Artykuł metodologiczny

Protokół jednostki udaru myszy ze standaryzowaną punktacją neurologiczną do translacyjnych badań udarów myszy

DOI:

10.3791/66847

⸱

7 lutego 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pharmacology Medical School of Athens, National and Kapodistrian University of Athens, 2Institute for Stroke and Dementia Research (ISD), University of Munich Medical Center, 3Department of Neurointensive Care, Schoen Clinic Bad Aibling

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł przedstawia protokół realizacji wysoce translacyjnej i niezależnie sprawdzonej koncepcji mysiej jednostki uderzenia (mSU) u myszy o dużym skoku. Zapewnia również ustandaryzowany protokół wykonywania ogniskowej eksperymentalnej skali udaru u myszy, która ocenia deficyty ogniskowe udaru wykryte nawet długotrwale.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Model filamentowy niedrożności tętnicy środkowej (fMCAo) jest prawdopodobnie najbardziej translacyjnym modelem udaru myszy, pozwalającym na kontrolowane niedokrwienie z wewnątrznaczyniową reperfuzją/rekanalizacją. Brakuje mu jednak zgodności z obecnymi postępami klinicznymi w leczeniu udarów mózgu (np. Oddziały Udarowe), zwykle wykorzystuje subiektywną lub niejasną ocenę neurologiczną w laboratoriach i wykazuje wysoką śmiertelność w fazie ostrej. W tym miejscu rozwiązujemy te ograniczenia za pomocą sprawdzonych protokołów wideo. Przedstawiamy protokół mysiej jednostki udarowej (mSU) z filmami instruktażowymi i algorytmem decyzyjnym (Risk Stratification Score), wypełniając lukę między modelowaniem klinicznym a modelowaniem udaru u myszy. Aby zwiększyć dokładność i czułość oceny neurologicznej udaru mózgu, po raz pierwszy prezentujemy ustandaryzowany format wideo ogniskowej eksperymentalnej skali udaru mózgu (fESS) i udowadniamy jej wartość do 6 miesięcy po udarze. Dodatkowo przedstawiono protokoły testu drabinkowego na myszach, a także znanego testu cylindrycznego, służące do bezstronnej, ilościowej oceny funkcji motorycznych kończyn. Wyniki wskazują na skuteczność translacyjną mSU. Focal ESS (fESS) wyróżnia się na tle innych znanych skal w wykrywaniu ogniskowych deficytów udarowych, rejestrowaniu rekonwalescencji i utrzymywaniu czułości przez okres do 6 miesięcy po udarze. Testy szczebla drabinkowego i cylindra obiektywnie określają ilościowo i monitorują deficyty motoryczne kończyn przednich i tylnych w perspektywie długoterminowej. Podsumowując, integracja testów mSU, fESS i testów funkcji motorycznych zapewnia solidne ramy dla klinicznie istotnych badań udaru mózgu. Nasze protokoły poprawiają wartość translacyjną w badaniach nad udarami u myszy.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Duży udar niedokrwienny mózgu jest jedną z głównych przyczyn zachorowalności i niepełnosprawności na całym świecie1. Mimo to badania nad udarem u myszy napotykają na blokadę translacyjną w prawie wszystkich dotychczasowych testowanych terapiach przedklinicznych2. Wielorakie przyczyny tego problemu i wysiłki zmierzające do jego przezwyciężenia zostały szczegółowo omówione w poprzedniej publikacji2. Wyzwania te wynikają z ograniczonej integracji postępów klinicznych z odpowiednimi modelami zwierzęcymi2 oraz słabości behawioralnych i neurologicznych systemów punktacji w dokładnym i czułym wykrywaniu deficytów po udarze2.

Ostatnie odkrycia3 potwierdzają, że model włókienniczy niedrożności tętnicy środkowej (fMCAo) u myszy ma znaczące zalety translacyjne nad innymi modelami z otwartym uszkodzeniem czaszki i urazem2,4. Co więcej, jest to jedyny, który modeluje reperfuzję i trombektomię mechaniczną w klinicznych warunkach udaru5,6,7. Jednak model boryka się z wysoką śmiertelnością podostrą w okresie od 3 do 7 dni po udarze, co uniemożliwia długoterminowe badania dużych udarów i do niedawna było uważane za nieodłączny i nieprzezwyciężalny artefakt modelu. Ponadto wykrycie deficytów neurologicznych po udarze mózgu jest stosunkowo trudne i stronnicze u myszy ze względu na ich mały rozmiar, szczególnie wśród osób niebędących klinicystami lub niedoświadczonych badaczy8,9. Aby temu zaradzić, różne grupy opracowały różne skale do wykrywania deficytów. Do najczęściej używanych i znanych skal należą: 3-punktowa skala Bedersona (BS)10, 5-punktowa zmodyfikowana skala Bedersona (mBS)11, 5-punktowa skala Longa (LS) (która jest podobna do mBS)6, zmodyfikowana Neurologiczna Skala Udaru Mózgu (mNSS)12,13, 18-punktowa skala Garcii (GS)9 i bardziej szczegółowa DeSimoni14 lub inaczej znany jako "Neuroscore" (NS)9,15 scale. Niestety, niektóre z tych skal są albo zbyt prymitywne i ograniczają się tylko do kilku dni ostrej fazy po udarze (BS, mBS i LS)8,9 lub ich interpretacja jest zatarta przez ogólne deficyty (NS).

Na tym tle, wcześniej opracowaliśmy i zweryfikowaliśmy protokół obsługi mysich jednostek uderzeń (mSU), wraz z eksperymentalną skalą uderzeń (ESS) dla myszy13. Uzasadnieniem dla mSU było dostosowanie wiedzy z rutynowych badań klinicznych (tj. ludzkich oddziałów udarowych) do przedklinicznych badań nad udarem, podczas gdy ESS krytycznie skonsolidował wcześniej istniejące, ale "niewrażliwe" lub nadmiarowe skale udaru w praktyczną, wyrafinowaną, czułą i efektywną czasowo skalę. mSU polega na częstym i dostosowanym monitorowaniu podstawowych parametrów klinicznych myszy z dostosowanym zastosowaniem wsparcia dla zwierząt w celu zwiększenia przeżywalności13.

Rzeczywiście, dane z naszego laboratorium i innych potwierdzają wartość obu metod. mSU tłumaczy kliniczne podstawowe środki wspomagające i rozwija się7 z ludzi na myszy, znacznie zmniejsza śmiertelność fMCAo u myszy z 60-70% do 10-15%13, umożliwiając w ten sposób badania większych udarów i od tego czasu może być skutecznie stosowany w niezależnych laboratoriach16,17,18,19. Ponadto ESS potrafi rozróżniać ogniskowe (komponent ogniskowy ESS, fESS) i ogólne (składowe ogólne ESS, gESS) deficyty i objawy po udarze, modeluje ludzką ocenę kliniczną (rozróżnienie między ogniskowymi i ogólnymi oznakami i objawami u ludzi), jest liniowo powiązany z wielkością zmiany po udarze i jest długoterminowo wrażliwy na deficyty13,20. Mimo to, pomimo udowodnionej wartości i skuteczności zarówno mSU, jak i ESS, brak jasnych, zwizualizowanych, ustandaryzowanych instrukcji nawet dla niedoświadczonych badaczy pozostawia kilka otwartych pytań dotyczących zastosowania mSU i znaczny subiektywizm w ocenie deficytów ogniskowych w fESS.

W związku z tym, nasz obecny artykuł ma na celu dostarczenie przejrzystych instrukcji dla protokołów mSU i fESS. Jesteśmy przekonani, że pomoże to badaczom zajmującym się udarem mózgu w zwiększeniu efektywności translacyjnej ich badań nad udarem, znacznym zmniejszeniu strat zwierząt w ciągu pierwszych 3-10 dni po udarze, zmniejszeniu kosztów eksperymentów i ostatecznie powtarzalnej ocenie deficytów neurologicznych przez wiele miesięcy po udarze13. Dodatkowo, dodatkowa kombinacja testu drabinkowego i testu cylindrycznego może łatwo określić ilościowo ogniskowy niedowład kończyn (kończyny przednie i tylne) spowodowany fMCAo.

Aby pokazać skuteczność mSU i fESS, dostarczamy średnio- (14-dniowe) i długoterminowe (6-miesięczne) dane na myszach po fMCAo. Dwunastotygodniowe samce myszy C57Bl/6J (n = 31) wykorzystano i trzymano w kontrolowanej temperaturze (22 ± 2 °C), z 12-godzinnym okresem cyklu światło-ciemność i dostępem do granulowanego pokarmu i wody ad libitum. Myszy podzielono na dwie kohorty obserwowane odpowiednio przez 14 dni (n = 10, kohorta 1) i 6 miesięcy (n = 15, kohorta 2). Myszy te poddano 60-minutowemu niedokrwieniu mózgu przy użyciu dobrze opisanego modelu fMCAo13,20,21 w znieczuleniu izofluranowym. Zwierzęta operowane pozorami (n=6, operowane jako dwie powyższe kohorty, ale nie wywołano niedokrwienia) obserwowane przez 6 miesięcy służyły jako kontrole. Buprenorfina była stosowana jako przed- i 3-dniowy pooperacyjny środek przeciwbólowy. Testy szczebla drabiny i cylindra przeprowadzono również dla kohorty 6-miesięcznej w ramach oceny neurologicznej.

Wszystkie zwierzęta były codziennie sprawdzane pod kątem humanitarnych punktów końcowych w ciągu pierwszych 14 dni po udaniu, zdefiniowanych jako: 1) ciężka hipotermia (<33 °C) i/lub unieruchomienie (np. wynik 4 w teście 6 fESS lub test "spontanicznej aktywności" gESS), który nie uległ poprawie po leczeniu "mysim Stroke Unit" (tj. pasywnym ogrzewaniu i aktywnym karmieniu, patrz 1.4, 1.6, 1.8) w ciągu jednej godziny, 2) objawy bólu lub zachowania lękowego (np. wynik >2 w teście "lęk/zachowanie automatyczne" gESS), nawet po analgezji pooperacyjnej zgodnie z protokołem.

W tym protokole, wsparcie myszy po udarze w postaci mSU rozpoczyna się natychmiast po powrocie myszy do zdrowia po operacji fMCAo. Składa się ona z 3 faz: fazy A (0-48 godzin po reperfuzji), fazy B (>48 godzin i do "końca potrzebnego aktywnego wsparcia", zwykle w 10-14 dniu, w zależności od fazy B u danego zwierzęcia) i fazy C (od 14 dnia). Obejmuje pięć istotnych interwencji (wizyty/ocena stratyfikacji ryzyka, karmienie, płyny, temperatura i miejscowa dezynfekcja; patrz 1.1 do 1.8 poniżej) dostosowanych do każdego zwierzęcia, zgodnie z każdą fazą (A, B lub C) i jego dziennym rzeczywistym stanem klinicznym ocenianym za pomocą oceny stratyfikacji ryzyka (RSS), patrz rysunek uzupełniający 1 i tabela 1 z trzema typowymi przykładami. Wymagane materiały i narzędzia do mSU są pokazane w Rysunek 1a i opisane w Tabeli materiałów. Udostępniamy również szablon do monitorowania zwierząt podczas mSU (patrz Plik Uzupełniający 1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymenty opisane w tym artykule zostały przeprowadzone zgodnie z krajowymi i europejskimi wytycznymi dotyczącymi wykorzystania zwierząt doświadczalnych i zostały zatwierdzone przez greckie komitety rządowe (Ateny, licencja nr "843895_06-09-2022").

1. "Jednostka skoku myszy" (mSU)

  1. Oceniaj stan kliniczny zwierzęcia codziennie ("wizyty") i obliczaj jego wynik RSS
    1. Wydrukuj plik uzupełniający 1, najlepiej przed operacją zwierzęcia, w celu zarejestrowania danych i monitorowania.
    2. Oceń klinicznie każde zwierzę w standardowych punktach czasowych (wizyty): wcześnie rano (około 08:00), w południe (między 14:00 a 16:00) i późno w nocy (około 22:00 - 23:00).
      UWAGA: Dostosuj te standardowe wizyty do fazy obserwacji zwierzęcia: sprawdzaj stan zwierzęcia 2 razy dziennie (rano-wieczorem) dla fazy A, 3 razy dziennie dla fazy B i raz dziennie dla fazy C. Dostosuj częstotliwość wizyt zgodnie z wynikiem RSS (patrz 1.1.6). Najlepiej pracować w zespole składającym się z >2 osób w celu zmniejszenia obciążenia pracą. Poranne i nocne wizyty mają kluczowe znaczenie dla skutecznego wsparcia, monitorowania i zmniejszenia śmiertelności, ponieważ nocna (aktywna) faza myszy zwiększa zapotrzebowanie metaboliczne i energetyczne13,22,23 i wiąże się ze zwiększoną śmiertelnością po udarze w nocy.
    3. Zważ mysz za pomocą czułej wagi standardowej podczas porannej wizyty.
    4. Zmierz temperaturę za pomocą bezdotykowego termometru umieszczonego nad brzusznym środkiem ciała podczas porannej wizyty. Przytrzymaj i unieruchamij mysz grzbietem. Wykonaj odczyt w ciągu pierwszych kilku sekund po unieruchomieniu (patrz Rysunek 1f).
      UWAGA: Nie używaj termometru doodbytniczego ze względu na potencjalne pęknięcie jelita po wielokrotnych pomiarach ze współistniejącym zapaleniem otrzewnej.
    5. Oceń i zapisz ogólny stan kliniczny myszy (ruchomość, rany, osłona cewki moczowej, reaktywność, sierść, stan nawodnienia itp.) podczas porannej wizyty we wszystkich fazach, codziennie do 14 dnia.
    6. Oblicz wynik RSS podczas porannej wizyty, sumując punkty zgodnie z wagą zwierzęcia, temperaturą i wynikiem fESS, jak opisano na rysunku uzupełniającym 1. Aby automatycznie obliczyć RSS w tabeli arkusza kalkulacyjnego, użyj i dostosuj formułę znajdującą się w tabeli 1. Poddać zwierzę eutanazji metodą zatwierdzoną przez instytucję, jeśli występują humanitarne punkty końcowe (patrz wyżej).
    7. Dostosuj zarówno częstotliwość wizyt, jak i intensywność wsparcia, codziennie zgodnie z wynikiem RSS i fazą zwierzęcia po udarze.
      UWAGA: Faza B jest najbardziej krytyczna dla śmiertelności. Zwiększ częstotliwość odwiedzin i intensywność wsparcia dla RSS ≥3 (definicja i instrukcje znajdują się w Tabeli 1). Jeśli zwierzę nadal wykazuje RSS >3 w fazie C, odwiedź je i wesprzyj je, tak jak w fazie B. Użyj RSS i ogólnych opisów (takich jak powrót do zdrowia, stabilny, niski/średni stan zdrowia i stan krytyczny), aby opisać jego stan kliniczny wśród zespołu wsparcia. Po 14 dniu należy ograniczyć wizyty u zwierząt tylko do tych wymaganych przez protokół eksperymentalny (np. w celu oceny behawioralnej/neurologicznej).
  2. Przygotowanie pokarmu w postaci żelu w celu wsparcia żywieniowego
    1. Sproszkowaj zwykłe granulki spożywcze za pomocą blendera (Rysunek 1a).
    2. Dodaj cukier handlowy w ilości 5-10%, aby zwiększyć kaloryczność żywności.
    3. Dodaj wodę, aby uzyskać żelową konsystencję płynu (Rysunek 1b).
    4. Używaj tego żelowego pokarmu zarówno do pasywnego, jak i aktywnego wsparcia żywieniowego.
      UWAGA: Opcjonalnie użyj gotowej do użycia komercyjnej żywności w żelu. Przygotowane jedzenie może pozostać w lodówce przez 2-3 dni.
  3. Pasywne wsparcie żywieniowe myszy
    1. Napełnij szalkę Petriego pokarmem w żelu i umieść ją na podłodze klatki (pasywne wsparcie żywieniowe poprzez dostarczenie pokarmu w żelu dla łatwego dostępu do myszy). Zostaw 2-3 granulki jedzenia obok szalki Petriego.
    2. Codziennie odświeżaj szalkę Petriego za pomocą żelu. W ciągu pierwszych kilku dni myszy mogą wypełniać lub przykrywać szalkę Petriego ściółką klatkową. Niektórzy zaczną od niego jeść (Rysunek 1c).
  4. Aktywne wsparcie żywieniowe (aktywne żywienie)
    UWAGA: Aktywne karmienie następuje podczas fazy B. Standardowa częstotliwość karmienia to 3x/dobę i jest dostosowana do większej liczby razy zgodnie z wynikiem RSS (np. nawet 4-5 razy/dobę). Czasami w przypadku myszy, które stale mają wynik RSS 0-1 (tj. mały udar) i same aktywnie jedzą, zmniejsz częstotliwość do 1-2 / dziennie.
    1. Napełnij strzykawki o pojemności 1 ml żelem.
    2. Chwyć i przytrzymaj mysz delikatnie, ale mocno od futra na szyi, jak pokazano na Rysunek 1d (czerwony grot strzałki).
    3. Ustabilizuj policzek myszy środkowym palcem, jak pokazano czerwonymi strzałkami w Rysunek 1d: trzymając mocno mysz, przesuń palec na boki w kierunku nosa myszy przy jej policzku. Utrzymaj pozycję.
    4. Umieść końcówkę strzykawki w pysku myszy między jej zębami i skieruj końcówkę w stronę wewnętrznej strony policzka (czerwona strzałka, Rysunek 1e).
    5. Za każdym razem podawaj około 40-50 μl żelu (kęs).
    6. Delikatnie włóż mysz z powrotem do kratki klatki. Daj czas na żucie.
    7. Powtarzaj karmienie po 1-2 minutach, aż każda mysz zje 1-1,5 ml żelowego pokarmu.
      UWAGA: Nakarm 5-10 myszy na wybieg (1-2 klatki); Pozostali jedzą i połykają żelowy pokarm, podczas gdy każda mysz dostaje kęs. Proces ten nie powoduje stresu u myszy. Zaobserwowano również, że niektóre zwierzęta w końcu ustawiają się do chwytania i karmienia.
  5. Normalna suplementacja solą fizjologiczną
    1. Zważ mysz podczas porannej wizyty (patrz 1.1.2 i 1.1.3).
    2. Oblicz jego ubytek/przyrost masy w porównaniu z poprzednim pomiarem, odejmując wartości.
    3. Uzupełnij deficyt masy ciała (w gramach) ml soli fizjologicznej (podskórnie).
      UWAGA: Za wszelką cenę unikaj przeciążenia płynami i obrzęków. Nie należy przekraczać 1-2 ml na dawkę i 3-4 ml płynów na dobę. Rozpocznij po 36 godzinach po fMCAo.
  6. Suplementacja glukozy
    1. Sprawdź obliczony wynik RSS myszy i jej ogólny ruch.
    2. Wstrzyknąć podskórnie 0,5 - 1 ml 5% glukozy, jeśli RSS >3 i mysz wykazują współistniejące objawy hipotermii (<34°C) lub unieruchomienia/bradykinezji. Wstrzykiwać najlepiej tylko podczas wizyty nocnej.
      UWAGA: Za wszelką cenę należy unikać hiperglikemii po udarze. Hiperglikemia poudarowa jest toksyczna7. W związku z tym należy uzupełniać glukozę tylko po aktywnym karmieniu oraz w przypadku ciężkiego stanu klinicznego lub w celu zapobiegania hipoglikemii podczas aktywności nocnej. Aktywne karmienie (patrz 1.4) powinno być głównym pomiarem wspomagającym, ponieważ zapewnia płynniejsze i trwalsze wsparcie energetyczne oraz tłumaczy wytyczne kliniczne 7. Nie należy uzupełniać poziomu glukozy przed 3. dniem.
  7. Zarządzanie temperaturą (pasywne)
    1. Zmierz temperaturę ciała zwierzęcia przed operacją na początku badania i po operacji podczas każdej wizyty (Rysunek 1a). Zmierz tak, jak pokazano w Rysunek 1f i opisany w 1.1.4. Zanotuj wartości.
      UWAGA: Hipotermia u myszy jest definiowana jako temperatura ciała <35 °C 24,25. Poprzednie dane13 wskazują, że każda temperatura poniżej 34 °C jest sygnałem ostrzegawczym dla wsparcia po udarze (patrz poniżej).
    2. W przypadku zaobserwowania hipotermii między 33 a 34 °C, mysz należy biernie ogrzać w klatce na płycie grzewczej (lub innym urządzeniu do ogrzewania pasywnego), aż osiągnie temperaturę ciała >34 °C. Aktywnie karm mysz, aby zapewnić energię do aktywnej produkcji ciepła przez zwierzę (długotrwałe dostarczanie energii).
      UWAGA: Trzymaj zwierzę na pasywnym ogrzewaniu przez 1 do kilku godzin. Za wszelką cenę unikaj pasywnej hipertermii.
    3. W przypadku zaobserwowania hipotermii <33 °C, należy zwiększyć wspomaganie dodatkowym podawaniem glukozy podskórnie (szybkie, ale krótkotrwałe dostarczanie energii; patrz 1.6 powyżej).
  8. Oczyszczanie narządów płciowych i/lub ran szyi (miejscowe "dezynfekcje")
    UWAGA: Czasami można zaobserwować rozejście się rany lub czop cewki moczowej. Rozejście się rany występuje rzadko. Zatyczka cewki moczowej to twarda zatyczka na końcu narządów płciowych myszy (Ryc. 1g) i jest obserwowana częściej, szczególnie u zwierząt z większym nasileniem udaru. Gdy czop zatyka cewkę moczową, może wystąpić zespół obturacyjny dróg moczowych, który może prowadzić do zachorowalności i śmierci26. Dlatego należy go dobrze wyczyścić.
    1. Namocz czop cewki moczowej, jeśli jest obecny, zwykłą solą fizjologiczną, aby ułatwić jej usunięcie.
    2. Delikatnie usuń zatyczkę cewki moczowej za pomocą małego wacika lub zwykłej pęsety podczas każdej kontroli/wizyty zwierzęcia. Zdezynfekuj cewkę moczową za pomocą miernika lub wacika nasączonego roztworem antyseptycznym.
    3. Jeśli występuje rozejście się rany, zdezynfekuj ją miejscowo dowolnym popularnym chirurgicznym roztworem antyseptycznym (np. Octanisept) i rutynowo zszyj ranę, najlepiej jedwabnym szwem 5/0.

2. Główny składnik Eksperymentalnej Skali Udaru (fESS)

  1. Przygotowanie pola testowego
    1. Wyczyść ławkę 70% alkoholem, aby usunąć bodźce zewnętrzne (optyczne lub zapachy) i przygotuj materiały do testów, jak pokazano na Rysunek 2a.
    2. Wydrukuj arkusz punktacji ESS dostarczony jako plik uzupełniający 2 i postępuj zgodnie z testami jeden po drugim.
  2. Niedowład kończyn przednich (badanie 1)
    1. Delikatnie podnieś i przytrzymaj mysz od jej tylnej podstawy.
    2. Sprawdź i oceń wizualnie symetryczne wyprostowanie do przodu i symetryczną ruchomość kończyn przednich podczas ruchów myszy (Rysunek 2c).
    3. Wynik w zależności od wyników wizualnych jest następujący: 0 za normalny, symetryczny wyprost i ruch kończyn przednich; 1 za "lekką asymetrię" zdefiniowaną jako łagodne zgięcie i/lub zmniejszony ruch kończyny przeciwstawnej lub sztywność kończyny; 2 za "wyraźne zgięcie" kończyny przeciwległej; 3 za przyleganie kończyny przeciwstawnej do tułowia; wynik 4 za brak ruchu ciała lub kończyny.
      UWAGA: Test wykrywa niedowład kończyny przedniej przeciwskrzydłowej. Jest również częścią skal BS, LS, mNSS i NS. Wynik 1 może być trudny do zdefiniowania ze względu na manewry ucieczki zwierzęcia.
  3. Niedowład kończyn tylnych (test 2)
    1. Kontynuuj trzymanie myszy za podstawę ogona, zgodnie z opisem Test 1.
    2. Sprawdź wzrokowo symetryczne wyprostowanie i ruch kończyn tylnych i palców u nóg (Rysunek 2c).
    3. Punktacja w zależności od wyników jest następująca: 0 dla normalnej, symetrycznej pozycji/wyprostu i ruchu kończyn tylnych i palców u stóp; 1 dla wyraźnej asymetrii, gdy ruch jest znacznie zmniejszony i asymetryczne położenie/wyprost przeciwległej (prawej) kończyny tylnej (Rysunek 2d).
      UWAGA: Test wykrywa niedowład kończyny tylnej przeciwległej. Jest również częścią skali mNSS. Ten test może być trudny do dokładnego ocenie.
  4. Symetria tułowia (Test 3)
    1. Kontynuuj trzymanie myszy za podstawę ogona (zgodnie z ppkt 2.3.) i oceniaj ruchy tułowia.
    2. Wynik w zależności od wyników jest następujący: 0 dla normalnego, braku zgięcia tułowia lub symetrycznego łagodnego zgięcia/ruchu tułowia w obie strony (jako manewr "ucieczki"); 1 dla zaznaczonego (>30°) zgięcia głowy/tułowia przeważnie przeciwstawnie (w prawo), w ciągu pierwszych 10 sekund od trzymania.
      UWAGA: Test wykrywa asymetrię poprzez jednostronne zmiany ruchowe. Jest to również część punktacji mNSS.
  5. Zachowanie z krążenia (Test 4)
    1. Delikatnie połóż mysz na płaskiej powierzchni i pozwól jej swobodnie się poruszać przez co najmniej 1 minutę. Obserwuj jej wzorzec ruchu.
    2. Punktacja w zależności od wyników jest następująca: 0 za eksploracyjny, żywy, liniowy ruch bez zataczania kręgów; 1 za tendencję do skręcania w jedną stronę, ale nie w zamkniętych okręgach; 2 za niestały ruch w zamkniętych okręgach w jedną stronę; 3 za ciągły ruch w zamkniętych okręgach w jedną stronę; 4 za obracanie się, kołysanie lub brak ruchu.
      UWAGA: Test wykrywa deficyty w nawigacji sensomotorycznej i przestrzennej. Jest również częścią NS.
  6. Symetria ciała (Test 5)
    1. Kontynuuj od testu 4 i pozwól myszy swobodnie poruszać się po płaskiej powierzchni. Obserwuj jego oś od nosa do ogona.
    2. Punktacja w zależności od wyników jest następująca: 0 dla normalnej postawy z uniesionym tułowiem od ławki i prostym ogonem; 1 dla "lekkiej asymetrii", jeśli ciało jest lekko zgięte w jedną stronę i dystalnie zgięty ogon; 2 dla "umiarkowanej asymetrii", jeśli oczywiste jest zginanie ciała lub pochylanie się w stronę przeciwną do przeciwnej z proksymalnie zgiętym ogonem i/lub kończynami wystającymi poza ciało; 3 dla "wyraźnej asymetrii" w przypadku wyraźnego zgięcia ciała, jedna strona niezmiennie leży na ławce, a ogon jest wyraźnie wygięty proksymalnie (więcej niż 2 punkty); 4 dla "ekstremalnej asymetrii" Jeśli ciało jest zgięte, jedna strona stale leży na ławce, a ogon jest mocno zgięty.
      UWAGA: Wykrywa sensomotoryczne jednostronne deficyty tułowia i ogona. Jest również częścią skali NS.
  7. Ocena chodu (test 6)
    1. Kontynuuj od testu 5 i pozwól myszy swobodnie poruszać się po płaskiej powierzchni. Obserwuj teraz jego chód i sprawdź, czy nie ma deficytów motorycznych chodu, takich jak niedowład, sztywność kończyn, chód spastyczny, limbing.
    2. Punktacja w zależności od wyników jest następująca: 0 dla normalnego chodu, jeśli jest eksploracyjny, symetryczny i szybki z elastycznymi kończynami, które poruszają się "ukryte" pod ciałem; 1 za sztywny, nieelastyczny i wolniejszy chód swobodnie poruszającej się myszy bez utykania; 2 za wyraźne utykanie z asymetrycznymi (lewo-prawo) ruchami; 3 za drżenie, dryfowanie lub upadek po delikatnym pchnięciu; 4 za brak spontanicznego chodu (chód nie dłuższy niż 3 kroki, gdy jest stymulowany delikatnym pchnięciem).
      UWAGA: Wykrywa łączne deficyty chodu. Jest również częścią NS.
  8. Obowiązkowe krążenie (test 7)
    1. Chwyć mysz za podstawę ogona, aby podnieść ją z powierzchni i pozwól jej chodzić tylko na przednich kończynach. Obserwuj jego ruch.
    2. Punktacja w zależności od wyników jest następująca: 0 za normalny ruch liniowy; 1 za tendencję do skręcania na jedną stronę; 2 za obracanie się na bok w zamkniętych okręgach; 3 jeśli obracasz się na jedną stronę niezdarnymi ruchami lub powoli, nie udaje jej się wykonać koła; 4 jeśli nie ma postępu, a przednia część tułowia leży na ławce.
      UWAGA: Test uzupełnia test zachowania w obiegu (test 4, patrz 2.5). Prawdopodobnie wykrywa deficyty sensomotoryczne i przestrzenne. Jest również częścią systemu punktacji NS.
  9. Postawa wobec sił bocznych (badanie 8)
    1. Umieść mysz na dłoni, tak aby oś ogona (podłużna) była równoległa do strzałkowej osi dłoni.
    2. Obracaj myszą od przodu do tyłu ze stałą prędkością, aby wywołać siły prostopadłe do jej osi podłużnej.
      UWAGA: Zmusza to mysz do utrzymania pozycji pionowej i zrównoważenia się z siłami bocznymi podczas huśtania. Jego ciało zwykle nie styka się z dłonią ani palcami.
    3. Obserwuj wzrokowo i poczuj wszelkie kontakty dłoni po lewej i prawej stronie myszy, gdy balansuje ona na huśtawce. Sprawdź, czy nie ma asymetrycznego upadku, dotyku dłoni lub oznak bocznego osłabienia.
    4. Punktacja w zależności od wyników jest następująca: 0 jeśli mysz stoi w normalnej pozycji pionowej z plecami równoległymi do dłoni i może balansować na wymachu bez silnego dotykania dłoni; 1 jeśli mysz spłaszcza swoje ciało podczas wymachu, aby uzyskać stabilność; 2 jeśli część myszy leży lub dotyka dłoni na chwilę podczas huśtania; 3 jeśli mysz leży na jednej stronie, ledwo jest w stanie odzyskać wyprostowaną pozycję; 4 Jeśli mysz leży w pozycji leżącej, nie jest w stanie odzyskać pozycji pionowej.
      UWAGA: Test wykrywa deficyty postawy w stosunku do przyspieszenia bocznego, ale jego punktacja może być subiektywna. Jest również częścią mNSS, NS.
  10. Umiejscowienie docelowe kończyn przednich (badanie 9)
    1. Trzymaj mysz z tyłu lub z podstawy ogona. Skieruj go prostopadle w stronę wiązki, która działa jako "cel do osiągnięcia". Obserwuj symetryczne "wyciąganie" i chwytanie.
    2. Gdy chwyci belkę stabilnie, delikatnie ją odciągnij i obserwuj, czy następuje symetryczne "uwolnienie" kończyn przednich.
    3. Punktacja w zależności od wyników w następujący sposób: 0 dla symetrycznego "wysięgnięcia", chwytania i "uwolnienia"; 1 dla dowolnej asymetrii w "wyciągnięciu" i/lub "uwolnieniu", wskazującej na przeciwstawne osłabienie kończyn przednich.
  11. Deficyt sensomotoryczny kończyn przednich (Test 10)
    1. Trzymaj mysz mocno za plecy i skieruj ją brzusznie (patrz film lub Rysunek 1e).
    2. Stymuluj przednie łapy kolejno cienką końcówką (np. drewnianą wykałaczką) od ślepego kąta. Obserwuj reakcję przedniej łapy.
    3. Punktacja w zależności od wyników w następujący sposób: 0 dla normalnego, szybkiego ruchu chwytania po obu stronach; 1 dla nieobecnego lub wyraźnie opóźnionego chwytania przeciwstawnie.
      UWAGA: Zarówno 2.10, jak i 2.11 test na deficyty czuciowo-ruchowe kończyn przednich. Są one również częścią mNSS.
  12. Chodzenie po belce (Test 11)
    1. Umieść drewnianą belkę o długości 1 m (Tabela materiałów), aby połączyć dwie podwyższone powierzchnie (np. ławki, stoły) na wysokości 1-1,5 m nad ziemią. Ustabilizuj krawędzie belki, aby uniknąć wibracji lub niestabilności.
    2. Umieść mysz na środku belki tak, aby oś nos-ogon była równoległa do belki (Rysunek 2e). Pozwól na utrzymanie równowagi lub swobodne chodzenie po belce. Obserwuj jego równowagę lub niedowład kończyn i odpadanie.
      UWAGA: Mysz powinna nabrać równowagi na belce przed jej zdobyciem. Trzymaj grubą rękawicę pod zwierzęciem (w odległości około 15-20 cm), aby chronić je w przypadku upadku.
    3. Punktacja w zależności od wyników w następujący sposób: 0 jeśli mysz balansuje i chodzi stabilnie w kierunku jednej strony belki; 1 jeśli chwyta się boku belki i nie chodzi po niej; 2 jeśli jedna kończyna spadnie z belki; 3 jeśli dwie kończyny spadną z belki; 4 jeśli mysz próbuje utrzymać równowagę na belce, ale spada (po 40 sekundach); 5 jeśli spada między 20-40 sekundami; Zdobądź 6 punktów, jeśli spadnie bez próby utrzymania równowagi lub zawieszenia się na belce (<20s).
      UWAGA: Test wykrywa połączone deficyty motoryczne kończyn przednich, tylnych i tułowia. Jest również częścią skali mNSS.
  13. Uczucie wąsa (Test 12)
    1. Umieść mysz na otwartym blacie stołu (jak w testach 4 i 5). Przeznacz trochę czasu na zakwaterowanie.
    2. Stymuluj kolejno lewy i prawy wąs cienkim, bawełnianym wacikiem z długą końcówką, od "ślepego kąta". Obserwuj, czy głowa szybko się obróciła w kierunku stymulacji.
    3. Punktacja w zależności od wyników jest następująca: 0 dla normalnego, szybkiego odwrócenia głowy po stymulacji, obustronnie; 1 dla wolniejszej reakcji przeciwprądowej po stymulacji; 2 dla braku odpowiedzi przeciwstawnej (brak skrętu); 3 dla braku odpowiedzi przeciwstawnej i wolniejszej odpowiedzi ipsilesionalnej; 4 dla obustronnej odpowiedzi na brak
      UWAGA: Unikaj wizualnego wykrywania bawełny, ponieważ spowodowałoby to fałszywy skręt głowy. Test jest technicznie poprawny tylko wtedy, gdy mysz jest "zaskoczona" stymulacją wąsów. Test jest również częścią NS i wykrywa deficyty sensomotoryczne wąsów (kory beczkowatej).
  14. Wspinaczka (Test 13)
    1. Użyj pokrytej gumą, nachylonej pod kątem 45° powierzchni (Rysunek 2a) i umieść mysz na jej środku. Obserwuj wysiłek, z jakim mysz wspina się na górę.
    2. Punktacja w zależności od wyników jest następująca: 0 (normalna), jeśli mysz szybko i bez wysiłku wspina się na szczyt powierzchni; 1 jeśli wspina się z wysiłkiem, z osłabieniem kończyn; 2 jeśli trzyma się zbocza bez poślizgnięcia lub wspinania; 3 jeśli zsuwa się ze zbocza pomimo wysiłku, aby zapobiec upadkowi; 4 jeśli ślizga się bez wysiłku, aby zapobiec upadkowi.
      UWAGA: Test jest również częścią NS i wykrywa ogólną siłę motoryczną.
  15. Oblicz wynik fESS, sumując wszystkie wyniki z testów od 1 do 13
    UWAGA: Wynik fESS równy 0 oznacza normalną mysz, maksymalny wynik to 42. Duże zawały ze zmianami w prążkowiu i korze mózgowej zwykle wywołują wyniki >7-9. Zbadaj i oceń kilka normalnych myszy przed rozpoczęciem oceny myszy po udarze, aby dostosować się do zmian w normalnym zachowaniu i zmniejszyć liczbę fałszywie dodatnich wyników fESS. Korzystaj stale z dostarczonego protokołu wideo w celu standaryzacji punktacji przez cały eksperyment.

3. Ogólny składnik ESS (gESS)

UWAGA: Oceń gESS, aby wykryć oznaki "ogólnej choroby myszy", np. stan zapalny lub infekcję, zwykle obecne w ciągu pierwszych 1-2 tygodni po fMCAo. Skorzystaj z arkusza punktacji w pliku uzupełniającym 2. Oceń gESS najlepiej po ukończeniu fESS.

  1. Umieść mysz na płaskiej powierzchni (ławce) i pozostaw ją do swobodnego poruszania się, jak w 2.5. Oceń kolejno następujące wyniki.
  2. Obserwuj jego futro. Punktacja zgodnie z arkuszem punktacji gESS (punkty 0-2, patrz plik uzupełniający 2).
  3. Sprawdź reakcję myszy na zaskoczenie: zaskocz mysz nagłym klaskaniem z martwego kąta, gdy jest zrelaksowana. Sprawdź i oceń reakcję uszu myszy zgodnie z arkuszem punktacji gESS (punkty 0-2, patrz plik uzupełniający 2).
  4. Oceń wizualnie oczy zrelaksowanej myszy: sprawdź, czy nie ma otwartych/zamkniętych oczu lub obecności śluzu. Wynik zgodnie z arkuszem punktacji gESS (punkty 0-4, patrz plik uzupełniający 2).
  5. Obserwuj ogólną spontaniczną aktywność i czujność myszy. Wynik zgodnie z arkuszem punktacji gESS (punkty 0-4, patrz plik uzupełniający 2).
  6. Obserwuj ogólne spontaniczne zachowanie myszy pod kątem obecności niepokoju, nadpobudliwości, agresji lub obracania się wzdłuż własnej osi podczas dowolnego obchodzenia się. Wynik zgodnie z arkuszem punktacji gESS (punkty 0-4, patrz plik uzupełniający 2).
  7. Oblicz wynik gESS, dodając wyniki wszystkich powyższych kroków (punktacja obserwacyjna, kroki od 3.2. do 3.6).
    UWAGA: Wynik gESS nie wykrywa deficytów ogniskowych wywołanych zmianami po udarze ani nie ma na nią wpływu mSU, jak pokazano wcześniej 13. Wszystkie testy są zaczerpnięte ze skali NS 9,15.

4. Kwantyfikacja deficytów kończyn przednich za pomocą testu cylindra

UWAGA: Test cylindra został wcześniej szczegółowo opisany9,15,27 i nie będzie tutaj szczegółowo opisany. Test cylindryczny jest niezależnym testem behawioralnym, który w sposób bezstronny określa ilościowo deficyty kończyn przednich (patrz 4.2).

  1. Uruchom test, postępując zgodnie z instrukcjami podanymi tutaj15. Nagrywaj filmy i analizuj je tak, jak w 15. Zmierz prawy i lewy pierwszy kontakt kończyn ze ścianami. Rysunek 3a,b pokazuje obrazy konfiguracji.
  2. Oblicz lateralizację użycia kończyn z powodu niedowładu przeciwstawnego (prawego) w procentach procentowych. Użyj wzoru: % preferencji dla kroków w lewo = [(lewy - prawy) pierwsze kontakty / (prawy + lewy) kontakty] x 100,
    UWAGA: Uruchom podstawowy test cylindryczny dla każdej myszy przed wywołaniem udaru. Uruchamiaj testy w punktach czasowych zgodnie z każdym planem eksperymentalnym.

5. Kwantyfikacja deficytów kończyn przednich i tylnych za pomocą testu szczebla drabinkowego

UWAGA: Zbuduj aparat dla myszy z pleksiglasu (pokazanego w Rysunek 3c): korytarz o długości 1 m ze ścianami o wysokości 20 cm, plastikowymi szczeblami (średnica 3mm) umieszczonymi w regularnych odstępach 15 mm (Rysunek 3c1) i skrzynką "schronienia" na dalszym końcu. Umieść ściółkę dla zwierząt w pudełku schronienia, aby je zaznajomić, a w nagrodę trochę granulek jedzenia lub masła orzechowego. Szerokość korytarza powinna wynosić 10 cm i powinna być podniesiona około 30 cm od podłoża.

  1. Trenuj myszy na aparacie 1-3 dni przed punktem odniesienia eksperymentu. Uruchom trenowanie jak w krokach od 5.1.1 do 5.1.4.
    UWAGA: Trening jest konieczny, aby przystosować zwierzęta do stałej, normalnej prędkości chodzenia po korytarzu szczebli, bez zatrzymywania się, skręcania lub zachowań eksploracyjnych. Wykonuj trening przez 2 kolejne dni (2 sesje). Każda sesja treningowa składa się z 3 biegów (bieg = pojedynczy spacer przez cały korytarz w kierunku boksu schroniska). Gromadzenie danych wyjściowych jest niezbędne do podjęcia działań następczych.
    1. Wyczyść szczeble i ściany przed każdym biegiem 70% alkoholem, aby uniknąć zapachów i "eksploracyjnych" rozproszeń/zatrzymań myszy.
    2. Ustaw kursor myszy na początku korytarza ze szczeblem drabiny, przodem do skrzynki schronienia, aby rozpocząć bieg. Pozwól myszce swobodnie iść w kierunku skrzynki schronienia na końcu korytarza. Nie zmuszaj zwierzęcia do chodzenia.
      UWAGA: Biegi podczas treningu są zwykle bardzo zróżnicowane pod względem czasu trwania i wzorca chodu. Celem treningu jest stabilny marsz w kierunku boksu schronienia, zwykle w ciągu <10 s, bez zatrzymywania się/skręcania, co osiąga się zazwyczaj pod koniec drugiego dnia treningowego. Ze zwierzęciem należy obchodzić się zawsze delikatnie, aby uniknąć wywołania stresu, który odwróci uwagę od prawidłowego treningu. Usuń zwierzęta z korytarza i powtórz bieg, jeśli pozostaną w korytarzu i eksploruj lokalnie przez >1 minutę, aby uniknąć przyzwyczajenia.
    3. Wykonaj 1. bieg treningowy. Pozwól zwierzęciu odpocząć w boksie schroniskowym przez 5 minut po 1biegu.
      UWAGA: Ten wydłużony czas odpoczynku pozwala myszy zapoznać się z polem schronienia i postrzegać je jako "odpoczywający/satysfakcjonujący" cel do osiągnięcia. Osiągnięcie "satysfakcjonującego postrzegania" pudełka schronienia ma kluczowe znaczenie dla udanych biegów.
    4. Wyjmij mysz z pudełka schronienia i wykonaj drugi i trzeci przebieg treningowy, jak w 5.1.2. Pod koniec tych biegów należy przeznaczyć krótszy czas odpoczynku w boksie schronienia (30-60 s), aby uniknąć przyzwyczajenia.
      UWAGA: Szkolenie jest zakończone w dniu 2. Do 2 dnia prawie wszystkie zwierzęta uczą się chodzić po korytarzu w stałym tempie. Rozważ wykluczenie zwierząt z dalszych eksperymentów, jeśli się nie uczą.
  2. Przeprowadź eksperyment na wyszkolonych myszach. Testuj myszy przez 2 przebiegi za każdym razem we wszystkich punktach czasowych eksperymentu i linii bazowej.
    1. Wykonaj przebiegi zgodnie z opisem w krokach 5.1.1 i 5.1.2. Odczekaj maksymalnie 5 minut czasu odpoczynku między 2 biegami w skrzynce schronienia.
    2. Użyj smartfona (lub równoważnego aparatu) i "kijka do selfie", aby nagrać filmy (dane) zwierząt pod niewielkim kątem brzusznym i "ślepym" z pewnej odległości (jak pokazano na Rysunek 3c2). Upewnij się, że uchwyciłeś kończyny, gdy zwierzę idzie korytarzem. Nie rozpraszaj wzrokowo myszy podczas jej biegu i podążaj za jej kończynami podczas biegu (Rysunek 3c2).
    3. Rejestruj oba przebiegi, ale używaj i analizuj dane z drugiego przebiegu.
    4. Zmierz liczbę stopni usterek (upadków) między szczeblami dla każdej kończyny (lewa/prawa, kończyna przednia/tylna) (Rysunek 3c3), przeglądając wideo za pomocą dowolnego oprogramowania do odtwarzania multimediów z opcjami zwolnionego tempa. Oblicz bezwzględną lub procentową różnicę między stopniami uszkodzenia kończyny prawej i lewej, oddzielnie dla kończyn przednich i tylnych.
      UWAGA: Drugi przebieg daje bardziej wiarygodne wyniki. Zdrowa mysz ma zwykle 0-1 arbitralnych kroków błędu na kończynę (prawą lub lewą) podczas drugiego przejazdu, co zwykle daje zakres różnicy 0 ±1. Mysz pogłaskana będzie wykonywać kroki w błędzie prawą (przeciwstawną) kończyną niedowładną (kończyną przednią lub tylną), co skutkuje pozytywną lateralizacją "w prawo". Zwierzę poddane silnemu udarowi może być wolniejsze lub nie ukończyć wybiegu w ciągu pierwszych 7-10 dni po udarze, jednak później osiągnie prawidłowe biegi i wykaże poważne deficyty.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

mSU, jak opisano powyżej, rozpoczyna się po operacji fMCAo. Nasze reprezentatywne wyniki w dwóch niezależnych kohortach myszy z udarem i pozorem fMCAo (Rysunek 4a) potwierdzają wcześniej udowodnioną wartość mSU, szczególnie w krytycznym okresie między dniami 3 i 1013. W naszych kohortach śmiertelność wystąpiła u 3/15 zwierząt z kohorty 1 (udar, 6 miesięcy obserwacji), 2/10 z kohorty 2 (udar, 14 dni obserwacji) i 0/6 zwierząt pozorowanych (Figura 4a) w ramac...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejszy protokół jest kompleksowym przewodnikiem po protokole wsparcia mSU, zaprojektowanym w celu zmniejszenia sztucznej śmiertelności między 3 a 10 dniami u myszy poddanych dużym udarom terytorialnym przez model fMCAo13. Ponadto niniejszy protokół zawiera ustandaryzowany przewodnik wideo dla ogniskowego składnika skali ESS (fESS) w celu zmniejszenia rozszerzonej subiektywności i stronniczości neurologicznej punktacji ogniskowej u myszy po udarze. Równolegle wprowadzamy test drabinkowo-szpiedlo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Brak informacji do raportowania.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chcielibyśmy podziękować Nikolaosowi Plakopitisowi i Ioannisowi Tatsidisowi za cenne wsparcie chirurgiczne podczas części badania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Tools do mSU
5% roztworu dekstrozy VIOSER S.Ana (nie dotyczy)Dowolny genericon
Bezdotykowy termometr cyfrowyAVRONYTC20095Dowolny genericon
Cyfrowa wagaKERN & Sohn GmbhFCB6K1Dowolny genericon
Granulki spożywczeMucedola srlnaDowolny rodzaj, użyj normalnego pokarmu z twojego zakładu dla zwierząt
Płyta grzewczaPhotaxnaPodgrzewacz do naczyń Photax 2
Płynny środek antyseptycznySchü lke & Mayr GmbHnaOctenisept®
Normalny blendernaDo rozdrabniania granulek. Dowolny genericon
sól fizjologicznaDEMO S.A.naChlorek sodu do wstrzykiwań 0,9%
Pinsetter i patyczki kosmetycznenaDowolny genericon
CukiernaDowolna genericon
Strzykawki (1 ml) z igłąDowolny rodzaj. Do podawania pokarmu (bez igły) i do podawania płynów podskórnych (za pomocą igły)
Narzędzia do ESS
45° powierzchnia kątowa Wykonany z pleksiglasu lub innego materiału, z powierzchnią gumową, do testów wspinaczkowych
wacik bawełniany Dowolny genericonnakomercyjny patyczek kosmetyczny do uszu, spraw, aby jego bawełniana końcówka była długa i cienka
krawędź z zaostrzoną krawędzią drewniany patyczekDowolny genericonnanp. wykałaczki
Długa belka Wymiary: 1 x 1 x1 cm, około 100 cm długości, drewniany. Umieść między dwiema krawędziami stołu do testu chodzenia po belce
Grube rękawice Dowolny rodzajzapobiegający urazom zwierząt podczas upadku z belki
spożywczy o rozmiarze 27 na

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Donnan, G. A., Fisher, M., Macleod, M., Davis, S. M. Stroke. Lancet. 371 (9624), 1612-1623 (2008).
  2. Lourbopoulos, A., et al. Translational block in stroke: A constructive and "out-of-the-box" reappraisal. Front Neurosci. 15, 652403(2021).
  3. Cai, R., et al. Panoptic imaging of transparent mice reveals whole-body neuronal projections and skull-meninges connections. Nat Neurosci. 22 (2), 317-327 (2019).
  4. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  5. Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse. Neurol Res. 19 (6), 641-648 (1997).
  6. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  7. Powers, W. J., et al. Guidelines for the early management of patients with acute ischemic stroke: 2019 update to the 2018 guidelines for the early management of acute ischemic stroke: A guideline for healthcare professionals from the american heart association/american stroke association. Stroke. 50 (12), e344-e418 (2019).
  8. Schaar, K. L., Brenneman, M. M., Savitz, S. I. Functional assessments in the rodent stroke model. Exp Transl Stroke Med. 2 (1), 13(2010).
  9. Ruan, J., Yao, Y. Behavioral tests in rodent models of stroke. Brain Hemorrhages. 1 (4), 171-184 (2020).
  10. Bederson, J. B., et al. Rat middle cerebral artery occlusion: Evaluation of the model and development of a neurologic examination. Stroke. 17 (3), 472-476 (1986).
  11. Bieber, M., et al. Validity and reliability of neurological scores in mice exposed to middle cerebral artery occlusion. Stroke. 50 (10), 2875-2882 (2019).
  12. Lourbopoulos, A., Karacostas, D., Artemis, N., Milonas, I., Grigoriadis, N. Effectiveness of a new modified intraluminal suture for temporary middle cerebral artery occlusion in rats of various weight. J Neurosci Methods. 173 (2), 225-234 (2008).
  13. Lourbopoulos, A., et al. Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 37 (6), 2084-2097 (2017).
  14. De Simoni, M. G., et al. Neuroprotection by complement (c1) inhibitor in mouse transient brain ischemia. J Cereb Blood Flow Metab. 23 (2), 232-239 (2003).
  15. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: Permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. J Vis Exp. (89), e51729(2014).
  16. Dzirkale, Z., et al. Long-term behavioural alterations in mice following transient cerebral ischemia. Behav Brain Res. 452, 114589(2023).
  17. Kolabas, Z. I., et al. Distinct molecular profiles of skull bone marrow in health and neurological disorders. Cell. 186 (17), 3706-3725.e29 (2023).
  18. Kestner, R. I., et al. Gene expression dynamics at the neurovascular unit during early regeneration after cerebral ischemia/reperfusion injury in mice. Front Neurosci. 14, 280(2020).
  19. Pinto, R., et al. Bridging the transient intraluminal stroke preclinical model to clinical practice: From improved surgical procedures to a workflow of functional tests. Front Neurol. 13, 846735(2022).
  20. Damigos, G., et al. Machine learning based analysis of stroke lesions on mouse tissue sections. J Cereb Blood Flow Metab. 42 (8), 1463-1477 (2022).
  21. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. J Vis Exp. (47), (2011).
  22. Bowman, T. A., et al. Acyl coa synthetase 5 (acsl5) ablation in mice increases energy expenditure and insulin sensitivity and delays fat absorption. Mol Metab. 5 (3), 210-220 (2016).
  23. John, L. M., et al. Housing-temperature reveals energy intake counter-balances energy expenditure in normal-weight, but not diet-induced obese, male mice. Commun Biol. 5 (1), 946(2022).
  24. Tashiro, M., Hosokawa, Y., Amao, H., Tohei, A. Duration of thermal support for preventing hypothermia induced by anesthesia with medetomidine-midazolam-butorphanol in mice. J Vet Med Sci. 82 (12), 1757-1762 (2020).
  25. Taylor, D. K. Study of two devices used to maintain normothermia in rats and mice during general anesthesia. J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (5), 37-41 (2007).
  26. Bendele, A. M. Urinary system. Jones, T. C., Hard, G. C., Mohr, U. , Springer Berlin Heidelberg. Berlin, Heidelberg. 456-462 (1998).
  27. Schallert, T., Fleming, S. M., Leasure, J. L., Tillerson, J. L., Bland, S. T. Cns plasticity and assessment of forelimb sensorimotor outcome in unilateral rat models of stroke, cortical ablation, parkinsonism and spinal cord injury. Neuropharmacology. 39 (5), 777-787 (2000).
  28. Mathis, A., et al. Deeplabcut: Markerless pose estimation of user-defined body parts with deep learning. Nat Neurosci. 21 (9), 1281-1289 (2018).
  29. Fonarow, G. C., et al. Relationship of national institutes of health stroke scale to 30-day mortality in medicare beneficiaries with acute ischemic stroke. J Am Heart Assoc. 1 (1), 42-50 (2012).
  30. Allen reference atlas - adult mouse brain coronal. Available from atlas.Brain-map.Org. , Allen Institute for Brain Science. (2011).
  31. Groger, M., et al. Release of bradykinin and expression of kinin b2 receptors in the brain: Role for cell death and brain edema formation after focal cerebral ischemia in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 25 (8), 978-989 (2005).
  32. Kolbinger, A., et al. Behind the wall-compartment-specific neovascularisation during post-stroke recovery in mice. Cells. 11 (10), (2022).
  33. Merino-Serrais, P., et al. Microanatomical study of pyramidal neurons in the contralesional somatosensory cortex after experimental ischemic stroke. Cereb Cortex. 33 (4), 1074-1089 (2023).
  34. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. The ladder rung walking task: A scoring system and its practical application. J Vis Exp. (28), (2009).
  35. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: A new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. J Neurosci Methods. 115 (2), 169-179 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Zator t tnicy rodkowej m zgueksperymentalna skala udarutest szczebli drabinytest cylindraocena funkcji motorycznychwska nik stratyfikacji ryzykaogniskowe deficyty neurologiczne po udarzetranslacyjny model udaru

Powiązane artykuły