Ten protokół przedstawia kompleksową i efektywną metodę analizy naprawy kości żuchwy. Opisujemy powtarzalną technikę nieustabilizowanego złamania żuchwy w modelu mysim, pozwalającą na analizę procesu naprawy kości śródchrzęstnej przy minimalnym uszkodzeniu tkanek i ubytku kości.
Artykuł metodologiczny
Mniej inwazyjna technika niestabilizowanego złamania żuchwy w modelach mysich
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Nieustabilizowane złamania mogą być wykonywane w miejscach żuchwy u myszy, co umożliwia analizę naprawy kości przy użyciu trybu kostnienia endochrzęstnego. Aby jak najdokładniej odzwierciedlić ten proces in vivo, konieczne jest posiadanie ustandaryzowanego protokołu, aby uniknąć nadmiernej utraty masy kostnej i uszkodzenia tkanek miękkich, szczególnie w miejscu żuchwy, miejscu anatomicznym charakteryzującym się minimalnym dostępem. Według naszej wiedzy po raz pierwszy opisujemy mniej inwazyjny protokół nieustabilizowanego złamania żuchwy u myszy. Dorosłe myszy są znieczulane izofluranem i otrzymują przedoperacyjną dawkę buprenorfiny we wstrzyknięciu podskórnym. Wykonuje się dostęp podżuchwowy, z nacięciem skóry wykonanym wzdłuż dolnej granicy żuchwy. Mięsień żwacza jest uniesiony w płaszczyźnie podokostnowej wzdłuż ramusa żuchwy z windą okostnową. Pionowe i całkowite złamanie ramusa wykonuje się od granicy podstawy do wcięcia dziobiastego (między wyrostkami kłykciowymi i dziobiastymi), przy użyciu piezoelektrycznego urządzenia do chirurgii kości pod irygacją surowicy soli fizjologicznej na krawędzi podstawy i nożyczek w celu zakończenia złamania ramusa żuchwy. Dostęp skórny zamykają szwy jedwabne. Ta szczegółowa procedura w przypadku nieustabilizowanych złamań żuchwy oferuje skuteczną procedurę pozwalającą na minimalną utratę kości i uszkodzenie tkanek miękkich. Technika ta zapewnia pomyślne i spójne wyniki, które dokładnie odzwierciedlają proces naprawy kości śródchrzęstnej w modelach mysich.
Wprowadzenie
Naprawa kości obejmuje zarówno procesy kostnienia błoniastego, jak i śródchrzęstnego, w zależności od stabilizacji złamania lub osteotomii. Naprawa kości po ustabilizowanej osteotomii lub złamaniach kości opiera się na kostnieniu błoniastym, podczas gdy nieustabilizowane złamania lub słabo ustabilizowane osteotomie utrwalają się zgodnie z trybem kostnienia śródchrzęstnego1. Błoniaste naprawa kości charakteryzuje się tworzeniem kości przez bezpośrednie różnicowanie komórek mezenchymalnych w osteoblasty, podczas gdy endochrzęstna naprawa kości polega na tworzeniu przejściowego chrzęstnego szablonu, który różnicuje się w osteoblasty, tworząc kalus kostny2.
Naprawa kości zależy od wielu interakcji tkankowych i komórkowych; wpływają na nią również czynniki specyficzne dla danego miejsca oraz siła wywierana na kalus3. Kość żuchwy jest ruchomą kością podtrzymującą siły żucia, utworzoną głównie przez kość korową. Na proces naprawy kości żuchwy ma wpływ miejsce i kierunek złamania. Powszechnie wiadomo, że urazy mięśni i okostnej mogą wpływać na konsolidację kości, a także na istotną utratę kości w miejscu złamania4,5,6.
Analiza naprawy kości śródchrzęstnej żuchwy zakłada ustandaryzowane i powtarzalne protokoły dla wartościowych, bezstronnych porównań. Jeśli chodzi o literaturę, tylko kilku autorów podaje protokoły dla nieustabilizowanych złamań żuchwy w modelach myszy3,7, a głównie z kierunkiem przednim na poziomie trzonowców8. Opracowując tę technikę, dążymy do uniknięcia urazów mięśni i okostnej oraz ograniczenia utraty masy kostnej w miejscu złamania, aby jak najlepiej przeanalizować proces naprawy kości śródchrzęstnej bez czynników zakłócających. Ponadto celem opracowania nowej techniki łamania żuchwy u myszy było zminimalizowanie bólu pooperacyjnego i śmierci zwierząt częstych podczas takich operacji u małych zwierząt. Po raz pierwszy opisujemy mniej inwazyjny protokół nieustabilizowanego złamania żuchwy na poziomie ramusa u myszy. Ten protokół in vivo pozwala uniknąć nadmiernego uszkodzenia mięśni i okostnej lub utraty kości w miejscu złamania oraz pomaga zmniejszyć poziom bólu pooperacyjnego i ryzyko śmierci zwierzęcia.
Protokół
Ten protokół jest zgodny z wytycznymi Imagine Institute dotyczącymi opieki nad zwierzętami i został zatwierdzony przez komisje etyczne oraz francuskie ministerstwo (APAFIS 26995).
1. Zwierzęta
- Określ liczbę zwierząt w grupie. Zalecamy 12 zwierząt w grupie. Określ płeć i wiek myszy. Protokół ten jest dostosowany do 6-tygodniowych myszy C57BL/6J (samca lub samicy).
- Podawać zwierzętom, co najmniej 1 tydzień przed zabiegiem, suplement diety w żelu do aklimatyzacji.
2. Zabieg chirurgiczny
- Przygotuj wymagany materiał. Autoklaw narzędzi: nożyczki, wkrętak igły, kleszcze, wkładkę i rękojeść piezoelektrycznego urządzenia do chirurgii kostnej oraz windę. Przygotuj sterylne rękawiczki, jedwabne szwy (4/0), golarkę, gazę bawełnianą, 10% roztwór jodu powidonu, stół grzewczy, izofrubran i maskę na pysk do inhalacji izofluranu.
- Przygotować buprenorfinę w dawce 0,1 mg/kg, rozcieńczoną w sterylnej surowicy fizjologicznej do wstrzykiwań. Buprenorfinę należy podawać we wstrzyknięciu podskórnym za pomocą igły 25G na 30 minut przed zabiegiem.
- Przygotuj płytę grzewczą (37 °C), umieść na niej piankową podpórkę i przymocuj maskę do pyska za pomocą małych igieł lub taśmy klejącej.
- Umieść mysz w zbiorniku z izofluranem w celu indukcji, z dyfuzją izofluranu (4%). Przetestuj głębokość znieczulenia, wykonując uszczypnięcie palca u nogi. W przypadku wystarczającej indukcji zaobserwuje się brak odruchu pedałowania.
- Znieczuloną mysz ułożyć na plecach na płycie grzewczej pokrytej sterylnym polem utrzymywanym w temperaturze 37 °C przez cały czas trwania zabiegu. Umieścić maskę na pysku w celu ciągłego wdychania izofluranu (utrzymanie w dawce 2,5%). Przymocuj kończyny myszy taśmą klejącą.
- Smar do oczu nakładać obustronnie, aby zapobiec suchości oczu wywołanej znieczuleniem ogólnym. Ogolić włosy podżuchwowe, założyć sterylne rękawiczki i zdezynfekować skórę kilkoma pociągnięciami 10% roztworu jodu powidonu i alkoholu.
- Wykonaj podżuchwowe podejście skórne, jak opisano poniżej.
- Wykonaj nacięcie skóry od kąta żuchwy do 1/3 tylnego - 2/3 przedniego połączenia poziomej gałęzi żuchwy za pomocą mikronożyczek.
- Wypreparuj tkanki podskórne, aby odsłonić mięsień żwaczy.
- Odsunąć przyczepy mięśnia żwacza za pomocą windy okostnej od dolnej granicy żuchwy.
- Podnieś mięsień żwaczowy w płaszczyźnie podokostnowej wzdłuż ramienia żuchwy za pomocą windy.
- Utworzyć małą osteotomię (o długości 3 mm) na dolnej granicy żuchwy za pomocą piezoelektrycznego urządzenia do chirurgii kostnej pod irygacją surowicy soli fizjologicznej (maksymalnie 10 ml / min) na dolnej granicy żuchwy, przed kątem żuchwy, w tylnej części wklęsłości (Rysunek 1, Rysunek 2).
- Zlokalizuj tylną granicę żuchwy i wcięcie dziobiastego (za pomocą mikronożyczek lub kleszczy) i zakończ złamanie za pomocą małych prostych nożyczek wprowadzonych wzdłuż ramusa żuchwy, aby uniknąć dodatkowego otworu mięśnia żwacza i urazu. Aby umożliwić prawidłową orientację złamania, należy ułożyć nożyczki prostopadle do dolnej granicy żuchwy.
- Sprawdź, czy złamanie jest całkowicie całkowite: podczas miękkiej mobilizacji 2 segmentów za pomocą kleszczy należy zaobserwować całkowitą ruchomość między dwoma segmentami.
- Zamknij podejście skórne szwami jedwabnymi (4/0) z oddzielonymi szwami. Nie jest potrzebny szew w okostnej.
UWAGA: Alternatywnie, podejście skórne może być zszyte innymi szwami nieadsorbowalnymi (np. Szwy polipropylenowe). - Wykonaj boczne prześwietlenie głowowe, aby potwierdzić kierunek złamania (Rysunek 3).
- Umieść mysz ponownie w zbiorniku z izofluranem w celu krótkiej reindukcji przed wykonaniem promieniowania rentgenowskiego. Następnie umieść mysz w wyprostu, po bocznej stronie, z głową lekko w przeprostowanym do analizy rentgenowskiej.
- W przypadku złamania umieszczonego zbyt przodem na poziomie zęba trzonowego żuchwy lub gdy złamanie oderwało kąt żuchwy (Ryc. 4), należy zaobserwować nieprawidłowy wzrost objętości modzela kostnego. W takich przypadkach należy wykluczyć zwierzęta z badania, aby uniknąć błędu systematycznego w analizie.
- Sprawdzaj myszy, dopóki nie odzyskają przytomności, zanim umieścisz je z powrotem w klatce.
3. Opieka pooperacyjna
- Przygotuj klatkę dla myszy bez krokietów i twardego wzbogacania, aby uniknąć wszelkich sił żucia.
- Izoluj operowaną mysz w jednej klatce przez 1 tydzień, aż skóra całkowicie się zagoi. W 1 tygodniu po operacji grupa operowała samice myszy razem w tej samej klatce.
- Buprenorfinę (0,1 mg/kg) podaje się we wstrzyknięciach podskórnych po 4 godzinach, 24 godzinach, 48 godzinach i 72 godzinach po zabiegu.
- Karm myszy miękkim żelem dietetycznym we wszystkich okresach pooperacyjnych od dnia 0 do końca okresu konsolidacji (tj. 28 dni), aby uniknąć bólu i wtórnego przemieszczenia złamania.
- Codziennie waż myszy od dnia 0 do dnia 4 po złamaniu, rano, przed wstrzyknięciem buprenorfiny, a następnie 3 razy w tygodniu, aż do uśmiercenia zwierzęcia (14 dni po złamaniu).
- Oceń pooperacyjny dobrostan zwierząt, aby zoptymalizować pooperacyjną opiekę nad zwierzętami. Skorzystaj ze skali punktacji w Tabeli 1, aby ocenić stan pooperacyjny zwierzęcia i dostosować obserwację. Gdy wynik wynosi > 1, podaje się wstrzyknięcie buprenorfiny, a gdy wynik wynosi > 3 i/lub w przypadku utraty masy ciała > 20% masy ciała sprzed operacji pomimo wzbogacenia pokarmu, należy omówić eutanazję (tab. 1).
Wyniki
Jeśli chodzi o zabiegi chirurgiczne in vivo, aby optymalnie przeprowadzić tę procedurę nieustabilizowanego złamania żuchwy na modelu mysim, wymagana jest specjalistyczna nauka i szkolenie.
Ta technika dla nieustabilizowanych złamań żuchwy pozwala na badanie procesu naprawy kości śródchrzęstnej. Po eutanazji pobrano próbki żuchwy w 4% paraformaldehydzie (24 h). Po pełnym odwapnieniu za pomocą EDTA pH 8 skrawki zatopiono w parafinie. Wykonano strzałkowe odcinki szeregowe, odparafinowano je w roztworze deparafinowającym, a następnie ponownie uwodniono przed barwieniem Sirus Red/Alcian Blue, przy użyciu standardowych protokołów. Obrazy histologiczne potwierdziły powstanie miękkiego kalusa z chrzęstną matrycą (Ryc. 5). Gojenie kości kończy się po 4 tygodniach od złamania, jak wykazano w analizach mikrotomografii komputerowej. Sugerujemy badanie procesu naprawy kości w różnych kluczowych punktach od początku tworzenia się kalusa (np. co 7 dni (dzień 7, 14, 21) lub częściej w zależności od celu badania) do końca gojenia kości (tj. 28 dnia), z analizami histomorfologicznymi i morfometrycznymi mikro-CT.
Na podstawie retrospektywnej analizy tej procedury przeprowadzonej na 58 myszach typu dzikiego (tło C57BL/6J), wskaźnik sukcesu protokołu wynosi 86,3%, a wskaźnik wykluczenia 13,7%. Wykluczenie wynikało z przedwczesnej spontanicznej śmierci we wczesnym okresie pooperacyjnym (3%), decyzji o eutanazji u myszy z wynikiem krytycznym (1%; wynik > 3 i/lub w przypadku utraty masy ciała > 20%) lub w przypadku nieprawidłowego ułożenia osteotomii, z nieprawidłowym podziałem kąta żuchwy (5%) lub gdy złamanie nastąpiło na poziomie trzonowców (n = 1/58). W tym ostatnim przypadku zaobserwowano zakażenie, z nieprawidłowym rozszczepieniem złamania na poziomie zębów trzonowych (n= 1/58; Tabela 2).
Rysunek 1: Obraz podżuchwowego podejścia skórnego gałęzi wznoszącej żuchwy. Dolna granica żuchwy jest złamana za pomocą wkładki piezotomowej, co pozwala na minimalną utratę kości (strzałka). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.
Rysunek 2: Barwienie żuchwy myszy. Widok boczny 6-tygodniowej żuchwy myszy typu dzikiego (zabarwionej czerwonym / niebieskim barwieniem alciańskim): 1. Kłykci, 2. Wyrostek dziobiasty, 3. Wcięcie dziobiaste, 4. Wyrostek kątowy, 5. Tylna granica ramusa, 6. Podstawna (lub dolna) granica żuchwy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.
Rysunek 3: Zdjęcie rentgenowskie czaszki myszy. Boczne zdjęcia rentgenowskie czaszki 6-tygodniowej myszy typu dzikiego (widok strzałkowy) pokazujące aspekt żuchwy niezłamanej myszy (po lewej) i aspekt żuchwy złamanej myszy oraz kierunek nieustabilizowanego złamania żuchwy (strzałki), od dolnej granicy do wcięcia dziobiastego, umieszczone z przodu kłykcia (po prawej). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.
Rysunek 4. Prześwietlenie czaszki myszy w nieoptymalnych warunkach. Boczne zdjęcia rentgenowskie czaszki 6-tygodniowej myszy typu dzikiego (widok strzałkowy) pokazujące nieprawidłowe złamanie kąta żuchwy (strzałki). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.
Rysunek 5: Reprezentatywne wyniki. Wyniki w 14 dniu po złamaniu u myszy typu dzikiego (C57BL/6J). Reprezentatywne widoki koronalne 3D zrekonstruowanego skanu μCT miejsca złamania żuchwy, pokazujące kalus kostny (białe strzałki). Reprezentatywne obrazy chrząstki kalusa (barwienie Sirus Red/Alcian Blue) potwierdzające obecność procesu naprawy kości śródchrzęstnej. Skróty: B = kość, C = chrząstka. Podziałka skali: 200 μm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.
| 0 | 1 | cyfra arabska | |
| Aspekt zwierzęcy | normalny | Zmniejszenie toalety | Potargane włosy, wygięte plecy |
| zachowanie | normalny | Hipomobilność | Hipomobilność, zmniejszenie spożycia pokarmu, utrata masy ciała > 10 |
| Objawy kliniczne | normalny | Zapalenie blizn | Otwarta blizna, infekcja |
Tabela 1. Skala oceny samopoczucia pooperacyjnego.
. .| n = 58 myszy | |
| Wskaźnik sukcesu | 86,3 % |
| Wskaźnik wykluczenia : | 13,7 % |
| Przedwczesna samoistna śmierć | 3 proc |
| Wynik krytyczny < 3 i/lub utrata masy ciała > 20 % | 1 proc |
| Nieprawidłowe złamanie rozszczepione do kąta żuchwy | 5 proc. |
| Nieprawidłowe złamanie rozszczepione na poziomie trzonowców | 1,7 % |
Tabela 2. Wskaźniki sukcesu i wykluczenia protokołu.
Dyskusja
Technika ta pozwala na realizację nieustabilizowanych złamań żuchwy w modelu mysim przy minimalnym otwartym podejściu w krótkim czasie zabiegu (około 10 minut lub mniej). Ta krótkotrwała procedura ogranicza ryzyko zachorowalności i śmierci zwierząt, zwłaszcza u małych zwierząt, takich jak myszy. W celu uzyskania porównywalnych wyników w analizie procesu naprawy kości śródchrzęstnej należy zwrócić szczególną uwagę na wykonywanie złamań żuchwy w tym samym kierunku bez nieprawidłowego podziału kąta żuchwy, ponieważ to niepożądane działanie może nieprawidłowo zwiększyć objętość kalusa kostnego i opóźnić okres konsolidacji. Ten protokół złamania żuchwy nie wpływa na wzrost siekaczy żuchwy po operacji. Aby poprawić skuteczność tego protokołu, radzimy eksperymentatorowi, aby najpierw ćwiczył na uśpionych zwierzętach w podobnym wieku i przeprowadził sekcję zwłok natychmiast po złamaniu żuchwy, aby w razie potrzeby bezpośrednio uwidocznić kierunek złamania.
Mezenchymalne komórki progenitorowe migrujące z sąsiednich mięśni do kalusa przyczyniają się do naprawy kości6. Wykazano, że uszkodzenia okostnej i mięśni wpływają na konsolidację kości 5,6. Ponadto rozległe odcinki mięśniowe prowadzą do zwiększonego ryzyka krwawienia i mogą prowadzić do infekcji pooperacyjnej. Piezochirurgia została w dużej mierze rozwinięta w dziedzinie chirurgii kości twarzoczaszki; Doniesiono, że ma niższe wskaźniki uszkodzeń tkanek miękkich i bólu pooperacyjnego w porównaniu z konwencjonalnymi osteotomiami 7,9. Aby zminimalizować uszkodzenie mięśnia żwacza i okostnej, zastosowaliśmy piezochirurgię, aby zainicjować złamanie na dolnej granicy żuchwy i zakończyliśmy złamanie nożyczkami na górnym poziomie ramusa, aby uniknąć rozległego odcinka mięśnia żwacza. Oznacza to kontrolowanie położenia tylnej granicy żuchwy i wcięcia dziobiastego przed złamaniem górnej części ramusa nożycami. Nie napotkaliśmy żadnych trudności w dokończeniu złamania za pomocą małych prostych nożyczek po rozpoczęciu go piezochirurgią na dolnej krawędzi żuchwy. Doświadczyliśmy tej procedury u dorosłych myszy o różnym pochodzeniu genetycznym (C57BL/6J, CD1 (wyniki nie pokazane)), o różnej gęstości kości i rozmiarach żuchwy (prognatyzm, mikrognacja). Zalecamy jednak sprawdzenie, czy długość nożyczek jest odpowiednia do złamania górnego ramienia tylko raz, aby uniknąć nieprawidłowych pęknięć.
Ryzyko krwawienia jest zminimalizowane w tej procedurze dzięki temu minimalnemu otwartemu podejściu. W przypadku nadmiernego krwawienia, które może wystąpić podczas uniesienia mięśni, krótkie uciskanie pola operacyjnego gazą zatrzymuje krwawienie. Potencjalne ryzyko zakażenia miejsca operacyjnego może wystąpić w przypadku złamania zęba trzonowego, gdy złamanie żuchwy jest umieszczone zbyt z przodu; Ten niekorzystny efekt można wykryć na pooperacyjnych bocznych zdjęciach rentgenowskich. W takim przypadku zwierzę musi zostać wykluczone z badania. Pooperacyjne zakażenie miejsca operacji może być również spowodowane krwiakiem; Można temu zapobiec, wykonując oddzielone szwy skórne, umożliwiające spontaniczną ewakuację, gdy przed operacją wystąpi nieprawidłowe krwawienie. Znieczulenie ogólne izofluranem w porównaniu z wstrzyknięciem dootrzewnowym pozwala uniknąć nadmiernej śmiertelności związanej z niekorzystnymi skutkami urazowymi wstrzyknięć dootrzewnowych. Z naszego doświadczenia wynika, że nie zaobserwowaliśmy żadnej śmierci zwierząt bezpośrednio związanej ze znieczuleniem ogólnym izofluranem.
Myszy mogą wykazywać pooperacyjne zmniejszenie spożycia pokarmu. W przypadku niewystarczającego spożycia pokarmu lub niewystarczającego przyrostu masy ciała do żelu można dodać przesianą karmę w proszku. Aby poprawić pooperacyjne pobieranie pokarmu, zalecamy podawanie suplementu diety w żelu z krokietami co najmniej 1 tydzień przed zabiegiem w celu zakwaterowania. Zalecamy wykonanie dodatkowych zdjęć rentgenowskich podczas obserwacji (co tydzień, podczas obserwacji) oraz w momencie ofiarowania w celu oceny potencjalnego przemieszczenia złamania. W stanach niepatologicznych konsolidacja kości następuje całkowicie 4 tygodnie po złamaniu.
Kilku autorów opisało różne protokoły dla nieustabilizowanych złamań żuchwy u myszy 3,10,11. Instrumenty używane do wykonywania osteotomii mogą być różne, a mianowicie wiertła, pęsety chirurgiczne itp. Jednak stosowanie wierteł może prowadzić do większych zaników kości i urazów tkanek miękkich. Zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, ta procedura nieustabilizowanych złamań żuchwy jest pierwszą, która łączy piezochirurgię i nożyczki w celu zakończenia osteotomii. Technika ta ma tę zaletę, że zachowuje tkanki miękkie, umożliwiając jednocześnie precyzyjną osteotomię przy minimalnym utracie kości.
Jeśli chodzi o wszystkie techniki, ta metoda ma pewne ograniczenia. Woleliśmy wykonać złamanie nożyczkami po zainicjowaniu go za pomocą wkładki piezoelektrycznej chirurgicznej, aby uniknąć przedłużonego odcinka mięśnia żwacza i uszkodzenia okostnej, które mogą nasilić potencjalne opóźnienie konsolidacji i/lub powstanie choroby zwyrodnieniowej stawów. Jednak technika ta zakłada kontrolowanie położenia wcięcia dziobiastego bez całkowitej wizualizacji ramusa żuchwy w celu wykonania złamania w tym samym kierunku. W związku z tym oczekuje się krzywej uczenia się, w zależności od doświadczenia chirurgicznego. Ponadto kierunek złamania żuchwy na zdjęciach rentgenowskich może być trudny do uwidocznienia w zależności od urządzenia rentgenowskiego. Nie użyliśmy mikrotomografii komputerowej in vivo , aby potwierdzić kierunek złamania, ponieważ mogłoby to zagrozić rekonwalescencji myszy ze względu na wydłużony czas trwania znieczulenia ogólnego.
Badanie procesu naprawy kości śródchrzęstnej wiąże się z realizacją nieustabilizowanych złamań, co pozwala na lepsze zrozumienie procesu naprawy kości. Ten krok jest konieczny, jeśli chcemy rozważyć badania przedkliniczne na modelach mysich z wadami naprawy kości w celu opracowania nowych zastosowań klinicznych w leczeniu wadliwej naprawy kości i choroby sudrogowej u pacjentów w kontekście chorób genetycznych lub w przypadku następstw pourazowych lub ponowotworowych.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.
Podziękowania
Badanie jest częściowo wspierane przez Departament Filantropii Mutuelles AXA poprzez Katedrę Głowy i Serca oraz ANR BonyBrain. Dziękujemy wszystkim członkom platformy SFR Necker INSERM US24, LEAT Imagine, Paryż, Francja, za ich wkład w realizację procedury.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Buprenorfina : Buprecare 0,3 mg/kg | Elewator do pielęgnacji | ||
| OBWEGESER szerokość 6mm Długość 17,5cm | Collin Medical | HA 5905 | |
| Kleszcze : Podkładka MORIA 11 cm N° 5 | MORIA | 9906 | |
| Stół grzewczy Bioseblab 55 cm x 33 cm | Bioseblab | 707 | |
| UCHWYT IGŁY : Uchwyt na igłę Micro Halsey - Metal | LABODERM | 21,100 | |
| Neo Clear | Merck Millipore, Darmstadt, Niemcy | 109843 | |
| Ocry Gel Tube 10 g (lubrykant do oczu) | tvm lab | 3.70045E+12 | |
| Piezotome 2 ASS FINAL | ACTEON | X57402 | |
| Wkładka piezotomowa Piezocision PZ3 | ACTEON | F87574 | |
| Nożyczki mikro | MORIA | MC52 | |
| Nici jedwabne PERMA HAND SEIDE / MERSILK | ETHICON | REF 18501G | |
| Nożyczki proste | MORIA | 4877A | |
| Vetflurane (izofluran) 250 ml | VIRBAC | VET066 (Centravet) |
Bibliografia
- Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. A model for intramembranous ossification during fracture healing. J Ortho Res. 20 (5), 1091-1098 (2002).
- Bahney, C. S., et al. Cellular biology of fracture healing. J Ortho Res. 37 (1), 35-50 (2019).
- Yu, Y. Y., Lieu, S., Hu, D., Miclau, T., Colnot, C. Site specific effects of zoledronic acid during tibial and mandibular fracture repair. PLoS One. 7 (2), e31771(2012).
- Landry, P. S., Marino, A. A., Sadasivan, K. K., Albright, J. A. Effect of soft-tissue trauma on the early periosteal response of bone to injury. J Trauma. 48 (3), 479-483 (2000).
- Colnot, C. Skeletal cell fate decisions within periosteum and bone marrow during bone regeneration. J Bone Miner Res. 24 (2), 274-282 (2009).
- Julien, A., et al. Direct contribution of skeletal muscle mesenchymal progenitors to bone repair. Nat Commun. 12 (1), 2860(2021).
- McGuire, C., Boudreau, C., Prabhu, N., Hong, P., Bezuhly, M. Piezosurgery versus conventional cutting techniques in craniofacial surgery: A systematic review and meta-analysis. Plast Reconstr Surg. 149 (1), 183-195 (2022).
- Wong, S. A., et al. Chondrocyte-to-osteoblast transformation in mandibular fracture repair. J Orthop Res. 39 (8), 1622-1632 (2021).
- Vercellotti, T. Technological characteristics and clinical indications of piezoelectric bone surgery. Minerva Stomatol. 53, 207-214 (2004).
- Wong, S. A., et al. Chondrocyte-to-osteoblast transformation in mandibular fracture repair. J Orthop Res. 39 (8), 1622-1632 (2021).
- Tian, Y., et al. HIF-1α regulates osteoclast activation and mediates osteogenesis during mandibular bone repair via CT-1. Oral Dis. 28 (2), 428-441 (2022).
Przedruki i uprawnienia
Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE
Poproś o pozwolenie