Opisujemy tutaj metody indukowania i analizowania zależnej od doświadczenia węchowego przebudowy synaptycznych kłębuszków nerkowych płata czułkowego w mózgu młodocianych Drosophila.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Zależna od doświadczenia przebudowa połączeń synaptycznych neuronów czuciowych młodzieńczych neuronów czuciowych we wczesnym okresie życia
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Doświadczenie zmysłowe węchu we wczesnym okresie życia powoduje dramatyczną przebudowę kłębuszków synaptycznych w mózgu młodocianych Drosophila, która jest empirycznie zależna od dawki, ograniczona czasowo i przejściowo odwracalna tylko w krótkim, dobrze zdefiniowanym okresie krytycznym. Kierunkowość przebudowy połączeń synaptycznych obwodów mózgu jest określana przez specyficzny zapach działający na klasę receptorów respondenta węchowych neuronów czuciowych. Ogólnie rzecz biorąc, każda klasa neuronów wyraża tylko jeden receptor zapachowy i unerwia pojedynczy węchowy kłębuszek synaptycznych. W modelu genetycznym Drosophila pełny wachlarz kłębuszków węchowych został precyzyjnie zmapowany na podstawie reakcji na zapach i wyników behawioralnych. Środek zapachowy maślanu etylu (EB) aktywuje neurony receptora Or42a unerwiające kłębuszki VM7. W krytycznym okresie wczesnego życia doświadczenia z EB napędzają zależną od dawki eliminację synaps w węchowych neuronach czuciowych Or42a. Czasowe okresy ekspozycji na dozowany zapach EB pozwalają na badanie zależnego od doświadczenia przycinania połączeń obwodowych w mózgu młodocianych. Obrazowanie pod mikroskopią konfokalną kłębuszków synaptycznych płata czułkowego odbywa się za pomocą markerów transgenicznych sterowanych receptorem Or42a, które zapewniają ilościowe określenie liczby synaps i objętości unerwienia. Zaawansowany zestaw narzędzi genetycznych Drosophila umożliwia systematyczną analizę mechanizmów komórkowych i molekularnych pośredniczących w przebudowie obwodów mózgowych.
Wprowadzenie
Przebudowa obwodów mózgowych u młodych osobników we wczesnym okresie życia stanowi ostatnią szansę na duże zmiany w połączeniach synaptycznych, aby dopasować się do bardzo zmiennego, nieprzewidywalnego środowiska, w którym rodzi się zwierzę. Jako najliczniejsza grupa zwierząt, owady dzielą ten ewolucyjnie zachowany, fundamentalny mechanizm przebudowy okresu krytycznego1. Okresy krytyczne otwierają się wraz z nadejściem bodźca sensorycznego, wykazują odwracalne zmiany obwodu w celu optymalizacji łączności, a następnie zamykają się, gdy siły stabilizacyjne opierają się dalszej przebudowie2. Owady są szczególnie zależne od węchowych informacji sensorycznych i wykazują dobrze zdefiniowany węchowy okres krytyczny. Drosophila stanowi doskonały model genetyczny do badania tego zależnego od doświadczenia okresu krytycznego w mózgu młodocianego. Doświadczenie odorantu w ciągu pierwszych kilku dni po eklozji powoduje uderzające zmiany łączności obwodów w indywidualnie zidentyfikowanych kłębuszkach synaptycznych 3,4. Kierunek przebudowy zależy od konkretnego doświadczenia z wejściowym odorantem. Niektóre substancje zapachowe powodują wzrost objętości kłębuszka synaptycznego na kilka dni po ekklonizacji (DPE)3,5,6,7, podczas gdy inne substancje zapachowe powodują szybką eliminację synaps w krytycznym okresie 0-2 DPE, co skutkuje zmniejszeniem objętości unerwienia8,9,10. W szczególności, doświadczenie z zapachem maślanu etylu (EB) napędza zależne od dawki przycinanie synaptyczne neuronów receptora węchowego Or42a tylko w tym krytycznym okresie wczesnego życia8. Eliminacja synaps jest całkowicie odwracalna poprzez modulację dopływu zapachu EB w okresie krytycznym, ale staje się trwała po zamknięciu okresu krytycznego. To zależne od doświadczenia węchowego przycinanie synaptyczne stanowi cenny system eksperymentalny do wyjaśnienia czasowo ograniczonych mechanizmów leżących u podstaw przebudowy obwodów mózgu u młodych ludzi.
Tutaj prezentujemy szczegółowy protokół używany do indukowania i analizowania zależnego od doświadczenia EB przycinania synaptycznego węchowych neuronów czuciowych receptora Or42a we wczesnym okresie życia. Pokazujemy, że zakończenia synaptyczne Or42a w płacie anteny kłębuszków nerkowych VM7 mogą być specyficznie znakowane przez transgeniczne kierowanie markerem mCD8::GFP na uwięzi błonowej, albo bezpośrednio połączonym z promotorem Or42a (Or42a-mCD8::GFP)11 lub przy użyciu systemu wyrażeń binarnych Gal4/UAS (Or42a-Gal4 sterujący UAS-mCD8::GFP)12. Poszczególne synapsy neuronów Or42a mogą być podobnie znakowane za pomocą ukierunkowanej transgenicznej ekspresji markerów presynaptycznej strefy aktywnej połączonych z szeregiem znaczników fluorescencyjnych (np. Bruchpilot::RFP)8 lub sygnału o dużej gęstości elektronów do analiz synaps ultrastrukturalnych (np. miniSOG-mCherry)8. Zakończenia synaptyczne Or42a można obrazować za pomocą kombinacji laserowej skaningowej mikroskopii konfokalnej i transmisyjnej mikroskopii elektronowej. Pokazujemy, że przycinanie kłębuszków synaptycznych Or42a jest zależne od dawki EB, skalując się do stężenia doznania zapachowego w czasie. Procentowa zawartość substancji zapachowej EB rozpuszczonej w oleju mineralnym używanym jako nośnik może być różna, podobnie jak czas trwania ekspozycji na środek zapachowy u zwierząt w stadium rozwoju. Na koniec pokazujemy metody stosowane do analizy zakresu przycinania kłębuszków synaptycznych poprzez pomiar intensywności i objętości fluorescencji unerwienia VM7. Liczbę synaps można również określić ilościowo, licząc znakowane punkty synaptyczne i mierząc parametry ultrastruktury synaptycznej za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej8. Ogólnie rzecz biorąc, przedstawiony tutaj protokół jest potężnym podejściem, które umożliwia systematyczną analizę zarówno komórkowych, jak i molekularnych mechanizmów pośredniczących w przycinaniu połączeń synaptycznych obwodu węchowego Drosophila w młodzieńczym okresie krytycznym. Ogólna konfiguracja ekspozycji na zapach opisana w tym badaniu została wykorzystana w poprzednich badaniach z wykorzystaniem innych zapachów i oznaczaniem innych kłębuszków nerkowych3,7.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Ekspozycja na substancje zapachowe
- Za pomocą cienkiego pędzla posortuj 40-50 zwierząt w stadium rozwojowym jako ciemne poczwarki pharate (90+ h po poczwarzeniu w temperaturze 25 °C) do fiolek z polistyrenu Drosophila o wymiarach 25 mm x 95 mm zawierających standardowy pokarm z melasy z mąki kukurydzianej (Rysunek 1A).
- Umieść drobną siatkę drucianą ze stali nierdzewnej na końcu fiolek Drosophila, aby zatrzymać muchy, a jednocześnie umożliwić dobry przepływ powietrza. Zabezpiecz nasadki z siatki drucianej przyklejoną przezroczystą folią z boku fiolek Drosophila.
- W probówce do mikrowirówek o pojemności 1,5 ml umieść 1 ml 100% oleju mineralnego (kontrola nośnika) lub rozpuść środek zapachowy na bazie maślanu etylu (EB) w oleju mineralnym w innej probówce, aby uzyskać pożądane stężenie (np. 15% (150 μL) lub 25% (250 μL)).
- Umieść probówki do sterowania pojazdem lub mikrowirówki do nawaniania w pozycji pionowej w hermetycznym pojemniku Glasslock o pojemności 3700 ml. Za pomocą taśmy zakotwicz rurki bezpiecznie w środku komór nawaniających razem z fiolkami Drosophila (Rysunek 1B).
- Umieścić szczelnie zamknięte komory kontrolne nośnika i komory nawaniacza EB zawierające etapowe fiolki poczwarek Drosophila pharate w wilgotnym (70%) inkubatorze o kontrolowanej temperaturze (25 °C) w cyklu 12 godzin/12 godzin światła/ciemności.
- Usuń nowo zamknięte muchy po 4 godzinach ekspozycji w komorze nawaniającej i szybko przenieś 20-25 much do świeżych fiolek Drosophila w komorach ze świeżo przygotowanym środkiem zapachowym (Rysunek 1A,B). Wyrzuć niezamknięte poczwarki.
- Muchy należy przechowywać w szczelnych komorach nawaniających w inkubatorach przez łącznie 24 godziny. Aby uzyskać dłuższe dozowanie środka zapachowego, należy co 24 godziny szybko przenosić muchy do nowych fiolek Drosophila w świeżo przygotowanych komorach zapachowych.
- Znieczulenie muszek w stadium rozwojowym poprzez zanurzenie ich w naczyniu z 70% etanolem na 1 minutę w ramach przygotowań do natychmiastowego wypreparowania mózgu i przetworzenia immunocytochemicznego.
2. Sekcja mózgu
- Oznacz fiolki jako kontrolne nośnika (tylko 100% oleju mineralnego) lub narażone na EB (% EB) poprzez etykietowanie i utrzymuj te oznaczenia przez cały czas trwania sekcji mózgu i późniejszego przetwarzania. Przetwórz 10-20 zwierząt dla każdego genotypu/stanu zapachowego.
- Za pomocą kleszczy przenieś pojedynczą znieczuloną muchę do małego naczynia ze świeżo przygotowanym roztworem soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS)13. Zanurz muchę w PBS i kontynuuj pełną sekcję mózgu z muchą całkowicie zanurzoną.
- Z cienkimi (#4) zaostrzonymi kleszczami w obu rękach, połóż muchę brzuszną stroną do góry i chwyć górną część klatki piersiowej jednym kleszczem, a głowę pod trąbką drugimi kleszczami. Uważaj, aby nie przeniknąć do mózgu.
- Zdejmij głowę z reszty ciała, delikatnie pociągając obiema rękami w przeciwnych kierunkach. Głowa powinna łatwo odczepić się od klatki piersiowej; pozostawić odizolowaną głowę do rozwarstwienia (Rysunek 1C).
- Wsuń kleszcze używane wcześniej do chwytania klatki piersiowej pod przeciwną stronę trąbki. Zacznij delikatnie ciągnąć naskórek egzoszkieletu w przeciwnych kierunkach, tak aby rozerwał się między oczami, odsłaniając mózg.
- Podczas ciągnięcia płaty wzrokowe mózgu mogą oddzielić się wraz z egzoszkieletem. Aby temu zapobiec, użyj powolnego, stałego pociągnięcia dwoma kleszczami podczas usuwania naskórka egzoszkieletu (Rysunek 1C, środek).
- Kontynuuj usuwanie naskórka egzoszkieletu z głowy. Upewnij się, że wszystkie części egzoszkieletu zostały usunięte. Usuń wszelkie tkanki przyczepione do mózgu, w tym ciało tłuszczowe i wystającą tchawicę.
- Aby zapobiec przywieraniu, przepłukać końcówkę pipety P20 środkiem PBS + 0,2% Triton-X 100 (PBST). Natychmiast po rozbiorze przenieś mózgi do roztworu utrwalającego (4% paraformaldehydu (PFA) + 4% sacharozy) w zaślepionej probówce (Rysunek 1C,D).
3. Immunocytochemia mózgu
- Unieruchom mózg przez 30 minut w temperaturze pokojowej (RT) z rotacją od końca do końca. Trzymając mózg w probówce, odpipetuj i odpowiednio zutylizuj niebezpieczny utrwalacz. Szybko umyj stałe mózgi 3x za pomocą PBS (Rysunek 1D).
- Mózgi często można znaleźć utknięte w nasadce rurek po obróceniu. Aby zapobiec przypadkowej utracie mózgu, która stanowi stałe zagrożenie we wszystkich transferach, podczas pipetowania płynów należy używać mikroskopu preparacyjnego.
- Przygotowując się do znakowania przeciwciałami, zablokuj utrwalone mózgi na 1 godzinę w RT w PBST + 1% albuminy surowicy bydlęcej (BSA) + 0,5% normalnej surowicy koziej (NGS) ze stałą rotacją końca końca (Rysunek 1D).
- Usunąć blok i inkubować mózgi z wybranym pierwszorzędowym przeciwciałem odpowiednio rozcieńczonym w PBST + 0,2% BSA + 0,1% NGS. Inkubować mózgi przez noc (14-16 godzin) w temperaturze 4 °C ze stałą rotacją.
UWAGA: Przykładowe użyte przeciwciała: szczurzy anty-CadN (rozcieńczenie 1:50)14 do oznaczania kłębuszków synaptycznych i kurczaka anty-GFP (1:1000)8 do oznaczania Or42a-mCD8::GFP (Rysunek 1D). - Odpipetować przeciwciało pierwotne. Myj mózgi 3x po 20 minut za pomocą PBST. Inkubować mózgi z przeciwciałami drugorzędowymi rozcieńczonymi w PBST z 0,2% BSA + 0,1% NGS przez 2 godziny w RT ze stałą rotacją.
UWAGA: Alternatywnie, inkubować mózgi przez noc (14-16 godzin) w temperaturze 4 °C. Rozcieńczyć przeciwciała w PBST 0,2% BSA + 0,1% NGS; Zastosowano tu przeciwciała drugorzędowe: 488 kozich anty-kurczaków (1:250) i 546 kozich antyszczurów (1:250). - Odpipetować przeciwciała drugorzędowe. Myj mózgi 3x po 20 minut za pomocą PBST. Na koniec myj mózgi przez 20 minut za pomocą PBS (Rysunek 1D).
- Przygotować szklane szkiełka mikroskopowe (75 mm x 25 mm), dodając do szkiełka dwa cienkie paski dwustronnej taśmy klejącej w odległości ~25 mm od siebie. Zapewnia to przekładkę, aby uniknąć zmiażdżenia mózgu.
- Odpipetować ~10-15 μL medium montażowego między dwoma paskami taśmy, aby zamontować mózgi. Za pomocą końcówki pipety P20 wstępnie przepłukanej PBST, przenieś oznaczone mózgi na szkiełko mikroskopowe (Rysunek 1E).
- Po przeniesieniu mózgów użyj cienkiego pędzla, aby je wyrównać, upewniając się, że płaty czułków są skierowane do góry. Poszukaj strony, która ma łukowaty garb, który będzie zawierał płaty czułków.
- Gdy mózgi są już odpowiednio zorientowane, przykryj je szklanym szkiełkiem nakrywkowym (nr 1.5H), upewniając się, że szkiełko nakrywkowe jest dobrze przymocowane do taśmy. Następnie wypełnij boki szkiełka nakrywkowego dodatkowym medium montażowym (Rysunek 1E).
- Uszczelnij krawędzie szkiełka nakrywkowego przezroczystym lakierem do paznokci. Pozostaw szkiełko do całkowitego wyschnięcia, a następnie przechowuj je w lodówce do późniejszego obrazowania.
4. Obrazowanie konfokalne
- Zaślep wszystkie preparaty mózgowe zarówno na genotyp, jak i warunki doświadczenia przed obrazowaniem, oznaczając szkiełko zakodowaną etykietą w celu późniejszego odkodowania.
- Użyj laserowego skaningowego mikroskopu konfokalnego z obiektywem zanurzonym w oleju 63x. Używamy mikroskopu Zeiss 510 META na wszystkich pokazanych tutaj obrazach (Rysunek 1F).
- Użyj odpowiednich linii laserowych dla zastosowanych fluoroforów. W tym przypadku użyj lasera Argon 488 i HeNe 543 do obrazowania kłębuszków synaptycznych płata antenowego i węchowych neuronów czuciowych Or42a (Rysunek 2).
- Określ optymalne wzmocnienie i przesunięcie dla obu kanałów, najlepiej zachowując wzmocnienie dla obu kanałów <750 i przesunięcie ≈0. Ma to na celu zapewnienie optymalnego stosunku sygnału do szumu przy jednoczesnym ograniczeniu tła.
- Umieść obrazowanie w centrum mózgu. Podczas obrazowania kłębuszki VM7 znajdują się proksymalnie do otworu pozostawionego w środku mózgu po usunięciu przełyku podczas sekcji (Rysunek 2A).
UWAGA: Kłębuszki nerkowe VM7 zawsze będą znajdować się blisko otworu przełyku. Jednak dokładna lokalizacja i rozmiar różnią się nieznacznie w zależności od sekcji mózgu i różnic w narastaniu, więc weź to pod uwagę podczas obrazowania. - Wybierz rozdzielczość obrazowania i grubość warstwy optycznej. W tym przypadku używana jest rozdzielczość 1024 x 1024 z grubością warstwy Z-stack wynoszącą 0,37 μm.
- Wykonaj całą konfokalną projekcję stosu Z przez płat antenowy, zapewniając uchwycenie pełnego unerwienia neuronu Or42a kłębuszków nerkowych VM7.
5. Pomiary synaptyczne
- Załaduj obraz z zaślepionym genotypem/kondycją na Fidżi (1.54f). Podziel kanały linii laserowej, klikając Obraz > Kolor > Podziel kanały.
- W węchowym kanale czuciowym Or42a określ, które wycinki zawierają unerwienie Or42a, przewijając cały stos Z, identyfikując, gdzie zaczyna się i kończy fluorescencja.
- Utwórz projekcję wycinków sumy zawierającą tylko wycinki zawierające unerwienie neuronu Or42a, klikając Stosy obrazów > > Z Projektuj > Sumuj wycinki i wprowadzając żądany zakres.
- Na Fidżi kliknij narzędzie Lasso na górnym pasku, aby prześledzić kontur unerwienia neuronu Or42a w kłębuszkach nerkowych VM7, traktując każde kłębuszki nerkowe po stronie mózgu niezależnie (Rysunek 3).
- Pomnóż obwód przez liczbę plasterków stosu Z i grubość każdego plasterka, aby uzyskać objętość unerwienia kłębuszka synaptycznego VM7. Aby określić ilościowo liczbę synaps, narzędzie find maxima może być używane wraz z makrem find maxima stacks do liczenia punktów synaps w zaznaczonym regionie8,15.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Rysunek 1 przedstawia schemat pracy dla metod ekspozycji na odoranty w okresie krytycznym zależnym od doświadczeń węchowych oraz obrazowania mózgu. Protokół rozpoczyna się od dopasowania wieku poczwarek w stadium pharate przed samym wyjściem z poczwarki (Rysunek 1A). Poczwarki umieszcza się w komorach z odorantem na 4 h, a następnie nowo wyklute osobniki przenosi się do świeżych fiolek, albo do komór kontrolnych z nośnikiem, albo do komór z dawką odorantu EB (
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Przedstawiony tutaj protokół ekspozycji na substancje zapachowe i obrazowania mózgu może być wykorzystany do wiarygodnego indukowania i ilościowego określania zależnego od doświadczenia węchowego przycinania kłębuszków nerkowych węchowych neuronów czuciowych we wczesnym okresie życia. Wcześniejsze badania wykorzystujące ten paradygmat leczenia do zbadania przebudowy obwodu węchowego rozpoczęły ekspozycję na zapach w 2dobie po eklozji 3,4,5
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.
Podziękowania
Dziękujemy pozostałym członkom Broadie Lab za ich cenny wkład. Figury zostały stworzone przy użyciu BioRender.com. Prace te były wspierane przez granty Narodowego Instytutu Zdrowia MH084989 i NS131557 dla K.B.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Do ekspozycji na zapach | |||
| Drosophila fiolki | Genesee Scientific | 32-110 | |
| Maślan etylu | Sigma Aldrich | E15701 | |
| Probówki do mikrowirówek | Fisher Naukowy | 05-408-129 | |
| Olej mineralny | Sigma Aldrich | M3516 | |
| Komory zapachowe | Glasslock | ||
| Pędzle malarskie | Winsor & Newton | Series 233 | |
| Parafilm | Thermofisher | S37440 | |
| Siatka druciana | Scienceware | 378460000 | |
| Brain Dissection | |||
| Etanol, 190 proof | Decon Labs | 2801 | Rozcieńczony do 70% |
| kleszczy | Fine Science Tools | 11251-30 | Dumont #5 |
| Paraformaldehyd | Mikroskop elektronowy Sciences | 157-8 | Rozcieńczony do 4% |
| szalki Petriego | Fisher Scientific | 08-757-100B | |
| Solanka buforowana fosforanami | Thermo Fisher Scientific | 70011-044 | Rozcieńczona do 1x |
| sacharozy | Fisher Scientific | BP220-1 | |
| Sylgard | Mikroskop Elektronowy Nauki | 24236-10 | |
| Triton-X 100 | Fisher Scientific | BP151-100 | |
| Brain Immunocytochemia | |||
| 488 kozia anty-kurczak | Invitrogen | A11039 | |
| 546 kozia antyszczura | Invitrogen | A11081 | |
| Albumina surowicy bydlęcej | Sigma Aldrich | A9647 | |
| Kurczak anty-GFP | Abcam | 13970 | |
| Szkiełka nakrywkowe | Avantor | 48366-067 | 25 x 25 mm |
| Taśma dwustronna | Scotch | 34-8724-5228-8 | |
| Fluoromount-G | Mikroskop elektronowy Sciences | 17984-25 | |
| Szkiełka mikroskopowe | Fisher Scientific | 12-544-2 | 75 x 25 mm |
| Lakier do paznokci | Sally Hansen | 109 | Xtreme Wear, Niewidoczna |
| Normalna kozia surowica | Sigma Aldrich | G9023 | |
| Szczurze badania rozwojowe anty-CadN | Bank hybrydoma | AB_528121 | |
| Mikroskop konfokalny/Analiza | |||
| dowolny komputer/laptop | |||
| Carl Zeiss | Zeiss 510 META | ||
| Oprogramowanie | Fidżi Fidżi | Wersja 2.14.0/1.54f |
Bibliografia
- English, S., Barreaux, A. M. The evolution of sensitive periods in development: insights from insects. Curr Opinion Behav Sci. 36, 71-78 (2020).
- Fabian, B., Sachse, S. Experience-dependent plasticity in the olfactory system of Drosophila melanogaster and other insects. Fron Cell Neurosci. 17, 1130091(2023).
- Devaud, J. M., Acebes, A., Ferrús, A. Odor exposure causes central adaptation and morphological changes in selected olfactory glomeruli in Drosophila. J Neurosci. 21 (16), 6274-6282 (2001).
- Devaud, J. M., Acebes, A., Ramaswami, M., Ferrús, A. Structural and functional changes in the olfactory pathway of adult Drosophila take place at a critical age. J Neurobiol. 56 (1), 13-23 (2003).
- Sachse, S., et al. Activity-dependent plasticity in an olfactory circuit. Neuron. 56 (5), 838-850 (2007).
- Das, S., et al. Plasticity of local GABAergic interneurons drives olfactory habituation. Pro Natl Acad Sci U S A. 108 (36), E646-E654 (2011).
- Kidd, S., Struhl, G., Lieber, T. Notch is required in adult Drosophila sensory neurons for morphological and functional plasticity of the olfactory circuit. PLoS Genet. 11 (5), e1005244(2015).
- Golovin, R. M., Vest, J., Vita, D. J., Broadie, K. Activity-dependent remodeling of Drosophila olfactory sensory neuron brain innervation during an early-life critical period. J Neurosci. 39 (16), 2995-3012 (2019).
- Golovin, R. M., Vest, J., Broadie, K. Neuron-specific FMRP roles in experience-dependent remodeling of olfactory brain innervation during an early-life critical period. J Neurosci. 41 (6), 1218-1241 (2021).
- Chodankar, A., Sadanandappa, M. K., Raghavan, K. V., Ramaswami, M. Glomerulus-selective regulation of a critical period for interneuron plasticity in the drosophila antennal lobe. J Neurosci. 40 (29), 5549-5560 (2020).
- Stephan, D., et al. Drosophila Psidin regulates olfactory neuron number and axon targeting through two distinct molecular mechanisms. J Neurosci. 32 (46), 16080(2012).
- Doll, C. A., Broadie, K. Activity-dependent FMRP requirements in development of the neural circuitry of learning and memory. Development. 142 (7), 1346-1356 (2015).
- Tito, A. J., Cheema, S., Jiang, M., Zhang, S. A simple one-step dissection protocol for whole-mount preparation of adult Drosophila brains. J Vis Exp. (118), e55128(2016).
- Okumura, M., Kato, T., Miura, M., Chihara, T. Hierarchical axon targeting of Drosophila olfactory receptor neurons specified by the proneural transcription factors Atonal and Amos. Genes to Cells. 21 (1), 53-64 (2016).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Vita, D. J., Meier, C. J., Broadie, K. Neuronal fragile X mental retardation protein activates glial insulin receptor mediated PDF-Tri neuron developmental clearance. Nat Comm. 12 (1), 1160(2021).
- Gugel, Z. V., Maurais, E. G., Hong, E. J. Chronic exposure to odors at naturally occurring concentrations triggers limited plasticity in early stages of Drosophila olfactory processing. eLife. 12, 85443(2023).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
