Method Article

Opracowanie taniej elektrody do elektromiografii epimysjalnej: uproszczony przepływ pracy przy produkcji i testowaniu

DOI:

10.3791/66744

⸱

April 12th, 2024

 ,  ,  ,  , 
1School of Kinesiology, University of Michigan, Ann Arbor, 2University of Michigan Medical School

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Naszym celem było dostarczenie zaktualizowanego, łatwego do zrozumienia przewodnika na temat produkcji i testowania elektrod do elektromiografii epimysalnej. W tym celu udostępniamy instrukcje dotyczące pozyskiwania materiałów oraz szczegółowy przewodnik po procesie produkcji i testowania.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektromiografia (EMG) jest cennym narzędziem diagnostycznym do wykrywania nieprawidłowości nerwowo-mięśniowych. Wszczepialne elektrody epimysjalne są powszechnie stosowane do pomiaru sygnałów EMG w modelach przedklinicznych. Chociaż istnieją klasyczne źródła opisujące zasady wytwarzania elektrod epimysjalnych, istnieje niewiele informacji ilustracyjnych przekładających teorię elektrod na praktykę. Aby temu zaradzić, udostępniamy zaktualizowany, łatwy do naśladowania przewodnik dotyczący wytwarzania i testowania taniej elektrody epimysjalnej.

Elektrody zostały wykonane przez złożenie i włożenie dwóch folii platynowo-irydowych do wstępnie przyciętej silikonowej podstawy, aby utworzyć powierzchnie kontaktowe. Następnie powlekane druty ze stali nierdzewnej zostały przyspawane do każdej powierzchni styku, aby utworzyć przewody elektrod. Na koniec użyto mieszanki silikonu do uszczelnienia elektrody. Przeprowadzono testy ex vivo w celu porównania naszej elektrody wyprodukowanej na zamówienie ze standardową elektrodą w kąpieli solankowej, w której stwierdzono wysoki poziom zgodności sygnału (sinus [korelacja wewnątrzklasowa - ICC= 0,993], kwadrat [ICC = 0,995], trójkąt [ICC = 0,958]) i synchronizacja czasowa (sinus [r = 0,987], kwadrat [r = 0,990], trójkąt [r = 0,931]) we wszystkich przebiegach. Niskie poziomy impedancji elektrod określono również ilościowo za pomocą elektrochemicznej spektroskopii impedancyjnej.

Przeprowadzono również ocenę wydajności in vivo, gdzie mięsień obszerny boczny szczura został chirurgicznie oprzyrządowany za pomocą specjalnie wyprodukowanej elektrody, a sygnalizacja została uzyskana podczas chodzenia pod górę i w dół. Zgodnie z oczekiwaniami, szczytowa aktywność EMG była znacznie niższa podczas chodzenia w dół (0,008 ± 0,005 mV) niż pod górę (0,031 ± 0,180 mV, p = 0,005), co potwierdza ważność urządzenia. Niezawodność i biokompatybilność urządzenia zostały również poparte spójną sygnalizacją podczas chodzenia po poziomie po 14 dniach i 56 dniach od implantacji (odpowiednio 0,01 ± 0,007 mV, 0,012 ± 0,007 mV; p > 0,05) oraz brakiem histologicznego stanu zapalnego. Wspólnie zapewniamy zaktualizowany przepływ pracy w zakresie wytwarzania i testowania tanich elektrod epimysjalnych.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektromiografia (EMG) to potężne narzędzie do badania aktywności elektrycznej mięśni. Zapisy EMG mogą być szczególnie przydatne w przedklinicznych modelach zwierzęcych do oceny skuteczności interwencji w leczeniu dysfunkcji nerwowo-mięśniowej. W tych modelach wszczepialne biokompatybilne elektrody są powszechnie używane do oceny neurofizjologicznego interfejsu między neuronami ruchowymi a włóknami mięśniowymi. Te wszczepialne elektrody mogą zapewniać zlokalizowane pomiary pobudzenia mięśni i mogą być zróżnicowane pod względem konfiguracji, kształtu i materiału, przy czym optymalna konstrukcja jest ostatecznie podyktowana lokalizacją i przeznaczeniem.

Pomimo ich przydatności do oceny pobudzenia mięśni w modelach przedklinicznych, użycie elektrod epimysial może być ograniczone przez koszty. W rezultacie wielu badaczy korzysta z niestandardowych elektrod epimysjalnych, które są produkowane we własnym zakresie. Chociaż istnieją zasoby szczegółowo opisujące podstawowe zagadnienia związane z produkcją, testowaniem i użytkowaniem elektrod1,2, istnieje potrzeba zaktualizowanego przewodnika instruktażowego szczegółowo opisującego pozyskiwanie, wytwarzanie i walidację elektrod epimysial przy użyciu nowoczesnych metod. Opierając się na fundamentalnych pracach Loeba i Gansa3 i innych w teorii elektrod, przedstawiamy nowoczesne instrukcje dotyczące pozyskiwania i wytwarzania tanich elektrod epimysial i testujemy ich działanie w serii eksperymentów ex vivo i in vivo. Celem jest zaoferowanie przyjaznego dla użytkownika przewodnika dla innych członków społeczności naukowej, który umożliwi pozyskiwanie, wytwarzanie i testowanie we własnym zakresie tanich elektrod epimysjalnych do użytku u zwierząt, umożliwiając szerszą ocenę ilościową pobudzenia mięśni w modelach przedklinicznych.

W tym protokole udostępniamy przewodnik instruktażowy dotyczący pozyskiwania, produkcji i testowania elektrod epimysial do użytku u zwierząt w nowoczesnym laboratorium elektrofizjologii. Parametry elektrody wybrane do produkcji, takie jak kształt, wymiary, powierzchnia styku, odległość między elektrodami, długość przewodu itp., zostały dobrane do naszych potrzeb eksperymentalnych i były porównywalne z dostępną na rynku standardową elektrodą epimysjalną (patrz tabela materiałów). Zachęcamy inne grupy do modyfikowania tych parametrów zgodnie z ich potrzebami, a także do wyboru niezawodnej elektrody zgodnej ze standardem branżowym, która pasuje do ich przypadku użycia.

Aby dać czytelnikom względnie szybkie zrozumienie wydajności elektrody, podajemy również przykład protokołu testowania ex vivo z opcją pomiaru impedancji elektrody. Dodatkowo podajemy przykładową ocenę działania elektrod in vivo. W eksperymencie ex vivo porównano specjalnie wyprodukowaną elektrodę ze standardem przemysłowym w kąpieli solankowej, aby naśladować stabilne warunki fizjologiczne. Impedancję oceniano również ex vivo za pomocą elektrochemicznej spektroskopii impedancyjnej (EIS). Eksperyment in vivo polegał na chirurgicznym wszczepieniu specjalnie wyprodukowanej elektrody do mięśnia obszernego bocznego (VL) 16-tygodniowej samicy szczura Long Evans (HsdBlu: LE, Envigo) w celu zmierzenia sygnału EMG w warunkach, o których wiadomo, że wywołują wysoki lub niski sygnał (chodzenie pod górę, w dół). Aby ocenić niezawodność specjalnie wykonanej elektrody, sygnalizację EMG uzyskano podczas poziomego chodzenia po pełnej rekonwalescencji chirurgicznej i przed ofiarą (odpowiednio 14 i 56 dni po implantacji). Barwienie hematoksyliną-eozyną (H&E) przeprowadzono na oprzyrządowanym mięśniu w celu oceny biokompatybilności specjalnie wyprodukowanej elektrody.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedura in vivo została przeprowadzona za zgodą Institutional Animal Care & Use Committee na Uniwersytecie Michigan (IACUC approval #PRO00010765) i zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych.

1. Pozyskiwanie i produkcja elektrod

UWAGA: Rysunek 1 przedstawia ogólne podsumowanie wszystkich kluczowych etapów produkcji za pomocą linku QR, który dostarcza dodatkowych instrukcji wizualnych.

  1. Pozyskuj biokompatybilne materiały elektrodowe bezpośrednio od producenta luzem do produkcji. Zobacz tabelę materiałów, która zawiera wszystkie komponenty elektrod i szczegółowe informacje na temat pozyskiwania.
    UWAGA: Upewnij się, że silikonowa podstawa, silikonowy uszczelniacz i platynowo-irydowe folie kontaktowe są biokompatybilne, aby uniknąć niekorzystnej odpowiedzi immunologicznej i umożliwić przewlekłą implantację. Aby podkreślić korzyści ekonomiczne płynące z produkcji we własnym zakresie, przedstawiamy szczegółową analizę kosztów elektrody epimysjalnej wykonanej na zamówienie w porównaniu ze standardem branżowym (tabela materiałów).
  2. Przygotuj przyrząd do cięcia i składania (plik uzupełniający 1, plik uzupełniający 2). Użyj wybranego oprogramowania do druku 3D, aby zaprojektować przyrządy do cięcia i składania do produkcji seryjnej identycznych elektrod epimysjalnych.
    1. Zaprojektuj przyrząd do cięcia tak, aby zapewnić jednolitą wielkość i odstępy perforacji silikonowej podstawy dla równej powierzchni styku i odległości między elektrodami we wszystkich elektrodach.
    2. Utwórz składany przyrząd, aby zagiąć platynowo-irydowe powierzchnie kontaktowe i uprościć umieszczanie folii w silikonowej podstawie.
      UWAGA: Dostarczane są pliki Gcode; Zmodyfikuj wymiary i specyfikacje przyrządu do cięcia i składania, aby dostosować je do potrzeb eksperymentalnych.
  3. Wykonaj perforację silikonowej podstawy. Umieść silikonową podstawę na przyrządzie do cięcia i przyklej ją taśmą. Perforować silikon za pomocą prowadnic w przyrządzie do cięcia za pomocą noża X-acto do umieszczania folii kontaktowych.
  4. Włóż folie do silikonowej podstawy, aby utworzyć powierzchnie kontaktowe. Złóż biokompatybilne, wstępnie przycięte platynowo-irydowe folie kontaktowe (1,25 mm x 5 mm) w kształt litery U za pomocą przyrządu do składania. Następnie poprowadź ramiona złożonych folii w perforowane szczeliny w silikonowej podstawie, aby zbudować powierzchnie styku elektrody. W ten sposób włóż wszystkie 12 folii do silikonowej podstawy; Pozostaw pojedynczą kolumnę otwartą między elektrodami, aby zapewnić odpowiednie odstępy.
    UWAGA: Ta konfiguracja pozwoli na wytworzenie 6 bipolarnych elektrod epimysjalnych; Edycja przyrządu do cięcia może w razie potrzeby zwiększyć wydajność.
  5. Usuń silikonową podstawę z przyrządu tnącego. Umieść kawałek taśmy chirurgicznej na powierzchniach kontaktowych, aby utrzymać folie na miejscu. Następnie zdejmij silikonową podstawę z przyrządu tnącego, odwróć tak, aby ramiona folii w kształcie litery U były odsłonięte, i złóż jedno ramię folii w kształcie litery U równo z silikonową podstawą.
  6. Podłącz przewody elektrod. Przygotuj drut ze stali nierdzewnej pokryty perfluoroalkoksylem (PFA), przycinając go na żądaną długość. Następnie odciąć jeden koniec drutu ze stali nierdzewnej o ~ 1 cm za pomocą dostępnej w handlu zapalniczki. Umieść obnażony koniec drutu ze stali nierdzewnej po wewnętrznej stronie rozłożonego ramienia folii. Przyspawać drut ze stali nierdzewnej do ramienia folii za pomocą spawarki Micro TIG (szerokość impulsu = 0, energia spawania = 25).
  7. Sprawdź interfejs folii ołowianej. Przetestuj połączenie drut-folia, napinając drut ze stali nierdzewnej. Jeśli połączenie się utrzyma, złóż ramię folii w dół równo z silikonową podstawą i usuń taśmę otaczającą arkusz silikonowy.
    UWAGA: Zastosuj naprężenie, które jest reprezentatywne dla naprężenia zastosowanego w określonym przypadku użycia.
  8. Uszczelnij elektrodę. Aby uzyskać rzadszą konsystencję, wymieszaj 1 g biokompatybilnego płynnego silikonu z 0,75 ml toluenu. Pobrać mieszaninę za pomocą strzykawki o strzykawce 18 G z końcówką i nałożyć ją na spawaną stronę każdej elektrody, aby uszczelnić tylną część elektrod.
    UWAGA: Toluen jest łatwopalny, może być śmiertelny w przypadku połknięcia lub dostania się do dróg oddechowych i powoduje podrażnienie skóry. Pracuj pod wyciągiem i trzymaj z dala od otwartego ognia.
  9. Podziel partię na poszczególne elektrody. Poczekaj, aż silikon-toluen zastygnie przez 72 godziny przed przystąpieniem do elektrody. Następnie za pomocą nożyczek pokrój silikonową podstawę na pojedyncze elektrody o wymiarach 10 x 5 mm.
    UWAGA: Rozmiar elektrody będzie zależał od wymiarów przyrządu do cięcia i konkretnego przypadku użycia. Autoklaw i/lub czyste elektrody w kąpieli ultradźwiękowej.

figure-protocol-1
Rysunek 1. Etapy produkcji elektrod. (A) Perforowana silikonowa podstawa. (B) Uformuj folie w kształcie litery U za pomocą przyrządu do składania. (C) Włóż folie w kształcie litery U do perforowanej podstawy silikonowej. (D) Baza silikonowa zawiera 12 folii formujących 6 elektrod bipolarnych. (E) Przyłóż taśmę chirurgiczną do podstawy, aby zabezpieczyć folie podczas wyjmowania z przyrządu tnącego. (F) Usuń silikonową podstawę z przyrządu tnącego. (G) Usunąć nago drut ze stali nierdzewnej pokryty PFA i przyspawać do pionowego ramienia folii za pomocą spawarki Micro TIG. (H) Wyrównaj obnażone druty, nałóż uszczelniacz silikonowo-toluenowy i pozwól zastygnąć. (I) Podziel silikonową bazę na poszczególne elektrody i wyczyść w kąpieli ultradźwiękowej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Testy ex vivo

  1. Podłącz elektrody do urządzenia rejestrującego. Przypnij każdy przewód elektrody do kanału na płytce interfejsu elektrody (EIB). Powtórz ten krok (przy użyciu tego samego EIB) dla wybranej elektrody zgodnej ze standardem branżowym w celu porównania. Podłącz EIB do platformy akwizycji danych za pomocą systemu magnetycznych.
    UWAGA: Standardową elektrodą przemysłową może być dowolna elektroda uznana za niezawodną i odpowiadająca potrzebom eksperymentalnym.
  2. Uziemienie EBI. Usuń jeden koniec ze stali nierdzewnej pokrytej PFA i przyspawaj punktowo do źródła uziemiającego (np. ze stali nierdzewnej). Przypnij przewód uziemiający do tej samej płytki interfejsu elektrody w wyznaczonej pozycji "uziemienia".
  3. Przygotuj kąpiel solankową. Napełnij szklaną zlewkę (250 ml) 180 ml roztworu soli fizjologicznej (0,9% sterylnego roztworu soli fizjologicznej)4. Zanurz specjalnie wyprodukowane i zgodne ze standardami przemysłowymi elektrody epimysjalne w kąpieli solankowej i zabezpiecz je w stabilnej pozycji. Następnie zanurz źródło uziemienia w kąpieli solankowej i zabezpiecz jego pozycję. Na koniec zanurz i umieść dwie stymulujące elektrody igłowe w kąpieli solankowej i podłącz elektrody stymulujące do generatora sygnału.
  4. Użyj generatora sygnału, aby ocenić zgodność sygnału i synchronizację czasową. Użyj generatora sygnału, aby dostarczyć powtarzające się przebiegi o wybranym napięciu i częstotliwości (0,1 V i 5 Hz) do kąpieli solankowej za pomocą elektrod stymulujących (Rysunek 2). Dostarczaj różne przebiegi (sinusoidalne, kwadratowe i trójkątne), aby porównać zarejestrowane sygnały między specjalnie wykonaną elektrodą epimysjalną w stosunku do standardu branżowego.
  5. Oceniaj wydajność nieformalnie i wizualnie w czasie rzeczywistym, aby ocenić stopień, w jakim różnią się sygnały między elektrodami. Wykonaj korelacje wewnątrzklasowe (ICC) i korelacje Pearsona, aby ocenić odpowiednio zgodność sygnału i synchronizację czasową.
    UWAGA: Na potrzeby naszej analizy pobrano 8 000 próbek z częstotliwością 4 000 Hz i przefiltrowano je w czasie rzeczywistym za pomocą górno- i dolnoprzepustowego filtra Butterwortha (górnoprzepustowy = 75 Hz; dolnoprzepustowy = 2 kHz).
  6. Zmierz impedancję elektrody. Aby zmierzyć impedancję elektrody, zbierz EIS na specjalnie wykonanych elektrodach (np. 10 elektrodach) na częstotliwościach 10 Hz-31 kHz5 za pomocą potencjostatu, korzystając z procedury opisanej poniżej przez Richie i wsp.6. Zobacz Sarolic et al., aby uzyskać dodatkowe informacje na temat pomiaru impedancji elektrod na elektrodach bipolarnych7.
  7. Postępując zgodnie z procedurą Richie i wsp., zanurz elektrodę epimysjalną 1 mm w 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Użyj chlorku srebra i srebra (Ag|AgCl) elektroda referencyjna i pręt ze stali nierdzewnej jako przeciwelektroda do zamknięcia obwodu.
  8. Zawieś ag|Elektroda referencyjna AgCl i pręt ze stali nierdzewnej w 1x PBS za pomocą zacisku zlewki. Podłącz elektrodę odniesienia do odniesienia używanego układu impedancji i podłącz do wejścia przeciwelektrody używanego systemu impedancji.
  9. Użyj potencjostatu, aby uruchomić skanowanie impedancji 1 kHz. Ustaw częstotliwość skanowania 1 kHz przy 0.01 Vrms w pojedynczym przebiegu sinusoidalnym. W ciągu pierwszych 5 sekund skanowania ustaw potencjostat na 0 V, aby ustabilizować nagrany sygnał. Użyj oprogramowania powiązanego z potencjostatem, aby zarejestrować pomiary.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Badanie ex vivo: Kąpiel solankowa zawierająca specjalnie wyprodukowaną elektrodę, standardowe elektrody przemysłowe, dwie elektrody stymulujące i źródło uziemienia. Zgodność sygnału i synchronizację czasową oceniano, dostarczając fale sinusoidalne, kwadratowe i trójkątne do kąpieli solankowej z generatora sygnału i rejestrując przebiegi wykryte przez odpowiednie elektrody za pomocą platformy akwizycji danych. UWAGA: Elektrochemiczna spektroskopia impedancyjna nie jest przedstawiona na ilustracji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

3. Badania in vivo

UWAGA: Procedura testowania in vivo opisuje nasz eksperymentalny przypadek użycia. Zaleca się, aby wykonane na zamówienie elektrody epimysial były testowane in vivo w sposób odpowiadający zamierzonym przez użytkownika warunkom eksperymentalnym.

  1. Zapoznaj się z informacjami chirurgicznymi; zapoznaj się z informacjami dla chirurgów, którzy uczą się procesu wszczepiania przewlekłych elektrod rejestrujących energię neuronową, korzystając z następujących zasobów8,9.
    UWAGA: Biorąc pod uwagę, że nasz manuskrypt koncentruje się na wytwarzaniu i testowaniu elektrod, tutaj przedstawiamy tylko krótki przegląd technik chirurgicznych stosowanych w naszym laboratorium do testowania elektrod in vivo.
  2. Wybierz szczura, który ma być oprzyrządowany (np. samica szczura Long Evans w wieku 16 tygodni). Niech szczur przejdzie 1-tygodniowy okres aklimatyzacji laboratoryjnej przed aklimatyzacją na bieżni. Po aklimatyzacji laboratoryjnej należy stopniowo wystawiać szczura na działanie bieżni dla gryzoni z rosnącą prędkością do 16 m/min.
  3. Przygotuj EIB, podłączając najpierw specjalnie wyprodukowaną elektrodę epimysjalną do EIB, przypinając każdy przewód elektrody do kanału w EIB. Aby uziemić EIB, należy odciąć jeden koniec drutu ze stali nierdzewnej pokrytego PFA i przyspawać punktowo do wybranego uziemienia (np. ze stali nierdzewnej). Następnie podłącz przewód uziemiający do tego samego EIB w wyznaczonej pozycji "uziemienia".
    UWAGA: Aby chronić elektrodę podczas oprzyrządowania, owiń ją osłoną ochronną (np. parafilmem).
  4. Przed rozpoczęciem należy zdezynfekować wszystkie narzędzia chirurgiczne, a także obszar operacyjny. Używaj szczelnych, aseptycznych środków chirurgicznych i sterylizuj w autoklawie wszystkie narzędzia chirurgiczne, które nie znajdują się w sterylnym opakowaniu. Stwórz sterylne pole operacyjne za pomocą obłożenia chirurgicznego.
  5. Znieczulić zwierzę za pomocą komory indukcyjnej z 3-5% izofluranem i 1 l/min tlenu i utrzymywać przez stożek nosowy z 2% izofluranem i 500 ml tlenu podczas przygotowywania szczura. Po dotarciu do operacyjnej płaszczyzny znieczulenia, ocenianej za pomocą uszczypnięcia palca u nogi, nałóż maść do oczu, monitoruj częstość oddechów (70-110 oddechów/min) i oceń temperaturę głębokiej za pomocą sondy doodbytniczej.
  6. Następnie ogol miejsce operacyjne maszynką do strzyżenia zwierząt i usuń zanieczyszczenia z pola operacyjnego. Po ogoleniu pola operacyjnego zdezynfekuj miejsce operacyjne za pomocą chlorheksydyny, alkoholu izopropylowego i jodu powidonu, szorując od środka na zewnątrz obszaru operacyjnego. Podawać odpowiednie i zatwierdzone leki przeciwbólowe oraz ogrzewać w celu utrzymania temperatury ciała (37,5-38,5 °C). Po przygotowaniu umieść szczura w ramce stereotaktycznej i ustal sterylne pole.
  7. W celu prawidłowego przygotowania chirurgicznego chirurga należy dokładnie umyć ręce mydłem i/lub środkiem dezynfekującym (chlorheksydyna). Załóż odpowiednie środki ochrony osobistej: maskę, sterylne rękawiczki i jednorazowy fartuch/top do szorowania. Załóż nowe sterylne rękawice, jeśli z jakiegokolwiek powodu zostanie naruszona technika aseptyczna.
  8. Aby oprzyrządować prawy VL, użyj skalpela, aby wykonać 3-5 cm nacięcie na przednio-bocznej części prawej kończyny tylnej i użyj sekcji, aby zidentyfikować mięsień VL.
  9. Wykonaj 1 cm nacięcie w płaszczyźnie strzałkowej wzdłuż szwu koronalnego i odsłoń czaszkę. Za pomocą cienkich kleszczy wykonaj tunel podskórny od prawej kończyny tylnej do podstawy czaszki. Użyj kleszczy, aby chwycić elektrodę i skierować elektrodę do VL.
  10. Użyj wiertła do kości, aby utworzyć otwór w kalwarii (upewnij się, że specyfikacje wiertła są zgodne ze specyfikacją uziemiającej). Dokręć uziemiającą i przymocuj EIB do czaszki za pomocą cementu dentystycznego.
    UWAGA: Można zastosować niewielkie ilości nadtlenku wodoru w celu zwiększenia porowatości czaszki i poprawy przyczepności cementu dentystycznego.
  11. Po zidentyfikowaniu mięśnia VL wszczepij specjalnie wyprodukowaną elektrodę nabłonkową wszczepioną w linii z włóknami mięśniowymi za pomocą niewchłanialnej żyłki 4-0. Zamknij nacięcie za pomocą klipsów do ran lub przez zszycie.
  12. Po zamknięciu należy wyjąć zwierzę ze znieczulenia i umieścić je pojedynczo w czystej, suchej klatce dla zwierząt. Pozwól szczurowi dojść do siebie na podgrzewanej podkładce i monitoruj temperaturę i częstość oddechów szczura co 15 minut, aż zwierzę zacznie chodzić. Leczenie bólu pooperacyjnego poprzez podanie zatwierdzonego leku przeciwbólowego w ciągu kilku dni po oprzyrządowaniu.
    UWAGA: szczur musi być trzymany indywidualnie do czasu pełnego wyzdrowienia.
  13. Po upływie 14 dni należy przeprowadzić testy elektrod in vivo, aby ocenić ważność specjalnie wyprodukowanej elektrody epimysjalnej w celu uchwycenia fizjologicznych zmian w aktywności mięśni. Umieść oprzyrządowanego szczura na bieżni dla gryzoni i losowo wystawiaj go na warunki chodzenia pod górę i w dół, które wywołują wzrost lub zmniejszenie sygnalizacji VL EMG (nachylenie 16°, spadek 16° przy 16 metrach / minutę). Gromadzenie danych dotyczących zmian w czasie (np. 14 dni i 56 dni po oprzyrządowaniu), aby zapewnić niezawodność w czasie.
    UWAGA: Oceny 14- i 56-dniowe zostały wybrane, ponieważ okres 14 dni pozwala na całkowite wyzdrowienie chirurgiczne, a okres 56 dni przekracza nasz harmonogram eksperymentalny. Zachęcamy innych do testowania wydajności i niezawodności elektrod w ramach czasowych, które odtwarzają ich eksperymentalną oś czasu przed użyciem. Prędkość (16 m/min) i warunki chodzenia (nachylenie 16°, spadek 16°) zostały dobrane tak, aby pasowały do ustalonych warunków zwiększonego i zmniejszonego wzbudzenia VL w tym modelu10.
  14. Zmodyfikuj parametry akwizycji, aby dopasować je do potrzeb eksperymentalnych. Przechwytuj sygnał EMG podczas chodzenia z częstotliwością 2 000 Hz za pomocą platformy akwizycji danych i synchronizuj z systemem przechwytywania ruchu.
    UWAGA: Jeśli używasz innego urządzenia do akwizycji, zbierz EMG i przechwytywanie ruchu zgodnie z instrukcjami producenta i w celu zaspokojenia potrzeb eksperymentalnych.
  15. Wyodrębnij 25 s danych chodu z każdego stanu chodu i wyeksportuj do dostosowanego skryptu Pythona w celu dalszego przetwarzania i analizy sygnału. Korygowanie linii bazowej (zero), prostowanie i wygładzanie przy użyciu algorytmu średniej kwadratowej z szerokością przedziału 50 ms. Zastosuj algorytm wykrywania pików, aby wybrać piki RMS-EMG do wykorzystania w kolejnych analizach danych.
    UWAGA: Pokrótce opisaliśmy metody wstępnego przetwarzania i analizy danych EMG, ponieważ ten krok różni się znacznie w zależności od języków programowania oraz oprogramowania i sprzętu do akwizycji EMG. Zachęcamy autorów do zapoznania się z poniższymi zasobami w celu uzyskania dodatkowych informacji3,11,12,13.

4. Testowanie biokompatybilności

  1. Po zakończeniu podłużnych pomiarów EMG (lub w wybranym punkcie czasowym) należy poddać szczura eutanazji przy użyciu odpowiednich i zatwierdzonych metod (np. uduszenie za pomocą CO2 , a następnie obustronna torakotomia).
  2. Po eutanazji należy wyciąć obustronne mięśnie VL, tworząc nacięcie na przednio-bocznych prawych i lewych kończynach tylnych. Błyskawiczne zamrażanie w ciekłym azocie i przechowywanie w temperaturze -80 °C.
    UWAGA: Uważaj, aby elektroda znajdowała się na miejscu na oprzyrządowanym mięśniu (np. prawym VL) podczas ekstrakcji. Alternatywnie zaznacz obszar podelektrody lub wyodrębnij tylko mięsień z obszaru podelektrody. Nie dotyczy to mięśnia przeciwległego/kontrolnego.
  3. Użyj kriostatu, aby wyciąć szeregowe przekroje mięśni (7 μm) z obszaru bezpośrednio pod interfejsem elektroda-powięzi. Wytnij sekcje mięśnia brzucha przeciwległego VL, aby służyły jako kontrola. Zobacz Kumar et al., aby uzyskać szczegółowe informacje na temat kriosekcji14.
  4. Barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E); szczegóły dotyczące barwienia H&E na >
  5. Zbadaj poplamione skrawki (oprzyrządowane i kontrolne) za pomocą mikroskopu świetlnego przy 20-krotnym powiększeniu. Analizuj zmiany histologiczne bez względu na pochodzenie próbek. Oceń zdrowie tkanek oceniane przy użyciu następujących cech patologicznych: naciekanie komórek odpornościowych, wewnętrzna akumulacja miojądrzonów, fibrogeneza i fragmentacja sarkolemma.

5. Sugerowane analizy statystyczne

  1. Aby ocenić wydajność specjalnie wyprodukowanej elektrody epimijalnej w porównaniu ze standardem branżowym, należy zaimportować dane ex vivo do wybranego pakietu statystycznego. Zastosuj następujące testy statystyczne do danych ex vivo zebranych z niestandardowych i standardowych elektrod przemysłowych (np. 8 000 reprezentatywnych próbek z przebiegów sinusoidalnych, trójkątnych i prostokątnych). Ustaw poziom alfa a priori na p ≤ 0,05.
    1. Aby przetestować poziom zgodności sygnału między elektrodami, należy użyć korelacji wewnątrzklasowych (ICC) i wykresów Blanda-Altmana. Oblicz oszacowania ICC i ich 95% przedziały ufności w oparciu o model pojedynczej oceny (k = 2), absolutnej zgodności, dwukierunkowych efektów losowych.
    2. Aby przetestować stopień, w jakim zapis przebiegów zmieniał się w czasie, znany również jako synchronizacja czasowa, należy przeprowadzić korelację Pearsona z wartościami zebranymi za pomocą specjalnie wyprodukowanych i standardowych elektrod.
    3. Porównaj średnią impedancję elektrody dla obu powierzchni styku (mierzoną przy 1 kHz) z wybranych elektrod wyprodukowanych na zamówienie (np. 10 elektrod) z impedancją elektrody zgodnej ze standardem branżowym.
      UWAGA: Wartości impedancji elektrody będą się różnić w zależności od przypadku użycia i materiałów użytych podczas produkcji elektrody.
  2. Aby ocenić jakość nagrań in vivo, należy zaimportować dane zebrane podczas chodu na bieżni do wybranego pakietu statystycznego.
    1. Aby ocenić trafność specjalnie wyprodukowanej elektrody podczas testów in vivo (w których chód szczura był zaburzony przez chodzenie pod górę i w dół w celu wywołania fizjologicznych zmian w aktywności mięśni), wykonaj test t Welcha w celu porównania średnich wartości szczytowych dla warunków chodzenia pod górę i w dół.
      UWAGA: Czytelnicy są zachęcani do wykonywania dodatkowych testów i analiz (np. oceny stosunku sygnału do szumu (SNR); zobacz Delysys Fundamental Concepts in EMG Signal Acquisition), które nie są tutaj przedstawione dla zwięzłości16.
    2. Aby ocenić wiarygodność sygnalizacji elektrody w czasie, należy ocenić dane podłużne zebrane w stałych warunkach (chód poziomy z prędkością 16 m/min w odstępach 14 i 56 dni po implantacji) za pomocą sparowanych testów t.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ex vivo performance
ICC wykazały wysoki poziom zgodności między elektrodami wyprodukowanymi na zamówienie a standardowymi elektrodami przemysłowymi we wszystkich przebiegach (sinus [ICC = 0,993], kwadrat [ICC = 0,995], trójkąt [ICC = 0,958]; p < 0,001). Wykresy Blanda-Altmana ujawniły również wysoki stopień zgodności sygnału między elektrodami. Słabe wykresy Altmana i korelacje Pearsona są podsumowane w Rysunek 3 z silnymi dodatnimi korelacjami między elektrodami wytwarzanymi na zamówienie a standardowymi elektrodami przemysłowymi. Korelacje Pearsona ujawniły wysoki poziom synchronizacji czasowej między elektrodą wyprodukowaną na zamówienie a standardową elektrodą przemysłową we wszystkich przebiegach (sinus [r = 0,987], kwadrat [r = 0,990], trójkąt [r = 0,931]).

figure-results-1
Rysunek 3: Wyniki testów ex vivo. Surowe dane z niestandardowych i standardowych elektrod dla powtarzającej się (A) fali sinusoidalnej, (D) fali prostokątnej i (G) fali trójkątnej przy 0,1 V i 5 Hz. (B,E,H) Korelacja między pomiarami napięcia dla elektrod niestandardowych i mikrosondowych dla 8,000 próbek odpowiednich przebiegów. (C,F,I) Bnijski wykres Altmana oceniający procentową różnicę między elektrodą niestandardową a elektrodą MicroProbe na średnich wartościach odpowiednich przebiegów. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Reprezentatywne widmo impedancji dla specjalnie wykonanej elektrody epimysjalnej jest pokazane w Rysunek 4. Chociaż pomiary impedancji zostały wykonane w zakresie od 10 Hz do 31 kHz, wyniki są podawane przy 1 kHz, co jest odpowiednią częstotliwością do akwizycji EMG. Standard przemysłowy (elektroda odniesienia) miał impedancję 2 kΩ. Dla porównania, średnia impedancja 10 specjalnie wyprodukowanych elektrod epimysjalnych wynosiła 3,61 ± 7,95 kΩ i 1,63 ± 1,59 kΩ przy 1 kHz odpowiednio dla powierzchni styku 1 i 2.

figure-results-2
Rysunek 4: Impedancja. Wykres wielkości Bodego przedstawiający wartość impedancji w omach (Ω) przy ~ 1 kHz dla reprezentatywnej elektrody epimysjalnej wykonanej na zamówienie. Kanały 1 i 2 odnoszą się odpowiednio do powierzchni styku 1 i 2. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Występ in vivo (Dodatkowe wideo S1)
Specjalnie wykonana elektroda skutecznie wychwytywała fizjologiczne fluktuacje aktywności VL EMG indukowane podczas różnych warunków chodzenia na bieżni. Warto zauważyć, że średnia szczytowa aktywność EMG była znacznie niższa podczas chodzenia w dół (0,008 ± 0,005 mV) niż pod górę (0,031 ± 0,180 mV, p = 0,005), zgodnie z wcześniejszymi ustaleniami10. Co więcej, sparowany test t wykazał, że szczytowe wartości amplitudy EMG po 14 dniach (0,01 ± 0,007 mV) nie wykazywały znaczącej różnicy w porównaniu z tymi po 56 dniach (0,012 ± 0,007 mV, p > 0,05), co potwierdza długoterminową niezawodność urządzenia (Rysunek 5). Znacząco różniące się wartości wielkości EMG w tych samych warunkach zapisu mogą wskazywać na uszkodzenie lub awarię elektrody.

figure-results-3
Rysunek 5: Niezawodność elektrod in vivo. Wykres skrzynkowy Tukeya szczytowej amplitudy EMG (mV) mięśnia obszernego bocznego podczas równego chodzenia na bieżni (16 m / min) po 14 dniach (T14) i 56 dniach (T56) po oprzyrządowaniu. Skróty: EMG = elektromiografia; ns = nieistotne. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Biokompatybilność
H&E nie wykazało żadnych dowodów na stan zapalny w mięśniu kontrolnym (Rysunek 6, lewy panel) w stosunku do oprzyrządowanego mięśnia (Rysunek 6, prawy panel). Nie obejmowało to wyraźnych dowodów na infiltrację komórek odpornościowych, wewnętrzną akumulację mięśniowo-jądrową, fibrogenezę i/lub fragmentację sarkolemma między przekrojami poprzecznymi wyekstrahowanymi z mięśnia kontrolnego lub oprzyrządowanego.

figure-results-4
Rysunek 6: Biokompatybilność. Porównanie histologiczne kontrolnych (po lewej) i instrumentalnych (po prawej) mięśni obszernych bocznych barwionych hematoksyliną i eozyną (40x). Podziałka = 100 μm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Plik uzupełniający 1: Catch_tray.gcode. Szablon do druku 3D tacki na złom, zaprojektowany jako część składanego przyrządu do łapania złożonych folii z przyrządu składanego. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Plik uzupełniający 2: Cutting_jig.gcode. Szablon druku 3D przyrządu do cięcia, który zawiera równomiernie rozmieszczone szczeliny jako przewodnik do konsekwentnej perforacji silikonowej podstawy. Przyrząd do cięcia jest skonfigurowany do umieszczenia dwudziestu folii w celu utworzenia dziesięciu bipolarnych elektrod epimyzjalnych. Jednak obecnie używamy przyrządu do cięcia do produkcji partii sześciu elektrod bipolarnych, ponieważ sugerujemy pozostawienie odstępu między elektrodami. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Plik uzupełniający 3: Folding_jig.gcode. Szablon druku 3D urządzenia do składania, który pozwala na łatwiejsze składanie folii platynowo-irydowych w celu uzyskania pożądanego kształtu litery U. W razie potrzeby składanie folii można również wykonać ręcznie. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dodatkowe wideo S1: Testy in vivo. Sygnalizacja EMG VL podczas opadającego chodu (-16°) na zmotoryzowanej bieżni z prędkością 16 m/min przy użyciu specjalnie wykonanej epimysjalnej elektrody EMG. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Naszym celem było usprawnienie procesu wytwarzania EMG, umożliwienie szerszego przyjęcia i wdrożenia projektów elektrod epimysjalnych, a tym samym zwiększenie dostępności i postęp w badaniach nerwowo-mięśniowych. W tym celu przedstawiamy przyjazny dla użytkownika przewodnik dotyczący pozyskiwania, wytwarzania i testowania tanich elektrod epimysjalnych we własnym zakresie. W nadziei na wsparcie innych grup badawczych udostępniamy również dodatkowe szablony druku 3D, aby ułatwić produkcję własnych elektrod epimysjalnych dla ich przedsięwzięć badawczych.

Badacze rozważający przyjęcie tych technik wytwarzania powinni wziąć pod uwagę następujące kwestie: 1) parametry elektrody określone w tym procesie pracy (kształt, wymiary, powierzchnia styku, odległość między elektrodami, długość przewodu itp.) zostały wybrane tak, aby pasowały do naszego modelu eksperymentalnego i będą musiały zostać zmodyfikowane pod kątem różnych przypadków użycia, 2) spawanie drutów ołowianych do folii kontaktowych jest kluczowym krokiem, który wymaga praktyki do pomyślnego wykonania; Regulacja szerokości impulsu i energii spawania podczas spawania może zwiększyć sukces, 3) konieczne jest naprężenie drutów ołowianych i ocena wydajności interfejsu po spawaniu w celu przetestowania połączenia powierzchni ołowiu z powierzchnią, 4) Ostatnim etapem produkcji jest powlekanie i uszczelnianie elektrody silikonem, prosty, ale kluczowy proces dla optymalnej wydajności elektrody. Powłoka silikonowa powinna być cienka i stosunkowo gładka, aby zapobiec podrażnieniu tkanki skórnej podczas implantacji, ale zbyt cienka powłoka może pogorszyć działanie elektrody. Naukowcom zaleca się modyfikację stosunku silikonu do toluenu zgodnie z ich specyfikacjami, aby uzyskać wytrzymałą, ale cienką i gładką warstwę szczeliwa silikonowego.

Oceniając wydajność elektrody, inni powinni zwrócić uwagę na następujące kwestie: 1) podaliśmy przykład oceny in vivo , ale zachęcamy czytelnika do skorzystania z procedury testowania in vivo , która naśladuje zamierzony przypadek użycia specjalnie wyprodukowanej elektrody epimysialnej, 2) nasz protokół badań in vivo również nie pozwolił przestrzennie na jednoczesną implantację elektrod wyprodukowanych na zamówienie i standardowych w branży. W związku z tym zgodność sygnału między elektrodami nie mogła być mierzona in vivo , a zatem nie była oceniana, 3) dodatkowo nasza konfiguracja do testowania in vivo nie pozwalała na ocenę impedancji elektrody po implantacji, 4) ważne jest, aby wziąć pod uwagę, że nasze dane były testowane ex vivo przy stosunkowo niskich poziomach napięcia (<1 V) ze względu na nasze potrzeby eksperymentalne. W związku z tym naukowcy, którzy rozważają wprowadzenie tych elektrod, mogą chcieć przetestować ich użyteczność przy wyższych napięciach. Są to kwestie, które inni mogą wziąć pod uwagę podczas testowania własnych elektrod nabłonkowych.

Wcześniejsze prace podkreśliły potencjał wielokanałowych elektrod rejestrujących o dużej gęstości w celu dokładniejszego dekodowania aktywności neuronów ruchowych 17,18,19,20. Zachęcamy osoby zainteresowane opracowywaniem i używaniem wielokanałowych elektrod epimysjalnych do korzystania i rozszerzania zasobów instruktażowych, które tutaj udostępniamy. Oprócz tego, że służą jako elektrody rejestrujące, elektrody epimysjalne są powszechnie stosowane jako elektrody stymulujące w neurostymulacji 21,22,23 i eksperymentach kontrolnych protez 24,25. Osoby zainteresowane wykorzystaniem elektrod epimysjalnych do tych celów zachęcamy do skorzystania z naszej pracy i przetestowania możliwości stymulacyjnych własnych, wykonanych na zamówienie elektrod epimyialnych.

Ogólnie rzecz biorąc, kwantyfikacja aktywności elektrycznej mięśni ma fundamentalne znaczenie dla zrozumienia mechanizmów leżących u podstaw wielu patologii i skuteczności potencjalnych metod leczenia. Ten zaktualizowany przepływ pracy stanowi prosty przewodnik po produkcji własnych, opłacalnych elektrod epimysjalnych, które można wykorzystać do wiarygodnego określenia ilościowego tego ważnego wskaźnika zdrowia układu mięśniowo-szkieletowego. Mamy nadzieję, że ta metodologia może posłużyć jako szablon dla innych grup do wytwarzania i testowania własnych, niestandardowych elektrod epimysjalnych.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie są im znane żadne konkurencyjne interesy finansowe ani powiązania osobiste, które mogłyby mieć wpływ na pracę opisaną w tym artykule.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases Grant R01AR081235 (dla L. K. Lepleya). Autorzy dziękują następującym osobom za ich wkład w produkcję i testowanie naszej biokompatybilnej elektrody: Joelowi Pingelowi, Grantowi Guellerowi, Akhilowi Rameshowi, Joe Letnerowi, Jacky'emu Tianowi i Rossowi Brancatiemu.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Materiały elektrodowe
         Ilość i cena za elektrodę
Powierzchniastyku Prince and Izant PT90/IR10 folia 1,25 mm x 5 mmKatalog #1040055 2 za elektrodę
7,50 USD za folię
15,00 USD za elektrodę
Drut elektrodowy ze stali nierdzewnej pokryty PFA A-M Systems Wielożyłowy drut ze stali nierdzewnej powlekany PFA 50,8 i mikro; m średnica pasma Katalog #793500W zależności od pożądanej długości przewodu (np. 9-calowe druty ołowiane x2)
$128 za szpulę 25 ft
$5.12 za stopę
$0.42 za cal (x18)
$7.68 za elektrodę
Składany przyrząd Druk 3D
(patrz plik .gcode)		NA
NA Uszczelniacz do korpusu elektrodyPłynny silikon Nusil Med-1137Katalog #MED-11371 gram
344.66 USD za 2 uncje (59.15 mL)
5.83 USD za elektrodę
Podstawa silikonowaImplantech Alliedsil Arkusz silikonowy wzmocniony, długotrwale wszczepialny (8 "x 6") o grubości .007 Katalog#701-07 Arkusz 10 mm x 5 mm
225,00 USD za 8 x 6 cali
0,36 USD za elektrodę (10 mm x 5 mm)
  Rozcieńczalnik do mieszanki uszczelniającejToluen 99,5% odczynnik ACS 500 ml lub ksylen ACS 99,5%Katalog #179418-500 ML0,75 ml
25,53 USD za 500 ml
0,38 USD za elektrodę
Szablon do perforacji podstawy silikonowejPrzyrząd do cięcia – Druk 3D
(patrz plik CAD)		NANA
Elektroda wykonana na zamówienie: 29,25 USD/<>
Standardowa elektroda przemysłowa (elektroda krosowa EMG EP105, 2-stykowa, jednostronna, 7 mm x 4 mm, mikrosonda dla nauk przyrodniczych): 305,00
USDDodatkowe materiały produkcyjne 
               Ilość i cena za elektrodę
Oprogramowanie do druku 3D Solidworks (Solidworks, 2022)
Spawarka Micro-Tig Spawarka Micro-TIG (CD1000SPM, zgrzewarka punktowa z pojedynczym impulsem i odpornością na produkcję światła, kamień słoneczny)SKU  301010$3,500
Kąpiel ultradźwiękowaKąpiel ultradźwiękowa (Kąpiel ultradźwiękowa serii CPX, Fisherbrand). 15-337-403NA
strong>Ex Vivo Materiały testowe 
         Ilość i cena za elektrodę
Platforma i oprogramowanie do akwizycji danychDigitalLynx 4sX Base Cheetah wersja 6.0 (Neuralynx Inc.) NASprzęt i oprogramowanie do akwizycji EMG
Płytka interfejsu elektrod (EIB)EIB, EIB16-QC, Neuralynx Inc.31-0603-0007
NA Generatorsygnału 5 MHz Generator funkcyjny, B& K Precyzja   4005DDS220V$387.46
PotencjostatPGSTAT1 potencjostat (EcoChemie, Utrecht, Holandia)NANA
Śruba ze stali nierdzewnejFine Science Tools19010-00$98
Materiały testowe Ex Vivo 
         Ilość i cena za elektrodę
Bieżnia dla gryzoni Bieżnia otwarta Exer 3/6, Columbus InstrumentsNANA
Cement dentystycznyExcel Formula® Nalewany materiał dentystyczny, St. George Technology Inc.#24211$125.60
Mikroskop świetlnyKeyence BZ-X800, Keyence Corporation, Osaka, Japonia 
System przechwytywania ruchuOptitrack Color Camera, Optitrack, NaturalPoint Inc.NA
NA Algorytm wykrywaniaszczytu" SciPy.signal.find_peaks - SciPy v1.8.1 Manual", 2022NA
NA Oprogramowanie PythonPython Software Foundation. Dokumentacja języka Python, wersja 3.9. Dostępne pod adresem http://www.python.orgNA
NARat HsdBlu: LE, Envigo140NA
Statistical sotwareGraphPad Prism version 10.0.0 (GraphPad Software, Boston, Massachusetts USA)NANA
<

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Grandjean, P. A., Mortimer, J. T. Recruitment properties of monopolar and bipolar epimysial electrodes. Ann. Biomed. Eng. 14 (1), 53-66 (1986).
  2. Memberg, W. D., Stage, T. G., Kirsch, R. F. A fully implanted intramuscular bipolar myoelectric signal recording electrode. Neuromodulation J. Int. Neuromodulation Soc. 17 (8), discussion 799 794-799 (2014).
  3. Loeb, G. E., Gans, C. Electromyography for Experimentalists. , University of Chicago Press. Chicago, IL. (1986).
  4. Boehler, C., Carli, S., Fadiga, L., Stieglitz, T., Asplund, M. Tutorial: guidelines for standardized performance tests for electrodes intended for neural interfaces and bioelectronics. Nat. Protoc. 15 (11), 3557-3578 (2020).
  5. Patel, P. R., et al. Insertion of linear 8.4 µm diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings. J. Neural Eng. 12 (4), 046009(2015).
  6. Richie, J. M., et al. Open-source toolkit: benchtop carbon fiber microelectrode array for nerve recording. J. Vis. Exp. (176), e63099(2021).
  7. Impedance measurement of bipolar stimulation electrodes immersed in medium. Sarolic, A., Skalic, I., Deftu, A., Sapunar, D. 2018 EMF-Med 1st World Conf. Biomed. Appl. Electromagn. Fields EMF-Med, , 1-2 (2018).
  8. Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. Principles of rodent surgery for the New Surgeon. J. Vis. Exp.: JoVE. (47), e2586(2011).
  9. Zealear, D., Li, Y., Huang, S. An implantable system for chronic in vivo electromyography. J. Vis. Exp. JoVE. (158), e60345(2020).
  10. Butterfield, T. A., Leonard, T. R., Herzog, W. Differential serial sarcomere number adaptations in knee extensor muscles of rats is contraction type dependent. J. Appl. Physiol. Bethesda Md 1985. 99 (4), 1352-1358 (2005).
  11. Farago, E., MacIsaac, D., Suk, M., Chan, A. D. C. A review of techniques for surface electromyography signal quality analysis. IEEE Rev. Biomed. Eng. 16, 472-486 (2023).
  12. Raez, M. B. I., Hussain, M. S., Mohd-Yasin, F. Techniques of EMG signal analysis: detection, processing, classification and applications. Biol. Proced. Online. 8, 11-35 (2006).
  13. Tankisi, H., et al. Standards of instrumentation of EMG. Clin. Neurophysiol. 131 (1), 243-258 (2020).
  14. Kumar, A., Accorsi, A., Younghwa, R., Mahasweta, G. Do's and don'ts in the preparation of muscle cryosections for histological analysis. J. Vis. Exp. JoVE. (99), e52793(2015).
  15. Wang, C., Yue, F., Kuang, S. Muscle histology characterization using H&E staining and muscle fiber type classification using immunofluorescence staining. Bio-Protoc. 7 (10), e2279(2017).
  16. Kreifeldt, J. G. Signal versus noise characteristics of filtered EMG used as a control source. IEEE Trans. Biomed. Eng. BME-18 (1), 16-22 (1971).
  17. Farina, D., Yoshida, K., Stieglitz, T., Koch, K. P. Multichannel thin-film electrode for intramuscular electromyographic recordings. J. Appl. Physiol. 104 (3), 821-827 (2008).
  18. Muceli, S., et al. Decoding motor neuron activity from epimysial thin-film electrode recordings following targeted muscle reinnervation. J. Neural Eng. 16 (1), 016010(2018).
  19. Guo, L., Guvanasen, G., Tuthill, C., Nichols, T., Deweerth, S. Characterization of a Stretchable Multielectrode Array for Epimysial Recording. , 694(2011).
  20. Zwarts, M. J., Stegeman, D. F. Multichannel surface EMG: basic aspects and clinical utility. Muscle Nerve. 28 (1), 1-17 (2003).
  21. Fabrication and test of robust spherical epimysial electrodes for lower limb stimulation. Aalb. Den. Koch, K. P., Leinenbach, C., Stieglitz, T. IFESS 5th Conf, , (2000).
  22. Uhlir, J. P., Triolo, R. J., Davis, J. A., Bieri, C. Performance of epimysial stimulating electrodes in the lower extremities of individuals with spinal cord injury. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. 12 (2), 279-287 (2004).
  23. Deer, T. R., et al. The appropriate use of neurostimulation: new and evolving neurostimulation therapies and applicable treatment for chronic pain and selected disease states. Neuromodulation Technol. Neural Interface. 17 (6), 599-615 (2014).
  24. Ortiz-Catalan, M., Brånemark, R., Håkansson, B., Delbeke, J. On the viability of implantable electrodes for the natural control of artificial limbs: Review and discussion. Biomed. Eng. OnLine. 11, 33(2012).
  25. Sando, I. C., et al. Regenerative peripheral nerve interface for prostheses control: electrode comparison. J. Reconstr. Microsurg. 32 (3), 194-199 (2016).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Epimysial ElectrodeElectromyography EMGElectrode FabricationLow Cost ElectrodePreclinical ModelSignal AcquisitionElectrode TestingElectrode ImpedanceElectrochemical Impedance SpectroscopyNeuromuscular Research

Related Articles