laktacji, wydzielanie hormonów dynamicznie zmienia się w kierunku stanu sprzed ciąży, kładąc kres ekspresji zachowań matczynych8,9,10. Odkrycia te sugerują, że interakcja między układem hormonalnym, zachowaniem matki i rozwojem potomstwa odgrywa ważną rolę w zmianach, których doświadczają matki ssaków podczas ciąży i laktacji.

Zmiany behawioralne i fizjologiczne u matek ssaków od ciąży do laktacji są ściśle związane nie tylko z układem hormonalnym, ale także z autonomicznym układem nerwowym11,12. Badania na ludziach sugerują, że kontakt matki z dzieckiem wywołuje zmiany w autonomicznym układzie nerwowym zarówno matek, jak i niemowląt13. W kilku badaniach mierzono elektrokardiogram (EKG) i zmienność rytmu serca u ludzkich matek i niemowląt, wykazując, że każde zachowanie zmienia tętno i interwał RR u pozostałych14,15,16. Nie jest jednak jasne, w jaki sposób te trzy czynniki – autonomiczny układ nerwowy, zachowanie matki i rozwój potomstwa – oddziałują na siebie nawzajem od ciąży do laktacji. Co więcej, trudno jest monitorować te interakcje u ludzi przez długi czas, ponieważ okres laktacji u człowieka wynosi około dwóch lat.

Gryzonie są często używane zamiast ludzi w takich badaniach. Autonomiczny układ nerwowy gryzoni został zmierzony w znieczuleniu lub po odizolowaniu od szczeniąt, aby zapobiec niestabilnemu zapisowi i uszkodzeniu urządzenia pomiarowego; W związku z tym pomiar jest czasowy w sytuacjach ograniczonych behawioralnie17,18,19. Niezbędna jest obserwacja autonomicznego układu nerwowego w środowisku, w którym gryzonie mogą się swobodnie poruszać i komunikować z innymi, ponieważ interakcje matka-szczenię mogą zmienić zachowanie i fizjologię matek8,9,10,15.

Ta eksperymentalna metoda została opracowana, aby umożliwić matce swobodne poruszanie się. W tej metodzie telemetr EKG został podłączony podskórnie do ciężarnej matki, aby zapobiec uszkodzeniu urządzenia i umożliwić stabilny, długoterminowy zapis EKG od ciąży do laktacji. Matki myszy mogą wykazywać ogólne zachowania (samopielęgnacja, przyjmowanie pokarmu itp.) i zwykłe zachowania matczyne w swojej domowej klatce; dzięki temu każde zachowanie i EKG można łatwo obserwować i porównywać w tej samej myszy. Rejestrator dysku rejestrował zachowanie myszy przez 24 godziny przez okres czterech tygodni. Ten eksperymentalny protokół pozwolił nam śledzić dynamiczne zmiany w aktywności i zachowaniu autonomicznym od ciąży do okresu macierzyństwa.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki Uniwersytetu Azabu (#210319-30). Do niniejszego badania wykorzystano myszy C57B/6J w dniu ciąży (GD) 14 o masie ciała powyżej 22 g. Zwierzęta zostały pozyskane ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów). Odczynniki i sprzęt potrzebne do badania są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie eksperymentalne

  1. Włącz grzejnik panelowy i przykryj go folią aluminiową. Przetrzyj wszystkie powierzchnie 70% etanolem.
  2. Wszystkie narzędzia chirurgiczne (nożyczki, kleszcze, cienka pęseta i pęseta) zostały wcześniej autoklawowane.
  3. Przygotuj sterylne szwy na żądaną długość i trzymaj je w gotowości.
  4. Przykryj maski anestezjologiczne gumowymi maskami, aby zapewnić sterylność i komfort pacjenta.
  5. Sprawdź telemetr biopotencjału myszy (Rysunek 1A) pod kątem wszelkich nieprawidłowości lub uszkodzeń za pomocą aplikacji tBase i LabChart (oprogramowanie do analizy danych fizjologicznych) zainstalowanych na komputerze zdolnym do nagrywania.

2. Wszczepienie telemetru

  1. Umieść mysz w indukcyjnym pudełku anestezjologicznym z 4% izofluranem.
  2. Po osiągnięciu chirurgicznej płaszczyzny znieczulenia umieść mysz w pozycji leżącej na grzejniku panelowym. Umieść maskę anestezjologiczną na myszy, utrzymując poziom izofluranu 1%-2,0% i przepływ tlenu na poziomie 0,5-2 l/min.
    UWAGA: W tym protokole nie zastosowano żadnych leków przeciwbólowych, biorąc pod uwagę ich wpływ na płód i obserwacje behawioralne.
  3. Użyj maszynki do strzyżenia, aby usunąć sierść między uszami i trzykrotnie zdezynfekuj skórę naprzemiennie środkami dezynfekującymi na bazie jodu i 70% alkoholu.
  4. Aby potwierdzić chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia, uszczypnij palce tylnych łap myszy pęsetą. Wykonaj nacięcie (2-3 cm) w skórze między uszami za pomocą nożyczek. Włóż kleszcze do nacięcia, aby oddzielić skórę i mięśnie wokół szyi i strony brzusznej, tworząc przestrzeń po stronie brzusznej specjalnie do umieszczenia telemetrii.
  5. Włóż telemetr przez nacięcie między uszami i umieść go w brzusznej przestrzeni bocznej.
  6. Użyj kleszczy, aby zwinąć i związać dodatnie i ujemne przewody. Umieść przewody w przestrzeni szyjki (Rysunek 1B).
  7. Zszyć nacięcie za pomocą igły 13 mm i szwu 20 cm, uważając, aby nie uszkodzić przewodów.
  8. Umieść mysz w pozycji leżącej na plecach i zerwij futro wokół obojczyka maszynką do strzyżenia. Zdezynfekuj skórę trzykrotnie naprzemiennie środkami dezynfekującymi na bazie jodu i 70% alkoholu.
  9. Wykonaj małe nacięcie wokół skóry obojczyka nożyczkami i oddziel mięśnie od skóry szyi. Wyciągnij dodatnie i ujemne przewody z tyłu szyi za pomocą kleszczy.
  10. Użyj kleszczy, aby oddzielić gruczoły ślinowe i odsłonić "V-kształtny" wygląd mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego (SCM), który pochodzi z obojczyka i przemieszcza się ukośnie po każdej stronie szyi (Rysunek 1C, D).
  11. Dostosuj długość ujemnego przewodu, aby dotrzeć do SCM w pobliżu obojczyka. Ostrożnie wyjmij rurkę ołowianą z przewodu ujemnego, upewniając się, że zwinięta elektroda ze stali nierdzewnej wewnątrz jest rozciągnięta za pomocą cienkiej pęsety.
  12. Przełóż igłę do szycia (7 mm) z 10 cm szwem przez zagięcie SCM w kształcie litery V, aby utworzyć pętlę. Przełóż elektrodę ze stali nierdzewnej z przewodu ujemnego przez tę pętlę i umieść ją pod SCM w pobliżu obojczyka.
    1. Lekko zawiąż pętlę, aby uniknąć uszkodzenia SCM i powtórz trzy razy, aby zabezpieczyć elektrodę ze stali nierdzewnej. Zabezpiecz przewód ujemny dalej, umieszczając drugi szew po stronie czaszki SCM i zawiązując go wokół rurki przewodu ujemnego (Rysunek 1E).
  13. Wykonaj sekcję wokół wyrostka mieczykowatego i ostrożnie oddziel skórę od mięśnia od wyrostka mieczykowatego do obojczyka.
  14. Przedłuż dodatni przewód, aby dotrzeć do wyrostka mieczykowatego. Podobnie jak w przypadku przewodu ujemnego, wyjmij rurkę ołowianą z przewodu dodatniego, upewniając się, że zwinięta elektroda ze stali nierdzewnej wewnątrz jest rozciągnięta za pomocą cienkiej pęsety.
  15. Użyj igły 18 G, aby utworzyć tunel pod mięśniem wokół wyrostka mieczykowatego, a następnie umieść elektrodę ze stali nierdzewnej w igle i przepuść ją przez mięsień wokół wyrostka mieczykowatego.
  16. Po wyjęciu igły delikatnie przymocuj zwiniętą elektrodę ze stali nierdzewnej do mięśnia wokół wyrostka mieczykowatego za pomocą igły do szycia (7 mm) z 10 cm szwem (Rysunek 1D). Aby dodatkowo zabezpieczyć przewód dodatni, umieść drugi szew po stronie czaszki wyrostka mieczykowatego i zawiąż go wokół rurki przewodu dodatniego.
  17. Zamknij wszystkie nacięcia za pomocą igły do szycia (13 mm) o długości szwu 20 cm (Rysunek 1E,F).
  18. Po implantacji umieść mysz w czystej klatce i umieść klatkę na tBase, która działa jako odbiornik telemetrii myszy (Rysunek 1G). Włącz komputer z możliwością nagrywania i użyj zainstalowanej aplikacji do analizy danych, aby zebrać dane EKG. Sprawdź, czy dane EKG wyświetlają normalne przebiegi (Rysunek 2A,B).
    UWAGA: W przypadku nieprawidłowych przebiegów lub szumów (jak pokazano na Rysunek 2C), ponownie podłącz ujemne i dodatnie przewody w znieczuleniu.
  19. Podczas dwudniowego okresu rekonwalescencji upewnij się, że mysz jest odpowiednio traktowana, umieszczając wodę, żel i jedzenie na dnie klatki. Rejestruj tylko zachowanie klatki domowej za pomocą rejestratora dysku podczas tego okresu odzyskiwania.

3. Zapis EKG i zachowania w klatce domowej od ciąży do odsadzenia

  1. Włącz czerwone światła w fazie ciemności, ponieważ rejestrator napędu nie może działać bez światła. Umieść rejestrator dysku przy klatce domowej, aby rejestrować zachowanie. Nagrywaj EKG za pomocą aplikacji LabChart na komputerze z możliwością nagrywania. Przed zebraniem danych EKG sprawdź częstotliwość próbkowania EKG w LabChart.
    UWAGA: W tym protokole rejestrator napędu został wybrany, ponieważ można go umieścić w dowolnym miejscu. Dodatkowo, w porównaniu z kamerą wideo, rejestratory dysków mogą nagrywać pod szerokim kątem i zużywać mniejszą pojemność pamięci masowej (na przykład nagrywanie 24 godziny za pomocą rejestratora dysku zużywa około 70 GB). W tej demonstracji częstotliwość próbkowania EKG w oprogramowaniu do analizy danych jest ustawiona na 1 k/s.
  2. Po włączeniu rejestratora dysku uruchom LabChart na komputerze, aby zarejestrować zachowanie i EKG.
    UWAGA: W tej demonstracji wykorzystano makro do ciągłego rejestrowania EKG i automatycznego zapisywania plików co 2 godziny. Ten powtarzający się proces był wykonywany przez cały czas trwania eksperymentu. Dodatkowo do celów nagraniowych wybrano kartę SD o pojemności 256 GB, co pozwala na zbieranie danych przez około 24 godziny dziennie.
  3. Sprawdź mysz pod kątem przebiegu porodu i nieprawidłowości ciała, a następnie pobierz próbki danych z rejestratora dysku i komputera z możliwością nagrywania. Dzień, w którym mysz urodziła młode, jest uważany za dzień po urodzeniu (PD) 0. Mierz wagę szczeniąt codziennie po urodzeniu.
    UWAGA: W tym badaniu nagranie wideo z rejestratora dysku i plik danych EKG z nagrywanego komputera były zbierane codziennie rano od 7:30 do 8:30. Dodatkowo, aby zapobiec szumowi EKG spowodowanemu wibracjami spowodowanymi dotykaniem matki przez wiele młodych, miot został podzielony na cztery młode (połowa z nich była płci męskiej, a druga połowa płci żeńskiej).
  4. Po sprawdzeniu myszy i zebraniu danych przywróć wszystko do pierwotnej pozycji. Włącz nagrywarkę napędu i komputer z możliwością nagrywania. Uruchom aplikację LabChart.
    UWAGA: Jeśli makro jest używane do nagrywania EKG, kliknij przycisk makra i zainicjuj makro, wybierając przycisk uruchamiania z opcji zarządzaj.
  5. Raz w tygodniu wymieniaj klatkę na nową. Podczas tego procesu dołącz pościel, z której połowa jest wcześniej używana, a druga połowa jest nowa.
    UWAGA: Proces ten, obejmujący pobieranie próbek danych i kontrole na myszach, powtarzano od GD 17 do 21 dnia po urodzeniu (PD).

4. Analiza EKG

  1. Aby przeanalizować dane EKG, użyj oprogramowania do analizy danych. Uruchom program LabChart i otwórz plik danych dla okresu nagrywania. Aby przeanalizować zmienność tętna (HRV), kliknij przycisk HRV i dostosuj ustawienia wykrywania dudnienia.
    UWAGA: W tej demonstracji wybierz ustawienie niestandardowe i zmień minimalną wysokość piku na 1,2 w celu regulacji wykrywania.
  2. Po dostosowaniu ustawień przejrzyj wszystkie uderzenia i usuń wszelkie dane dotyczące szumów (jak pokazano na Rysunek 2C).
    UWAGA: Jeśli fala R nie zostanie wykryta, dodaj ją lub zmodyfikuj za pomocą przycisku HRV.
  3. Kliknij przycisk HRV i wybierz widok klasyfikatora dudnienia. Wybierz wszystkie uderzenia w widoku klasyfikatora uderzeń, a następnie wybierz widok raportu za pomocą przycisku HRV. Skopiuj dane z widoku raportu i wklej je do pliku Excel.
    UWAGA: Wyniki HRV, jak pokazano w Tabeli 1, wyświetlają zarówno domenę czasu, jak i widma za pomocą oprogramowania do analizy danych, umożliwiając obserwację.

5. Kategoryzacja etogramu zachowania w klatce domowej

  1. Przejrzyj wszystkie nagrane filmy, aby sprawdzić, czy nie ma nieprawidłowości, takich jak czerwone światło, które nie włącza się w ciemnej fazie, a rejestrator dysku nie działa.
    UWAGA: Film jest nagrywany w taki sam sposób jak EKG, przy czym klipy wideo są rejestrowane co 2 godziny.
  2. Kategoryzuj etogram na podstawie parametrów, takich jak postawa matki podczas zachowania, czas spędzony na zachowaniu i miejsce, w którym wystąpiło zachowanie (Tabela 2), a następnie obserwuj wideo z rejestratora napędu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po implantacji telemetru u ciężarnej myszy rejestrowano sygnały EKG od okresu ciąży do laktacji w klatce domowej. Częstotliwość próbkowania ustawiono na 1 k/s. Aby porównać EKG dla każdego stanu fizjologicznego myszy matki, unikając wpływu rytmu okołodobowego, z 2-godzinnego pliku danych wybrano 10-minutowe fragmenty z godzin 23:32 do 23:42 w dniach: GD 17, podczas porodu, PD 0 oraz PD 21 (Rysunek 3, Tabela 1) poddano analizie. Wybrano przedział czasowy od 23:32 do 23:42, po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tej metodzie, w której telemetr został wszczepiony ciężarnym myszom, EKG mogło być stale śledzone u tej samej myszy od ciąży do laktacji. Mysz wykazywała etogramy, które obejmowały ruch, wskazując na czuwanie we wszystkich okresach analizy (23:32-23:42) od GD 17 do PD 21. Dodatkowo obecne wyniki wykazały, że częstość akcji serca stopniowo zmniejszała się od ciąży do laktacji. Uważa się, że spadek ten jest spowodowany normalizacją częstości akcji serca, ponieważ kilka badań wykazało, że częstość akcji serca wzrasta u ko...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez JSPS KAKENHI (Granty o numerach JP 21H04981 i 30974521) oraz Center for Diversity, Equity & Inclusion, Azabu University.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
24-godzinny zegar powtarzalnyPanasonicWH3311BP
5-0 Nylonowy szewNatsume SeisakushoCo-23s-N2
Pudełko anestezjologiczneNatsume Seisakusho CoKN-1010W110 razy; D110 razy;
Maska anestezjologicznaNatsume Seisakusho CoKN-1019-1
Maszyna anestezjologicznaNatsume Seisakusho CoKN-1071-E
C57BL6/J myszyClea Japan, IncMysz ciążowa w 14 dniu
Clip lightYazawa corporationCLX60X02WH
Konfigurator SystemAdinstrumentsTR190
rejestrator napęduTranscendTS-DP250A-32G
Uchwyt na żywnośćClea Japan, IncCL-2802
IsofluraneFujiFilM099-06571
LabChart Pro V8AdinstitumentsMLU260/8
LabChart8AdinstitumentsMLS060/8
Adiunktytelemetru biopotencjału myszyMT10B
Igła 18 G 1 1/2TerumoNN-1838R
Grzejnik panelowySANKO4976285145407
PowerLab 4/26DodatkiPL2604
Mysz komputerowa z możliwością nagrywaniaMysz komputerowaMysz komputerowa K7-H
czerwona żarówkaELPALDG1R-G-GWP254
Gumowa maskaNatsume Seisakusho CoKarta SD KN-1019-M
(256 GB)TranscendTS256GUSD350VMoże nagrywać około 24 godzin
Igła do szwów 13 mmNatsume Seisakusho CoC-24-540-NO.0
Igła do szwów 7 mmNatsume Seisakusho CoC-24-540-NO.0000
tBaseAdinstitumentsMT110
H110mm

Bibliografia

  1. Bowlby, J. Attachment and loss. Vol. 1. 1, Basic Books. New York. (1969).
  2. Teicher, M. H., Samson, J. A. Childhood maltreatment and psychopathology: A case for ecophenotypic variants as clinically and neurobiologically distinct subtypes. Am J Psychiatry. 170 (10), 1114-1133 (2013).
  3. Hoskins, D. H. Consequences of parenting on adolescent outcomes. Societies. 4 (3), 506-531 (2014).
  4. Caldji, C., et al. Maternal care during infancy regulates the development of neural systems mediating the expression of fearfulness in the rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 95 (9), 5335-5340 (1998).
  5. Sakamoto, T., Ishio, Y., Ishida, Y., Mogi, K., Kikusui, T. Low maternal licking/grooming stimulation increases pain sensitivity in male offspring. Exp Anim. 70 (1), 13-21 (2021).
  6. Champagne, F., Meaney, M. J. Like mother, like daughter: Evidence for non-genomic transmission of parental behavior and stress responsivity. Prog Brain Res. 133, 287-302 (2001).
  7. Terkel, J., Rosenblatt, J. S. Maternal behavior induced by maternal blood plasma injected into virgin rats. J Comp Physiol Psychol. 65 (3), 479-482 (1968).
  8. Amenomori, Y., Chen, C. L., Meites, J. Serum prolactin levels in rats during different reproductive states. Endocrinology. 86 (3), 506-510 (1970).
  9. Yaguchi, K., et al. Dynamic modulation of pulsatile activities of oxytocin neurons in lactating wild-type mice. PloS One. 18 (5), e0285589(2023).
  10. Kikusui, T., Isaka, Y., Mori, Y. Early weaning deprives mouse pups of maternal care and decreases their maternal behavior in adulthood. Behav Brain Res. 162 (2), 200-206 (2005).
  11. Kodogo, V., Azibani, F., Sliwa, K. Role of pregnancy hormones and hormonal interaction on the maternal cardiovascular system: a literature review. Clin Res Cardiol. 108 (8), 831-846 (2019).
  12. Burke, S. D., et al. Circulatory and renal consequences of pregnancy in diabetic NOD mice. Placenta. 32 (12), 949-955 (2011).
  13. Feldman, R., Magori-Cohen, R., Galili, G., Singer, M., Louzoun, Y. Mother and infant coordinate heart rhythms through episodes of interaction synchrony. Infant Behav Dev. 34 (4), 569-577 (2011).
  14. Yoshida, S., et al. Infants show physiological responses specific to parental hugs. iScience. 23 (4), 100996(2020).
  15. Wass, S. V., et al. Parents mimic and influence their infant's autonomic state through dynamic affective state matching. Curr Biol. 29 (14), 2415-2422 (2019).
  16. Esposito, G., et al. Infant calming responses during maternal carrying in humans and mice. Curr Biol. 23 (9), 739-745 (2013).
  17. Khandoker, A. H., et al. Investigating the effect of cholinergic and adrenergic blocking agents on maternal-fetal heart rates and their interactions in mice fetuses. Biol Open. 11 (4), (2022).
  18. Widatalla, N., et al. Correlation between maternal and fetal heart rate increases with fetal mouse age in typical development and is disturbed in autism mouse model treated with valproic acid. Front Psychiatry. 13, 998695(2022).
  19. Mezzacappa, E. S., Tu, A. Y., Myers, M. M. Lactation and weaning effects on physiological and behavioral responses to stressors. Physiol Behav. 78 (1), 1-9 (2003).
  20. Slangen, B. F., Out, I. C., Janssen, B. J., Peeters, L. L. Blood pressure and heart rate variability in early pregnancy in rats. Am J Physiol. 273 (4), 1794-1799 (1997).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Analiza elektrokardiogramuzachowania macierzyńskiemyszy w okresie ciąży i laktacjiautonomiczny układ nerwowyzmienność rytmu sercatelemetria u myszyrejestracja behawioralnafizjologia macierzyńskarozwój młodychchirurgiczna implantacja elektrod
Analiza elektrokardiogramów i zachowania myszy od ciąży do okresu laktacji
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.