Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Indukcja drobnych kolonii w Candida glabrate za pomocą terapii fotodynamicznej za pośrednictwem Rose Bengal

1.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66549

⸱

29 marca 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Microbiology and Immunology, College of Medicine, National Cheng Kung University, 2Department of Dermatology, National Cheng Kung University Hospital, College of Medicine, National Cheng Kung University, 3Department of Ophthalmology, National Cheng Kung University Hospital, College of Medicine, National Cheng Kung University, 4National Institute of Infectious Diseases and Vaccinology, National Health Research Institutes, 5Department of Internal Medicine, National Cheng Kung University Hospital, College of Medicine, National Cheng Kung University, 6Insititute of Basic Medical Sciences, College of Medicine, National Cheng Kung University, 7Department of Biochemistry and Molecular Biology, College of Medicine, National Cheng Kung University, 8Center of Applied Nanomedicine, National Cheng Kung University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Znaczenie małych kolonii w lekooporności Candida spp. nie zostało w pełni zbadane. Przeciwdrobnoustrojowa terapia fotodynamiczna (aPDT) stanowi obiecującą strategię walki z lekoopornymi infekcjami grzybiczymi. Badanie to pokazuje, że aPDT za pośrednictwem róży bengalskiej skutecznie dezaktywuje Candida glabrata i indukuje drobne kolonie, prezentując unikalną procedurę.

Streszczenie

W obliczu 40% śmiertelności u pacjentów z candedemią, lekooporne Candida i ich drobne mutanty pozostają głównym wyzwaniem terapeutycznym. Przeciwdrobnoustrojowa terapia fotodynamiczna (aPDT) jest ukierunkowana na wiele struktur grzybiczych, w przeciwieństwie do antybiotyków/leków przeciwgrzybiczych, potencjalnie udaremniając oporność. Tradycyjne metody indukowania małych kolonii opierają się na bromku etydyny lub flukonazolu, które mogą wpływać na wrażliwość na leki i reakcje na stres. W badaniu tym oceniano zastosowanie zielonego światła (szczyt 520 nm) i fotouczulacza różowego bengalu (RB) w celu zwalczania lekoopornego izolatu Candida glabrata. Wyniki ujawniły, że leczenie aPDT znacząco hamowało wzrost komórek (redukcja o ≥99,9%) i skutecznie indukowało tworzenie drobnych kolonii, o czym świadczy zmniejszony rozmiar i utrata barwienia mitochondrialnego wskaźnika redoks. Badanie to dostarcza wstępnych dowodów na to, że aPDT może indukować małe kolonie w wielolekoopornym szczepie C. glabrata in vitro, oferując potencjalnie przełomowe podejście do zwalczania opornych infekcji grzybiczych.

Wprowadzenie

Infekcje grzybicze, szczególnie te wywołane przez Candida albicans i coraz bardziej oporną na leki Candida glabrata, stanowią poważne globalne zagrożenie1. Infekcje te mogą być śmiertelne, szczególnie dla pacjentów hospitalizowanych i osób z osłabionym układem odpornościowym. Rosnąca oporność na leki przeciwgrzybicze zagraża kontroli inwazyjnej kandydozy, ciężkiej infekcji grzybiczej o wysokiej śmiertelności, zwłaszcza u Candida albicans2. Oporne szczepy utrudniają skuteczne leczenie, potencjalnie zwiększając zarówno złożoność, jak i śmiertelność. W hrabstwie Alameda w Kalifornii w USA C. glabrata stał się najbardziej rozpowszechnionym gatunkiem inwazyjnym3. Na tę zmianę w występowaniu i rozmieszczeniu gatunków Candida mogą mieć wpływ lokalne praktyki opieki zdrowotnej, dane demograficzne pacjentów, stosowanie środków przeciwgrzybiczych oraz występowanie czynników ryzyka zakażeń Candida.

Drobne mutanty w Candida, pozbawione funkcjonalnych mitochondriów, ujawniają, jak te organelle wpływają na reakcję na leki, zjadliwość i odporność na stres4,5. C. glabrata łatwo tworzy te kolonie, zyskując wrażliwość na polieny, jednocześnie tracąc ją na rzecz azoles6. Wrażliwość na azole i funkcja oddechowa są ze sobą ściśle powiązane, a zmniejszone oddychanie prowadzi do oporności poprzez utratę mitochondrialnego DNA7. Małe kolonie C. glabrata z opornością na azol zostały wyizolowane z próbek ludzkiego kału od biorcy przeszczepu szpiku kostnego poddanego leczeniu flukonazolem8 oraz z butelek do hodowli krwi pacjentów z infekcjami krwi9. Ich potencjalne implikacje dla oporności na leki, zjadliwości i reakcji na stres podkreślają ich znaczenie kliniczne. Dodatkowo, ich wyjątkowe właściwości sprawiają, że są cennymi narzędziami do badania fundamentalnych pytań w biologii mitochondrialnej5. Wraz z postępem badań nad drobnymi mutantami, ich zastosowania zarówno w badaniach klinicznych, jak i podstawowych prawdopodobnie będą się rozszerzać.

To badanie wykazało, że terapia fotodynamiczna (PDT) może indukować drobne kolonie u C. glabrata, rozszerzając zakres metod poza tradycyjne techniki wystawiania C. glabrata na działanie bromku etydyny lub flukonazolu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Hodowla C. glabrata

UWAGA: Do eksperymentów użyto wielolekoopornego C. glabrata (C2-1000907), który jest odporny na większość środków przeciwgrzybiczych, w tym flukonazol. Warunki doświadczalne mogą wymagać dostosowania do konkretnego szczepu, ponieważ mogą występować różnice między różnymi szczepami. We wszystkich eksperymentach wykorzystano Candidę w fazie logarytmicznej wyhodowaną w temperaturze 25 °C (naśladującą naturalną infekcję) w celu uzyskania konsystencji. Brak strzępek u C. glabrata upraszcza kwantyfikację w porównaniu z C. albicans, który tworzy strzępki w temperaturze 37 °C10.

  1. Aby przygotować kulturę C. glabrata w fazie logarytmicznej, wybierz pojedynczą kolonię z płytki agarowej i przenieś ją do szklanej probówki z 3 ml sterylnego pożywki z dekstrozy peptonowej (YPD) (patrz Tabela materiałów). Inkubować przez 14-16 godzin w temperaturze 25 °C z wytrząsaniem (155 obr./min, kąt 45° w celu zwiększenia przepuszczalności powietrza do pożywki).
  2. Po inkubacji rozcieńczyć kulturę świeżym YPD do OD600 0,1 przy użyciu sterylnej techniki. Inkubować w temperaturze 25 °C przez 6 godzin, wytrząsając przy 155 obr./min. Sprawdź fazę logarytmiczną C. glabrata, mierząc OD600. Celuj w 0,65-1,00, co odpowiada 1 × 10 7-1,5 × 107 komórek/ml.

2. Indukcja drobnych kolonii za pomocą bromku etydyny, flukonazolu i terapii fotodynamicznej

  1. Indukcja drobnych kolonii bromku etydyny
    1. Dostosuj zawiesinę drożdży do OD600 0,1 (5 × 106 komórek/ml) z YPD do końcowej objętości 3 ml, a następnie dodać 30 μl bulionu bromku etydyny (10 mg/ml) (patrz tabela materiałów) dla końcowego stężenia 100 μg/ml.
    2. Zawiesinę drożdży inkubować przez noc (16-18 godzin) w temperaturze 25 °C, 155 obr./min, pod kątem 45°. Dostosuj do OD600 wynoszącego 0,65 (1 × 107 komórek/ml). Wykonać 10-krotną serię rozcieńczeń na 96-dołkowej płytce, dodając 20 μl dostosowanej zawiesiny drożdży do 180 μl PBS na basenik. W ten sposób powstaje sześć rozcieńczeń w zakresie od 10-1 do 10-5.
    3. Wybrać 4 współczynniki rozcieńczenia (np. 100, 101, 102 i 103) i umieścić 3 krople (20 μl) każdy na 4 ćwiartkach płytek agarowych YPD (trzykrotnie).
    4. Inkubować płytki przez noc w temperaturze 37 °C. Wybrać ćwiartki z 5-80 koloniami z wcześniej wybranych rozcieńczeń do barwienia chlorkiem trifenylotetrazolu (TTC) 11 (patrz krok 3). Skanuj płyty w rozdzielczości 1200 dpi za pomocą 48-bitowego, kolorowego skanera optycznego.
  2. Indukcja małych kolonii flukonazolu
    UWAGA: Aby przyspieszyć ten proces, należy użyć komórek T3 (mieszanina normalnych i drobnych komórek uzyskanych po 3 zabiegach RB-PDT; patrz krok 2.3) do tworzenia drobnych kolonii indukowanych flukonazolem. Dzieje się tak, ponieważ standardowe leczenie zazwyczaj powoduje wolniejsze powstawanie.
    1. Przygotować i dostosować zawiesinę komórek drożdży zgodnie z opisem w kroku 2.1.1.
    2. Inkubować przez noc (16-18 godzin) w temperaturze 25 °C. Ponownie ustawić OD600 na 0,1.
    3. Przenieść 1 ml dostosowanej zawiesiny do sterylnej probówki o pojemności 5 ml.
    4. Zanurz sterylny bawełniany wacik (o długości 15 cm, z końcówką o wymiarach 0.9 cm x 2.6 cm, patrz Tabela materiałów) w zawiesinie drożdży, upewniając się do kontaktu z dnem probówki i przekręcając w celu usunięcia nadmiaru płynu ze ścianki probówki.
    5. Przygotuj płytki w okapie za pomocą agaru Mueller-Hinton (patrz tabela materiałów).
    6. Przetrzyj bawełnę w przód iw tył na agarze , dwukrotnie obróć o 60°, a następnie przetrzyj obwód, aby uzyskać równomierne pokrycie.
    7. Sterylizuj kleszcze nad płomieniem przez 1-2 s, pozwalając im na chwilę ostygnąć, a następnie użyj ich do zebrania pustych krążków.
    8. Podziel płytkę na trzy równe sektory za pomocą markera. Umieść jeden pusty dysk na środku każdego sektora.
    9. Dodać 12,5 μl bulionu flukonazolu (2 mg/ml, patrz tabela materiałów) do każdego krążka (25 μg/krążek), dokładnie wymieszać, aby uniknąć pęcherzyków powietrza, i inkubować w temperaturze 37 °C przez 20-24 godziny.
    10. Wykonaj barwienie TTC (patrz krok 3). Skanuj płyty w rozdzielczości 1200 dpi za pomocą 48-bitowego, kolorowego skanera optycznego.
  3. Indukcja małych kolonii PDT
    UWAGA: Różne grzyby mogą wytwarzać różną liczbę drobnych kolonii po PDT. Niektóre szczepy mogą w ogóle ich nie produkować.
    1. Przygotuj system aPDT.
      UWAGA: Procedura konfiguracji urządzenia systemowego aPDT jest zgodna z metodą opisaną przez Hung et al12. Krótko mówiąc, system aPDT składa się z zielonej matrycy LED o wartości szczytowej 520 nm (patrz Tabela Materiałów), świecącej światłem od dołu z dobrym wyrównaniem z każdym dołkiem 96-dołkowej płytki.
    2. Dostosuj zawiesinę komórek drożdży w pożywce YPD do OD600 0,65 (około 1 × 107 komórek/ml).
    3. Wymieszaj 1 ml zawiesiny drożdży ze 111 μl 2% różowego bengalu (RB, Rysunek 1) (patrz tabela materiałów) w okrągłej probówce, aby uzyskać końcowe stężenie RB 0,2%. Inkubować mieszaninę w temperaturze 25 °C przez 15 minut, obracając ją pod kątem 45° przy 155 obr./min.
    4. Przenieść mieszaninę do probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml i odwirować przy 16 100 x g przez 2,5 minuty (w temperaturze pokojowej).
    5. Wyrzuć supernatant i delikatnie zeskrob probówkę pięć razy o podłogę okapu, aby ponownie zawiesić osad.
    6. Umyj zawiesinę 1x PBS cztery razy, aby usunąć cały RB. Po każdym przemyciu następuje ponowne zawieszenie granulki z krótkim wirowaniem lub pipetowaniem w celu dokładnego ponownego wymieszania.
      1. Po ostatnim umyciu dodaj 1000 μL PBS. Roztwór ma jasnoróżowy kolor. Przenieść 200 μl przemytej zawiesiny drożdży obciążonej RB do każdej z trzech studzienek na 96-dołkowej płytce (trzykrotnie).
    7. Umieść 96-dołkową płytkę na systemie światła fotodynamicznego z żarówkami LED świecącymi zielonym światłem od dołu. Wyłącz światła w pomieszczeniu, aby zapewnić równomierne oświetlenie i zapobiec zakłóceniom. Aktywuj system oświetlenia LED, aby dostarczyć dawkę PDT 4,38 J/cm2 w ciągu 2 minut; Upewnij się, że system jest prawidłowo wyrównany ze studzienkami.
    8. Po napromienieniu rozcieńczyć zawiesinę drożdży w 96-dołkowej płytce. Dodać 20 μl zawiesiny drożdży do studzienki zawierającej 180 μl PBS, tworząc 10-krotne rozcieńczenie. Powtórz dla pozostałych rozcieńczeń, aby uzyskać zakres od 10-1 do 10-5.
    9. Wybierz cztery współczynniki rozcieńczenia (np. 10-2 do 10-5) w oparciu o dostosowanie stężenia komórek drożdży.
    10. Dla każdego współczynnika rozcieńczenia, umieścić 3 krople (po 20 μl każda) na ćwiartkę na płytkach agarowych YPD.
    11. Po całkowitym wchłonięciu zawiesiny drożdży, około 10 minut przy płytkach agarowych, odwrócić i inkubować przez noc w temperaturze 37 °C.
    12. Zdefiniuj T0 jako kontrolny rodzic C. glabrata bez leczenia PDT. Przygotować grzyby T0 w fazie wzrostu logarytmicznej, jak opisano powyżej, i wystawić je na działanie zielonego światła 4,38 J/cm2 w obecności 0,2% RB. Ten stan PDT konsekwentnie hamuje od 3 do 3,5 logarytmów wzrostu grzybów.
      1. Oznacz ocalałe grzyby jako T1 i ponownie poddaj je tej samej dawce PDT po ich ekspansji in vitro do fazy wzrostu logarytmicznej. Grzyby, które przeżyły po drugim PDT, są oznaczane jako T2 i tak dalej.
    13. Następnego dnia wybierz ćwiartki z liczbą kolonii od 5 do 80. Policz liczbę kolonii w każdym kwadrancie i oblicz miano za pomocą następującego wzoru: Jednostka tworząca kolonię (CFU)/ml = liczba kolonii (średnia z trzech części) × Współczynnik rozcieńczenia × 50.
    14. Wykonaj barwienie TTC (patrz krok 3). Zeskanuj płytkę zgodnie z wcześniejszym opisem (krok 2.2).

3. Analiza funkcji mitochondriów (test barwienia TCC)

UWAGA: TTC jest wskaźnikiem redoks i akceptorem elektronów. Zmienia kolor na czerwony, gdy białe związki są rozbijane przez elektrony11. Należy pamiętać, że nie wszystkie komórki muszą tworzyć widoczne kolonie w ciągu 24 godzin po hodowli na płytce agarowej. Kolonie z funkcjonalnymi mitochondriami zmieniają kolor na czerwony, podczas gdy te z niefunkcjonalnymi mitochondriami pozostają białe. Pozwala to na różnicowanie kolonii o różnej funkcjonalności mitochondriów.

  1. Po zabiegu rozcieńczyć zawiesiny Candida na płytkach agarowych YPD zgodnie z pożądaną gęstością komórek, aby uzyskać wyraźne kolonie w celu łatwej wizualizacji i barwienia.
  2. Po 24 godzinach wzrostu w temperaturze 37 °C z pojedynczej komórki tworzą się widoczne kolonie. Odpipetować 20 μl 20% TTC bezpośrednio na środek każdej kolonii.
  3. Po całkowitym wchłonięciu, około 10 minut TTC przez kolonie, inkubować w temperaturze 37 °C przez 30-40 minut.

4. Kinetyka wzrostu C. glabrata normalna i drobna

UWAGA: Porównano trzy szczepy drożdży: C. glabrata C2-1000907 T0 (izolat kliniczny bez leczenia PDT), T3n (C. glabrata C2-1000907 po 3 kolejnych RB-PDT wykazujących kolonie o średniej średnicy 1,5 ± 0,8 mm podobne do komórek rodzicielskich) i T3p (małe kolonie C. glabrata C2-1000907 po 3 kolejnych RB-PDT).

  1. Dostosuj zawiesinę komórek drożdży w pożywce YPD do OD600 0,1 (5 × 106 komórek/ml) w probówce o pojemności 3 ml.
  2. Automatycznie mierz OD600 kultury statycznej co 20 minut za pomocą wielotrybowego czytnika mikropłytek (patrz tabela materiałów) przez 24 godziny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Dane przedstawiono jako średnią z ± błędem standardowym, uzyskaną z trzech niezależnych eksperymentów, z co najmniej trzema powtórzeniami w każdej grupie. Dane eksperymentalne, w tym liczebność kolonii, pomiary OD600 oraz wyniki barwienia TTC, zostały przedstawione na wykresach i przeanalizowane statystycznie przy użyciu oprogramowania do tworzenia wykresów i analizy statystycznej (patrz Tabela materiałów). Do analizy danych zastosowano jednoczynnikową analizę wariancji (ANOVA) lub test t<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Badanie to ujawnia PDT jako pierwszą opisaną metodę indukowania tworzenia drobnych kolonii u Candida, przewyższając ustalone efekty bromku etydyny i flukonazolu. Ta nowatorska obserwacja wymaga dalszych badań, aby odkryć jej implikacje zarówno dla eliminacji grzybów poprzez zmniejszenie zjadliwości, jak i pojawienie się mechanizmów oporności.

PDT za pośrednictwem RB skutecznie hamuje wzrost C. glabrata, co sugeruje potencjalne alternatywne podejście do leczenia infekcji Candida. Jako ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez Ministerstwo Nauki i Technologii Tajwanu [MOST 110-2314-B-006-086-MY3], National Cheng Kung University University [K111-B094], [K111-B095], National Cheng Kung University Hospital, Taiwan [NCKUH-11204031], [NCKUMCS2022057].

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,22 &m; m filtrMerck, Tajpej, TajwanMillex, SLGVR33RS
1,5 ml probówka do mikrofugeNeptun, San Diego, USA#3745
20% chlorek trifenylotetrazolu (TTC)Sigma-Aldrich, MO, USAT8877
ml polipropylenowa rurka z okrągłym dnemCorning, AZ, USA352059
5 ml probówka okrągłodenna z nasadką sitka do komórekCorning, AZ, Stany ZjednoczoneFalcon, #352235
96-dołkowa płytkaAlpha plus, Taoyuan Hsien, Tajwan16196
AgarBRS, Tainan, TajwanAG012
Czysty dyskAdvantec, Tokio, Japonia49005040
WirówkaEppendorf, Wielka Brytania5415R
Roztwór bromku etydynySigma-Aldrich, MO, USAE1510
Flukonazol, 2 mg / mlPfizer, Nowy Jork, Stany ZjednoczoneBC18790248
GraphPad PrismOprogramowanie GraphPadw wersji 7.0
Taśma z diodą elektroluminescencyjną (LED)Nanyi electronics Co., Ltd, Tainan, Tajwan5050Fala wzbudzenia: 500 ~ 550 nm
Niska temperatura. Inkubatory wstrząsoweYihder, Tajpej, TajwanLM-570D (R)
Wacikibawełniane do pielęgnacji jamy ustnejGood Verita Enterprise, Tajpej, Tajwan161357
Müller Hinton II agarBD biosciences, Kalifornia, USA211438
Wielomodowy czytnik mikropłytekUrządzenia molekularneSpectraMax i3x
spektrofotometr OD600Biochrom, Londyn, Wielka BrytaniaUltrospec 10
Rose BengalSigma-Aldrich, Stany Zjednoczone330000stężenie podstawowe 40 mg/ml = 4%, przygotować w PBS, przechowywać w temperaturze 4 & st.; C
Sterylizowana szklana rurkaSunmei, Tainan, TajwanAK45048-16100
Ekstrakt drożdżowy Pepton Dekstroza PożywkaHIMEDIA, IndieM1363
5 #

Bibliografia

  1. Soriano, A., et al. Invasive candidiasis: current clinical challenges and unmet needs in adult populations. J Antimicrob Chemother. 78 (7), 1569-1585 (2023).
  2. Pappas, P. G., Lionakis, M. S., Arendrup, M. C., Ostrosky-Zeichner, L., Kullberg, B. J. Invasive candidiasis. Nat Rev Dis Primers. 4, 18026(2018).
  3. Meyahnwi, D., Siraw, B. B., Reingold, A. Epidemiologic features, clinical characteristics, and predictors of mortality in patients with candidemia in Alameda County, California; a 2017-2020 retrospective analysis. BMC Infect Dis. 22 (1), 843(2022).
  4. Whittaker, P. A. The petite mutation in yeast. Subcell Biochem. 6, 175-232 (1979).
  5. Hatab, M. A., Whittaker, P. A. Isolation and characterization of respiration-deficient mutants from the pathogenic yeast Candida albicans. Antonie Van Leeuwenhoek. 61 (3), 207-219 (1992).
  6. Defontaine, A., et al. In-vitro resistance to azoles associated with mitochondrial DNA deficiency in Candida glabrata. J Med Microbiol. 48 (7), 663-670 (1999).
  7. Brun, S., et al. Relationships between respiration and susceptibility to azole antifungals in Candida glabrata. Antimicrob Agents Chemother. 47 (3), 847-853 (2003).
  8. Bouchara, J. P., et al. In-vivo selection of an azole-resistant petite mutant of Candida glabrata. J Med Microbiol. 49 (11), 977-984 (2000).
  9. Badrane, H., et al. Genotypic diversity and unrecognized antifungal resistance among populations of Candida glabrata from positive blood cultures. Nat Commun. 14 (1), 5918(2023).
  10. Shantal, C. -J. N., Juan, C. -C., Lizbeth, B. -U. S., Carlos, H. -G. J., Estela, G. -P. B. Candida glabrata is a successful pathogen: An artist manipulating the immune response. Microbiol Res. 260, 127038(2022).
  11. Gamarra, S., Mancilla, E., Dudiuk, C., Garcia-Effron, G. Candida dubliniensis and Candida albicans differentiation by colony morphotype in Sabouraud-triphenyltetrazolium agar. Rev Iberoam Micol. 32 (2), 126-128 (2015).
  12. Hung, J. H., et al. Rose bengal-mediated photodynamic therapy to inhibit Candida albicans. J Vis Exp. (181), e63558(2022).
  13. Cardoso, D. R., Franco, D. W., Olsen, K., Andersen, M. L., Skibsted, L. H. Reactivity of bovine whey proteins, peptides, and amino acids toward triplet riboflavin as studied by laser flash photolysis. J Agric Food Chem. 52 (21), 6602-6606 (2004).
  14. Hall, R. M., Trembath, M. K., Linnane, A. W., Wheelis, L., Criddle, R. S. Factors affecting petite induction and the recovery of respiratory competence in yeast cells exposed to ethidium bromide. Mol Gen Genet. 144 (3), 253-262 (1976).
  15. Chen, X. J., Clark-Walker, G. D. The petite mutation in yeasts: 50 years on. Int Rev Cytol. 194, 197-238 (2000).
  16. Piskur, J. Inheritance of the yeast mitochondrial genome. Plasmid. 31 (3), 229-241 (1994).
  17. Wong, T. W., Wang, Y. Y., Sheu, H. M., Chuang, Y. C. Bactericidal effects of toluidine blue-mediated photodynamic action on Vibrio vulnificus. Antimicrob Agents Chemother. 49 (3), 895-902 (2005).
  18. Wong, T. W., et al. Indocyanine green-mediated photodynamic therapy reduces methicillin-resistant Staphylococcus aureus drug resistance. J Clin Med. 8 (3), 411(2019).
  19. Warrier, A., Mazumder, N., Prabhu, S., Satyamoorthy, K., Murali, T. S. Photodynamic therapy to control microbial biofilms. Photodiagnosis Photodyn Ther. 33, 102090(2021).
  20. Hung, J. H., et al. Recent advances in photodynamic therapy against fungal keratitis. Pharmaceutics. 13 (12), 2011(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Candida glabrataantymikrobowa terapia fotodynamicznalekooporne drożdżaki Candidaterapia zielonym światłemmitochondrialny wskaźnik redoksleczenie grzybicygrzyby wielolekooporne
Indukcja drobnych kolonii w Candida glabrate za pomocą terapii fotodynamicznej za pośrednictwem Rose Bengal
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.