Artykuł metodologiczny

Zaawansowane modelowanie tętniaka aorty brzusznej u myszy poprzez połączenie miejscowej elastazy i doustnego ß-aminopropionitrylu

3.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66812

⸱

26 lipca 2024

 ,  ,  , 
1Division of Vascular Surgery, Department of Surgery, University of Wisconsin-Madison School of Medicine and Public Health, 2Division of Vascular Surgery and Endovascular Therapy, University of Florida College of Medicine, 3Department of Cell and Regenerative Biology, University of Wisconsin-Madison School of Medicine and Public Health

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje metodyczne podejście chirurgiczne do modelowania zaawansowanych tętniaków aorty brzusznej u myszy poprzez kombinację bezpośredniego stosowania elastazy do aorty podnerkowej i podawania ß-aminopropionitrylu przez wodę pitną.

Streszczenie

Miejscowy mysi model tętniaka aorty brzusznej (AAA) z elastazy jest wzmocniony w połączeniu z wodą pitną uzupełnianą ß-aminopropionitrylem (BAPN), aby niezawodnie wytwarzać prawdziwe tętniaki podnerkowe z zachowaniami naśladującymi ludzkie tętniaki aorty. Miejscowe zastosowanie elastazy do przydanki aorty podnerkowej powoduje strukturalne uszkodzenie elastycznych warstw ściany aorty i inicjuje rozszerzenie tętniaka. Jednoczesne podawanie BAPN, inhibitora oksydazy lizylowej, sprzyja trwałemu zwyrodnieniu ścian poprzez zmniejszenie sieciowania kolagenu i elastyny. Ta kombinacja powoduje powstawanie dużych tętniaków, które stopniowo rozszerzają się, tworzą śródświetlną skrzeplinę i są zdolne do pęknięcia. Udoskonalenie technik chirurgicznych, takich jak izolacja obwodowa całego odcinka aorty podnerkowej, może pomóc w standaryzacji procedury w celu spójnego i dokładnego stosowania elastazy trzustkowej świń pomimo różnych operatorów i różnic anatomicznych między myszami. Dlatego model elastazy/BAPN jest wyrafinowanym podejściem do chirurgicznej indukcji AAA u myszy, które może lepiej podsumować ludzkie tętniaki i zapewnić dodatkowe możliwości badania wzrostu tętniaka i ryzyka pęknięcia.

Wprowadzenie

Tętniak jest definiowany jako patologiczne rozszerzenie naczynia krwionośnego większe niż 50% średnicy zdrowego naczynia1. Pomimo tego, że tętniaki aorty brzusznej (AAA) są powszechnie spotykanym schorzeniem w starzejącej się populacji, z częstością występowania około >5% mężczyzn > 65 roku życia, nie ma ukierunkowanych strategii terapeutycznych w leczeniu AAA1. Obecne leczenie AAA ogranicza się do redukcji czynników ryzyka i naprawy chirurgicznej za pomocą chirurgii otwartej lub wewnątrznaczyniowej w oparciu o średnicę aorty lub szybkość wzrostu2. Największym zagrożeniem związanym z AAA jest pęknięcie tętniaka, które jest śmiertelne, jeśli nie jest leczone, a naprawa w tym nagłym przypadku może nieść ze sobą ryzyko śmiertelności nawet o 90%1.

Patofizjologia AAA jest skomplikowana, wieloczynnikowa i nie do końca zrozumiała3. Cechy ludzkiego AAA obejmują prawdziwe tętniakowe rozszerzenie ściany aorty z naciekiem komórek zapalnych, obecność skrzepliny śródświetlnej i postępujące poszerzenie, które prowadzi do ostatecznego pęknięcia3,4. Ponadto AAA są związane z zaawansowanym wiekiem, mają przewagę płci męskiej i żeńskiej 9:1 i najczęściej występują w aorcie podnerkowej5. Modelowanie wszystkich cech i zachowań ludzkich AAA u zwierząt pozostaje ciągłym wyzwaniem6.

Obecne modelowanie AAA jest głównie prowadzone u myszy, a tętniaki są zwykle indukowane przy użyciu jednej z trzech metod - przez infuzję angiotensyny II (AngII) przez podskórnie wszczepioną pompę osmotyczną, oraz przez bezpośrednie zastosowanie chlorku wapnia (CaCl2) lub elastazy do aorty7. W tej drugiej metodzie elastaza trzustkowa świni (PPE) jest nakładana na odcinek aorty podnerkowej i powoduje enzymatyczną degradację włókien elastyny w elastycznej blaszce osłonki środkowej. To uszkodzenie strukturalne powoduje osłabienie ściany aorty i rozszerzenie tętniaka na zewnątrz. Stosowanie samej elastazy miejscowej powoduje jednak powstawanie stosunkowo małych tętniaków podnerkowych, które z czasem nie powiększają się ani nie pękają. Niedawno Lu i in. ulepszyli ten model, dodatkowo podając β-aminopropionitryl (BAPN), nieodwracalny inhibitor oksydazy lizylowej, myszom leczonym elastazą8. Zapobiegając sieciowaniu włókien elastyny i kolagenu, suplementacja BAPN powoduje stopniowe rozszerzanie się aort uszkodzonych przez elastazę aż do momentu pęknięcia. Model elastazy/BAPN ma dodatkowo wyższy wskaźnik zapadalności na AAA niż miejscowy model elastazy, a wytwarzane tętniaki są również większe i zawierają skrzeplinę wewnątrzświetlną8.

W modelu elastazy/BAPN, stopień chirurgicznego rozwarstwienia i wystawienie aorty na elastazę może mieć wpływ na sukces i powtarzalność tego modelu. W tym artykule opisujemy, że jednoczesne podawanie wody pitnej BAPN i miejscowe stosowanie elastazy do aorty po obwodowej izolacji całego podnerkowego odcinka aorty poprawia powtarzalność, uwzględnia różnice anatomiczne między zwierzętami i skutkuje większą częstością indukcji AAA, rozmiarami tętniaków i częstością pęknięć. W tym artykule opiszemy ustandaryzowane podejście do niezawodnego wywoływania zaawansowanych tętniaków aorty brzusznej u myszy przy użyciu kombinacji miejscowej wody uzupełnionej elastazą i BAPN.

Protokół

Protokoły dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Wisconsin-Madison (M005792).

1. Utrzymanie zwierząt

  1. Hoduj myszy na standardowej karmie utrzymującej. Wykorzystaj myszy dorosłe lub młode dorosłe (w wieku 8-12 tygodni).
    UWAGA: Wykorzystanie osobników dorosłych gwarantuje, że zwierzęta osiągnęły pełną dojrzałość i ogranicza ryzyko, że zmiany średnicy aorty mogą być związane ze wzrostem zwierzęcia. W niniejszym badaniu wykorzystano samce i samice myszy C57BL/6J w wieku 22-24 tygodni w momencie operacji. Lu i współpracownicy nie zaobserwowali istotnych różnic w odpowiedzi tętniaczowej między młodszymi a starszymi myszami8. Ponadto, choć większość modelowania tętniaków przeprowadza się na samcach myszy, model ten skutecznie indukuje AAA u obu płci9.
  2. Ustal czas trwania badania i przypisz zwierzęta do grup badawczych lub grupy pozorowanej (kontrolnej). Podawaj myszom z grupy badawczej wodę pitną z dodatkiem 0,2% BAPN i poddaj je operacji z miejscowym zastosowaniem aktywnej elastazy w obrębie aorty podnerkowej. Zwierzętom kontrolnym podawaj nieleczoną wodę i poddaj je operacji z zastosowaniem zdenaturowanej elastazy w obrębie aorty podnerkowej.

2. Wprowadzenie wody pitnej uzupełnionej o $\beta$-aminopropionitryl (BAPN)

  1. Na dwa dni przed operacją rozpocznij podawanie myszom traktowanym wody pitnej z 0,2% BAPN. Przygotuj wodę z BAPN w większych objętościach i przechowuj ją w ciemności w temperaturze 4 °C do 28 dni. Upewnij się, że woda z BAPN osiągnęła temperaturę pokojową przed podaniem jej myszom.
    UWAGA: Zalecamy wymianę wody z BAPN w klatkach co 7 dni przez cały czas trwania badania.

3. Przygotowanie materiałów w dniu operacji

  1. Potnij rękawiczki chirurgiczne na paski o wymiarach 5 mm x 10 mm, które zostaną później wykorzystane do izolacji aorty przed podaniem elastazy. Przygotuj pole chirurgiczne, wycinając w jego centrum owal o rozmiarze ok. 1,5 cm x 3 cm. Rozłóż gazę o wymiarach 2 in x 2 in i przetnij ją na pół, aby uzyskać paski gazy o wymiarach około 2,5 cm x 10 cm, które zostaną później użyte do odsunięcia zawartości jamy brzusznej. Wszystkie instrumenty chirurgiczne poddaj autoklawowaniu (patrz: the Tabela materiałów) i przygotować sterylne pole operacyjne, zgodnie z przykładem przedstawionym w Rycina 1.

Konfiguracja mikroskopu chirurgicznego; oznakowane narzędzia i materiały do procedury laboratoryjnej z zewnętrznym źródłem światła.
Rysunek 1: Przykład sterylnego przygotowania do operacji w ramach tworzenia mysiego modelu AAA indukowanego elastazą/BAPN. Skróty: BAPN = ß-aminopropionitryl; AAA = tętniak aorty brzusznej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Przygotuj klatkę do rekonwalescencji pooperacyjnej, umieszczając czystą klatkę pod lampą grzewczą, a obok lampy roztwór soli fizjologicznej, aby ogrzał się do temperatury ciała (37 °C). Upewnij się, że lampa grzewcza jest bezpiecznie ustawiona, tak aby klatka i sól fizjologiczna były ciepłe, ale ich temperatura nie przekraczała 37 °C. Włącz pompę wodną, aby rozpocząć cyrkulację ciepłej wody przez podkładkę grzewczą.

4. Przygotowanie zwierząt do operacji

  1. Umieść myszy w komorze indukcyjnej i znieczul je 5% isofluranem przy przepływie 200 mL/min, używając elektronicznego parownika o niskim przepływie. Podczas znieczulenia zważ każdą mysz i podaj podskórnie 0,6 mg/kg buprenorfiny ER oraz 20 mg/kg karprofenu w celu zapewnienia analgezji. Użyj elektrycznej maszynki do strzyżenia, aby wygolić sierść na brzuchu, od dolnej części brzucha do miejsca poniżej wyrostka mieczowatego. Użyj gazy lub chusteczki laboratoryjnej, aby usunąć nadmiar włosów. Wróć myszy do klatki i odczekaj co najmniej 20 min, aż analgezja zacznie działać, przed przystąpieniem do operacji.
  2. Po upływie co najmniej 20 min od podania leków przeciwbólowych, umieść mysz w komorze indukcji znieczulenia i ponownie podaj 5% isofluranu przy przepływie 200 mL/min, używając elektronicznego parownika o niskim przepływie, aż mysz zostanie uspokojona.
  3. Wyjmij uspokojoną mysz z komory indukcyjnej i ułóż ją na plecach w polu operacyjnym. Nałóż żel do oczu i przymocuj maskę nosową taśmą chirurgiczną. Zmniejsz dawkę dostarczanego wziewnego isofluranu do stężenia podtrzymującego 1-2% przy przepływie 50 mL/min. Przymocuj przednie i tylne łapy myszy taśmą chirurgiczną.
  4. Zlokalizuj pęcherz moczowy w dolnej części brzucha myszy. Delikatnie wywieraj zewnętrzny ucisk na pęcherz kciukiem, palcem wskazującym i środkowym, aby wywołać mikcję; w tym czasie używaj kawałka gazy do odsączania moczu.
    UWAGA: Należy uważać, aby nie zanieczyścić pola operacyjnego.
  5. Rozpocznij dezynfekcję brzucha, nakładając preparat do mycia na bazie jodu lub chlorheksydyny oraz 70% alkohol za pomocą patyczków bawełnianych. Zacznij od środka brzucha i poruszaj się na zewnątrz ruchem okrężnym 3 razy. Pozwól obszarowi na krótkie wyschnięcie pomiędzy aplikacjami.
  6. Sprawdź brak reakcji na uciśnięcie palca u nogi, aby upewnić się, że znieczulenie jest wystarczające. Upewnij się, że maska nosowa i kończyny są zabezpieczone. Przykryj mysz obłożeniem chirurgicznym tak, aby otwór znajdował się bezpośrednio nad przygotowanym chirurgicznie brzuchem.
    UWAGA: Nie przeciągaj obłożenia przez mysz, aby uniknąć potencjalnego zanieczyszczenia.

5. Chirurgiczne indukowanie AAA

  1. Wejście do jamy brzusznej:
    1. Umyć ręce i założyć czyste rękawiczki nitrylowe lub sterylne rękawiczki chirurgiczne. Przed kontaktem z polem operacyjnym zawsze spryskać rękawiczki 70% EtOH i pocierać dłońmi, aż wyschną.
    2. Za pomocą pęsety tępej unieść skórę w linii środkowej brzucha. Za pomocą skalpela wykonać podłużne nacięcie w linii środkowej brzucha o długości około 2-3 cm.
    3. Użyć pęsety do uniesienia mięśni prostych brzucha w celu zidentyfikowania przeźroczystej białej linii (linea alba). Za pomocą nożyczek wejść do jamy brzusznej przez linea alba, a następnie rozszerzyć nacięcie wzdłuż linea alba proksymalnie i dystalnie.
  2. Odsłonięcie aorty brzusznej:
    1. Zwilżyć pasek gazy i dwa tampony bawełniane podgrzaną solą fizjologiczną. Wykonać wałek brzuszny, ciasno zwijając jeden koniec gazy do połowy, pozostawiając dłuższy wolny koniec.
    2. Użyć rozwieraka do skóry, aby odsunąć prawą ścianę brzucha.
    3. Używając zwilżonych tamponów bawełnianych, wykonać prawostronną przyśrodkową rotację trzewną, delikatnie przesuwając jelito cienkie i grube do lewego górnego kwadrantu, aby uwidocznić aortę i żyłę główną dolną (IVC). Użyć wałka brzusznego do odsunięcia jelit z pola widzenia – wsunąć zwinięty koniec gazy pod jelita, a następnie owinąć wolny koniec wokół nich i wyprowadzić go na zewnątrz ciała, aby delikatnie otulić jelita. Przyłożyć delikatny nacisk do wolnego końca gazy, aby utrzymać jelita poza polem widzenia. Dostosować położenie wałka brzusznego i rozwieraka do skóry, aby uzyskać optymalny widok na narządy zaotrzewnowe, jak pokazano na Rysunku 2A.
      UWAGA: Wałek brzuszny pomaga utrzymać wilgotność jelit i chronić je przed przypadkowym uszkodzeniem przez instrumenty chirurgiczne. Należy upewnić się, że gaza pozostaje wilgotna podczas procedury, aby zapobiec wysychaniu jelit. Należy uważać, aby nie odsuwać jelit gwałtownie, ponieważ może to spowodować załamanie tętnicy krezkowej górnej i naczyń krwionośnych jelit, co potencjalnie może doprowadzić do uszkodzeń niedokrwiennych. Ponadto, podczas wstępnego przesuwania jelita cienkiego, należy uważać na cienkie, przeźroczyste przyczepy między jelitem grubym a dolną częścią wątroby (więzadło wątrobowo-okrężnicze), które przy braku ostrożności mogą łatwo zerwać torebkę wątroby i spowodować krwawienie. Jeśli podczas odsuwania występuje napięcie tego więzadła, należy je przeciąć ostro nożyczkami.

Procedura chirurgiczna demonstrująca przygotowanie jamy brzusznej, rozmieszczenie retraktorów; etapy operacji w przestrzeni zaotrzewnowej.
Rycina 2: Przedstawienie retrakcji brzusznej i optymalnego pola widzenia chirurgicznego dla odsłonięcia aorty podnerkowej myszy. (A) Umieszczenie gazy w formie wałka pomaga odsunąć narządy wewnątrzbrzuszne, podczas gdy przeciwległy retraktor wspomaga wizualizację przestrzeni zaotrzewnowej. Sterylna ściereczka chirurgiczna (przezroczysta, aby ukazać orientację zwierzęcia) jest kładziona na znieczulonym zwierzęciu w celu zachowania sterylności. (B) Powięź zaotrzewnowa (zielone pole) pokrywa aortę od przodu. (C) Przykład aorty podnerkowej po rozcięciu powięzi zaotrzewnowej. Izolację aorty od IVC można przeprowadzić, zaczynając od potencjalnej przestrzeni między aortą a IVC, znajdującej się tuż za lewą żyłą nerkową w miejscu jej przejścia przed aortą (żółte koło). Skrót: IVC = żyła główna dolna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Obwodowa dyssekcja i izolacja aorty podnerkowej:
    1. Upewnij się, że żyła główna dolna (IVC) i aorta podnerkowa są w pełni widoczne. Rozpocznij odsłanianie aorty od nacięcia i rozdzielenia powięzi zaotrzewnowej (RP) (Rysunek 2B). Zidentyfikuj tętnice gonadalne (jajniczkowe lub jajnikowe), które przebiegają równolegle wzdłuż przedniej części aorty podnerkowej (Rysunek 2B i Rysunek 3). Używając pincety, rozdziel tępo powięź pomiędzy tętnicami gonadalnymi i kontynuuj preparację wzdłużnie, aby odsłonić aortę od przodu (Rysunek 2C).
      UWAGA: Powięź RP to cienka, półprzezroczysta warstwa tkanki łącznej zawierająca naczynia limfatyczne i splot trzewny. Konieczne jest rozcięcie powięzi RP, aby odsłonić aortę. Nie należy jednak rozcinać tkanki łącznej błony zewnętrznej aorty. Rozdarcie błony zewnętrznej (biała tkanka łączna) odsłoni błonę środkową (ma jasnoczerwony kolor), co prawdopodobnie doprowadzi do pęknięcia aorty w tym miejscu po zastosowaniu elastazy.
    2. Następnie zacznij oddzielać aortę brzuszną od IVC. Rozpocznij tę dyssekcję w niewielkiej szczelinie między IVC a aortą, znajdującej się tuż poniżej dolnej krawędzi lewej żyły nerkowej w miejscu, gdzie przecina ona aortę (Rysunek 2C). Używając końcówek pincety, delikatnie rozsuń włókna tkanki łącznej między aortą a IVC i kontynuuj pracę obwodowo wokół aorty na tym poziomie.
      UWAGA: IVC ma bardzo cienkie ściany i ściśle przylega do aorty poprzez cienką warstwę włóknistej tkanki łącznej. Należy uważać, aby unikać manipulowania IVC lub w maksymalnym stopniu unikać jej oczyszczania. Oddzielenie prawej strony aorty od IVC w pierwszej kolejności (przed oddzieleniem lewej strony aorty od otaczającej muskulatury) pomoże aorcie „odsunąć się” od IVC.
    3. Kontynuuj tępe rozdzielanie płaszczyzny między aortą a IVC, przesuwając się w kierunku kąudalnym do rozwidlenia aorty. Przerwij dalszą dyssekcję dystalną po dotarciu do rozwidlenia aorty.
      UWAGA: Zachowaj szczególną ostrożność podczas dyssekcji wokół tętnicy krezkowej dolnej (IMA), która zazwyczaj znajduje się w środkowej części aorty podnerkowej i przebiega bocznie przez IVC.
    4. Po oddzieleniu prawej krawędzi aorty od IVC wróć proksymalnie do poziomu lewej żyły nerkowej. Oddziel powięź RP od bocznej lewej krawędzi aorty, pracując obwodowo, aż aorta zostanie całkowicie wyizolowana. Patrz Rysunek 3 w celu zapoznania się z anatomią istotną dla dyssekcji zaotrzewnowej.
      UWAGA: Zachowaj ostrożność podczas dyssekcji za aortą, ponieważ lokalizacja i liczba żył oraz tętnic lędźwiowych są bardzo zmienne. Patrz Rysunek 4 w celu zapoznania się z obszarami o wysokim ryzyku krwawienia podczas tej dyssekcji.
    5. Upewnij się, że aorta jest obwodowo wyizolowana od IVC i otaczającej muskulatury w możliwie największym stopniu, wykonując ostrożną dyssekcję wokół segmentów aorty związanych z IMA i tętnicami lędźwiowymi.
    6. Umieść pasek z rękawiczki wzdłuż prawej i lewej krawędzi aorty, jak pokazano na Rysunku 5A. Postaraj się osłonić jak największą część IVC.
    7. Użyj suwmiarki ręcznej, aby zmierzyć największą średnicę aorty i zapisz trzy pomiary. Przed i po pomiarach spryskaj końcówki suwmiarki 70% EtOH. Unikaj bezpośredniego kontaktu końcówek suwmiarki z aortą, aby zapobiec kontaminacji.
      UWAGA: Można również wykorzystać zdjęcia wykonane za pomocą skalibrowanego mikroskopu z kamerą.

Schemat anatomiczny naczyń brzusznych przedstawiający naczynia nerkowe, tętnice, żyły, naczynia limfatyczne i jelita.
Rysunek 3: Anatomia ukrwienia dolnej części brzucha, miednicy i przestrzeni zaotrzewnowej u myszy.Skróty: R = prawy; L = lewy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Schemat anatomii żył brzusznych pokazujący odgałęzienia żył od aorty, z opisanymi gałęziami.
Rycina 4: Miejsca o wysokim ryzyku uszkodzenia i krwotoku podczasy rozczepiania tkanek w przestrzeni zaotrzewnowej i obwodowej izolacji aorty podnerkowej. Skróty: L = lewy; IMA = tętnica krezkowa dolna. Prosimy kliknąć tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat umieszczenia implantu dentystycznego z pomiarami i nacięciami w celu oceny precyzji chirurgicznej.
Rysunek 5: Odpowiedzi śródoperacyjne na zastosowanie elastazy lub procedurę pozorną w mysim modelu AAA indukowanego elastazą/BAPN. (A) Segmenty rękawiczki są umieszczane wzdłuż aorty przed podaniem elastazy, aby pomóc chronić IVC i jelita przed kontaktem z elastazą, zapewniając jednocześnie nasączenie aorty elastazą (B) Zastosowanie zdenaturowanej elastazy nie powoduje rozszerzenia aorty (niebieska ramka). Maksymalna średnica aorty wynosiła 0,627 mm w stanie wyjściowym, a następnie 0,607 mm po 5 min miejscowego podania zdenaturowanej elastazy. (C) Zastosowanie elastazy powoduje rozszerzenie aorty po 5 min leczenia. W tym przykładzie aorta (zielona) rozszerzyła się z 0,607 mm do 0,953 mm, co stanowi wzrost średnicy o 57%. Skróty: BAPN = ß-aminopropionitryl; AAA = tętniak aorty brzusznej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Aplikacja elastazy:
    1. Użyć patyczka z bawełką, aby osuszyć aortę z nadmiaru krwi lub płynów.
    2. Następnie na górną powierzchnię aorty położyć kawałek suchej gazy o wymiarach 10 mm x 2 mm. Za pomocą pipety nanieść 5 µL elastazy (lub kontrolnej denaturowanej elastazy), aby nasączyć gazę i aortę. Delikatnie owinąć aortę kawałkami rękawiczki.
      UWAGA: Aby przygotować denaturowaną elastazę do użycia w grupach pozornych (sham) lub kontrolnych, należy gotować elastazę w temperaturze 100 °C przez 30 min.
    3. Odczekać 5 min, aby elastaza zadziałała na aortę. W czasie tego inkubowania, jeśli jest to konieczne, należy zmniejszyć napięcie wywołane przez wałek brzuszny i retryptor skóry.
      UWAGA: Ze względu na efekt serii (batch effect) w przypadku elastazy, zaleca się, aby badacze używali jednej butelki elastazy do wszystkich eksperymentów w ramach jednego badania. Przy każdej nowej butelce elastazy zaleca się wykonanie testu dawka-odpowiedź, aby upewnić się, że nie występuje zbyt duża liczba wczesnych pęknięć (przed upływem 4 tygodni). Czas aplikacji elastazy można dostosować w zakresie od 4 do 6 min, w zależności od reakcji na preparat.
    4. Po 5 min ponownie ułożyć odsunione pętle jelit i rozwinąć kawałki rękawiczki. Przepłukać jamę brzuszna 1 mL ciepłej, 0,9% sterylnej soli fizjologicznej, ostrożnie usuwając gazę i kawałki rękawiczki z aorty. Wchłonąć sól fizjologiczną z jamy brzusznej za pomocą gazy o wymiarach 10 mm x 10 mm. Powtórzyć płukanie brzucha łącznie 3 razy po 1 mL.
    5. Używając suwmiarki ręcznej, ponownie zmierzyć najszerszą średnicę aorty po aplikacji elastazy i zapisać wynik 3 razy. Przykłady rozszerzenia aorty po podaniu elastazy aktywnej oraz pozornej (sham) przedstawiono na Rysunku 5B,C.
      UWAGA: Średnie z trzech pomiarów przed i po zastosowaniu elastazy można wykorzystać do obliczenia procentowej zmiany średnicy aorty po zabiegu. Zazwyczaj bezpośrednio po podaniu elastazy następuje wyraźne rozszerzenie o ok. 30-50%, co pozwala potwierdzić funkcjonalność elastazy i prawidłowe opracowanie aorty. Średnica aorty nie powinna ulec zmianie po aplikacji denaturowanej elastazy lub może być nieco mniejsza (prawdopodobnie z powodu skurczu).
  2. Zamknięcie jamy brzusznej:
    1. Ostrożnie usunąć wałek brzuszny spod jelit i z ciała. W razie potrzeby nanieść dodatkową sól fizjologiczną na jelita, aby zapobiec ich przywieraniu do wałka podczas usuwania. Sprawdzić, czy jelita mają różowy kolor i są odpowiednio ukrwione.
      UWAGA: Nie ma potrzeby próbowania przywrócenia jelit do ich pierwotnego położenia; takie działanie może grozić skręceniem jelit lub powstaniem przepuklin wewnętrznych.
    2. Zbliżyć powięź brzuszną, stosując ciągły szew z nieabsorbowalnej nici monofilamentowej 5-0. Zamknąć skórę za pomocą 3-4 zszywek skórnych.

6. Pooperacyjna opieka nad zwierzętami

  1. Umieść mysz w klatce regeneracyjnej z lampą grzewczą. Upewnij się, że temperatura w klatce jest ciepła, a nie gorąca.
  2. Podaj podskórnie bolus 0,5-1 mL 0,9% soli fizjologicznej.
  3. Pozostaw mysz do samodzielnego wybudzenia w ogrzanej klatce przez około 20 min, aż odzyska aktywność zgodnie z protokołem instytucjonalnym, a następnie przenieś ją z powrotem do klatki bytowej.
  4. Zgodnie z protokołem instytucjonalnym, podaj karprofen w dawce 20 mg/kg w 24 h po zabiegu (w 1. dobie pooperacyjnej) i kontynuuj podawanie codziennie przez 3 dni.

7. Pomiar aorty i pobieranie tkanek

  1. Po eutanazji przy użyciu izofluranu i zwichnięciu szyjnym, ponownie otwórz jamę brzuszną. Przedłuż nacięcie przez mostek, aby uzyskać dostęp do klatki piersiowej. Wycięte prawym przedsionki i przepłucz lewą komorę 10 mL zimnego 1% roztworu buforowanego soli fosforanowej Dulbecco (DPBS) w ciągu 2 min. Usuń płuca, wątrobę i śledzionę.
    UWAGA: Należy uważać, aby nie uszkodzić jelit; wyciek treści jelitowej może wpłynąć na analizę tkanek.
  2. Odsłoń aortę brzuszną i zmierz maksymalną średnicę aorty podnerkowej, zgodnie z powyższym opisem. Kontynuuj preparację całej aorty i serca. Po wyizolowaniu serca i aorty przetnij wszystkie odgałęzienia tętnicze oraz tętnice biodrowe wspólne, pozostawiając krótkie, nienaruszone segmenty na aorcie. Umieść serce i aortę na kontrastowym tle obok linijki i wykonaj zdjęcie.

8. Analiza danych i raportowanie

  1. Aby zminimalizować ryzyko błędów pomiarowych, zmierz średnice aorty co najmniej 3 razy przy użyciu suwmiarki ręcznej, a następnie przyjmij wartość średnią jako ostateczną średnicę.
  2. Zdefiniuj tętniaka aorty brzusznej (AAA) jako wzrost średnicy zdrowej aorty o 50%. W wynikach badania należy uwzględnić zarówno całkowite średnice aorty, jak i procentową zmianę średnicy.

Wyniki

W badaniu wykorzystano samce i samice myszy C57BL/6J w wieku 22-24 tygodni. Aorty podnerbowe poddano działaniu 5 µL enzymu elastazy (6,9 mg białka/mL, 6 jednostek/mg białka) lub denaturowanej elastazy przez 5 min. U samców traktowanych elastazą odnotowano wzrost średnicy aorty o 43,4% po 5 min ekspozycji na elastazę w porównaniu do bazowej średnicy aorty przed zabiegiem, natomiast u samic traktowanych wzrost ten wyniósł 33,6% (P = 0,0342). Średnice aorty w grupie kontrolnej (sham) nie wykazały istotnych zmian podczas 5 min ekspozycji na denaturowaną elastazę (samce 0,5%; samice -2,8%). Wśród 12 myszy traktowanych i 6 myszy z grupy kontrolnej nie wystąpiły zgony związane z zabiegiem chirurgicznym. Dane z badania 28-dniowego przedstawiono w Tabeli 1. Wśród traktowanych samic 3 z 6 myszy padły w wyniku pęknięcia tętniaka aorty brzusznej (AAA); jedna w 20. dobie pooperacyjnej i dwie w 28. dobie (Rycina 6). Wśród traktowanych samców nie wystąpiły pęknięcia AAA. Tętniaki AAA (zdefiniowane jako wzrost średnicy aorty o >50% względem wartości bazowej lub zgon z powodu pęknięcia AAA) wywołano z powodzeniem u wszystkich traktowanych myszy (12 z 12). Po 28 dniach średnia średnica AAA u traktowanych samców wynosiła 2,86 ± 0,31 mm, przy średniej procentowej zmianie 257 ± 54%, natomiast średnice AAA u przeżyjących traktowanych samic wynosiły 3,60 ± 1,87 mm, przy średniej procentowej zmianie 417 ± 286% (Rycina 7). U myszy z grupy kontrolnej nie odnotowano istotnych zmian średnic aorty.

Wykres analizy przeżywalności z przekrojem myszy B6 wykazującym porównanie rozwoju narządów w 28. dniu.
Rysunek 6: Przeżywalność samców i samic myszy B6 podczas 28-dniowego modelu AAA indukowanego elastazą/BAPN. (A) Pęknięcie AAA wystąpiło u 3 z 6 leczonych samic (u jednej myszy w 20. dniu, następnie u dwóch myszy w 25. dniu), podczas gdy wśród 6 leczonych samców nie stwierdzono pęknięć w 28. dniu. (B) Reprezentatywne obrazy z sekcji zwłok samicy myszy, która padła w wyniku pęknięcia AAA. Pęknięcie AAA jest widoczne jako duży krwiak zaotrzewnowy (lewo) oraz obecność podnerkowego AAA z defektem ściany (prawo). Skróty: BAPN = ß-aminopropionitrylowy; AAA = tętniak aorty brzusznej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wyniki średnicy aorty; wykres słupkowy i przekroje próbek; porównanie grupy SHAM i leczonej ELASTAZĄ/BAPN.
Rysunek 7: Maksymalne średnice aorty u samców i samic myszy B6 w grupie leczonej elastazą/BAPN oraz grupie sham w 28. dniu. (A) Myszy leczone wykazują znacznie większe średnice w odcinku podnerkowym w 28. dniu w porównaniu z grupą sham. (B) Połączenie elastazy i BAPN skutecznie wywołuje duże tętniaki aorty brzusznej w odcinku podnerkowym u samców i samic myszy B6. Skróty: BAPN = ß-aminopropionitryl; AAA = tętniak aorty brzusznej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

B6 samiec ShamB6 samica Shamsamce B6 Elastaza/BAPNSamicze myszy B6 Elastaza/BAPN
Liczba myszy3366
Wiek (tygodnie)22.3 ± 0.022.7 ± 0.723.1 ± 0.223.2 ± 0.2
Masa (g; podczas operacji)36.3 ± 2.523.7 ± 1.232.8 ± 1.7*23.7 ± 0.8
Średnica aorty przed leczeniem (mm)0.89 ± 0.020.75 ± 0.040.81 ± 0.070.73 ± 0.09
Średnica aorty po leczeniu (mm)0.90 ± 0.030.73 ± 0.011.15 ± 0.03**0.98 ± 0.12**
Procentowa zmiana po 5-minutowej obróbce (%)0.5 ± 4.4-2.8 ± 5.343.4 ± 10.2***33.6 ± 4.5***
częstość występowania tętniaka aorty brzusznej (%)0 / 30 / 36 / 66 / 6
Pęknięcia tętniaka aorty brzusznej (AAA) w ciągu 28 dni0 / 30 / 30 / 63 / 6
Przeżywalność do 28. dnia3 / 33 / 36 / 63 / 6
Maksymalna średnica aorty w 28. dniu (mm)0.85 ± 0.010.64 ± 0.012.86 ± 0.31*3.60 ± 1.87**
Procentowa zmiana średnicy aorty w 28. dniu (%)-4 ± 2-16 ± 2257 ± 54*417 ± 286**

Tabela 1: Wyniki 28-dniowego modelu tętniaka aorty brzusznej (AAA) u myszy indukowanego elastazą/BAPN.Dane przedstawiono jako średnia ± SD. *P<0,05, **P<0,005, ***P<0,0001 w porównaniu do grupy sham tej samej płci przy użyciu jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA) testem Fischera. Skróty: BAPN = ß-aminopropionitryl; AAA = tętniak aorty brzusznej.

Dyskusja

Zrozumienie złożonej patofizjologii tętniaka aorty ma kluczowe znaczenie dla poprawy leczenia choroby tętniaka aorty. Podczas gdy nowsze strategie są aktywnie opracowywane w celu poprawy wyników chirurgicznych, AAA pozostają powszechne w naszym starzejącym się społeczeństwie, a pęknięcie tętniaka pozostaje główną przyczyną zgonów w Stanach Zjednoczonych10. W związku z tym niezaspokojone potrzeby w zakresie strategii wykrywania, zapobiegania i leczenia tętniaków AAA uzasadniają dalsze podstawowe badania nad tętniakami11.

Modele zwierzęce, które dokładnie i skutecznie podsumowują cechy i zachowania ludzkich AAA, są niezbędne do mechanistycznych badań patofizjologii tętniaków i identyfikacji potencjalnych celów terapeutycznych. Podczas gdy obecne modele zwierzęce mogą naśladować główne aspekty zmian tętniakowych, które występują w chorobach ludzkich, żaden pojedynczy model nie reprezentuje w pełni prawdziwej złożoności ludzkich tętniaków. Obecnie myszy są najszerzej akceptowanym gatunkiem do modelowania AAA u zwierząt. Badacze powinni rozważyć różne mocne i słabe strony każdego modelu mysiego dla konkretnego badania tętniaka, takie jak te fachowo opisane w przeglądach Daugherty'ego i wsp. oraz Buscha i wsp.12,13.

Zastosowanie elastazy do indukcji AAA u gryzoni zostało po raz pierwszy opisane przez Anidjara i wsp. w 1990roku. Perfuzja aorty elastazą trzustkową świni za pomocą pompy strzykawkowej powoduje początkowe rozszerzenie w przybliżeniu od 50% do 70%, a rozszerzone segmenty korzystnie wykazują podobne cechy patologiczne ludzkich tętniaków, takie jak zwyrodnienie przyśrodkowe i zapalenie przybyszowe. Klasyczny model perfuzji jest jednak prawdopodobnie najtrudniejszym technicznie modelem tętniaka, a tętniaki, które zwykle powstają w drugim tygodniu, zaczynają stopniowo ustępować. Bhamidipati i in. w 2012 roku wykazali, że przypadkowe stosowanie elastazy może również z powodzeniem wywołać podobne tętniaki, które są bardziej powtarzalne w rozmiarze15. Znacznie mniej wymagający model, miejscowy model elastazy stał się szeroko stosowany w badaniach nad tętniakami. Dodatkowa metodologia i zalety miejscowego modelu elastazy zostały omówione w artykule metodowym autorstwa Xue i współpracowników16.

Model elastazy/BAPN mysiego AAA został opracowany przez Lu i współpracowników w 2017 roku8. Wprowadzenie wody pitnej o stężeniu 0,2% BAPN poprawiło wiele krytycznych uwag dotyczących klasycznego modelu elastazy miejscowej, obecnie powodując tętniaki, które stale się rozszerzają, aż do punktu pęknięcia AAA. W badaniu z 2017 r. wykazali, że myszy w grupie leczonej elastazą/BAPN miały znacznie wyższe wskaźniki tworzenia AAA w porównaniu z grupą elastazy (93% vs 65%, P < 0,01), które były również bardziej zaawansowanymi AAA. W ciągu 100-dniowego okresu badania AAA w grupie elastazy/BAPN nadal rozszerzały się do >800% średnicy wyjściowej i tworzyły skrzeplinę śródświateł (53,8%), a 46,2% spontanicznie pękło przed końcem eksperymentu. Model ten pozwolił naukowcom na zbadanie czynników, które mogą wpływać na postęp tętniaka i stabilność w czasie.

Berman i wsp. dalej badali model elastazy/BAPN, zmieniając stężenie miejscowej elastazy, czas trwania badania, czas podawania BAPN i wpływ płci zwierząt9. Leczenie 5 μl elastazy o wyższym stężeniu (5 mg/ml lub 10 mg/ml) powodowało większe tętniaki niż 2,5 mg/ml w ciągu 56 dni. Częstość powstawania skrzepliny wewnątrzświetlnej zależała również od stężenia elastazy, które wystąpiło u 28,6% myszy leczonych dawką 5 mg/ml i 62,5% myszy leczonych dawką 10 mg/ml. Wykazali również, że model elastazy/BAPN może indukować tętniaki u samic myszy. Chociaż badano tylko kilka samic myszy (n = 5), stwierdzono, że tętniaki u samic były bardziej podatne na pęknięcie (2 z 5 myszy) i były znacznie większe niż u samców AAA po 56 dniach.

W tym artykule staramy się przedstawić metodę rozwiązania jednego z największych ograniczeń modelowania chirurgicznego, jakim jest zmienność procedury chirurgicznej. Bez wyraźnego konsensusu co do stopnia rozwarstwienia i obszaru aorty poddanego działaniu elastazy, wyniki tego modelu mogą się znacznie różnić w zależności od zwierząt, badaczy i instytucji. Zaobserwowaliśmy liczne różnice anatomiczne między myszami, w tym między innymi liczbę i wielkość tętnic i żył lędźwiowych oraz lokalizację IMA, start lewej żyły gonadalnej, co może być ograniczające przy próbie leczenia tylko części lub określonego odcinka aorty podnerkowej. Tutaj pokazujemy, że obwodowe rozwarstwienie całej długości aorty podnerkowej od lewej tętnicy nerkowej proksymalnie do dystalnego rozwidlenia aorty pomaga zapewnić powtarzalne stopnie ekspozycji aorty pomimo różnic anatomicznych, jednocześnie zwiększając powodzenie indukcji tętniaka i zapewniając jasne granice dla operatora. Ponadto rozmiar i bardziej przednie położenie IVC ma tendencję do pokrywania większości aorty, co może wpływać na ilość leczonej aorty, jeśli nie zostanie odizolowana od IVC. Chociaż konieczne jest usunięcie powięzi zaotrzewnowej w celu odsłonięcia aorty, ważne jest, aby nie preparować w pełni tkanki łącznej przydanki z aorty i odsłaniać żadnej z warstw pożywki, ponieważ zwykle powoduje to pęknięcie podczas 5-minutowego okresu inkubacji elastazy. Może to służyć jako dodatkowa kontrola wewnętrzna stopnia rozbioru za pomocą tego modelu, ale może być frustrującą krzywą uczenia się przy przyjmowaniu tego modelu. Operatorzy dodatkowo poznają obszary podwyższonego ryzyka (ryc. 4), które mogą łatwo ulec uszkodzeniu podczas operacji i doprowadzić do niekontrolowanego krwotoku.

Chociaż ważne jest, aby kroki proceduralne tego modelu były spójne, czas trwania badania i czas ultrasonografii interwałowej mogą się różnić w zależności od celu badania. Rozszerzenie aorty rozpoczyna się natychmiast po zastosowaniu elastazy, jednak badania wykorzystujące ten model zwykle obserwuje myszy przez 28 dni po operacji7, jak w tym przykładowym eksperymencie. Wydłużenie czasu trwania badania powinno być brane pod uwagę w przypadku badania zaawansowanych tętniaków, długoterminowego wzrostu, tworzenia się skrzepliny śródświetlnej lub pęknięcia.

Dodatkowe środki okołooperacyjne, takie jak utrzymanie temperatury ciała zwierzęcia i stanu nawodnienia, mogą pomóc w poprawie przeżywalności zwierząt po tej inwazyjnej procedurze. Użycie poduszki grzewczej podczas operacji i umieszczenie w ciepłej klatce rekonwalescencji może pomóc uniknąć hipotermii. Sól fizjologiczną należy podgrzać przed użyciem do płukania jamy brzusznej. Podskórny bolus płynowy bezpośrednio po operacji może odpowiadać za niewyczuwalne straty płynów podczas operacji i pomóc zwierzęciu w utrzymaniu odpowiedniego nawodnienia w bezpośredniej fazie rekonwalescencji. Dzięki starannemu obchodzeniu się z tkankami i konsekwentnemu podejściu metodycznym, model elastazy/BAPN może być wykonywany przez doświadczonego operatora od 30 do 45 minut na mysz i niezawodnie wytwarza AAA przy bardzo niskiej liczbie powikłań okołooperacyjnych.

Nasze wyniki pokazują, że połączenie BAPN wraz z obwodowym rozwarstwieniem aorty podnerkowej przed zastosowaniem elastazy powoduje powstawanie dużych, stale rozszerzających się tętniaków tętniaka o większych średnicach i częstości pęknięć w krótszych okresach. W tym eksperymencie AAA zostały z powodzeniem wywołane u wszystkich samców (6 z 6) i samic (6 z 6) myszy leczonych aktywną elastazą. Ekspozycja na elastazę przez 5 minut spowodowała natychmiastowy wzrost średnicy aorty o około 30-40%, co jest pomocne w potwierdzeniu skutecznego i konsekwentnego stosowania elastazy w grupach leczonych. Podobnie jak Berman i wsp., wykazaliśmy, że ten model może indukować AAA u samic myszy, które również mają większą reakcję na pęknięcie niż samce. Połowa samic myszy (3 z 6) pękła w ciągu 28 dni, w porównaniu do 0 z 6 samców, jednak samice myszy ważą mniej niż samce. Samce myszy wykazały wzrost średnicy AAA o 257% w porównaniu z -4% samców z grupy kontrolnej, podczas gdy samice, które przeżyły, wykazały wzrost średnicy o 417%, w porównaniu do -16% samic z grupy kontrolnej. Średnice aorty nie różniły się znacząco między samcami i samicami, które przeżyły po 28 dniach, ze względu na większą liczbę pęknięć w grupie żeńskiej. Spekulujemy, że myszy pozorowane wykazują mniejsze średnice aorty pod koniec badania, ponieważ aorta ma tendencję do niewielkiego rozszerzania się podczas początkowego rozwarstwienia, a następnie tworzy tkankę bliznowatą przez 28 dni.

Model elastaza/BAPN ma pewne ograniczenia. Obwodowe rozwarstwienie aorty wymaga doskonałych umiejętności chirurgicznych, ale pomaga poprawić powtarzalność i stopień indukcji tętniaka. Podobnie jak w przypadku miejscowego modelu elastazy, występuje również efekt wsadowy w aktywności enzymu elastazy, który, jak wspomniano wcześniej, jest dlatego ważne jest, aby użyć tej samej butelki elastazy dla wszystkich zwierząt w danym doświadczeniu. Chociaż częstość występowania zakrzepów śródświetlnych i pęknięcia tętniaka AAA wzrasta wraz z upływem czasu i nasileniem tętniaka, w tym modelu nie są one gwarantowane ani w pełni przewidywalne.

Podsumowując, model elastazy/BAPN wytwarza duże, prawdziwe podnerkowe tętniaki tętniakowe zarówno u samców, jak i samic myszy, które stopniowo rozszerzają się w czasie, tworzą śródświetlną skrzeplinę i są zdolne do pęknięcia. Te mocne strony tego mysiego modelu pomagają lepiej podsumować niektóre zachowania i cechy tętniaków u ludzi. Chociaż jest to technicznie trudne, staranne i dokładne rozwarstwienie aorty może zwiększyć odpowiedź tętniaka. Obecnie metoda elastazy/BAPN jest zaawansowanym modelem do badania tętniaków aorty brzusznej podnerkowej.

Oświadczenia

Autorzy tego manuskryptu nie mają żadnych konfliktów interesów, o których mogliby zadeklarować.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez National Heart Lung and Blood Institute (NHLBI) of the National Institutes of Health (NIH) pod numerem 1R01HL149404-01A1 (BL), oraz Ruth L. Kirschstein National Research Service Award T32 HL 007936 dla University of Wisconsin-Madison Cardiovascular Research Center (JB). Rysunki były tworzone lub edytowane za pomocą Biorender.com. Analizę statystyczną przeprowadzono przy użyciu oprogramowania GraphPad Prism 10.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Komora indukcyjna 0,5 lKent Scientific CorporationSOMNO-0530XXSkomora indukcyjna anestezjologiczna
0,9% chlorku sodu do wstrzykiwań, USP, 20 mlHospiraNDC 0409-4888-03sól fizjologiczna zwykła
strzykawka 3 ml Końcówka Luer-Lok z igłą BD PrecisionGlide 22 G x 3/4BDREF 309569strzykawka, igła 22 G
Fumaran 3-aminopropionitryluTCIA0796BAPN
3-aminopropionitryl sól fumaranuSigma-AldrichA3134-25GBAPN
Avant Delux gąbki z gazy, 2" x 2" 4-warstwowegąbki z gazyMedlineNON26224
Maszynka do strzyżenia łysieniaWhal Clipper Corporation8110maszynka do strzyżenia włosów
betadyna peeling chirurgiczny (powidon-jod, 7,5%)AvrioNCD 67618-154-16betadyna szorowanie chirurgiczne
kleszczeROBOZRS-5130kleszcze
Buprenorfina ER-labZooPharmBERLAB0.5buprenorfina
karprofenNorbrookNDC 55529-131-11karprofen
CASTROVIEJO 5,75" prosty z zamkiemROBOZRS-6412Castroviejo igłownik
aplikatory drewniane z bawełnianą końcówką, 6"Dynarexnr 4302aplikatory do drewna z końcówką bawełnianą
Kącik DESMARRES 5,5' Ściągacz do skóry ROBOZRS-6672 
suwmiarka cyfrowa, 0-150 mmWorld Precision Instruments501601suwmiarka cyfrowa
DPBS (1x)Gibco14190-144DPBS
Elastaza z trzonki świni Typ ISigma-AldrichE1250-10MGelastaza >4,0 jednostek/mg białka
Etanol 200 proofDecon Labs, Inc2701etanol rozcieńczony do 70%
lubrykantu do oczuOptixcare14716smar do oczu
Suchy sterylizator Germinator 500CellPoint Scientific, Inc5-1450sterylizator suchych kulek
mata do terapii cieplnejAdroit Medical SystemsV016mata do terapii cieplnej
do terapii cieplnejAdroit Medical SystemsHTP-1500pompa do terapii cieplnej
izofluran, USPAkorn Animal HealthNCD 59399-106-01izofluran
Pipeta L-10PipetaRainin LTS 0,5-10 uL
Niskoprofilowa maska anestezjologiczna, małaKent Scientific CorporationSOMNO-0801znieczulenie stożek nosowy
nożyczki mikro dysektorowenożycowy mikro dyparowyROBOZRS-5619
MikroskopLeicaS9i
Oświetlacz LED o wysokiej intensywności Oświetlacz LED o wysokiej intensywnościŚwiatło wyjściowe LEDNikon Instruments, Inc83359 NII-LEDzewnętrzna preparacja lekka
nylonowa 5-0 monofilamentowa, niewchłanialna szewOasisMV-661-V5-0 nylonowe
rękawice chirurgiczne z poliizoprenu, GAMMEX Non-Latex PI Micro, rozmiar 7,5Nielateksowe rękawice chirurgiczneAnsell
Klipsy do ran ze stali nierdzewnej Reflex 7 mmCellPoint Scientific, Inc203-1000rana Skala klipsów
Ohaus Compass CR2200skala
SomnofFlo Zestaw akcesoriówKent Scientific Corporation10-8000-71rurka do parownika elektronicznego 
Waporyzator elektroniczny SomnoFloScientific CorporationSF2992parownik elektroniczny o niskim przepływie
Przełącznik przepływu SomnoPathKent Scientific CorporationSP1016do parownika elektronicznego
Kleszcze ostre SS/45OstreRS-4941
Nożyczki
chirurgiczne ROBOZ RS-6010SCkleszcze do naczyńDumontVES 0,35kleszcze do naczyń
pompa Mikroskop 20685975 Kent Przełącznik przepływu kleszcze Nożyczki chirurgiczne ROBOZ

Bibliografia

  1. Kent, K. C. Clinical practice. Abdominal aortic aneurysms. New Engl J Med. 371 (22), 2101-2208 (2014).
  2. Wanhainen, A., et al. European Society for Vascular Surgery Guidelines on the management of aorto-iliac abdominal aortic aneurysms. Eur J Vasc Endocasc Surg. 57 (1), 8-93 (2019).
  3. Shimizu, K., Mitchell, R. N., Libby, P. Inflammation and cellular immune responses in abdominal aortic aneurysms. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 26 (5), 987-994 (2006).
  4. Shen, Y. H., et al. Aortic aneurysms and dissections series. ArteriosclerThromb Vasc Biol. 40 (3), e37-e46 (2020).
  5. Stanley, J. C., Veith, F., Wakefield, T. W. Current Therapy in Vascular and Endovascular Surgery E-Book. Elsevier Health Sciences. , (2014).
  6. Morgan, S., et al. Identifying novel mechanisms of abdominal aortic aneurysm via unbiased proteomics and systems biology. Front Cardiovasc Med. 9, 889994(2022).
  7. Yin, L., Kent, E. W., Wang, B. Progress in murine models of ruptured abdominal aortic aneurysm. Front Cardiovasc Med. 9, 950018(2022).
  8. Lu, G., et al. A novel chronic advanced stage abdominal aortic aneurysm murine model. J Vasc Surg. 66 (1), 232-242 (2017).
  9. Berman, A. G., et al. Experimental aortic aneurysm severity and growth depend on topical elastase concentration and lysyl oxidase inhibition. Sci Rep. 12 (1), 99(2022).
  10. Deaths, percent of total deaths, and death rates for the 15 leading causes of death in 5-year age groups, by race, and sex. Centers for Disease Control and Prevention. , Available from: https://www.cdc.gov/nchs/nvss/mortality/lcwk1.htm (2015).
  11. Dansey, K. D., et al. Epidemiology of endovascular and open repair for abdominal aortic aneurysms in the United States from 2004 to 2015 and implications for screening. J Vasc Surg. 74 (2), 414-424 (2021).
  12. Daugherty, A., Cassis, L. A. Mouse models of abdominal aortic aneurysms. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (3), 429-434 (2004).
  13. Busch, A., et al. Translating mouse models of abdominal aortic aneurysm to the translational needs of vascular surgery. JVS Vasc Sci. 2, 219-234 (2021).
  14. Anidjar, S., et al. Elastase-induced experimental aneurysms in rats. Circulation. 82 (3), 973-981 (1990).
  15. Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
  16. Xue, C., Zhao, G., Zhao, Y., Chen, Y. E., Zhang, J. Mouse abdominal aortic aneurysm model induced by perivascular application of elastase. J Vis Exp. (180), e63608(2022).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Suplementacja BAPNmysi model t tniakat tniak podnerkowyinhibitor oksydazy lizylowejp kni cie t tniakawzrost t tniakadegeneracja ciany aorty
Zaawansowane modelowanie tętniaka aorty brzusznej u myszy poprzez połączenie miejscowej elastazy i doustnego ß-aminopropionitrylu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.