Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Opracowanie taniej elektrody do elektromiografii epimysjalnej: uproszczony przepływ pracy przy produkcji i testowaniu

1.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66744

⸱

12 kwietnia 2024

 ,  ,  ,  , 
1School of Kinesiology, University of Michigan, Ann Arbor, 2University of Michigan Medical School

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Naszym celem było dostarczenie zaktualizowanego, łatwego do zrozumienia przewodnika na temat produkcji i testowania elektrod do elektromiografii epimysalnej. W tym celu udostępniamy instrukcje dotyczące pozyskiwania materiałów oraz szczegółowy przewodnik po procesie produkcji i testowania.

Streszczenie

Elektromiografia (EMG) jest cennym narzędziem diagnostycznym do wykrywania nieprawidłowości nerwowo-mięśniowych. Wszczepialne elektrody epimysjalne są powszechnie stosowane do pomiaru sygnałów EMG w modelach przedklinicznych. Chociaż istnieją klasyczne źródła opisujące zasady wytwarzania elektrod epimysjalnych, istnieje niewiele informacji ilustracyjnych przekładających teorię elektrod na praktykę. Aby temu zaradzić, udostępniamy zaktualizowany, łatwy do naśladowania przewodnik dotyczący wytwarzania i testowania taniej elektrody epimysjalnej.

Elektrody zostały wykonane przez złożenie i włożenie dwóch folii platynowo-irydowych do wstępnie przyciętej silikonowej podstawy, aby utworzyć powierzchnie kontaktowe. Następnie powlekane druty ze stali nierdzewnej zostały przyspawane do każdej powierzchni styku, aby utworzyć przewody elektrod. Na koniec użyto mieszanki silikonu do uszczelnienia elektrody. Przeprowadzono testy ex vivo w celu porównania naszej elektrody wyprodukowanej na zamówienie ze standardową elektrodą w kąpieli solankowej, w której stwierdzono wysoki poziom zgodności sygnału (sinus [korelacja wewnątrzklasowa - ICC= 0,993], kwadrat [ICC = 0,995], trójkąt [ICC = 0,958]) i synchronizacja czasowa (sinus [r = 0,987], kwadrat [r = 0,990], trójkąt [r = 0,931]) we wszystkich przebiegach. Niskie poziomy impedancji elektrod określono również ilościowo za pomocą elektrochemicznej spektroskopii impedancyjnej.

Przeprowadzono również ocenę wydajności in vivo, gdzie mięsień obszerny boczny szczura został chirurgicznie oprzyrządowany za pomocą specjalnie wyprodukowanej elektrody, a sygnalizacja została uzyskana podczas chodzenia pod górę i w dół. Zgodnie z oczekiwaniami, szczytowa aktywność EMG była znacznie niższa podczas chodzenia w dół (0,008 ± 0,005 mV) niż pod górę (0,031 ± 0,180 mV, p = 0,005), co potwierdza ważność urządzenia. Niezawodność i biokompatybilność urządzenia zostały również poparte spójną sygnalizacją podczas chodzenia po poziomie po 14 dniach i 56 dniach od implantacji (odpowiednio 0,01 ± 0,007 mV, 0,012 ± 0,007 mV; p > 0,05) oraz brakiem histologicznego stanu zapalnego. Wspólnie zapewniamy zaktualizowany przepływ pracy w zakresie wytwarzania i testowania tanich elektrod epimysjalnych.

Wprowadzenie

Elektromiografia (EMG) to potężne narzędzie do badania aktywności elektrycznej mięśni. Zapisy EMG mogą być szczególnie przydatne w przedklinicznych modelach zwierzęcych do oceny skuteczności interwencji w leczeniu dysfunkcji nerwowo-mięśniowej. W tych modelach wszczepialne biokompatybilne elektrody są powszechnie używane do oceny neurofizjologicznego interfejsu między neuronami ruchowymi a włóknami mięśniowymi. Te wszczepialne elektrody mogą zapewniać zlokalizowane pomiary pobudzenia mięśni i mogą być zróżnicowane pod względem konfiguracji, kształtu i materiału, przy czym optymalna konstrukcja jest ostatecznie podyktowana lokalizacją i przeznaczeniem.

Pomimo ich przydatności do oceny pobudzenia mięśni w modelach przedklinicznych, użycie elektrod epimysial może być ograniczone przez koszty. W rezultacie wielu badaczy korzysta z niestandardowych elektrod epimysjalnych, które są produkowane we własnym zakresie. Chociaż istnieją zasoby szczegółowo opisujące podstawowe zagadnienia związane z produkcją, testowaniem i użytkowaniem elektrod1,2, istnieje potrzeba zaktualizowanego przewodnika instruktażowego szczegółowo opisującego pozyskiwanie, wytwarzanie i walidację elektrod epimysial przy użyciu nowoczesnych metod. Opierając się na fundamentalnych pracach Loeba i Gansa3 i innych w teorii elektrod, przedstawiamy nowoczesne instrukcje dotyczące pozyskiwania i wytwarzania tanich elektrod epimysial i testujemy ich działanie w serii eksperymentów ex vivo i in vivo. Celem jest zaoferowanie przyjaznego dla użytkownika przewodnika dla innych członków społeczności naukowej, który umożliwi pozyskiwanie, wytwarzanie i testowanie we własnym zakresie tanich elektrod epimysjalnych do użytku u zwierząt, umożliwiając szerszą ocenę ilościową pobudzenia mięśni w modelach przedklinicznych.

W tym protokole udostępniamy przewodnik instruktażowy dotyczący pozyskiwania, produkcji i testowania elektrod epimysial do użytku u zwierząt w nowoczesnym laboratorium elektrofizjologii. Parametry elektrody wybrane do produkcji, takie jak kształt, wymiary, powierzchnia styku, odległość między elektrodami, długość przewodu itp., zostały dobrane do naszych potrzeb eksperymentalnych i były porównywalne z dostępną na rynku standardową elektrodą epimysjalną (patrz tabela materiałów). Zachęcamy inne grupy do modyfikowania tych parametrów zgodnie z ich potrzebami, a także do wyboru niezawodnej elektrody zgodnej ze standardem branżowym, która pasuje do ich przypadku użycia.

Aby dać czytelnikom względnie szybkie zrozumienie wydajności elektrody, podajemy również przykład protokołu testowania ex vivo z opcją pomiaru impedancji elektrody. Dodatkowo podajemy przykładową ocenę działania elektrod in vivo. W eksperymencie ex vivo porównano specjalnie wyprodukowaną elektrodę ze standardem przemysłowym w kąpieli solankowej, aby naśladować stabilne warunki fizjologiczne. Impedancję oceniano również ex vivo za pomocą elektrochemicznej spektroskopii impedancyjnej (EIS). Eksperyment in vivo polegał na chirurgicznym wszczepieniu specjalnie wyprodukowanej elektrody do mięśnia obszernego bocznego (VL) 16-tygodniowej samicy szczura Long Evans (HsdBlu: LE, Envigo) w celu zmierzenia sygnału EMG w warunkach, o których wiadomo, że wywołują wysoki lub niski sygnał (chodzenie pod górę, w dół). Aby ocenić niezawodność specjalnie wykonanej elektrody, sygnalizację EMG uzyskano podczas poziomego chodzenia po pełnej rekonwalescencji chirurgicznej i przed ofiarą (odpowiednio 14 i 56 dni po implantacji). Barwienie hematoksyliną-eozyną (H&E) przeprowadzono na oprzyrządowanym mięśniu w celu oceny biokompatybilności specjalnie wyprodukowanej elektrody.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Procedura in vivo została przeprowadzona za zgodą Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt na Uniwersytecie w Michigan (zatwierdzenie IACUC nr PRO00010765) oraz zgodnie z wytycznymi Narodowych Instytutów Zdrowia dotyczącymi opieki i wykorzystywania zwierząt laboratoryjnych.

1. Pozyskiwanie i wykonanie elektrod

UWAGA: Rycina 1 przedstawia ogólne podsumowanie wszystkich kluczowych etapów wykonania wraz z linkiem QR, który zapewnia dodatkowe instrukcje wizualne.

  1. Należy pozyskać biokompatybilne materiały elektrodowe bezpośrednio od producenta w ilościach hurtowych w celu ich dalszego przetworzenia. Patrz na Tabela materiałów, który zawiera wszystkie komponenty elektrod oraz szczegółowe informacje dotyczące ich pozyskania.
    UWAGA: Należy upewnić się, że baza silikonowa, uszczelniacz silikonowy oraz platynowo-irydowe folie kontaktowe są biokompatybilne, aby uniknąć niepożądanej odpowiedzi immunologicznej i umożliwić chroniczną implantację. W celu wykazania korzyści ekonomicznych wynikających z produkcji własnej, przedstawiamy szczegółową analizę kosztów własnoręcznie wykonowanej elektrody epimysjalnej w porównaniu ze standardem przemysłowym (Tabela materiałów).
  2. Przygotowanie szablonu do cięcia i składania (Plik uzupełniający 1, Plik uzupełniający 2). Należy wykorzystać wybrane oprogramowanie do druku 3D w celu zaprojektowania szablonów do cięcia i składania, przeznaczonych do seryjnej produkcji identycznych elektrod epymyzjalnych.
    1. Zaprojektuj szablon do wycinania w taki sposób, aby zapewnić powtarzalną wielkość i rozmieszczenie perforacji w silikonowej podstawie, co zagwarantuje jednakową powierzchnię kontaktu oraz jednakową odległość międzyelektrodową dla wszystkich elektrod.
    2. Przygotuj szablon do zginania, aby zgiąć powierzchnie kontaktowe z platyny i irydu oraz ułatwić umieszczenie folii w silikonowej podstawie.
      UWAGA: Dołączono pliki G-code; należy zmodyfikować wymiary i specyfikacje przyrządu do cięcia i zginania, aby dostosować je do potrzeb eksperymentalnych.
  3. Wykonaj perforację podstawy silikonowej. Umieść podstawę silikonową na szablonie do wycinania i przymocuj ją taśmą. Przy użyciu noża X-acto oraz prowadnic w szablonie do wycinania wykonaj perforację silikonu w miejscach przeznaczonych na folie kontaktowe.
  4. Wprowadź folie do silikonowej podstawy, aby utworzyć powierzchnie kontaktowe. Za pomocą przyrządu do zginania zagnij biokompatybilne, docięte folie kontaktowe z platyny i irydu (1,25 mm x 5 mm) w kształt litery U. Następnie wprowadź ramiona zgiętych folii do perforowanych szczelin w silikonowej podstawie, aby zbudować powierzchnie kontaktowe elektrody. W ten sposób wprowadź wszystkie 12 folii do silikonowej podstawy, pozostawiając jedną wolną kolumnę między elektrodami w celu zapewnienia odpowiednich odstępów.
    UWAGA: Niniejsza konfiguracja umożliwi wykonanie 6 bipolarnych elektrod epimizjalnych; w razie potrzeby liczbę tę można zwiększyć poprzez zmodyfikowanie szablonu do wycinania.
  5. Zdejmij silikonową podstawkę z szablonu do wycinania. Naklej kawałek taśmy chirurgicznej na powierzchnie styku, aby utrzymać folie na miejscu. Następnie zdejmij silikonową podstawkę z szablonu do wycinania, obróć ją tak, aby ramiona folii w kształcie litery U były odsłonięte, i zegnij jedno ramię folii w kształcie litery U równolegle do silikonowej podstawki.
  6. Podłącz przewody elektrod. Przygotuj drut ze stali nierdzewnej pokryty perfluoroalkoksydem (PFA), odcinając go do pożądanej długości. Następnie, za pomocą dostępnej w handlu zapalniczki, usuń izolację z jednego końca drutu ze stali nierdzewnej na długości ok. 1 cm. Umieść odsłonięty koniec drutu ze stali nierdzewnej po wewnętrznej stronie rozłożonego ramienia folii. Przylutuj drut ze stali nierdzewnej do ramienia folii za pomocą mikropawarki TIG (szerokość impulsu = 0, energia spawania = 25).
  7. Sprawdzić miejsce styku przewodu z folią. Przetestować połączenie drutu z folią, przykładając siłę naciągu do drutu ze stali nierdzewnej. Jeśli połączenie jest stabilne, zgiąć ramię folii w dół, tak aby przylegało do silikonowej podstawy, a następnie usunąć taśmę znajdującą się na krawędzi arkusza silikonowego.
    UWAGA: Należy przyłożyć naprężenie reprezentatywne dla naprężenia stosowanego w określonym przypadku użycia.
  8. Uszczelnij elektrodę. Aby uzyskać rzadszą konsystencję, wymieszaj 1 g biokompatybilnego ciekłego silikonu z 0,75 ml toluenu. Pobierz mieszaninę za pomocą strzykawki z tępą kaniulą 18 G i nanieś ją na stronę spawaną każdej elektrody, aby uszczelnić ich tył.
    OSTRZEŻENIE: Toluen jest łatwopalny, może działać zabójczo w przypadku połknięcia lub dostania się do dróg oddechowych oraz powoduje podrażnienie skóry. Pracować pod dygestorium i trzymać z dala od otwartego ognia.
  9. Rozdziel partię na poszczególne elektrody. Pozostaw mieszaninę silikonu i toluenu do utwardzenia na 72 h przed przystąpieniem do manipulacji z elektrodą. Następnie za pomocą nożyczek wytnij z silikonowej podstawy pojedyncze elektrody o rozmiarze 10 x 5 mm.
    UWAGA: Rozmiar elektrody zależy od wymiarów szablonu do wycinania oraz konkretnego przypadku użycia. Elektrody należy wysterylizować w autoklawie i/lub wyczyścić w myjce ultradźwiękowej.

Etapy wykonania elektrody; składanie i wyrównywanie silikonowej podstawy; schemat procesu wykonania.
Rycina 1. Etapy wykonania elektrody. (A) Perforacja silikonowej podstawy. (B) Formowanie folii w kształcie litery U przy użyciu przyrządu do składania. (C) Wkładanie folii w kształcie litery U do perforowanej silikonowej podstawy. (D) Silikonowa podstawa zawiera 12 folii, tworzących 6 elektrod bipolarnych. (E) Naklejenie taśmy chirurgicznej na podstawę w celu zabezpieczenia folii podczas wyjmowania z przyrządu do cięcia. (F) Wyjęcie silikonowej podstawy z przyrządu do cięcia. (G) Zdjęcie izolacji z drutu ze stali nierdzewnej pokrytego PFA i zespawanie go z pionowym ramieniem folii za pomocą mikropawarki TIG. (H) Wyrównanie odsłoniętych drutów, nałożenie uszczelniacza silikonowo-toluenowego i pozostawienie do utwardzenia. (I) Podział silikonowej podstawy na poszczególne elektrody i oczyszczenie w kąpieli ultradźwiękowej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

2. Badania ex vivo

  1. Podłącz elektrody do urządzenia rejestrującego. Przypnij każdy przewód elektrody do kanału na płytce interfejsu elektrod (EIB). Powtórz ten krok (korzystając z tej samej płytki EIB) dla wybranej elektrody standardowej przemysłowej w celu porównania. Podłącz EIB do platformy akwizycji danych za pomocą magnetycznego systemu kablowego.
    UWAGA: Elektrodą standardową przemysłową może być dowolna elektroda uznana za niezawodną i odpowiadająca potrzebom eksperymentalnym.
  2. Uziem elektrycznie płytkę EIB. Zdejmij izolację z jednego końca stalowego drutu pokrytego PFA i zespawaj punktowo ze źródłem uziemienia (np. stalową śrubą). Przypnij przewód uziemiający do tej samej płytki interfejsu elektrod w wyznaczonym położeniu „ground”.
  3. Przygotuj kąpiel solankową. Napełnij szklany zlew (250 mL) 180 mL fizjologicznego roztworu soli (0,9% sterylny roztwór soli)4. Zanurz własnoręcznie wykonane i standardowe przemysłowe elektrody epimyzjalne w kąpieli solankowej i zabezpiecz je w stabilnej pozycji. Następnie zanurz źródło uziemienia w kąpieli solankowej i zabezpiecz jego położenie. Na koniec zanurz i przymocuj dwie igłowe elektrody stymulujące w kąpieli solankowej, a następnie podłącz elektrody stymulujące do generatora sygnałów.
  4. Użyj generatora sygnałów, aby ocenić zgodność sygnałów i synchronizację czasową. Wykorzystaj generator sygnałów do dostarczania powtarzalnych przebiegów przy wybranym napięciu i częstotliwości (0,1 V i 5 Hz) do kąpieli solankowej za pomocą elektrod stymulujących (Rysunek 2). Dostarcz różne kształty fal (sinusoidalne, prostokątne i trójkątne), aby porównać sygnały zarejestrowane przez własnoręcznie wykonaną elektrodę epimyzjalną w stosunku do elektrody standardowej przemysłowej.
  5. Oceń wydajność nieformalnie i wizualnie w czasie rzeczywistym, aby określić stopień, w jakim sygnały między elektrodami różnią się od siebie. Przeprowadź korelacje wewnątrzklasowe (ICCs) oraz korelacje Pearsona, aby ocenić odpowiednio zgodność sygnałów i synchronizację czasową.
    UWAGA: Na potrzeby naszej analizy pozyskano 8 000 próbek przy częstotliwości 4 000 Hz i przefiltrowano je w czasie rzeczywistym za pomocą filtru Butterwortha górno- i dolnoprzepustowego (górnoprzepustowy = 75 Hz; dolnoprzepustowy = 2 kHz).
  6. Zmierz impedancję elektrod. Aby zmierzyć impedancję elektrod, wykonaj pomiary EIS na własnoręcznie wykonanych elektrodach (np. 10 elektrodach) w zakresie częstotliwości 10 Hz-31 kHz5 za pomocą potencjostatu, stosując procedurę opisaną poniżej przez Richie et al.6. Dodatkowe informacje na temat pomiaru impedancji elektrod bipolarnych można znaleźć w pracy Sarolic et al.7.
  7. Zgodnie z procedurą opisaną przez Richie et al., zanurz elektrodę epimyzjalną na 1 mm w 1x fosforanie buforowanym solą (PBS). Użyj srebrno-chlorkowej (Ag|AgCl) elektrody odniesienia oraz stalowego pręta jako elektrody pomocniczej w celu zamknięcia obwodu.
  8. Zawieś elektrodę odniesienia Ag|AgCl oraz stalowy pręt w 1x PBS za pomocą zacisku do zlewków. Podłącz elektrodę odniesienia do wejścia odniesienia stosowanego systemu pomiaru impedancji oraz podłącz elektrodę pomocniczą do wejścia elektrody pomocniczej systemu pomiaru impedancji.
  9. Użyj potencjostatu do przeprowadzenia skanowania impedancji przy 1 kHz. Ustaw częstotliwość skanowania na 1 kHz przy napięciu 0,01 Vrms w pojedynczym przebiegu sinusoidalnym. Przez pierwsze 5 sekund skanowania ustaw potencjostat na 0 V, aby ustabilizować rejestrowany sygnał. Do rejestracji pomiarów użyj oprogramowania powiązanego z potencjostatem.

Schemat eksperymentu elektrofizjologicznego z układem rejestrującym, elektrodami w kąpieli solnej i generatorem sygnałowym.
Rycina 2: Testy ex vivo: Kąpiel solna zawierająca wykonaną na zamówienie elektrodę, elektrody standardowe, dwie elektrody stymulujące oraz uziemienie. Zgodność sygnałów i synchronizację czasową oceniano poprzez podawanie fal sinusoidalnych, prostokątnych i trójkątnych z generatora sygnałowego do kąpieli solnej oraz rejestrację przebiegów wykrytych przez poszczególne elektrody za pomocą platformy akwizycji danych. UWAGA: Spektroskopia impedancyjna nie jest przedstawiona na schemacie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

3. Badania in vivo

UWAGA: Procedura testowania in vivo opisuje nasz przypadek użycia eksperymentalnego. Zaleca się, aby custom-fabricated epimysial electrodes były testowane in vivo w sposób odpowiadający zamierzonym warunkom eksperymentalnym użytkownika.

  1. Przeanalizuj informacje chirurgiczne; chirurdzy uczący się procesu implantacji chronicznych elektrod do rejestracji aktywności neuronalnej powinni zapoznać się z następującymi materiałami8,9.
    UWAGA: Ponieważ głównym celem naszej publikacji jest wykonanie i testowanie elektrod, przedstawiamy tutaj jedynie krótki opis technik chirurgicznych stosowanych w naszym laboratorium podczas testowania elektrod in vivo.
  2. Wybierz szczura do instrumentacji (np. samicę szczura Long Evans w wieku 16 tygodni). Przed aklimatyzacją do bieżni szczur powinien przejść 1-tygodniowy okres aklimatyzacji laboratoryjnej. Po aklimatyzacji laboratoryjnej stopniowo oswajaj szczura z bieżnią dla gryzoni, zwiększając prędkość do 16 m/min.
  3. Przygotuj EIB, najpierw mocując do niego wykonaną na zamówienie elektrodę epimysjalną poprzez przypięcie każdego przewodu elektrody do kanału w EIB. Aby uziemić EIB, zdejmij izolację z jednego końca drutu ze stali nierdzewnej pokrytego PFA i zespawaj go punktowo z wybranym uziemieniem (np. śrubą ze stali nierdzewnej). Następnie przypnij przewód uziemiający do tego samego EIB w wyznaczonym położeniu „ground”.
    UWAGA: Aby chronić elektrodę podczas instrumentacji, owiń ją osłoną ochronną (np. parafilmem).
  4. Przed rozpoczęciem zdezynfekuj wszystkie narzędzia chirurgiczne oraz obszar operacyjny. Używaj szczelnych, aseptycznych materiałów chirurgicznych i autoklawuj wszystkie instrumenty chirurgiczne, które nie znajdują się w sterylnych opakowaniach. Utwórz sterylne pole operacyjne przy użyciu obłożenia chirurgicznego.
  5. Zanurz zwierzę w komorze indukcyjnej z 3-5% izofluranem i tlenem w ilości 1 L/min, a następnie utrzymuj narkozę za pomocą maski nosowej z 2% izofluranem i 500 mL tlenu podczas przygotowywania szczura. Po osiągnięciu chirurgicznej płaszczyzny znieczulenia, ocenianej poprzez ucisk palca u nogi, nałóż maść do oczu, monitoruj częstość oddechów (70-110 oddechów/min) i oceniaj temperaturę rdzeniową za pomocą sondy rektalnej.
  6. Następnie ogol miejsce operacyjne maszynką do strzyżenia zwierząt i usuń zanieczyszczenia z pola operacyjnego. Po ogoleniu obszaru operacyjnego zdezynfekuj miejsce nacięcia za pomocą chlorheksydyny, alkoholu izopropylowego i powidonu z jodem, szorując od środka na zewnątrz obszaru operacyjnego. Podaj odpowiednie i zatwierdzone leki przeciwbólowe oraz zapewnij ogrzewanie w celu utrzymania temperatury rdzeniowej ciała (37,5-38,5 °C). Po przygotowaniu umieść szczura w aparacie stereotaktycznym i utwierdź pole sterylne.
  7. W celu właściwego przygotowania chirurgicznego operatora należy dokładnie umyć ręce za pomocą mydła i/lub środka dezynfekującego (chlorheksydyny). Załóż odpowiednie ŚOI: maseczkę, sterylne rękawiczki oraz jednorazowy fartuch/bluzę zabiegową. Załóż nowe sterylne rękawiczki, jeśli technika aseptyczna zostanie z jakiegokolwiek powodu naruszona.
  8. Aby zainstrumentować prawy mięsień VL, użyj skalpela, aby wykonać nacięcie o długości 3-5 cm w przednio-bocznej części prawej kończyny tylnej, a następnie zastosuj rozdzielanie tępe, aby zidentyfikować mięsień VL.
  9. Wykonaj nacięcie w płaszczyźnie strzałkowej o długości 1 cm wzdłuż szwu czołowego i odsłoń czaszkę. Za pomocą cienkiej pęsety wykonaj tunel podskórny od prawej kończyny tylnej do podstawy czaszki. Użyj pęsety, aby chwycić elektrodę i poprowadzić ją do mięśnia VL.
  10. Użyj wiertarki kostnej, aby wywiercić otwór w sklepieniu czaszki (upewnij się, że specyfikacja wiertła odpowiada specyfikacji śruby uziemiającej). Zamocuj śrubę uziemiającą i przymocuj EIB do czaszki za pomocą cementu dentystycznego.
    UWAGA: Można zastosować niewielkie ilości nadtlenku wodoru, aby zwiększyć porowatość czaszki i poprawić przyczepność cementu dentystycznego.
  11. Po zidentyfikowaniu mięśnia VL, zaimplantuj wykonaną na zamówienie elektrodę epimysjalną wzdłuż włókien mięśniowych, używając niewchłanialnej nici monofilamentowej 4-0. Zamknij nacięcie za pomocą klamer chirurgicznych lub szwów.
  12. Po zamknięciu rany wybudź zwierzę z narkozy i umieść je indywidualnie w czystej, suchej klatce. Pozwól szczurowi dojść do siebie na podgrzewanej macie i monitoruj temperaturę oraz częstość oddechów szczura co 15 minut, aż zwierzę zacznie się poruszać. Leczenie bólu pooperacyjnego prowadź poprzez podawanie zatwierdzonego leku przeciwbólowego w dniach następujących po instrumentacji.
    UWAGA: szczur musi być utrzymywany indywidualnie do całkowitego wyzdrowienia.
  13. Po 14 dniach przeprowadź testowanie elektrod in vivo, aby ocenić zdolność wykonanej na zamówienie elektrody epimysjalnej do rejestrowania fizjologicznych zmian w aktywności mięśni. Umieść zainstrumentowanego szczura na bieżni dla gryzoni i poddaj go losowo warunkom chodzenia pod górę i z góry, które wywołują zwiększenie lub zmniejszenie sygnału EMG mięśnia VL (nachylenie 16°, spadek 16° przy prędkości 16 metrów/minutę). Zbierz dane podłużne (np. w 14. i 56. dniu po instrumentacji), aby zapewnić niezawodność w czasie.
    UWAGA: Wybrano oceny w 14. i 56. dniu, ponieważ okres 14 dni pozwala na całkowity powrót do zdrowia po operacji, a 56 dni przekracza nasz harmonogram eksperymentalny. Zachęcamy innych do testowania wydajności i niezawodności elektrod w ramach czasowych odpowiadających ich własnemu harmonogramowi eksperymentalnemu przed użyciem. Prędkość (16 m/min) oraz warunki chodzenia (nachylenie 16°, spadek 16°) wybrano tak, aby odpowiadały ustalonym warunkom zwiększonego i zmniejszonego pobudzenia VL w tym modelu10.
  14. Zmodyfikuj parametry akwizycji, aby dostosować je do potrzeb eksperymentalnych. Rejestruj sygnał EMG podczas chodzenia z częstotliwością 2 000 Hz za pomocą platformy akwizycji danych i zsynchronizuj go z systemem analizy ruchu.
    UWAGA: W przypadku korzystania z innego urządzenia akwizycyjnego, zbieraj dane EMG i analizę ruchu zgodnie z instrukcjami producenta i zgodnie z potrzebami eksperymentalnymi.
  15. Wyodrębnij 25 s danych z chodu dla każdego warunku chodzenia i wyeksportuj je do dostosowanego skryptu Python w celu dalszego przetwarzania i analizy sygnału. Wykonaj korektę linii bazowej (wyzerowanie), prostowanie i wygładzanie przy użyciu algorytmu pierwiastka średniokwadratowego (RMS) z szerokością koszyka 50 ms. Zastosuj algorytm detekcji szczytów, aby wybrać piki RMS-EMG do wykorzystania w późniejszych analizach danych.
    UWAGA: Krótko opisaliśmy metody wstępnego przetwarzania i analizy danych EMG, ponieważ etap ten znacznie się różni w zależności od języków programowania oraz oprogramowania i sprzętu do akwizycji EMG. Zachęcamy autorów do zapoznania się z następującymi materiałami w celu uzyskania dodatkowych informacji3,11,12,13.

4. Badanie biokompatybilności

  1. Po zakończeniu podłużnych pomiarów EMG (lub w wybranym punkcie czasowym) uśmierć szczura, stosując odpowiednie i zatwierdzone metody (np. uduszenie za pomocą CO2 z następującą obustronną torakotomią).
  2. Po uśmierceniu pobierz obustronnie mięśnie VL, wykonując nacięcie na przednio-bocznej stronie prawej i lewej kończyny tylnej. Zamroź błyskawicznie w ciekłym azocie i przechowuj w temperaturze -80 °C.
    UWAGA: Podczas pobierania należy zadbać o to, aby elektroda pozostała na swoim miejscu w mięśniu z instrumentacją (np. prawym VL). Alternatywnie można zaznaczyć obszar pod elektrodą lub pobrać tylko fragment mięśnia z obszaru pod elektrodą. Nie dotyczy to mięśnia przeciwległego/kontrolnego.
  3. Użyj kriotomu do wykonania seryjnych przekrojów poprzecznych mięśnia (7 µm) z obszaru znajdującego się bezpośrednio pod interfejsem elektroda-powięź. Wykonaj przekroje z brzuszca przeciwległego mięśnia VL, aby służyły jako kontrola. Szczegóły dotyczące kriosieciowania opisano w pracy Kumar et al.14.
  4. Przebarw preparaty hematoksyliną i eozyną (H&E); szczegóły dotyczące barwienia H&E przekrojów poprzecznych mięśni szkieletowych opisano w pracy Wang et al.15.
  5. Zbadaj zabarwione przekroje (z instrumentacją i kontrolne) za pomocą mikroskopu świetlnego przy powiększeniu 20x. Przeanalizuj zmiany histologiczne w sposób zaślepiony względem pochodzenia próbek. Oceń stan tkanki na podstawie następujących cech patologicznych: infiltracji komórek odpornościowych, wewnątrzmięśniowego gromadzenia się jąder komórkowych, fibrogenezy oraz fragmentacji sarkolemy.

5. Sugerowane analizy statystyczne

  1. Aby ocenić wydajność wykonanej na zamówienie elektrody epimysjalnej w porównaniu ze standardem przemysłowym, należy zaimportować ex vivo dane do wybranego pakietu statystycznego. Zastosuj następujące testy statystyczne do ex vivo dane zebrane z elektrod wykonanych na zamówienie oraz elektrod standardowych (np. 8 000 reprezentatywnych próbek dla przebiegów sinusoidalnych, trójkątnych i prostokątnych). Ustaw poziom istotności alfa a priori w p ≤ 0.05.
    1. Aby przetestować poziom zgodności sygnału między elektrodami, należy zastosować współczynniki korelacji wewnątrzklasowej (ICC) oraz wykresy Blanda-Altmana. Obliczenia szacunków ICC oraz ich 95-procentowych przedziałów ufności należy przeprowadzić w oparciu o model efektów losowych dwukierunkowych (2-way random-effects model), dla jednej oceny (k = 2) i zgodności absolutnej (absolute agreement)..
    2. Aby przetestować stopień, w jakim rejestracja kształtów fal współzmieniała się w czasie (co określa się mianem synchronii czasowej), należy przeprowadzić korelację Pearsona dla wartości zebranych za pomocą elektrod wykonanych na zamówienie oraz elektrod standardowych.
    3. Porównaj średnią impedancję elektrod dla obu powierzchni styku (mierzoną przy częstotliwości 1 kHz) z wybranych elektrod wykonanych na zamówienie (np. 10 elektrod) z impedancją elektrody standardowej dostępnej w obrocie handlowym.
      UWAGA: Wartości impedancji elektrod będą się różnić w zależności od przypadku użycia oraz materiałów zastosowanych podczas wykonania elektrod.
  2. Aby ocenić jakość in vivo nagrania, zaimportuj dane zebrane podczas chodzenia na bieżni do wybranego pakietu statystycznego.
    1. Aby ocenić poprawność działania elektrody wykonanej na zamówienie podczas in vivo testowanie (podczas którego chód szczura był zaburzany poprzez chodzenie pod górę i z góry w celu wywołania fizjologicznych zmian w aktywności mięśni), przeprowadź test Welcha t-test w celu porównania średnich wartości szczytowych dla warunków chodu pod górę i z góry.
      UWAGA: Ze względów zwięzłości w niniejszym opracowaniu nie przedstawiono dodatkowych testów i analiz (np. oceny stosunku sygnału do szumu (SNR); patrz: Delysys Fundamental Concepts in EMG Signal Acquisition), do których wykonania zachęca się czytelników16.
    2. Aby ocenić niezawodność sygnalizacji elektrody w czasie, należy przeanalizować dane podłużne zebrane w jednolitych warunkach (chód po płaskim z prędkością 16 m/min w odstępach 14 i 56 dni po implantacji) za pomocą testu sparowanego t-testy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Ex vivo wydajność
Współczynniki korelacji wewnątrzklasowej (ICC) wykazały wysoki poziom zgodności między elektrodami wykonanymi na zamówienie a elektrodami standardowymi dla wszystkich kształtów fal (sinusoidalna [ICC = 0.993], prostokątna [ICC = 0.995], trójkątna [ICC = 0.958]; p < .001). Wykresy Blanda-Altmana również wykazały wysoki stopień zgodności sygnału między elektrodami. Wykresy Blanda-Altmana oraz korelacje Persona zostały podsumowane na Rysunku 3,...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Naszym celem było usprawnienie procesu wytwarzania EMG, umożliwienie szerszego przyjęcia i wdrożenia projektów elektrod epimysjalnych, a tym samym zwiększenie dostępności i postęp w badaniach nerwowo-mięśniowych. W tym celu przedstawiamy przyjazny dla użytkownika przewodnik dotyczący pozyskiwania, wytwarzania i testowania tanich elektrod epimysjalnych we własnym zakresie. W nadziei na wsparcie innych grup badawczych udostępniamy również dodatkowe szablony druku 3D, aby ułatwić produkcję własnych elektrod epimysjalnych dl...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie są im znane żadne konkurencyjne interesy finansowe ani powiązania osobiste, które mogłyby mieć wpływ na pracę opisaną w tym artykule.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases Grant R01AR081235 (dla L. K. Lepleya). Autorzy dziękują następującym osobom za ich wkład w produkcję i testowanie naszej biokompatybilnej elektrody: Joelowi Pingelowi, Grantowi Guellerowi, Akhilowi Rameshowi, Joe Letnerowi, Jacky'emu Tianowi i Rossowi Brancatiemu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiały elektrodowe
         Ilość i cena za elektrodę
Powierzchniastyku Prince and Izant PT90/IR10 folia 1,25 mm x 5 mmKatalog #1040055 2 za elektrodę
7,50 USD za folię
15,00 USD za elektrodę
Drut elektrodowy ze stali nierdzewnej pokryty PFA A-M Systems Wielożyłowy drut ze stali nierdzewnej powlekany PFA 50,8 i mikro; m średnica pasma Katalog #793500W zależności od pożądanej długości przewodu (np. 9-calowe druty ołowiane x2)
$128 za szpulę 25 ft
$5.12 za stopę
$0.42 za cal (x18)
$7.68 za elektrodę
Składany przyrząd Druk 3D
(patrz plik .gcode)		NA
NA Uszczelniacz do korpusu elektrodyPłynny silikon Nusil Med-1137Katalog #MED-11371 gram
344.66 USD za 2 uncje (59.15 mL)
5.83 USD za elektrodę
Podstawa silikonowaImplantech Alliedsil Arkusz silikonowy wzmocniony, długotrwale wszczepialny (8 "x 6") o grubości .007 Katalog#701-07 Arkusz 10 mm x 5 mm
225,00 USD za 8 x 6 cali
0,36 USD za elektrodę (10 mm x 5 mm)
  Rozcieńczalnik do mieszanki uszczelniającejToluen 99,5% odczynnik ACS 500 ml lub ksylen ACS 99,5%Katalog #179418-500 ML0,75 ml
25,53 USD za 500 ml
0,38 USD za elektrodę
Szablon do perforacji podstawy silikonowejPrzyrząd do cięcia – Druk 3D
(patrz plik CAD)		NANA
Elektroda wykonana na zamówienie: 29,25 USD/<>
Standardowa elektroda przemysłowa (elektroda krosowa EMG EP105, 2-stykowa, jednostronna, 7 mm x 4 mm, mikrosonda dla nauk przyrodniczych): 305,00
USDDodatkowe materiały produkcyjne 
               Ilość i cena za elektrodę
Oprogramowanie do druku 3D Solidworks (Solidworks, 2022)
Spawarka Micro-Tig Spawarka Micro-TIG (CD1000SPM, zgrzewarka punktowa z pojedynczym impulsem i odpornością na produkcję światła, kamień słoneczny)SKU  301010$3,500
Kąpiel ultradźwiękowaKąpiel ultradźwiękowa (Kąpiel ultradźwiękowa serii CPX, Fisherbrand). 15-337-403NA
strong>Ex Vivo Materiały testowe 
         Ilość i cena za elektrodę
Platforma i oprogramowanie do akwizycji danychDigitalLynx 4sX Base Cheetah wersja 6.0 (Neuralynx Inc.) NASprzęt i oprogramowanie do akwizycji EMG
Płytka interfejsu elektrod (EIB)EIB, EIB16-QC, Neuralynx Inc.31-0603-0007
NA Generatorsygnału 5 MHz Generator funkcyjny, B& K Precyzja   4005DDS220V$387.46
PotencjostatPGSTAT1 potencjostat (EcoChemie, Utrecht, Holandia)NANA
Śruba ze stali nierdzewnejFine Science Tools19010-00$98
Materiały testowe Ex Vivo 
         Ilość i cena za elektrodę
Bieżnia dla gryzoni Bieżnia otwarta Exer 3/6, Columbus InstrumentsNANA
Cement dentystycznyExcel Formula® Nalewany materiał dentystyczny, St. George Technology Inc.#24211$125.60
Mikroskop świetlnyKeyence BZ-X800, Keyence Corporation, Osaka, Japonia 
System przechwytywania ruchuOptitrack Color Camera, Optitrack, NaturalPoint Inc.NA
NA Algorytm wykrywaniaszczytu" SciPy.signal.find_peaks - SciPy v1.8.1 Manual", 2022NA
NA Oprogramowanie PythonPython Software Foundation. Dokumentacja języka Python, wersja 3.9. Dostępne pod adresem http://www.python.orgNA
NARat HsdBlu: LE, Envigo140NA
Statistical sotwareGraphPad Prism version 10.0.0 (GraphPad Software, Boston, Massachusetts USA)NANA
<

Bibliografia

  1. Grandjean, P. A., Mortimer, J. T. Recruitment properties of monopolar and bipolar epimysial electrodes. Ann. Biomed. Eng. 14 (1), 53-66 (1986).
  2. Memberg, W. D., Stage, T. G., Kirsch, R. F. A fully implanted intramuscular bipolar myoelectric signal recording electrode. Neuromodulation J. Int. Neuromodulation Soc. 17 (8), discussion 799 794-799 (2014).
  3. Loeb, G. E., Gans, C. Electromyography for Experimentalists. , University of Chicago Press. Chicago, IL. (1986).
  4. Boehler, C., Carli, S., Fadiga, L., Stieglitz, T., Asplund, M. Tutorial: guidelines for standardized performance tests for electrodes intended for neural interfaces and bioelectronics. Nat. Protoc. 15 (11), 3557-3578 (2020).
  5. Patel, P. R., et al. Insertion of linear 8.4 µm diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings. J. Neural Eng. 12 (4), 046009(2015).
  6. Richie, J. M., et al. Open-source toolkit: benchtop carbon fiber microelectrode array for nerve recording. J. Vis. Exp. (176), e63099(2021).
  7. Impedance measurement of bipolar stimulation electrodes immersed in medium. Sarolic, A., Skalic, I., Deftu, A., Sapunar, D. 2018 EMF-Med 1st World Conf. Biomed. Appl. Electromagn. Fields EMF-Med, , 1-2 (2018).
  8. Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. Principles of rodent surgery for the New Surgeon. J. Vis. Exp.: JoVE. (47), e2586(2011).
  9. Zealear, D., Li, Y., Huang, S. An implantable system for chronic in vivo electromyography. J. Vis. Exp. JoVE. (158), e60345(2020).
  10. Butterfield, T. A., Leonard, T. R., Herzog, W. Differential serial sarcomere number adaptations in knee extensor muscles of rats is contraction type dependent. J. Appl. Physiol. Bethesda Md 1985. 99 (4), 1352-1358 (2005).
  11. Farago, E., MacIsaac, D., Suk, M., Chan, A. D. C. A review of techniques for surface electromyography signal quality analysis. IEEE Rev. Biomed. Eng. 16, 472-486 (2023).
  12. Raez, M. B. I., Hussain, M. S., Mohd-Yasin, F. Techniques of EMG signal analysis: detection, processing, classification and applications. Biol. Proced. Online. 8, 11-35 (2006).
  13. Tankisi, H., et al. Standards of instrumentation of EMG. Clin. Neurophysiol. 131 (1), 243-258 (2020).
  14. Kumar, A., Accorsi, A., Younghwa, R., Mahasweta, G. Do's and don'ts in the preparation of muscle cryosections for histological analysis. J. Vis. Exp. JoVE. (99), e52793(2015).
  15. Wang, C., Yue, F., Kuang, S. Muscle histology characterization using H&E staining and muscle fiber type classification using immunofluorescence staining. Bio-Protoc. 7 (10), e2279(2017).
  16. Kreifeldt, J. G. Signal versus noise characteristics of filtered EMG used as a control source. IEEE Trans. Biomed. Eng. BME-18 (1), 16-22 (1971).
  17. Farina, D., Yoshida, K., Stieglitz, T., Koch, K. P. Multichannel thin-film electrode for intramuscular electromyographic recordings. J. Appl. Physiol. 104 (3), 821-827 (2008).
  18. Muceli, S., et al. Decoding motor neuron activity from epimysial thin-film electrode recordings following targeted muscle reinnervation. J. Neural Eng. 16 (1), 016010(2018).
  19. Guo, L., Guvanasen, G., Tuthill, C., Nichols, T., Deweerth, S. Characterization of a Stretchable Multielectrode Array for Epimysial Recording. , 694(2011).
  20. Zwarts, M. J., Stegeman, D. F. Multichannel surface EMG: basic aspects and clinical utility. Muscle Nerve. 28 (1), 1-17 (2003).
  21. Fabrication and test of robust spherical epimysial electrodes for lower limb stimulation. Aalb. Den. Koch, K. P., Leinenbach, C., Stieglitz, T. IFESS 5th Conf, , (2000).
  22. Uhlir, J. P., Triolo, R. J., Davis, J. A., Bieri, C. Performance of epimysial stimulating electrodes in the lower extremities of individuals with spinal cord injury. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. 12 (2), 279-287 (2004).
  23. Deer, T. R., et al. The appropriate use of neurostimulation: new and evolving neurostimulation therapies and applicable treatment for chronic pain and selected disease states. Neuromodulation Technol. Neural Interface. 17 (6), 599-615 (2014).
  24. Ortiz-Catalan, M., Brånemark, R., Håkansson, B., Delbeke, J. On the viability of implantable electrodes for the natural control of artificial limbs: Review and discussion. Biomed. Eng. OnLine. 11, 33(2012).
  25. Sando, I. C., et al. Regenerative peripheral nerve interface for prostheses control: electrode comparison. J. Reconstr. Microsurg. 32 (3), 194-199 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Elektroda epimizjalnaelektromiografia EMGwykonanie elektrodytania elektrodamodel przedklinicznyakwizycja sygnałutestowanie elektrodimpedancja elektrodyelektrochemiczna spektroskopia impedancyjnabadania nerwowo-mięśniowe
Opracowanie taniej elektrody do elektromiografii epimysjalnej: uproszczony przepływ pracy przy produkcji i testowaniu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.