Ten protokół pozwala na ilościowe określenie in vivo podatności i rozciągliwości żył za pomocą cewnikowania i angiografii 3D jako procedury przetrwania, co pozwala na różnorodność potencjalnych zastosowań.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Kwantyfikacja podatności i rozciągliwości żyły głównej dolnej w modelu owiec in vivo przy użyciu angiografii 3D
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Syntetyczne przeszczepy naczyniowe pokonują niektóre wyzwania związane z alloprzeszczepami, autoprzeszczepami i ksenoprzeszczepami, ale często są bardziej sztywne i mniej podatne niż natywne naczynie, do którego są wszczepiane. Zgodność z rodzimym naczyniem staje się kluczową właściwością dla powodzenia przeszczepu. Obecny złoty standard oceny zgodności zbiornika obejmuje wycięcie zbiornika i dwuosiowe testy mechaniczne ex vivo. Opracowaliśmy metodę in vivo do oceny podatności i rozciągliwości żylnej, która lepiej odzwierciedla naturalną fizjologię i uwzględnia wpływ zmiany ciśnienia spowodowanej przepływem krwi i wszelkimi obecnymi zmianami morfologicznymi.
Ta metoda została zaprojektowana jako procedura przetrwania, ułatwiająca badania podłużne, a jednocześnie potencjalnie zmniejszająca potrzebę wykorzystania zwierząt. Nasza metoda polega na wstrzyknięciu bolusa z solą fizjologiczną o stężeniu 20 ml / kg do naczyń dożylnych, a następnie pobraniu angiogramów 3D przed i po bolusie w celu obserwacji zmian wywołanych przez bolus, jednocześnie z pomiarami ciśnienia wewnątrznaczyniowego w obszarach docelowych. Jesteśmy wtedy w stanie zmierzyć obwód i pole przekroju poprzecznego naczynia przed i po bolusie.
Na podstawie tych danych i ciśnienia wewnątrznaczyniowego, jesteśmy w stanie obliczyć zgodność i rozciągliwość z określonymi równaniami. Metodę tę zastosowano do porównania podatności i rozciągliwości żyły głównej dolnej u rodzimych nieoperowanych owiec z przewodem owiec, którym wszczepiono długoterminowy przeszczep z ekspandowanego politetrafluoroetylenu (PTFE). Stwierdzono, że natywne naczynie jest bardziej podatne i rozciągliwe niż przeszczep PTFE we wszystkich mierzonych miejscach. Wnioskujemy, że metoda ta bezpiecznie zapewnia pomiary in vivo podatności i rozciągliwości żył.
Wprowadzenie
Pacjenci z krytycznymi anomaliami serca wymagają operacji rekonstrukcyjnej. Większość operacji rekonstrukcyjnych wymaga użycia materiałów protetycznych, w tym przeszczepów naczyniowych. Potencjalne kanały łączące tę przestrzeń obejmują materiały syntetyczne lub biologiczne. Początkowo homografty były używane jako kanał Fontana, ale od tego czasu zostały porzucone z powodu dużej częstości występowania zwapnień i incydentów ostrej fazy1. Obecnie stosuje się syntetyczne przeszczepy naczyniowe pochodzące z polimerów nieorganicznych. Pozostaje wyzwaniem, że te przeszczepy są mniej podatne niż natywne naczynie, do którego są wszczepiane, i mają długotrwałe powikłania, takie jak zwężenie, niedrożność i zwapnienie1,2,3,4,5.
Struktura syntetycznych przeszczepów naczyniowych nadaje się do mechanicznej wytrzymałości na rozciąganie, co prowadzi do ich niezmiennie mniejszej podatności w porównaniu do tkanek natywnych2. Podatność naczyniowa, która określa zmianę objętości naczynia pod wpływem zmiany ciśnienia, służy jako wskaźnik reakcji naczynia na obciążenia mechaniczne. Różnica między materiałem przeszczepu a właściwościami natywnego naczynia powoduje niezgodność zgodności, która, jak wykazano, zakłóca wzorce przepływu krwi, powodując obszary recyrkulacji i separacji przepływu2,6,7,8,9. Zjawisko to zmienia naprężenie ścinające na ścianie śródbłonka i indukuje przerost błony wewnętrznej2,7,8,9. Takie reakcje mogą prowadzić do powikłań związanych z przeszczepem, co wymaga wymiany przeszczepu lub ponownej interwencji6.
Ponieważ podatność naczyniowa odgrywa kluczową rolę w określaniu wyników przeszczepu, dokładny pomiar tej właściwości jest niezbędny. Obecnie złotym standardem pomiaru podatności naczyniowej są dwuosiowe badania mechaniczne rurek rurowych ex vivo. Metoda ta polega na wycięciu przeszczepu lub naczynia będącego przedmiotem zainteresowania, połączeniu go z rurkami lateksowymi i zwiększeniu ciśnienia w celu oceny zachowania naprężeń obwodowych przy różnych ciśnieniach. Zgodność jest określana przez porównanie ciśnienia z pomiarem średnicy wewnętrznej10. Jednak metody ex vivo mają pewne wady. Przy ocenie funkcjonalności wszczepionych przeszczepów metodą ex vivo konieczne jest poświęcenie zwierząt i eksplantacja przeszczepów, co uniemożliwia przeprowadzenie długotrwałych badań. W związku z tym opracowaliśmy protokół pomiaru zgodności in vivo.
Nasza grupa skupia się na opracowywaniu tkankowo modyfikowanych przeszczepów naczyniowych (TEVG) do wykorzystania w chirurgii Fontana w celu złagodzenia wrodzonej wady serca hipoplastycznego zespołu lewego serca (HLHS). Ostatnie osiągnięcia w dziedzinie chirurgii wrodzonych wad serca poprawiły wyniki pooperacyjne, prowadząc do wydłużenia średniej długości życia. To sprawia, że długoterminowe właściwości i powodzenie wszczepionego przewodu naczyniowego mają coraz większe znaczenie. Obecnie nie istnieje żaden zwierzęcy model HLHS, więc oceniamy nasze przeszczepy w przyspieszonym modelu przeszczepu interpozycji żyły głównej dolnej dużego zwierzęcia (IVC). Chociaż model ten nie próbuje stworzyć przepływu cyrkulacji Fontana, skutecznie podsumowuje unikalne warunki hemodynamiczne. Nasze niedawne zastosowanie tego protokołu in vivo wykazało znaczące różnice w zgodności przeszczepów między naszymi przeszczepami TEVG a konwencjonalnymi szczepionkami z ekspandowanego politetrafluoroetylenu (PTFE)11. Ponieważ poprzednie badanie nie koncentrowało się na metodologii, przeprowadziliśmy dodatkowe eksperymenty szczegółowo opisujące tę nowatorską metodę in vivo.
Umieściliśmy syntetyczny przeszczep, który obecnie służy jako standard opieki, składający się ze spienionego politetrafluoroetylenu (PTFE), u badanych owiec z Dorset i porównaliśmy go z rodzimym IVC u chirurgicznie niedoświadczonych zwierząt kontrolnych. Protokół ten został przeprowadzony na grupie PTFE 5-7 lat po implantacji przewodu PTFE oraz nieoperowanych zwierząt kontrolnych w różnym wieku. W związku z tym, w kolejnych sekcjach opisujących protokół i reprezentatywne wyniki, będziemy od czasu do czasu odnosić się do obszaru zainteresowania jako na przykład środka obszaru przeszczepu (midgraft) przeszczepu z inpozycją IVC.
Ten protokół pozwala nam analizować in vivo zgodność przewodu PTFE, o którym wiadomo, że jest niezgodny w długoterminowym punkcie czasowym, z żyłą natywną. Zdecydowaliśmy się porównać kliniczny standardowy materiał, PTFE, z natywną nieoperowaną żyłą. Wybraliśmy długoterminowy punkt czasowy, ponieważ wiadomo, że przewód PTFE pozostaje niezgodny i jest podatny na zwapnienie, co jeszcze bardziej zmniejsza jego zgodność11. Zdecydowaliśmy się na przeprowadzenie wszystkich porównań in vivo, ponieważ ogólnoustrojowe zmiany hemodynamiczne są dokładnie odzwierciedlone w pomiarach uzyskanych metodami in vivo. Na podstawie tego porównania stwierdziliśmy, że protokół ten jest w stanie potwierdzić niezgodność PTFE i uzyskać pomiary zgodności żylnej in vivo w bezpieczny i powtarzalny sposób. Metoda ta została z powodzeniem zaimplementowana w opublikowanym badaniu w celu wykazania statystycznie istotnych różnic między przewodami PTFE a przeszczepami naczyniowymi inżynierii tkankowej (TEVG) in vivo11.
Ogólnym celem tego protokołu jest obliczenie zgodności i rozciągliwości IVC klatki piersiowej w modelu dużego zwierzęcia owczego przy użyciu pomiarów in vivo z procedury przeżycia. W tym celu zobrazowaliśmy i zmierzyliśmy zmiany w obwodzie i polu przekroju poprzecznego IVC klatki piersiowej do bolusa płynnego. Jednocześnie zmierzyliśmy wewnątrznaczyniową zmianę ciśnienia i wykorzystaliśmy te pomiary do obliczenia podatności i rozciągliwości. Korzystanie z obrazowania angiografii 3D daje nam wiele korzyści, w tym możliwość dostosowania widoku obrazu po zrobieniu zdjęcia, aby zapewnić, że nasze pomiary są wykonywane z przekroju żyły, a także pozwalają nam mierzyć wiele miejsc wzdłuż naczynia. Trzy obszary zainteresowania w tym badaniu to obszar śródprzeszczepu, a także dwa sąsiednie miejsca zespolenia przeszczepu PTFE oraz porównywalne obszary w natywnym IVC. Przeprowadzanie eksperymentów in vivo przynosi korzyści z oceny funkcjonalności przeszczepów w rzeczywistym przepływie krwi i w otoczeniu tkanek i narządów. Uważa się, że pomiary uzyskane tą metodą odzwierciedlają rzeczywistą funkcjonalność przeszczepów w żywym organizmie.
Protokół jest podzielony na sześć głównych sekcji, w tym przygotowanie owcy przed zabiegiem, cewnikowanie, zbieranie danych wyjściowych przed bolusem, zbieranie danych z badań, odzyskiwanie zwierząt i analiza danych. W części poświęconej przygotowaniu zwierząt omawiamy sedację, rozpoczęcie znieczulenia oraz rozmieszczenie sprzętu monitorującego używanego podczas procedury cewnikowania. W drugiej części wyjaśniamy proces umieszczania dwóch osłonek cewnika potrzebnych do akwizycji danych. W tym protokole obie osłonki umieszcza się w prawej żyle szyjnej wewnętrznej (IJV), aby umożliwić wprowadzenie dwóch cewników wielotorowych do naczynia. Jeden z nich zostanie umieszczony w obszarze zainteresowania, aby zarejestrować zmianę ciśnienia, a drugi zostanie umieszczony niżej w żyle w celu wstrzyknięcia kontrastu. Po umieszczeniu cewników pobiera się wyjściowy angiograf 3D przed bolusem w celu porównania. Gromadzenie danych z badania rozpoczyna się od przygotowania bolusa soli fizjologicznej w systemie worków ciśnieniowych do podania, dostarczenia bolusa soli fizjologicznej z rejestracją ciśnienia wewnątrznaczyniowego i wykonania angiografu 3D po bolusie. Następnie opisujemy proces mający na celu ułatwienie powrotu owiec do zdrowia po protokole. Na koniec omawiamy metodę uzyskiwania właściwych obrazów i pomiarów przekrojowych do analizy i porównania statystycznego.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Protokół badania został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) w Abigail Wexner Research Institute przy Nationwide Children's Hospital (AR22-0004). Wszystkie zwierzęta otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z wytycznymi Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, opublikowanymi przez National Institutes of Health.
1. Przygotowanie zwierząt
- Na 1 tydzień przed kanulacją zespół weterynaryjny powinien ocenić stan owcy, w tym przeprowadzić badanie fizykalne i analizę oznak życiowych, aby upewnić się, że zwierzę może bezpiecznie przejść znieczulenie.
- Zwierzę należy głodzić przez noc lub do 12 h przed zabiegiem, aby ograniczyć ryzyko aspiracji treści żołądkowej podczas indukcji znieczulenia.
- Naciśnij przycisk on na panelu sterowania, aby włączyć system C-ramionowy i angiografię 3D (Rysunek 1A). Poczekaj, aż system zostanie całkowicie załadowany.
UWAGA: Upewnij się, że fluoroskopia jest wstrzymana do momentu rozpoczęcia obrazowania i że cały personel nosi ochronne fartuchy ołowiane. - Przygotuj sól fizjologiczną z heparyną do użycia w procedurze, dodając 1 mL heparyny (stężenie 1 000 jednostek USP/mL) do 1 000 mL 0,9% soli fizjologicznej.
- Wygol lewą stronę szyi i przemyj alkoholem. Podaj sedację, wstrzykując kombinację ketaminy (4 mg/kg), butorfanolu (0,1 mg/kg) i diazepamu (0,5 mg/kg) do lewej żyły szyjnej.
- Umieść osedowanego barana na łóżku szpitalnym w pozycji brzusznej w celu intubacji. Przeprowadź intubację rurką endotrachealną (ET) o średnicy 9-14 mm, zależnie od wielkości zwierzęcia, odsuwając język i nagłośnię za pomocą laryngoskopu i wprowadzając rurkę ET do tchawicy.
- Ustaw owcę w pozycji bocznej prawej. Podłącz rurkę ET do respiratora i prowadź wentylację mechaniczną 100% tlenem z przepływem 1-3 L/min.
- Utrzymuj znieczulenie za pomocą 1-3% izofluranu podawanego drogą wziewną. Ustaw częstotliwość oddechów na 15-30 oddechów/min oraz objętość koniec-wydechową na 8-10 mL/kg.
- Umieść standardowy sprzęt monitorujący, w tym mankiet do pomiaru ciśnienia tętniczego na prawej przedniej nodze, klips ucha do monitorowania saturacji tlenem na prawym uchu, sondę temperatury w przełyku oraz monitor CO2 koniec-wydechowy na rurce ET. Wygol wełnę z tylnej części każdej kopyta między paznokciami bocznymi a piętą. Przyklej elektrody do elektrokardiogramu (EKG) i zabezpiecz je taśmą.
- Nawilż oba oczy, nakładając maść oftalmiczną, i wprowadź sondę orogastryczną, aby zapewnić ewakuację gazów i pokarmu.
- Załóż linię dożylną (IV) w lewej żyle szyjnej wewnętrznej (IJV), aby umożliwić podawanie propofolu w ciągłym wlewie (CRI) (20-40 mg∙kg-1∙h-1), płynów utrzymujących (10 mL∙kg-1∙h-1) oraz bolusa soli fizjologicznej.
- Ustaw owcę w pozycji bocznej lewej. Wygol prawą stronę szyi, aby uzyskać dostęp do miejsca kanulacji (Rysunek 2A). Przemyj obszar co najmniej 2 razy alkoholem i 2 razy chlorheksydyną.
- Odłącz zwierzę od sprzętu monitorującego i respiratora, a następnie przenieś je na stół w laboratorium kanulacji. Ponownie ustaw zwierzę w pozycji bocznej lewej (Rysunek 3A).
- Ponownie podłącz respirator i sprzęt monitorujący (odprowadzenia EKG, sondę temperatury, mankiet ciśnieniowy, pulsoksymetr).
- Utrzymuj znieczulenie podczas procedury, podając wziewnie 1-3% izofluranu z 100% O2 i/lub propofol w systemie CRI (20-40 mg∙kg-1∙h-1).
UWAGA: Oceń głębokość znieczulenia, monitorując ruchy zwierzęcia, reakcję na bodźce bólowe, częstotliwość oddechów, tętno i ciśnienie tętnicze. W razie potrzeby dostosuj sedację, np. podając bolus 5-10 mL propofolu, aby pogłębić poziom znieczulenia. - Zmierz szerokość owcy w obszarze serca za pomocą dużego suwmiarki. Podziel szerokość przez 2, aby ustawić przetwornik ciśnienia.
- Aseptycznie oczyść miejsce operacyjne i obłóż je sterylnymi obłożeniami (Rysunek 2B,C).
2. Cewnikowanie
- Przenieś ramię C z pozycji parkingowej na klatkę piersiową owcy i podnieś stół w razie potrzeby. Naciśnij przyciski 7 i 3 na panelu sterowania, a następnie przytrzymaj przycisk Start, aby wykorzystać zaprogramowane ustawienia do automatycznego pozycjonowania stołu i ramienia C po lewej stronie stołu (Rysunek 1A).
- Uzyskaj dostęp do prawej żyły szyjnej wewnętrznej (IJV), używając igły do mikropunkcji 21 G i strzykawki Luer Slip 10 cc; wprowadź igłę do IJV w kierunku kranio-kaudalnym przez skórę, jednocześnie cofając tłok strzykawki. Upewnij się, że krew została zasana, aby potwierdzić, że igła znajduje się w naczyniu (Rysunek 2A, B).
- Ostrożnie odłącz strzykawkę, utrzymując igłę w stałej pozycji.
- Wprowadź stalowy (SS) drucik prowadzący 0,018 cala przez igłę do naczynia na około połowę jego długości. Usuń igłę znad drucika SS.
- Nasuń dylatator 5-French (Fr) na drucik SS i wprowadź go do naczynia. Usuń wewnętrzną część dylatatora oraz drucik SS. Wprowadź drut prowadzący 0,038 cala przez dylatator do naczynia na około połowę jego długości, a następnie usuń dylatator.
- Użyj skalpela z ostrzem nr 11, aby naciąć skórę nad żyłą w miejscu wprowadzenia drutu. Nasuń osłonkę 9-Fr na drut prowadzący i wprowadź ją do naczynia. Usuń wewnętrzną część osłonki oraz drut prowadzący.
- Potwierdź prawidłowe umieszczenie osłonki poprzez zasanie krwi, a następnie przemyj osłonkę solą fizjologiczną z heparyną.
- Powtórz kroki 2.2-2.7, tak aby w prawej IJV znajdowały się dwie osłonki 9-Fr.
- Podaj dożylnie 150 U/kg heparyny, aby zapobiec krzepnięciu.
- Użyj pedału nogą, aby uruchomić fluoroskopię (Rysunek 1B). Wprowadź cewnik Judkins Right (JR) przez osłonkę, prowadząc go przez klatkową część żyły głównej dolnej (IVC), przez przeponę do brzusznej części IVC.
- Przesuń drut Rosena przez cewnik JR, aż dotrze on do brzusznej IVC i jego końcówka wyjdzie z cewnika JR. Trzymając drut Rosena w miejscu, delikatnie usuń cewnik JR.
- Powtórz kroki 2.10-2.11 z drugą osłonką.
- Nasuń cewnik Multitrack 7-Fr na każdy z drutów Rosena.
- Pod kontrolą fluoroskopii umieść jeden angiograficzny cewnik multitrack w brzusznej IVC do wstrzykiwania kontrastu.
- Korzystając z fluoroskopii, umieść drugi angiograficzny cewnik multitrack w konkretnym obszarze zainteresowania (np. w centrum przeszczepu) w celu pomiaru ciśnienia (Rysunek 2C).
Rysunek 1: Panel sterowania. (A) Panel sterowania systemu angiografii 3D (B) Pedały sterujące fluoroskopią Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 2: Kanulacja zwierzęcia. (A) Główne pole operacyjne przygotowane do kanulacji. (B) Technika wizualizacji prawej żyły szyjnej wewnętrznej (czarne strzałki). (C) Przez prawą żyłę szyjną wewnętrzną wprowadzono dwa wielotorowe cewniki angiograficzne (niebieska strzałka: pomiar ciśnienia w przeszczepie; czerwona strzałka: wstrzyknięcie kontrastu do brzusznego odcinka IVC; biała strzałka: sztywne prowadnice). Skrót: IVC = żyła główna dolna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
3. Gromadzenie danych wstępnych
- Podłącz multitrack wycentrowany w obszarze zainteresowania do przetwornika ciśnienia za pomocą kurka trójdrożnego. Przy kurku otwartym na multitrack, odciągnij zawartość strzykawką 10 mL, aż pęcherzyki powietrza zostaną usunięte i pojawi się krew.
- Odwróć strzykawkę 10 mL do góry dnem i wstrzyknij krew z powrotem do owcy, dbając o to, aby nie wtłoczyć powietrza do multitracku. Przepłucz multitrack solą fizjologiczną z heparyną.
- Przełącz pozycję zamknięcia kurka na stronę strzykawki, tak aby przetwornik ciśnienia i multitrack były ze sobą połączone.
- Przygotuj wstrzykiwacz kontrastu, dodając środek kontrastowy. Minimalna objętość dla angiogramu 3D wynosi 60 mL, a całkowita ilość kontrastu nie może przekroczyć 5 mL/kg lub 250 mL.
- Podłącz wstrzykiwacz kontrastu do multitracku wycentrowanego w brzusznym IVC. Używając wstrzykiwacza kontrastu, powoli obracaj pokrętłem przeciwnie do ruchu wskazówek zegara, aby usunąć pęcherzyki powietrza z multitracku, aż pojawi się krew. Obracaj pokrętłem zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby powoli wtłaczać kontrast do multitracku.
- Użyj fluoroskopii, aby potwierdzić moment dotarcia kontrastu do końcówki multitracku.
- Podziel całkowitą ilość kontrastu użytego do angiogramu 3D przez 5, aby uzyskać wartość w mL/s. Ustaw przyrost prędkości na 0 oraz ciśnienie na 600 psi.
- Ustaw ramię C w trybie zaprogramowanym, klikając przycisk Program w prawym górnym rogu ekranu oraz przycisk 3D DSA 110 8'' (angiografia 3D z SID 110 cm i polem widzenia 8 cali).
- Odsuń wszystkie przedmioty i osoby od przodu i boków stołu. Uruchom program ramienia C, klikając przycisk numer 3 na panelu sterowania. Ustaw docelowy obszar (np. środek przeszczepu) w centrum płaszczyzny x-y (Rysunek 3A-C).
- Przejdź do drugiego programu, klikając przycisk numer 4 na panelu sterowania. Odpowiednio dostosuj wysokość stołu, aby wycentrować obszar zainteresowania.
- Naciśnij przycisk numer 5 i wykonaj obraz testowy.
- Przeprowadź test zakresu ruchu ramienia C, klikając przycisk Confirm Conditions oraz | Start (Rysunek 3D,E).
- Poproś anestezjologa o wstrzymanie wentylacji i wykonaj rotacyjny angiogram 3D z wstrzyknięciem kontrastu, uruchamiając program środkowym pedałem akwizycji. Jednocześnie zmierz i zarejestruj średnie ciśnienie w obszarze docelowym.
Rysunek 3: Pozycjonowanie ramienia C i zakres ruchu. (A) Pozycjonowanie owcy na początku procedury (B) Pierwsza pozycja dla programu angiografii 3D (C) Ramię C przesunięte w osi xy (D) Ramię C przesunięte w osi z (E) Ramię C kończące obrót testowy w pełnym zakresie ruchu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
4. Podawanie bolusa soli fizjologicznej i zbieranie danych
- Przygotować 20 mL/kg 0,9% soli fizjologicznej.
- Aby przygotować worek do podawania bolusa pod ciśnieniem, umieścić worek z 1 000 mL 0,9% soli fizjologicznej w urządzeniu do nadciśnieniowego podawania płynów. W razie potrzeby użyć drugiego urządzenia, aby uzyskać całkowitą objętość do podania.
- Ściskać gruszkę pompowania, aż manometr wskaże wartość w zielonej strefie, bezpośrednio przed czerwoną linią (ciśnienie 250-300 mmHg). Przepłukać linię solą fizjologiczną i usunąć pęcherzyki powietrza.
- Podłączyć worek z solą fizjologiczną pod ciśnieniem do wprowadzacza 9-Fr i utrzymać ciśnienie 250-300 mmHg, aby zapewnić stałą prędkość podawania bolusa. Podawać płyn do momentu, aż owca otrzyma bolus odpowiadający 20 mL/kg lub do czasu osiągnięcia średniego ciśnienia 15 mmHg.
- Podczas podawania bolusa co minutę rejestrować ciśnienia wewnątrznaczyniowe w docelowym obszarze.
- Przygotować ramię C do drugiej angiografii rotacyjnej 3D, powtarzając kroki 3.9-3.12. Natychmiast po zakończeniu podawania bolusa, zanim ciśnienie zacznie spadać, wykonać drugą angiografię 3D oraz jednoczesny pomiar ciśnienia wewnątrznaczyniowego, rozpoczynając procedurę zgodnie z opisem w kroku 3.13.
5. Odzyskiwanie
- Po zakończeniu obrazowania, ustaw ramię C w zaprogramowanej pozycji parkingowej, wpisując numer 77 i przytrzymując przycisk Start, aż ramię C zajmie właściwą pozycję.
- Usuń wielotorowe cewniki angiograficzne oraz druty Rosena.
- Usuń obie pochwy, wywierając bezpośredni ucisk na miejsca wprowadzenia za pomocą plastra hemostatycznego przez co najmniej 7 min, aby zatrzymać krwawienie.
- Owiń plastry i szyję sterylną gazą w taki sposób, aby owijka była stabilna i utrzymywała ucisk, ale nie zbyt ciasna, by nie ryzykować odcięcia krążenia lub utrudnienia oddychania.
- Wyłącz środki znieczulające (izofluran i/lub propofol w CRI).
- Utrzymuj owcę pod respiratorem z 100% O2 do momentu, aż zacznie oddychać samodzielnie w sposób stabilny.
UWAGA: Objawami wybudzania się owcy są: ruchy, mruganie, reakcja na bodźce bólowe, napięcie żuchwy lub próby żucia oraz oddychanie bez wsparcia respiratora. - Gdy owca będzie w stanie oddychać samodzielnie, przeprowadź ekstubację (usuń rurkę endotrachealną) i usuń zgłębnik orogastryczny.
- Usuń cały sprzęt monitorujący i przenieś owcę na łóżko szpitalne. Przenieś ją z powrotem do pomieszczenia chlewnego.
- Pomagaj owcy w utrzymaniu pozycji leżenia brzusznego lub podczas prób wstawania, aż będzie w stanie samodzielnie utrzymać równowagę. Zapobiegaj wbieganiu zwierząt w ściany.
UWAGA: Ściśle monitoruj zwierzęta podczas rekonwalescencji. W przypadku zaobserwowania jakichkolwiek oznak bólu lub stresu, skonsultuj się z zespołem weterynaryjnym. - Gdy zwierzęta będą wydawać się wystarczająco rozbudzone, podaj im niewielkie ilości siana lub ziarna.
6. Analiza danych
- Wyeksportuj oryginalne surowe dane z angiografii 3D z oprogramowania do obrazowania angiograficznego w formacie plików DICOM.
- Uruchom oprogramowanie do przeglądania plików DICOM. Przeciągnij i upuść plik angiografii 3D do przeglądarki, aby go otworzyć (Rycina 4A).
- W oprogramowaniu do przeglądania DICOM wybierz narzędzie 3D MPR (Multi-Planar Reconstruction), aby wygenerować trójwymiarową rekonstrukcję danych angiograficznych. Wyświetlą się trzy oddzielne widoki 2D pod różnymi kątami: w płaszczyźnie osiowej, strzałkowej (Rycina 4B) oraz czołowej (Rycina 4C).
- Dostosuj położenie i orientację obszaru docelowego w płaszczyznach strzałkowej i czołowej, aby uzyskać pożądaną pozycję pionową, umieszczając obszar docelowy w centrum i obracając linie referencyjne na każdej płaszczyźnie za pomocą narzędzia ręcznego (Rycina 4D).
- Użyj narzędzia ołówka w przeglądarce DICOM, aby obrysować ścianę naczynia w widoku osiowym obszaru docelowego (Rycina 4E). Oprogramowanie automatycznie oblicza i wyświetla zarówno pole powierzchni, jak i obwód regionu na środku widoku osiowego.
- Wykorzystaj równanie (1) do obliczenia podatności (compliance), gdzie A to pole przekroju poprzecznego (cm2), a P to ciśnienie (mmHg):
(1) - Zastosuj równanie (2) do obliczenia rozciągliwości (distensibility), gdzie C to obwód (cm), a P to ciśnienie (mmHg):
(2)
Rysunek 4: Analiza danych w przeglądarce DICOM. (A) Surowe dane angiogramu 3D załadowane do przeglądarki DICOM. (B) Przekrój strzałkowy przeszczepu. (C) Przekrój czołowy. (D) Prawdziwy przekrój poprzeczny wizualizowany po dostosowaniu kąta w przekrojach strzałkowym i czołowym. (E) Narzędzie ołówka służy do obrysowania docelowego naczynia w celu wykonania pomiarów obwodu i pola powierzchni przekroju poprzecznego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Procedurę tę przeprowadzono pomyślnie u ponad 25 owiec. Co istotne, nie odnotowano przypadków zachorowań ani zgonów związanych z tym zabiegiem. Wszystkie owce przeszły niepowikłaną rekonwalescencję. Przedstawione reprezentatywne wyniki uzyskano od trzech owiec z wszczepionymi graftami PTFE oraz trzech nieoperowanych owiec natywnych. Rycina 5 przedstawia pomiary ciśnienia wewnątrznaczyniowego wykonane w obu grupach badanych zwierząt podczas realizacji protokołu. Wartości te są istotne dla obl...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Podatność i rozciągliwość są kluczowymi właściwościami dla funkcjonowania naczyń krwionośnych, służąc jako wskaźniki potencjalnych powikłań i interwencji. Precyzyjne ilościowe określenie i porównanie zmian tych parametrów jest ważne dla oceny skuteczności przeszczepu. Nasza metoda in vivo pokonuje ograniczenia analizy ex vivo i utrzymuje porównywalne wyniki. Porównując nasze dane in vivo z danymi ex vivo przedstawionymi przez Bluma i wsp., obie metody wykazują wyraźne różnice między in...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
To badanie było częściowo sponsorowane przez Gunze Ltd.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez R01 HL163065 i W81XWH1810518. Wyrażamy nasze uznanie dla oddanego personelu w Animal Research Core. Pragniemy również wyrazić naszą wdzięczność Carmen Arsuaga za jej nieocenioną wiedzę i czujną opiekę przez cały czas trwania badania.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 0,035 "x 260 cm Prowadnica zakrzywionego drutu Rosen | Cook Medical | G01253 | Prowadnica do trzymania zamiany cewników (wielościeżkowych, IVUS itp.) |
| 0,035"x 150 cm Prowadnica Glidewire | Terumo | GR3507 | do cewnika JR |
| 0,9% sól fizjologiczna chlorku sodu | Baxter Healthcare Corporation | NCH apteka | Do rozcieńczania norepinperyny, monitorowanie ciśnienia |
| 10.0 Rurka dotchawicza | Coviden | 86117 | Aby zabezpieczyć drogi oddechowe |
| 16 G IV cewnik | BD | 382259 | Do podawania płynów i leków znieczulających |
| Cewnik 22 G IV | BD | 381423 | Do inwazyjnego ciśnienia krwi |
| 5Fr x .35" JR2.5 | Cook Medical | G05035 | Przewodnik po drucie rozeranowym |
| 70% alkoholu izopropylowego | Aspen Vet | 11795782 | Roztwór do czyszczenia miejscowego |
| 7Fr x 100 cm Wielotorowy | B. Braun | 615001 | Zbieranie ciśnienia, podawanie kontrastu do określonej lokalizacji wewnątrznaczyniowej |
| 9Fr Osłona wprowadzająca | Terumo | RSS901 | Dostęp do cewnika przez skórę do naczynia, aby przewody przechodziły przez |
| wkład ACT | Abbot Diagnostics | 03P86-25 | Aktywowany czas krzepnięcia |
| Strzykawka angiograficzna z kolcem do napełniania | Guerbet | 900103S | Do wtryskiwacza kontrastu |
| Karafka workowa | Advance Medical Designs, LLC | 10-102 | Nakłuwa worek z solą fizjologiczną do nalewania i napełniania sterylnej miski solą fizjologiczną |
| Butorphanol | Zoetis | NCH | apteka Lek uspokajający: Stężenie 10 mg / mL, Dawkowanie 0,1 mg / kg |
| Pakiet badawczy Cardinal | Health | SAN33RTCH6 | Zestaw cewnika z różnymi materiałami |
| eksploatacyjnymi Cetacaine | Cetylite | 220 | Spray do znieczulenia miejscowego |
| Chloraprep | BD | 930825 | Roztwór do czyszczenia miejscowego |
| Chlorheksydyna 2% roztwór | Vedco INC | VINV-CLOR-SOLN | Miejscowy roztwór czyszczący |
| Conform bandaż rozciągliwy | Coviden | 2232 | Opaska na szyję zapobiegająca krwawieniu |
| Rurka przyłączeniowa | Deroyal | 77-301713 | Łączy port T z przewodami płynu/leku |
| Diazepam | Hospira Pharmaceuticals | NCH Apteka | Lek uspokajający: Stężenie 5 mg / mL, Dawkowanie 0,5 mg / kg |
| Kropki monitorujące EKG | 3M | 2570 | |
| Zestaw do podawania płynów | Alaris | 2420-0007 | |
| Zestaw do podgrzewania płynów | Carefusion | 50056 | |
| Hemcon Patch | Tricol Biomedical | 1102 | Plaster na hemostazę |
| Heparin | Hospira, Inc | NCH apteka | Angikoagulant: 1,000 jednostek USP/ml |
| Infinix-i INFX-8000C | Toshiba Medical Systems | 2B308-124EN*E | System angiografii interwencyjnej |
| Inwazyjny przetwornik | ciśnieniaMedline | 23DBB538 | Do inwazyjnego ciśnienia krwi |
| Isoflurane | Baxter Healthcare Corporation | NCH apteka Środek | znieczulający stosowany w pomieszczeniu przygotowawczym |
| Ketamina | Hospira Pharmaceuticals | NCH apteka Lek | uspokajający: Stężenie 100 mg / mL, Dawkowanie 4 mg / kg |
| Galaretka smarująca | MedLine | MDS0322273Z | ET Smar do tubki |
| Zestaw wprowadzający do mikronakłuć | Cook Medical | G47945 | Dostęp przez skórę do naczynia |
| Igły i strzykawki | Cardinal Health | 309604 | Do uspokojenia |
| Norepinpheryna Wstrzykiwanie dwuwinianu, USP | Baxter Healthcare Corporation | NCH apteka | 1 mg / ml |
| Optiray 320 | Liebel-Flarsheim Company, LLC | NCH apteka | Kontrast |
| Optixcare | Aventix | OPX-4252 | Smar do rogówki |
| OsiriX MD | Pixmeo | SARL-DICOM | Oprogramowanie do przeglądarki i analizy |
| Ciśnieniowy worek infuzyjny | Carefusion | 64-10029 | Aby utrzymać inwazyjne ciśnienie krwi |
| Propofol | Fresenius Kabi | NCH apteka | Lek znieczulający: Stężenie 10 mg / ml, Dawkowanie 20-45 mg i middot; kg-1· h-1 |
| Nici jedwabne 3-0 | Ethicon | C013D | Do zabezpieczenia cewnika dożylnego |
| Nosze SoftCarry | Cztery flagi nad osiką | SSTR-4 | |
| Rurka żołądkowa | Jorgensen Lab, INC | J0348R | Aby uwolnić soki żołądkowe i gazy oraz zapobiec wzdęciom |
| Port T | Medline | DYNDTN0001 | Łączy się z cewnikiem dożylnym |
| Worek do drenażu moczu | Coviden | 3512 | Łączy się z rurką żołądkową w celu zbierania soków żołądkowych |
| Koc | ocieplającyLaboratorium Jorgensena, INC | J1034B |
Bibliografia
- Hagler, D. J., et al. Fate of the Fontan connection: Mechanisms of stenosis and management. Congenit Heart Dis. 14 (4), 571-581 (2019).
- Nezerati, R. M., Eifert, M. B., Dempsey, D. K., Cosgriff-Hernandez, E. Electrospun vascular grafts with improved compliance matching to native vessels. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 103 (2), 313-323 (2015).
- Bates, O., Semple, T., Krupickova, S., Bautisa-Rodriguez, C. Case report of a Gore-Tex TCPC conduit dissection causing severe stenosis. Eur Heart J Case Rep. 5 (11), 1-6 (2021).
- Sathananthan, G., et al. Clinical importance of Fontan Circuit thrombus in the adult population: Significant association with increased risk of cardiovascular events. Can J Cardiol. 35 (12), 1807-1814 (2019).
- Kumar, P., Bhatia, M. Computed tomography in the evaluation of Fontan Circulation. J Cardiovasc Imaging. 29 (2), 108-122 (2021).
- Abbott, W. M., Megerman, J., Hasson, J. E., L'Italien, G., Warnock, D. F. Effect of compliance mismatch on graft patency. J Vasc Surg. 5 (2), 376-382 (1987).
- Weston, M. W., Rhee, K., Tarbell, J. M. Compliance and diameter mismatch affect the wall shear rate distribution near an end-to-end anastomosis. J Biomech. 29 (2), 187-198 (1996).
- Ballyk, P. D., Walsh, C., Butany, J., Ojha, M. Compliance mismatch may promote graft-artery intimal hyperplasia by altering suture-line stress. J Biomech. 31 (3), 229-237 (1997).
- Lemson, M. S., Tordoir, J. H. M., Daemen, M. J. A. P., Kitslaar, P. J. E. H. M. Intimal hyperplasia in vascular grafts. Eur J Vasc Endovasc Surg. 19 (4), 336-350 (2000).
- Blum, K. M., et al. Tissue engineered vascular grafts transform into autologous neovessels capable of native function and growth. Commun Med. 2, 3(2022).
- Turner, M. E., et al. Tissue engineered vascular grafts are resistant to the formation of dystrophic calcification. Nat Commun. 15, 2187(2024).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
